基本动物实验知识
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
实验动物基本知识
实验动物基本知识《说说实验动物那些事儿》嘿，大家好呀！今天咱来唠唠“实验动物基本知识”这个话题。
一提到实验动物，可能很多人第一反应就是小白鼠啦。
确实，小白鼠那可是实验动物界的大明星呀！它们小小的，白白的，看着还怪可爱的呢。
为啥老是拿小白鼠做实验呢？这就好比挑演员，小白鼠就是那种演技好、啥角色都能演，还价格实惠的“黄金配角”呀！它们繁殖快，好养活，而且和咱人类在生理结构上还有不少相似之处呢。
咱人类的那些药物啦、疗法啦，都得先在它们身上试试水，没问题了才能用到我们自己身上。
它们可真是为了科学事业“无私奉献”啊！除了小白鼠，还有其他的实验动物呢。
比如兔子，那大眼睛红红的，看着就让人心软。
不过在实验里，它们也是很重要的角色哦。
还有狗狗，说真的，一想到狗狗也要当实验动物，我这心里就不落忍。
它们那么忠诚可爱，可有时候为了科学，也得做出牺牲。
这就像是电影里那些为了拯救世界而不得不去冒险的英雄一样，虽然不情愿，但也得硬着头皮上。
说到这儿，可能有人就会问啦，那用这些实验动物做实验，是不是有点残忍啊？确实是啊！但是没办法呀，不做实验，怎么能研究出治病救人的药，怎么能推动医学的进步呢？不过咱科学家们也不是“铁石心肠”啦，他们也在努力想办法减少实验动物的痛苦，让实验更人道一些。
而且啊，实验动物们也不是白忙活一场。
因为它们的付出，好多疾病被攻克了，好多人的生命被拯救了。
它们虽然不会说话，但它们的功绩可都记在人类的史册上呢！它们就像是幕后的无名英雄，默默地为我们的健康保驾护航。
咱平常人呢，也可以为这些实验动物做点啥。
比如支持那些呼吁人道对待实验动物的活动呀，了解一些相关的知识呀。
这样我们才能更加珍惜那些通过实验动物的奉献而得来的科研成果，也更懂得感恩。
总之呢，实验动物基本知识还挺有意思的，它们虽然不起眼，但是在科学的世界里，可是有着举足轻重的地位呢！希望我们都能善待这些可爱的“小英雄”们，也希望科学能越来越发达，让我们的生活越来越好！。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
实验动物的基本知识
普通动物一般仅供教学和一般性实验用,不适用于研 究性实验及药物安全评价等。根据一些地区或行业的 规划，普通级动物(大、小鼠)应该是在近几年中逐步被 淘汰的实验动物。
普通动物是微生物控制级别最低的动物,但不是对微生 物不加控制。
(二)清洁动物（clean animals, CL） 除普通动物应排除的病原外,不携带对动物危 害大和对科学研究干扰大的病原的动物称为清洁 动物。 即指在普通统动物的基础上,进一步排除体内 寄生虫、支原体、鼠肝炎病毒、巴氏杆菌、仙台 病毒等病原体的动物。 清洁动物是我国特有的介于普通动物和无特 定病原体动物之间的实验动物级别。
如肥胖症小鼠与人类有相似的肥胖症和糖尿病，肌萎 缩症小鼠与人类有相似的肌肉萎缩症。这些动物模型对 探讨人类的相关疾病具有重要作用。
常用的突变系动物：突变系动物种类很多，小鼠有 100多种, 大鼠有20多种, 如:
小鼠中常用的突变系有肌萎缩症小鼠(dy), 肥胖症小鼠 (od), 侏儒症小鼠(dw), 糖尿病小鼠(db), 无胸腺裸鼠 (nu), 联合免疫缺陷小鼠(SCID)等。
(三)突变系(mutant strain)
基因突变是DNA分子上碱基发生变化而造成的 。保持有特殊突变基因的品系动物称为突变系动物 (mutant strain animals)。
突变系的培育 生物在长期繁殖过程中，子代突然发生变异， 其变异的遗传基因可以遗传下去，这种变化了的 能保持遗传基因特征的品系，称为突变系。 选择具有突变和有繁殖能力的个体进行交配， 使其子代近亲兄妹交配，经20代以上，即可育 成突变系动物。
SPF动物机体内无特定的微生物和寄生虫 存在, 但可带有非特定的微生物和寄生虫的动 物。SPF动物实际上是无传染病的健康动物， 但又不是绝对无菌动物。
实验动物学知识点总结
实验动物学一、选择：1、DBA小鼠：世界上第一个近交系小鼠，听到铃声大面积死亡。
2、小鼠房/单位实验间的湿度：40-70%。
3、皮肤烧伤等实验模型选用：小型猪。
4、KM小鼠（昆明小鼠）：封闭群小鼠。
5、豚鼠：青霉素敏感，给药后死亡；自身不能合成VitC，需补充；最早获得无菌动物实验模型的动物。
6、家兔：对多种细菌、病毒敏感，血清量多，常用来培育抗体；颈部减压神经独立行走；胸腔有纵膈胸膜，常用来作心、熊外科实验。
7、刺激性排卵的动物：家兔、猫。
8、消化道瘘的模型动物：犬。
9、常用的涂染化学药品：红色：0.5%中型红或品红溶液；黄色：3-5%苦味酸溶液或80-90%苦味酸酒精饱和溶液；咖啡色：2%硝酸银溶液；黑色：煤焦油酒精溶液。
10、继人类之后完成染色体基因组物理图谱的动物是：小鼠。
11、我国使用的实验猴，主要是猕猴属中的恒河猴。
12、毛色：遗传学分析的遗传标记和品系鉴定的依据之一。
13、裸小鼠：接受人类各种肿瘤细胞的植入。
14、豚鼠：结核病诊断病例研究的首选实验动物。
15、金黄地鼠：妊娠期最短的哺乳动物。
16、猫：脑神经电生理研究的极好动物。
17、洁净度：隔离环境100级，屏障环境1000级。
18、实验研究的基本条件(AEIR四要素)：实验动物（A）,设备(E)，信息(I)，和试剂（R）。
