血管内皮细胞培养
杰特细胞培养标准
杰特细胞培养标准
杰特细胞是一种血管内皮细胞，主要用于研究血管生成和血管疾病的发生机理。
以下是杰特细胞培养的标准：
1. 培养基选择：常用杰特细胞培养基为DMEM/F12，其中含10%胎牛血清、1% L-谷氨酸、10 ng/mL VEGF、50 U/mL 青霉素和50 μg/mL链霉素。
2.杰特细胞分离：杰特细胞来源于人类肾小管上皮细胞系，通常用酶法、细胞贴壁法或洗涤法等方法将细胞从组织中分离。
3.细胞培养条件：细胞在37℃、5%CO2的恒温培养箱中培养。
根据杰特细胞的特性，在细胞达到60%～80%的密度时，应及时处理。
4.细胞传代：当细胞密度到达85%～90%时，需要进行细胞传代，通常采用胰酶或三胺基乙烷酸法进行分离，每次分离后对细胞株进行鉴定。
5.细胞检测：杰特细胞常用的检测方法有细胞形态观察、免疫荧光染色、流式细胞术等，以确保细胞的鉴定和纯化。
6.冻存条件：培养的细胞必须进行冻存备份，通常使用10%DMSO作为冷冻液，保存在液氮中。
7.细胞应用：杰特细胞可以应用于各种相关研究和实验中，如血管生成、心血管疾病等。
血管内皮细胞—平滑肌细胞共培养体系研究进展
血管内皮细胞—平滑肌细胞共培养体系研究进展血管内皮细胞（endothelial cells，EC）和血管平滑肌细胞（smooth musclecells，VSMC）的相互作用、相互影响维持血管生理功能和多种疾病的发生发展，EC-SMC联合培养模型是目前研究这2种细胞间相互影响的最佳方式。
作者对现有的EC-SMC共培养模型及共培养对这2种细胞结构和功能的影响进行综述，为在微观上深入研究二者的相互关系提供依据，也为建立更接近机体生理/病理状态的EC-SMC体外共培养体系提供参考。
标签：内皮细胞；平滑肌细胞；共培养；相互作用血管内皮细胞（endothelial cells，EC）和血管平滑肌细胞（smooth muscle cells，VSMC）是构成血管壁的主要细胞成分，2种细胞间的相互作用、相互影响是维持血管生理功能和血管壁自身结构稳定的关键，在病理条件下EC和SMC的相互作用同样可影响多种疾病的发生发展。
EC-SMC联合培养模型是目前研究这2种细胞间相互影响的最佳方式，对研究动脉粥样硬化（atherosclerosis，AS）发病机制、血管壁生理及炎症反应等有重要意义。
本文就目前EC-SMC共培养模型和共培养模式下2种细胞的互相影响做一综述，为在微观上深入研究二者的相互关系提供依据。
1 EC-SMC共培养模型1.1 直接接触的共培养模式早在20世纪80年代，国外学者就开始尝试建立EC-SMC共培养的方法。
早期研究简单地将EC和SMC按一定的比例混合，种植在同一体系中，2种细胞能够混合生长，且相邻的EC和SMC之间形成连接[1]。
此模型较为原始，细胞混杂，EC和SMC没有形成生理状态下的结构层次，且2种细胞之间干扰较大。
在此基础之上，Davies等[2]引进了微载体技术，即将2种细胞分别种植于微载体上，然后将微载体混合于同一体系，实验中相邻的微载体上同型或异型细胞间都形成接触连接。
这种方法很好地将2种细胞分离培养，使其能独立存在，从而为单独研究联合培养体系中某一种细胞提供了方便，但仍然不能反映生理状态下细胞的生长结构层次关系。
人脐静脉血管内皮细胞的高效分离与培养
人脐静脉血管内皮细胞的高效分离与培养张臣;李彤;侯跃龙;严晓晔;高英堂【摘要】目的:建立人脐静脉内皮细胞(HUVEC)体外分离、培养、鉴定的高效方法.方法:胰酶消化法从脐静脉获得HUVEC,观察其形态并传代培养,检测其摄取Dil标记的乙酰化低密度脂蛋白(Dil-AcLDL)的情况,传3代流式榆测内皮细胞特异性表达.结果:消化分离的细胞呈小圆形且聚集成团;2h细胞开始贴壁,呈条索状;7d细胞增多呈漩涡样生长;此后细胞继续增多接近融合,呈铺路石样改变.流式检测细胞高表达血管内皮细胞特异性标志CD144、vWF、CD31,部分表达CD34,而白细胞共同抗原CD45为阴性表达.镜下发现贴壁细胞原代、第5代摄取Dil-AcLDL,胞浆呈现红色荧光,提示为有活性的内皮细胞.结论:利用胰酶消化法能从人脐静脉获得大量内皮细胞,体外培养后能成功增殖传代.【期刊名称】《天津医药》【年(卷),期】2010(038)007【总页数】3页(P605-607)【关键词】内皮细胞;脐静脉;细胞培养技术;细胞分离;连续传代【作者】张臣;李彤;侯跃龙;严晓晔;高英堂【作者单位】300170,天津市第三中心医院,天津市人工细胞重点实验室;300170,天津市第三中心医院,天津市人工细胞重点实验室;300170,天津市第三中心医院,天津市人工细胞重点实验室;300170,天津市第三中心医院,天津市人工细胞重点实验室;300170,天津市第三中心医院,天津市人工细胞重点实验室【正文语种】中文人的内皮细胞是血管壁的主要组成部分，在维持组织稳态、纤溶与凝血、血液组织交换、血管舒缩调节、血管新生、血细胞激活和迁移等生理和病理过程中发挥着重要作用，另外在免疫反应起始过程中也起着决定性的作用[1]。
因此体外获得血管内皮细胞可为阐明许多疾病血管并发症的病理过程提供重要研究模型[2]。
新生儿脐带由于取材经济、来源充足,而成为血管内皮细胞体外获得的主要材料。
人脐静脉血管内皮细胞HUVEC
第三：铺板加样方法错误。
• 6孔、12孔、24孔、48孔与96孔的细胞接种铺板过程中，你的 加样方式是哪种？你觉得加样方式对后期的接种均匀度影响大 吗？例如你是否有过垂直加入96孔板的经历？是不是有的孔就 比较均匀，而有的孔就聚集在了一起？六孔板怎么摇晃也不均 匀？其实也许你离铺好板就差一种适合你的方法。
• 2、不是所有细胞消化后都会变成圆形
• 有些细胞(比如U87，U251)消化好了也不会变成圆形， 只是呈半沙状。
• 3、有些细胞即使变圆，也有脱落的细胞，但还是没消化好 • 比如7860，要等到大部分细胞脱落培养皿底部才可以停
止消化，否则很难吹打下来，这种情况一般发生于难以消化 的细胞。
• 4、对于一些特殊的细胞需要消化过一点 • 有些细胞吹成单个细胞反而对细胞的状态会好一点，一
6孔板、12孔板或24孔板
• 为防止表面张力导致的中间液面太低细胞聚集的现象。通常 每孔首先滴加少量培基，轻轻晃动浸润整个孔底以保证板子 的孔底都是湿润的，这样加液后细胞悬液会平铺在整个孔底， 可以避免加在中间位置和加在周边晃匀后周边细胞局部太多 的现象，细胞分散会较均匀。注意加完细胞悬液后要放工作 台静置一下（5-10分钟）。镜下观察细胞均匀度，如不均匀 可采用以下8字法、十字法及震荡法等方法进行细胞均匀度 处理
• HUVEC细胞培养难度较高，建议使用内皮细胞专用培养基， 选用优质胎牛血清。细胞推荐传代比例为1:2-1:3，胰酶消化室 温1-2分钟，传代周期通常为3-4天。需要注意的是，如 HUVEC出现聚团生长，可能由于培养板亲水性差或者血清中 促贴壁因子不足，可考虑用人纤维粘连蛋白包被培养板，能有 效预防细胞聚团。
第二：细胞吹打次数不够，细胞悬
液密度不均匀。
肿瘤原代血管内皮细胞提取
肿瘤原代血管内皮细胞提取
肿瘤原代血管内皮细胞提取是指从肿瘤组织中分离和培养原代血管内皮细胞。
下面是一种常见的方法：
1. 收集肿瘤组织样本：从患者手术切除的肿瘤组织或者小鼠移植的肿瘤样本中切取一小块组织。
2. 组织消化：将切取的肿瘤组织块放入含有酶消化液（如胰酶、胶原酶等）的培养皿中，静置一段时间（通常为30分钟至1
小时），使组织细胞分解。
3. 细胞收集：将消化后的组织液过筛或通过离心的方法分离细胞。
离心后，上清液中包含了原代血管内皮细胞。
4. 细胞培养：将分离得到的原代血管内皮细胞接种于预先涂覆了基质的培养皿中。
培养基可以选择适合血管内皮细胞生长的培养基，如内皮细胞培养基。
5. 细胞培养与扩增：将培养皿置于恒温培养箱中，提供适当的培养条件（如37℃恒温、5% CO2、高湿度等），定期更换培
养基，并观察细胞生长情况。
原代内皮细胞通常需要经过数代扩增，以获得足够量的细胞。
以上是一种常见的肿瘤原代血管内皮细胞提取方法，具体操作细节可能根据实验目的和实验室条件的不同而有所调整。
内皮细胞的培养
内皮细胞的培养内皮细胞，用高倍镜观察肠系膜上的毛细血管，可见到内皮细胞，内皮细胞较间皮细胞小，排列紧密。
内皮细胞或血管内皮是一薄层的专门上皮细胞，由一层扁平细胞所组成，呈多边形，细胞的边缘呈锯齿状，相互嵌合。
血管内皮细胞（EC）位于血液与血管组织之间，它不仅能完成血液和组织液的代谢交换，并且能合成和分泌多种生物活性物质，以保证血管正常的收缩和舒张，起到维持血管张力，调节血压以及凝血与抗凝平衡等特殊功能，进而保持血液的正常流动和血管的长期通畅。
抗凝血材料表面内皮细胞化，可以减少血栓的形成和血小板激活。
下面以脐带静脉为例介绍内皮细胞的培养：一、试剂准备：（1）脐带保存液：生理盐水、葡萄糖100 mmoL/L、100 U/ml青霉素一100 U/m1链霉素。
（2）组织消化液：0．1％I型胶原酶和0．05％胰酶-0．02％乙二胺四乙酸二钠盐(EDTA)溶液。
（3）内皮细胞培养液：含20％胎牛血清、ECGS、肝素，100 U／m1青霉素-100 U／m1链霉素的M199培养基。
（4）器皿：0．2％明胶包被：用PBS配制。
二、原代提取（1）脐带处理：在无菌条件下取新生胎儿脐带，长度>20 cm。
剪去脐带两端和脐带上有夹痕及血肿部分，尽量挤干净脐带内血液。
用生理盐水冲洗脐带表面至无血色。
（2）脐静脉处理：用输血器内接有穿刺器的软管，找到脐静脉，将软管针头一端插入脐静脉，用止水夹固定，另一端接20 m1注射器，吸取PBS反复冲洗脐静脉直至无血色液体流出为止。
（3）组织消化：将脐带另一端用止血钳夹闭，向脐静脉中灌入0．1％I型胶原酶溶液，使之充盈，夹闭软管，37℃水浴中孵育20 min，其间轻轻挤压并旋转脐带，以使酶溶液充分接触血管内壁，然后将细胞一酶溶液收集于预先装有温培养液小三角瓶中。
（4）收集细胞：用2倍于消化液的温PBS冲洗脐静脉，一并收集于小三角瓶中，将细胞悬液装入10 ml离心管，（5）离心培养：1 000 r／min离心10 min，弃上清，吹打悬浮，再次离心10 min，重悬细胞并接种于铺有明胶的25 cm2培养瓶中，置于37℃5％C02饱和湿度培养箱中培养，24 h 后更换培养液，以后每隔2 d换液1次。
大鼠血管内皮祖细胞培养及鉴定
中西 医 结 合 心 脑 血 管 病 杂 志 ２ １ ０ ０年 ５月 第 ８ 第 ５期 卷
・５ ３ ６ ・
大 鼠血 管 内皮 祖 细 胞 培 养 及 鉴 定 Ｄ
朱
摘要 ： 的 目
江 ， 煜 敏 ， 朝红 ， 文 欣 刘 孔 道
探 索 骨 髓 来 源 的 血 管 内 皮祖 细 胞 的 分 离培 养 方 法 ， 缺 血 性 疾病 治 疗 找 到 新 的 移 植 细 胞 来 源 。 方 法 采 集 Ｓ 雄 为 Ｄ
组 经过 ＣＤ３ ４免 疫 荧 光 、 ＣＤ１ ３、 ３ ＦＬＫ一１免 疫 组 化 鉴 定 呈 阳 性 ， 能特 异 性 吸ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ附 Ｆ ＴＣ—ＵＥ 一 内吞 ＤＩ 并 Ｉ Ａ 和 Ｉ 一Ａｃ —ＬＤＬ。 结 论 自体