二、名词解释：1、实验动物科学：是关于实验动物标准化和动物实验规范化的学科。
2、实验动物：指以实验动物本身为对象，如何培养出标准化的实验动物。
指经人工培育或人工改造，对其携带的微生物和寄生虫进行控制。
遗传学背景明确或来源清楚，用于科学研究、教学、生物制品或药品生产与鉴定以及其他科学实验的动物，也称狭义的实验动物。
3、动物福利：是在动物的整个生命过程中动物保护的具体体现，其基本原则是保证动物的康乐，包括使动物身体健康、体质健壮，行为正常，无心理紧张、压抑或痛苦等。
4、3R运动：即动物实验的减少、替代和优化。
5、无特定病原体动物（SPF)：不携带所规定的人畜共患病和动物烈性传染病病原，且不携带主要潜在感染病原或条件致病菌及科学实验干扰大的病原的动物，饲养于屏障系统中。
动物实验基本知识
动物实验基本知识嘿，朋友们！今天咱来聊聊动物实验的那些基本知识，可别小瞧了这事儿，这里头的门道可多着呢！你想想看，动物实验就像是一场特殊的冒险。
动物们就像是勇敢的小战士，为了我们人类的科学进步在默默付出。
咱先说动物的选择吧。
那可不是随便抓一只就行的呀！就好比你要去参加比赛，不得选个适合项目的选手嘛。
不同的实验需要不同的动物，有的需要小白鼠，因为它们繁殖快、好养活；有的需要猴子，因为它们和我们人类在某些方面比较相似。
这就好像挑工具一样，得选对了才能干好活儿，对吧？然后就是实验环境啦。
这可不能马虎，得给动物们一个舒服的“家”。
温度、湿度都得合适，不能让它们冷着饿着呀。
这就跟咱人一样，住在一个舒服的房子里心情才好，才能更好地工作学习嘛。
要是把它们放在一个脏兮兮、乱糟糟的地方，它们能好好配合实验吗？那肯定不行呀！还有实验操作呢，这可得小心谨慎。
就像你小心翼翼地拼一个复杂的拼图，不能粗鲁地对待。
要温柔地对待这些小动物，尽量减少它们的痛苦。
毕竟它们也是有感觉的呀，它们也会疼会难受。
咱可不能没心没肺地折腾它们。
动物实验的过程中，观察也很重要。
得像个侦探一样，仔细地盯着动物们的一举一动，不放过任何一个小细节。
这可不是简单的事儿，得有耐心，还得有一双敏锐的眼睛。
不然怎么能发现那些隐藏的秘密呢？动物实验做完了，也不能就把动物们丢一边不管啦。
得好好照顾它们，让它们能恢复健康。
这也是我们的责任呀，不能利用完了就不管不顾了。
有人可能会说，那干嘛非要用动物做实验呀？不用不行吗？嘿，你还别说，有些时候还真不行。
很多新的药物、新的治疗方法，不先在动物身上试试，谁敢直接用到人身上呀？那不是太冒险了嘛！动物实验可以帮我们提前发现问题，让我们的医学进步更稳当。
所以说呀，动物实验可不是一件随随便便的事儿。
我们要认真对待，要尊重这些为我们付出的小动物们。
它们虽然不会说话，但它们的贡献可不小呢！我们得怀着感恩的心，好好利用动物实验带来的成果，让我们的生活变得更美好，让人类的健康得到更好的保障。
实验动物基础知识
猪的生物学特性及选择应用
一、生物学特征
1.猪为杂食性动物，性格温驯，易于调 教，喜群居，嗅觉灵敏，有用吻突到处乱拱 的习性。对外界温、湿度变化敏感。 2.心血管系统、消化系统、皮肤、营养 需要，骨骼发育以及矿物质代谢等都与人类 的情况极其相似。 3.母源抗体不能通过胎盘屏障。初生仔 猪体内缺少母源抗体，只能从初乳中获得。
d. 无菌动物(GF)（germ free animal） 无可检出的一切生命体。 B. 实验动物寄生虫学等级划分分为四类 a. 普通级动物(CV)（conventional animal） 不携带所规定 的人兽共患寄生虫。 b. 清洁动物(CL)（clean animal） 除普通动物应排除的寄生虫外，不携带对动物危害大和对 科学研究干扰大的寄生虫。
SPF级动物来源于无菌动物，必须饲养在屏障系统中，实 行严格的 微生物学控制。 目前国际上对SPF动物的要求不同，质量标准也不一样。 部分学者认为某种实验动物没有某种病原体，不影响其实验 要求就可称为SPF动物；另有学者认为必须将常见的病原体 全部排除才算是真正的SPF动物。前者要求太低，后者要求 太高。结合我国的实际情况，以既排除对动物群有危害的病 原体，又排除对动物实验研究有干扰的微生物和寄生虫为原 则。
4141五几种类别实验动物的比较无菌动物spf级动物清洁级动物和普通级动物比较类别无菌动物spf级动物清洁级动物普通级动物传染病有或可能有寄生虫有或可能有实验结果明确明确明确有疑问应用动物数少量少量较少多或大量统计价值很好很好较好不准确4242类别无菌动物spf级动物清洁级动物普通级动物长期实验可能好可能好可能好困难死亡率很少实验成活率长期约100约90约80约40实验标准统计可能可能可能不可能实验结果的价值很高较高有疑问4343四环境因素对实验动物的影响影响实验动物的环境因素包括对实验动物个体发育生长繁殖生理生化平衡和有关反应性产生影响的一切外界条件
实验动物基本知识与相关法规(PPT 71页)
广东省实验动物曾经出现的生物安全案例
流行性出血热是南方地区实 验动物最容易携带的一种人畜共 患传染病,它感染人后,可引起发 热、出血、肾脏损害、休克甚至 死亡。
行业主要管理法规与监管
第二十五条 开展病原体感染、化学染毒和放射性的动物实 验，应当符合国家法律法规和国家标准对实验室生物安全、 放射卫生防护及环境保护的要求，防范安全事故的发生。 第二十六条 从事实验动物基因工程研究的，应当符合国家 对基因工程安全管理的要求。