骨髓 细胞 通 过 贴壁 换 液后 可 以分 离培 养 出 内皮祖 细 胞 ， 贴 壁 细 胞 经 过 体 外 诱 导后 大 量 扩 增 ， 通 过 表 面 标 记 物 鉴 定 可 以确 认 为 内 取 并 皮 祖 细 胞 ， 非 贴 壁 细 胞 不 能 大 量增 殖 ， 将 贴 壁 分 离方 法 来 筛选 内皮 祖 细胞 ， 方 法 简 易 ， 能 满 足 细 胞 移 植 的 需要 ， 而 故 此 并 因而 ， 移 植 在 治 疗 脑 缺 血 引起 的 内皮损 伤 应 该 有 较 好 的 临床 应 用 前 景 。
血管内皮细胞培养方法
血管内皮细胞培养方法全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：血管内皮细胞（vascular endothelial cell，VEC）是血管内膜上的一种细胞，它们起着维持血管结构和功能的重要作用。
近年来，血管内皮细胞的培养方法逐渐成为生物医学领域的研究热点之一。
良好的血管内皮细胞培养方法不仅有助于研究心血管疾病的发生机制，还可以为新药的研发提供重要参考依据。
本文将详细介绍血管内皮细胞培养的方法和技巧，希望对相关研究人员和医学工作者有所帮助。
一、血管内皮细胞来源血管内皮细胞可以从多种来源获得，包括人类或动物的血管组织。
通常情况下，从人体的脐带血、外周血或组织中分离得到的血管内皮细胞具有较高的纯度和活性，适合于体外培养。
一些商业生物技术公司也提供血管内皮细胞的原代细胞培养服务，可以方便地购买到高质量的细胞用于研究。
二、血管内皮细胞培养基的选择血管内皮细胞培养基是培养血管内皮细胞的基本营养液，不同类型的细胞需要不同种类的培养基。
一般来说，常用的血管内皮细胞培养基包括Eagle's minimum essential medium（EMEM）、Dulbecco's modified Eagle's medium（DMEM）和Medium 199等。
这些培养基通常含有必需氨基酸、维生素、矿物质、生长因子、胎牛血清等营养成分，可以提供适宜的环境促进细胞生长。
1、原代细胞的分离和培养将采集到的组织样本进行酶消化处理，分离出血管内皮细胞，并通过贴壁法或悬浮培养法将其传代培养。
在传代培养的过程中，需要定期更换培养基、观察细胞的形态和数量变化，以确保细胞的健康生长。
2、细胞的传代和冻存随着细胞的传代次数增加，细胞的增殖能力和活性逐渐下降，需要进行细胞的传代和冻存。
传代前需要对细胞进行细胞数计数和活力检测，传代后要及时观察细胞的形态和生长情况，确保细胞的健康状态。
3、细胞的实验处理在进行实验前，需要对培养的细胞进行处理，如细胞分裂抑制（如丙酮酸、羟基脲等）、细胞增殖刺激（如VEGF、EGF等）等。
改良的心肌微血管内皮细胞分离培养方法
改良的心肌微血管内皮细胞分离培养方法我折腾了好久这个改良的心肌微血管内皮细胞分离培养方法，总算有点门道。
一开始我真的是瞎摸索，各种状况频出。
我先讲讲最开始那些失败的尝试吧。
最初我就按照一些基础的细胞分离培养方法来搞。
我想从心肌组织里获取微血管内皮细胞，就简单地用酶去消化，感觉好像很容易似的。
但是呢，得到的细胞数量少得可怜，而且纯度也低，根本没法做后续实验。
那时候我就知道，这肯定不是那么简单的事儿。
后来我又尝试增加酶的浓度。
我想着这就像是在开锁，原来那个浓度的钥匙打不开锁，说不定提高点浓度就能行了呢。
结果可倒好，浓度高了之后，细胞损伤特别大。
这就像是你用蛮力去拽开一扇门，门是开了，但是里面的东西也被破坏得乱七八糟的。
然后我也试过延长消化的时间，就觉得也许给它多一点时间，就能更彻底地分离细胞。
可是这就像炖肉一样，你炖得太久就烂糊了，细胞也是，都失去活性了。
那现在这个改良的方法里，有几个地方特别关键。
比如说消化这步，不是随便选个酶就行的。
我仔细研究了好多种酶的组合，就像你搭配不同的调料来做菜一样。
发现多种酶按一定比例混合，才能既有效地把细胞从组织里分离开，又不伤害细胞。
另外，离心的速度和时间也是很有讲究的。
我试了好多不同的数值，最后发现一个比较合适的范围，这样就能把杂质去掉，得到纯度高一些的细胞了。
还有清洗这步，之前我都是很随意地清洗，感觉把里面的消化酶啥的冲掉就得了。
但是后来才知道，清洗的缓冲液的成分和数量也很重要。
就好比你洗衣服，不是用清水随便泡泡就行的，你得用药水而且量还得合适才能把脏东西彻底弄掉，又不会对衣服本身有伤害。
我现在觉得啊，在做这个心肌微血管内皮细胞分离培养的时候，每一个小步骤都可能是成败的关键。
而且你得非常有耐心，不断尝试，每个因素都调整一下试试，说不定就突然找到最佳的方案了。
我也不敢说我这个方法就完美了，就是把我目前摸索出来的这些经验跟你们分享下。
希望要是有人也做这个实验的话，能少走些弯路。
大鼠血管内皮细胞培养研究
大鼠血管内皮细胞培养研究血管内皮细胞是血管中重要的细胞类型，其在维护血管生理特性以及参与血管病理反应中都具有重要的作用。
大鼠作为实验动物，其血管内皮细胞的研究也是非常重要的。
在这篇文章中，我们将重点介绍大鼠血管内皮细胞的培养技术及其在血管生物学研究中的应用。
一、大鼠血管内皮细胞培养技术1.1 资源准备大鼠动脉、静脉组织、FBS、DMEM/F12、胰酶、胰酶抗性味粉、细胞凝集素、槲皮素、PBS、二氧化碳培养箱、显微镜、离心机、相位对比显微镜、细胞均质器等。
1.2 组织消化将新鲜的大鼠动脉或静脉取出，去除外膜及脂肪组织，用PBS缓冲液清洗数次。
接着，用胰酶液消化组织，割碎后转移到消化液中，37℃孵育1-2小时，直到组织消化完全。
1.3 筛选基质消化完全的组织过筛，筛子孔径为80目。
去掉筛子上的淋渣后，产出的细胞可以用显微镜观察并鉴定是否为血管内皮细胞。
1.4 细胞培养将产出细胞悬浮在完全培养基（DMEM/F12，10% FBS，100ug/mL嘌呤鸟嘌呤，100ug/mL青霉素和50ug/mL链霉素）中，在培养室内孵育。
按细胞密度不同，可选用不同的培养方法，比如单细胞悬浮培养、半贴壁培养和全贴壁培养等。
1.5 纯化细胞如果需要纯化大鼠血管内皮细胞，还需要使用血管壁内形成的凝集素贴壁分离技术，配合药物槲皮素进行消除非内皮细胞。
二、大鼠血管内皮细胞在血管生物学研究中的应用2.1 血管内皮损伤与修复在血管损伤修复研究中，常常会使用拉环法、加热法、切割法、放置血栓等手段产生不同程度的血管内皮损伤模型，进而观察、探究血管内皮细胞的响应和修复机制。
例如研究大鼠颈动脉内皮细胞在内膜损伤后的DNA修复机制是一个非常热门的研究课题。
2.2 血管疾病如高血压、动脉硬化、心血管疾病等，都与血管内皮细胞的损伤和功能异常有关。
通过培养大鼠血管内皮细胞，可以模拟这些血管疾病模型，如在培养基中将NO剂加入，从而模拟高血压或将脂质压入细胞内，模拟动脉硬化等，可以帮助我们更好的探究血管疾病的病理生理机制。
血管内皮细胞成管实验步骤
血管内皮细胞成管实验步骤下载温馨提示：该文档是我店铺精心编制而成，希望大家下载以后，能够帮助大家解决实际的问题。
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内皮细胞成管实验步骤
内皮细胞成管实验步骤内皮细胞是一种具有重要生物学功能的细胞类型，其在血管形成和维持血管功能方面起着关键作用。
内皮细胞成管实验是一种常用的实验方法，用于研究内皮细胞的管腔形成能力和血管生成的机制。
下面将介绍内皮细胞成管实验的详细步骤。
步骤一：细胞培养和准备1.1 培养内皮细胞：从小鼠或人的血管组织中分离内皮细胞，并将其培养在含有内皮细胞培养基的培养皿中，细胞密度一般为1×10^4 - 1×10^5个细胞/ml。
1.2 细胞的准备：用内皮细胞培养基洗涤细胞，将细胞悬浮于含有血清的培养基中。
步骤二：细胞的涂层和培养2.1 准备基质涂层：在培养皿中加入适量的基质涂层溶液（如胶原、玻璃纤维基质等），在室温下静置1小时或在4°C下静置过夜。
2.2 细胞的涂层：将细胞悬液加入基质涂层的培养皿中，使细胞均匀分布在涂层表面。
2.3 培养细胞：将培养皿放入细胞培养箱中，以37°C、5% CO2的条件下培养。
步骤三：细胞的处理和观察3.1 添加适当的刺激物：在培养基中加入适当的刺激物（如VEGF、FGF等），以促进内皮细胞的管腔形成。
3.2 处理时间的控制：根据实验的需要，控制细胞处理的时间，通常为24-72小时。
3.3 细胞的观察：使用光学显微镜观察培养皿中的细胞形态变化，特别注意细胞的管腔形成情况。
步骤四：结果分析和图像获取4.1 细胞成管评价：根据观察到的管腔形成情况，使用成管指数等评价指标对细胞成管能力进行定量分析。
4.2 图像获取：使用显微镜和成像设备获取细胞成管的图像，用于结果展示和进一步分析。
步骤五：数据分析和结果呈现5.1 数据的统计分析：使用合适的统计学方法对实验结果进行分析，比较不同处理组之间的差异。
5.2 结果的呈现：将实验结果以表格、图表或图片的形式进行呈现，准确描述实验结果和得出的结论。
内皮细胞成管实验是研究内皮细胞生物学功能的重要方法之一。
通过对内皮细胞的培养、处理和观察，可以深入了解内皮细胞的管腔形成过程和相关的信号通路。
血管内皮细胞原代培养(人脐带静脉灌流消化法)
血管内皮细胞原代培养（人脐带静脉灌流消化法）
内皮细胞易于从大血管分离培养成单层细胞，对于研究内皮细胞再生、肿瘤促血管生长因子（tumor angiogenesis factor,TAF）等有很大价值。
研究人内皮细胞培养以人脐带静脉灌流消化法最为简便，其法如下：
1、产后新鲜脐带，无菌剪取10—15厘米长一段，如不能立即培养，可
于12小时内保存于4℃。
2、用三通注射器吸取温PBS液注入脐静脉中洗去残血，在入口处用线
绳扎紧，以防液体返流。
3、用血管钳夹紧脐带一端，从另一端向脐静脉中徐徐注入终浓度为0. 1%的粗制胶原酶，充满血管，消化3—10分钟；注入口用线绳扎，以防
液体返流。
4、吸出含有内皮细胞的消化液，于离心管中，注入温PBS轻轻反复冲
洗后，一并注入离心管中（此步骤可重复）。
5、离心去上清，加入RPMI1640培养液制成细胞悬液，接种入培养器皿中，置温箱培养。
两至三天可见细胞长成单层。
•。
血管成管实验报告
实验日期：2023年X月X日实验地点：生物实验室实验目的：1. 理解血管生成的过程。
2. 掌握血管内皮细胞和成纤维细胞在血管生成中的作用。
3. 观察血管生成的微观结构变化。
实验材料：- 血管内皮细胞（VECs）- 成纤维细胞（Fibroblasts）- 血管生成培养基- 血管生成促进因子- 共聚焦显微镜- 显微切片机- 试剂盒（用于检测血管生成相关指标）实验方法：1. 细胞培养：- 将血管内皮细胞和成纤维细胞分别接种于培养皿中，在适宜的培养条件下进行培养。
- 待细胞生长至对数生长期，用于后续实验。
2. 血管生成实验：- 将血管内皮细胞和成纤维细胞按照一定比例混合，加入血管生成培养基。
- 加入血管生成促进因子，促进血管生成。
- 在培养箱中培养一定时间，观察血管生成情况。
3. 共聚焦显微镜观察：- 将培养皿中的细胞样品取出，进行固定和染色。
- 使用共聚焦显微镜观察血管生成的微观结构，包括内皮细胞的排列、管腔的形成等。
4. 血管生成相关指标检测：- 使用试剂盒检测血管生成相关指标，如血管内皮生长因子（VEGF）、碱性成纤维细胞生长因子（bFGF）等。
- 分析检测结果，评估血管生成的程度。
实验结果：1. 细胞培养：- 血管内皮细胞和成纤维细胞在培养条件下生长良好，呈典型的铺路石状排列。
2. 血管生成实验：- 加入血管生成促进因子后，观察到内皮细胞排列紧密，逐渐形成管腔。
- 成纤维细胞在血管生成过程中起到支架作用，促进血管生成。
3. 共聚焦显微镜观察：- 共聚焦显微镜观察到内皮细胞排列整齐，形成典型的血管结构。
- 血管腔内充满红细胞，证实血管生成成功。
4. 血管生成相关指标检测：- VEGF和bFGF等血管生成相关指标在实验组中显著升高，证实血管生成效果良好。
实验结论：通过本次实验，我们成功观察到血管生成的过程，并证实血管内皮细胞和成纤维细胞在血管生成中发挥重要作用。
血管生成相关指标检测结果进一步证实了实验结果的有效性。
血管内皮细胞培养方法
血管内皮细胞培养方法全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：血管内皮细胞是一种位于血管内壁的重要细胞，它们在维持血管结构稳定、调控血管张力和血液循环等方面发挥着重要作用。
对血管内皮细胞进行培养研究具有重要的生物学意义和临床应用前景。
下文将介绍一种常见的血管内皮细胞培养方法，希望能为相关研究工作提供一些帮助。
一、血管内皮细胞的来源：血管内皮细胞主要来源于人体的血管组织，通过合适的方法可以从血管中分离和提取。
通常来说，可以选择人体动脉、静脉等血管组织作为细胞来源，从中分离得到血管内皮细胞进行培养。
在实验动物中，也可以选择小鼠、大鼠等动物的血管组织来获取血管内皮细胞。
1. 血管组织的分离和处理：需要将血管组织从人体或动物中取出，并去除周围的结缔组织和肌肉组织。
然后，将血管组织切成小段，并用适当的消化酶进行消化处理，使内皮细胞从血管组织中释放出来。
2. 血管内皮细胞的分离和纯化：经过消化处理后，将获得的细胞悬液进行离心分层，采集含有内皮细胞的上清液。
然后，可以通过负性筛选或CD31抗体磁珠等方法将内皮细胞进行进一步的分离和纯化。
3. 血管内皮细胞的培养和传代：将得到的血管内皮细胞接种到预先涂有明胶或基底膜的培养皿中，加入适当的培养基和生长因子，将细胞放入细胞培养箱中进行培养。
随着细胞的增殖和扩张，可以进行细胞的传代，维持内皮细胞培养的稳定性。
4. 血管内皮细胞的鉴定与应用：在进行内皮细胞培养的过程中，需要对细胞进行鉴定，确认其具有内皮细胞的特征和功能。
通过免疫组化染色、PCR检测等方法，可以检测内皮细胞表面标记物和相关基因的表达情况。
血管内皮细胞在动脉粥样硬化、血管疾病等方面的研究应用也具有广泛的前景。
1. 培养环境的控制：血管内皮细胞对培养环境的要求比较严格，需要在无菌条件下进行培养，并保持适当的温度、湿度和CO2浓度等参数。
2. 培养基的选择：选择适合血管内皮细胞生长和扩张的培养基是培养过程中的关键。
循环内皮细胞的培养和人工血管内皮化的实验研究
前言血管重建在血管外科中占有重要地位，手术所需血管替代物可分三大类：第一类是自体血管，以大隐静脉为首选，但由于管径小，有时静脉质量差（如大隐静脉曲张、浅静脉炎），或已作过大隐静脉剥离术，利用率不到５０％；第二类是同种异体血管，其优点是组织结构和功能符合生理需要，但存在异体组织免疫排斥反应，尽管有很多方法如低温冷冻、免疫抑制剂等预处理，移植后的远期通畅率较低；第三类是人工血管，包括涤纶、真丝、聚四氟乙烯（ｐ０１），ｔｅｔｒａｎｕｏｒｏｅｔｈｙＩｅｎｅ，ＰＴＦＥ）、膨体聚四氟乙烯（ｅｘｐａｎｄｅｄｐ０１）’ｔｅｔｒａｆｌｕｏｔ’ｏｅｔｈ）’ｌｅｎｅ，ｅＰＴＦＥ），各类组织工程血管等。
上述人工血管已被部分应用于临床，但普遍存在组织相容性差，术后移植物血栓发生率较高，影响远期通畅率。
１９７０年，Ｍａｎｓｆｉｅｌｄ首次提出“人工血管内皮化”（ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌｉｚａｔｉｏｎ）概念，即内皮细胞种植人工血管，以提高人工血管腔面生物活性和功能。
经过３０多年的发展，人工血管内皮化相关技术包括内皮细胞的分离、种植和人工血管材料技术等方面已取得较大进展，动物实验和部分临床应用的效果证实经内皮化的人工血管可提高移植物术后通畅率，特别在小口径血管和静脉移植物尤其明显。
目前，用于人工血管内皮化的内皮细胞主要取材于自体血管如大隐静脉或富有微血管的组织如大网膜，这种通过外科手段获取内皮细胞的方法给人工血管内皮化的临床应用带来不便，且自体成熟内皮细胞在体外培养过程中，易发生细胞生物学特性改变。
近年来，随着对胚胎造血干细胞的研究利用，人们发现，在胚胎发育早期，血管内皮细胞和造血干细胞（ｈｅｍａｔｏｐｏｉｅｔｉｃｓｔｅｍｃｅｌｌｓ，ＨＳＣｓ）由共同的祖细胞分化而来，这种内皮祖细胞（ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒｃｅｉｌｓ，ＥＰＣｓ）表达ＣＤ３４抗原，１９９７年，Ａｓａｈａｒａ首次发现在成人外周血存在这种细胞，以后，相继在人胎儿脐血（Ｎｉｅｄａｅｔａ１．１９９７）和骨髓ｆＡｓａｈａｒａｅｔａ１．１９９９）中发现，有人把这种细胞统称为循环内皮细胞（ｃｉｒｃｕｌａｔｉｎｇｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌｃｅｉｌｓ）。
血管生成诱导实验报告
一、实验目的本研究旨在探讨血管生成诱导剂在促进血管新生方面的作用及其分子机制。
通过体外培养血管内皮细胞和体内动物模型，观察血管生成诱导剂对血管新生的影响，并进一步分析其作用机制。
二、实验材料与方法1. 实验材料- 人脐静脉内皮细胞（HUVECs）- 血管生成诱导剂：VEGF、bFGF、FGF-2等- 体外培养试剂：DMEM培养基、胎牛血清、抗生素等- 体内动物模型：大鼠- 实验仪器：倒置显微镜、细胞培养箱、离心机、分光光度计等2. 实验方法1. 体外培养血管内皮细胞- 将HUVECs接种于6孔板，培养于含10%胎牛血清的DMEM培养基中，置于37℃、5%CO2培养箱中培养。
- 当细胞生长至80%融合时，用含不同浓度血管生成诱导剂的培养基替换原培养基，继续培养24小时。
2. 观察血管生成- 将培养好的细胞用台盼蓝染色，在倒置显微镜下观察血管生成情况。
- 使用图像分析软件对血管生成进行定量分析。
3. 体内动物模型- 将大鼠随机分为实验组和对照组，实验组给予血管生成诱导剂，对照组给予生理盐水。
- 观察动物的一般情况，记录体重变化。
- 在实验结束时，取动物心脏，用TTC染色法检测心肌梗死面积。
4. 分子机制分析- 采用RT-PCR检测心肌HIF-1、VEGF、eNOS mRNA的表达。
- 采用Western Blot检测心肌eNOS、iNOS、AKT、p-AKT蛋白表达。
- 采用分光光度法检测血清NO水平。
三、实验结果1. 体外实验- 血管生成诱导剂能显著促进HUVECs的血管生成。
- 不同浓度的血管生成诱导剂对血管生成的影响存在差异，其中VEGF和bFGF 的效果最为显著。
2. 体内实验- 与对照组相比，实验组大鼠的心肌梗死面积明显减小。
- 实验组大鼠的心肌HIF-1、VEGF、eNOS mRNA表达水平显著升高。
- 实验组大鼠的心肌eNOS、AKT、p-AKT蛋白表达水平显著升高。
- 实验组大鼠的血清NO水平显著升高。
微血管内皮细胞的体外分离培养方法概述
微血管内皮细胞的体外分离培养方法概述微血管内皮细胞的体外分离培养方法概述＊段慧琴1，张永东2，穆祥1*(1.北京农学院动科系，北京102206；2.北京农业职业学院，北京102442)摘要：微血管内皮细胞在许多病理生理过程中起着关键性的作用。
应用体外培养的微血管内皮细胞，不仅广泛应用于微循环系统对不同生理或病理刺激的反应，也可阐明伴随微血管功能障碍和组织损伤的某些疾病的病理机制，所以分离培养动物及人各个器官组织微血管内皮细胞的报道日渐增多。
微血管内皮细胞分离方法主要有3种，包括酶消化法、机械分离法和磁珠分离法，每种方法各有利弊。
微血管内皮细胞一般通过其表面的血管紧张素酶、摄取乙酰基低密度脂蛋白和表达Ⅷ因子相关抗原进行鉴定。
目前从不同组织器官分离培养微血管内皮细胞的方法已经比较成熟。
关键词：微血管内皮细胞；体外；分离培养从1973年Jaffe E A等成功培养人的脐静脉内皮细胞至今，血管内皮细胞的研究已经取得了重要的进展，极大地丰富了人们对血管内皮细胞的认识。
研究资料已经证实，动脉起源的内皮细胞不同于静脉起源的内皮细胞，微血管内皮细胞不同于大血管的内皮细胞[1]，并且不同器官组织起源的血管内皮细胞也表现出不同的功能特性。
微血管内皮细胞所表现的组织器官特异性，使人们认识到微血管内皮细胞研究的重要性。
因此，研究发生于某一器官或组织的微血管病变，应该采用这一器官或组织的微血管内皮细胞作为细胞模型。
因此，微血管内皮细胞的培养技术越来越受到人们的重视，已经成为医学研究中不可缺少的重要手段。
但是，由于微血管内皮细胞的培养难度较大，研究成本较高，因而它的普及和应用都受到一定的限制。
近年来，内皮细胞生长因子的应用和免疫磁珠技术的发展，使微血管内皮细胞的培养和纯化变得相对简化，加之许多微血管内皮细胞系的建立，使得微血管内皮细胞的研究及应用得到迅速发展。
1微血管内皮细胞体外培养状况到目前为止，人体主要器官和组织的微血管内皮细胞已经培养成功。
内皮细胞培养图片汇总
作者：mousehui【原创】ECV-304(脐静脉内皮细胞株)1.细胞种类：ECV-304(脐静脉内皮细胞株)；2.培养的天数：3d；3.放大倍速：倒置显微镜X100；4.培养基种类：1640+10%胎牛血清；5.细胞状态与特征简述:细胞呈梭形，贴壁生长作者：同上ECV-304细胞做的微核，不知园子里有没有做的。
是钴60伽玛射线处理，2Gy，2Gy/mim作者：wokankan【原创】内皮祖细胞2.培养的天数：6天3.放大倍速：倒置显微镜X100；4.培养基种类：EGM－2；5.细胞状态与特征简述:细胞呈梭形贴壁生长，排列成直线低密度接种是集落出现极少的，我的内皮祖细胞鉴定是DiI-LDL摄入试验（红）和UEA-1（绿）流式检测CD34 CD133 KDR 钙黏素，跟成熟内皮细胞一样出现融合细胞有养出来过，在二十几天的时候，不过我一般没养那么久，一两周之后就重新分离。
这个是融合细胞的图：作者：wokankan作者：wzliqiang人脐静脉内皮细胞株1.细胞种类：人脐静脉内皮细胞株2.培养的天数：2d；3.放大倍速：倒置显微镜X10；4.培养基种类：1640+10%胎牛血清；5.细胞状态与特征简述:细胞呈梭形，贴壁生长zhangma【原创】脐血来源的内皮祖细胞2.培养的天数：3W3.放大倍速：倒置显微镜X100；4.培养基种类：EGM－2；5.细胞状态与特征简述:细胞呈梭形贴壁生长，已融合作者：comerkeke【原创】人脐静脉血管内皮细胞：1.细胞种类：原代内皮细胞；2.培养的天数：2d;细胞倍增时间--24h左右；2－3代3.放大倍速：倒置显微镜，20倍；4.培养基种类：M200；5.细胞状态与特征简述:细胞贴壁生长；6.图片目的：鉴定抗VIII-factor阳性。
作者：ratman小鼠肺组织分类培养（内皮，上皮，成纤维），培养基为DMEM/F12，10%FBS，双抗，添加100ng/ml EGF, 0.1ug/ml Hydrocortisone, 10ug/ml insulin。
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血管内皮细胞（endothelial cell, EC）体外培养1．概述血管内皮细胞（endothelial cell, EC）是衬于心，血管和淋巴管腔内表面的一种单层扁平上皮细胞。
EC极薄，厚度约为0.1～1μm，长约25～50μm，宽约10～15μm，在体内呈梭形，相邻细胞之间借少量粘合质彼此嵌合，细胞长轴与血流方向平行。
其超微结构特点是在胞质中含有的特殊颗粒，称Weibel-palade小体（内含有与凝血有关的第Ⅷ因子相关抗原）；细胞间有紧密连接的缝隙相连。
EC除了能保持血管壁内表面的光滑和通透性外，还有多种生物学功能：维持正常的血液流动性，分泌多种生物活性物质，在调节细胞生长，改变脂质代谢，维持血管壁的完整性，调节血管张力和选择性通透性以及免疫调节方面起到重要作用。
EC功能的异常，与血栓形成、动脉粥样硬化、高血压等心血管疾病及肿瘤扩散，免疫疾病都有密切关系。
体外培养中的EC形态呈“鹅卵石样”镶嵌排列，细胞长满后呈接触抑制现象。
2．培养方法EC生长在血管内表面，由于其所处的独特位置不利于观察和研究，所以体外培养EC显得特别重要，目前已有多种种属（人、牛、猪、兔、大鼠等），多种组织（脐带动脉、静脉、肺动脉、主动脉、脑毛细血管、心脏毛细血管等）的EC能在体外培养成功。
人们将培养器皿预先用明胶或纤连蛋白或胶原等粘附蛋白包被后，形成人工的EC下基质层，可促进EC的粘附与生长。
2.1 方法原理用酶消化法，酶消化＋机械刮脱法或单纯刮脱法将EC分离下来，在适宜的条件下可贴壁并长成致密单层。
2.2 介绍几种主要EC的分离2.2.1 酶消化法大血管内皮细胞的分离2.2.1.1 人脐带动、静脉（或其它大血管）a．在37℃水浴中，预热培养用的所有无菌溶液，备用。
b．在无菌条件下，取健康产妇分娩后新鲜的婴儿脐带（25cm左右，不超过6h），选择无夹痕、无扭曲、无凝血阻塞的部分，放入含有100 U/ml的青霉素和100 μg/ml链霉素的D-Hanks液中，在脐静脉或脐动脉的两端插入磨平的注射器针头用丝线扎紧，用注射器从一端注入D-Hanks液冲洗血管，直到流出的液体无血迹。
c．注入0.1%胶原酶（1型）溶液，待血管内残留的D-Hanks液流尽后，用注射器封注另一端针头，继续注入胶原酶溶液，致血管充盈，放入37℃无菌的D-Hanks液中，消化15min后取出。
d．收集血管内酶溶液，并且注入含20%小牛血清的M199培养液（pH 7.2）冲洗血管收集合并于同一容器内，以1000r/min离心7～10min。
e．去上清液，加入20%小牛血清的M199培养液重新悬浮细胞备用。
f．其它大血管如牛主动脉，猪主动脉等，可在无菌下分离，然后用线结扎血管各分支，再依上述步骤分离EC。
2.2.2 酶消化法小血管内皮细胞的分离2.2.2.1 兔主动脉，大鼠主动脉因血管较小，分支极细，不能采用上述方法消化。
a．将动物主动脉取出后放D-Hanks中，将血管外的脂肪细组织分离干净，用丝线结扎血管一端，然后用探针顶住该端，将整条血管翻转，使内膜翻在外面。
将另一端折入腔内0.5cm，并用丝线结扎紧，以防外膜外露及避免酶液进入外膜腔内。
b．用D-Hanks液清洗干净外翻的内膜面，然后血管浸泡在含0.1%胶原酶溶液的小瓶内，盖上瓶盖在37℃水浴中轻轻摇荡消化，使EC离散下来，消化15～20min后，见酶液稍有混浊，即加入等量的含20%小牛血清的M199培养液，以终止酶的作用。
c．收集消化后的酶溶液以1500r/min离心5min，弃上清，用20%小牛血清M199培养液重新悬浮细胞。
2.2.3 酶消化——机械刮脱法猪主动脉EC的分离a．麻醉状态下，在颈部切口，分离并剪断颈动脉，放血处死。
在无菌条件下，作胸腹联合切口，迅速打开胸腔，分离并取出胸主动脉和腹主动脉，置含D-Hanks液的培养皿中，尽量去除血管外膜的脂肪和纤维组织，然后用D-Hanks 液多次冲洗血管外表及血管管腔内的凝血，再放入新装有D-Hanks的溶液中。
b．纵何剪开血管，反复冲洗干净血管内壁后，在另一无菌大培皿中，滴加薄薄一层0.125%胰蛋白酶和0.01% EDTA的混合消化液，将主动脉内膜面朝下铺在酶混合液之上。
在37℃条件下，让内膜与酶溶液充分接触并消化10～20min，再加入含少量20%小牛血清的M199培养液，以终止酶的作用。
c．把上述主动脉移至另一无菌培养皿，用小手术刀轻轻将内皮刮下。
先顺向有次序地刮内膜1～2次，然后再横向刮1～2次，用M199液将内皮细胞收集到离心管中，以1000r/min离心7～10min，去上清，用20%小牛血清M199培养液重新悬浮细胞备用。
2.2.4 机械刮脱法血管内皮细胞的分离取长度为20cm的大血管，用D-Hanks液将血管内、外冲洗干净后，无菌条件下沿纵轴剪开，使血管内皮朝上向外暴露，再用D-Hanks液冲洗2次，然后用刮刀轻轻刮取内膜表面的内皮细胞，刮取时，动作应轻柔均匀，刮刀与表面的角度约为60℃，每处只能刮1次，不可刮血管的边缘，刮下的细胞悬浮于M199液中，以1000r/min离心7～10min，去上清，再重复洗涤1次，重新悬浮于20%小牛血清M199培养液中备用。
2.2.5 还有微血管内皮细胞的分离及干贴法分离EC等，但较少用。
2.3 EC原代培养及传代培养2.3.1 原代培养将分离好备用的EC用含100 U/ml青霉素和100μg/ml链霉素以及20%小牛血清的M199培养液（M199完全培养液）调整细胞浓度为1.5～2.0×105/ml，接种到以0.1%纤连蛋白或1%明胶包被已干燥的平皿或培养瓶中。
放37℃、5% CO2和饱和湿度的孵育箱中培养。
24h后弃去培养液，用D-Hanks 液淋洗1次，以去除未贴壁或死亡的细胞，换入等量的M199完全培养液，继续孵育箱中培养。
每2～3d换M199完全培养液1次，换液时将原培养液弃掉1/2～2/3，然后加入新鲜的M199完全培养液至原来的量，6～7d后细胞可融合成单层内皮细胞，即可传代。
2.3.2 传代培养2.3.2.1 待原代培养细胞长至融合状态后，弃培养液，用预温的D-Hanks液淋洗2次，加入终浓度0.125%胰蛋白酶、0.01% EDTA混合消化液，正好形成一浅层液面将细胞复盖，室温下（20～25℃）消化1～2min。
2.3.2.2 镜下见细胞稍收缩变圆，细胞间隙增宽后，立即翻转培养瓶，弃酶液。
可再用D-Hanks液轻洗1次或直接加入新鲜M199完全培养液后，用吸水管（滴管）将细胞轻轻吹打下来，按1∶2或1∶3的比例传代。
2.3.2.3 每隔2～3d换液1次，每次换掉2/3量，待细胞长至融合状态后，再次传代。
2.4 观察结果用酶消化进行的原代培养，从动脉内膜上消化收集下来的内皮细胞，30min 后即开始贴壁，呈扁平短梭形或多角形分散生长；4～6h后大部分细胞已贴壁，并开始生长，分裂，24h后形成数量不等的细胞群，约6～7d融合成片。
传代培养的EC，10min后贴壁，5～7d融合成单层。
2.5 内皮细胞的鉴定2.5.1 光镜检查在倒置相差显微镜下可观察到活细胞呈扁平的短梭形或多角形，大小均匀，胞核清晰，呈卵圆形。
有核的区域较无核的区域突出，细胞呈单层“鹅卵石样”或“铺路石样”镶嵌排列。
2.5.2 透射电镜检查经切片技术处理后可观察到具有特征性的细胞器（webel-palade，W-P小体），但兔及猪的EC无W-P小体。
2.5.3 第Ⅷ因子相关抗原免疫荧光检测EC用PBS冲洗干净，放入乙醇和丙酮（1∶1）溶液中固定10min，空气晾干，加入第Ⅷ因子相关抗原抗血清（兔抗人Ⅷ因子相关抗原抗血清），37℃孵育60min。
用PBS冲洗干净，晾干后加第一动物IgG荧光抗体（羊抗兔IgG荧光抗体），37℃孵育30min。
PBS冲洗干净，晾干，最后用缓冲甘油封片，在荧光显微镜下观察到EC的胞浆内呈显较强的黄绿色荧光，是鉴定体外培养EC最可靠的标志。
因第Ⅷ因子只存在于内皮细胞、巨核细胞和血小板中，其它细胞无第Ⅷ因子，但培养的猪主动脉内皮细胞也无此因子。
2.6 注意事项2.6.1 接种材料的制备血管取材的离体时间不宜过长，一般不超过6h，万一不能当时培养，则应放置4℃下保存（但不应超过24h），血管内、外表面的血迹必须充分洗净，以免残留的RBC及血液中某些因子影响EC的贴壁或生长。
2.6.2 酶消化液浓度的选择0.1%（Ⅰ型）胶原酶溶液，0.25%胰蛋白酶溶液，0.25%胰蛋白酶0.02% EDTA混合消化液，0.125%胰蛋白酶0.01% EDTA混合消化液（常用于传代），根据实验情况选定。
掌握好酶液的消化时间是内皮细胞存活的关键（原代培养）。
2.6.3 杂细胞的排除细胞传代时，加入酶消化液之后，置显微镜下观察，1～2min即可见大部分EC收缩变圆，而杂细胞（主要是成纤维细胞）仍然贴壁。
此时，立即加入M199完全培养液以终止酶的活性，然后弃去其液体，加新鲜M199完全培养液，轻轻将细胞吹打下来，传到另一培养瓶，如此经过2～3次，可得到较纯的EC。
其次有人使用含肝素的完全培养液（在液体中加入90U/ml的肝素）可使EC纯度提高。
2.6.4 EC的培养条件EC培养条件要求比较严格，培养液的pH温度，抗生素的种类和含量，血清质量和活性，ECGF的质量和含量，EC分离时所受到的创伤，孵育箱的培养条件，都对EC的生长有重要影响。
2.6.4.1 小牛或胎牛血清的质量对EC的生长影响很大，胎牛血清较小牛血清更好。
一般原代培养用20%，传代培养用10%血清，常用培养基为M199，pH 7.2为宜。
2.6.4.2 塑料培养瓶或皿较玻璃或皿更利于EC生长，培养瓶或皿铺上纤连蛋白，明胶或胶原，以利EC的贴壁生长，但应首选纤连蛋白，因它对蛋白和DNA 的测定无显著影响。
2.6.4.3 EC的传代培养一般EC的传代比例是1∶2或1∶3。
如需要单次传代，扩大体外培养规模时，可以1∶20以上的比例进行传代，这样可在短期内获得大量的EC，进行冻存或实验工作，但单次传代，扩大体外培养规模，须在培养液中加入内皮细胞生长因子（endothelial cell growth factor，ECGF），只是该因子价格较昂贵。
EC经多次传代后其形态和生物学特性会有所改变，并且其生长期有限，不断衰退，故不宜作长期传代培养，一般生长期在20～30d左右，如实验需要可重复从原代建立培养。
体外培养EC用于评价抗动脉粥样硬化的药效学实验现介绍几种常用的实验方法1．保护血管内皮细胞（endothelial cells，EC）药的实验损伤学说认为，机械、化学、免疫、感染等引起EC损伤是动脉粥样硬化（atherosclerosis，AS）的起始因素，反复的EC损伤引起单核巨噬细胞、血小板粘附，可致AS斑块形成。