释义：上述两项条文涉及的法规有： 《基因工程安全管理办法》、 《病原微生物实验室生物安全 管理条例》、《实验室生物安 全通用要求》、《放射卫生防 护基本标准》，等。
行业主要管理法规与监管
自检要求
释义： 条例规定生产或使用单位必须对实验动物质量或 动物实验场所进行自检，并出具“合格”证明。 通过定期自检对自身的“产品”质量负责。
行业主要管理法规与监管
第十五条第一段：单位和个人应用实验动物进行医疗 卫生、药品等科学研究、实验、检测以及以实验动物 为材料和载体生产产品等活动的，应当使用具有实验 动物生产许可证的单位和个人生产的符合标准要求的 实验动物，并且在具有实验动物使用许可证的场所内 进行相关活动。
《广东省实验动物管理条例》其它选读条款
行业主要管理法规与监管
第十三条 实验动物的生产、使用许可证不 得转借、转让、出租或者超许可范围使用。
释义——超许可范围： 1、生产或使用的动物不能超出许可证规定的
动物品种、品系、级别等； 2、生产或使用的设施不能超出规定的地点、
实验动物基本知识及基本操作
2.耳中央动脉采血
将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较 鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中 央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可 见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血 可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生 痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动 脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待 时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血 用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动 脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚， 血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。
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标记方法 ：
用棉签或毛笔沾一种颜料溶液，涂于动物体表 不同部位标记，顺序是：先左后右，从上到下， 从前到后。左前腿记为1号，左侧腹部记为2号， 左后腿记为3号；头部记为4号，腰部记为5号， 尾基部记为6号；右前腿记为7号，右侧腹部记 为8号，右下腿记为9号。空白处则记为10号。
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（四）常用给药方法 经消化道给药法
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3.心脏取血
将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处 注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项 有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防 止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应 将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动 以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。
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4.后肢胫部皮下静脉取血
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3. 肌肉注射 小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌 肉，注入药物。
4. 腹腔注射 左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持 注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下 向前推进3～5mm，然后使针头与皮肤呈45度角方向 穿入腹腔。针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻 推药物。
实验动物基本知识基本操作实验方法
实验动物基本知识基本操作实验方法实验动物是用于科学研究和药物安全性评估的动物，其主要作用是代表人类进行实验，以便了解和解决人类的健康问题。
在科学研究中，实验动物的使用是不可或缺的。
下面将介绍实验动物的基本知识、基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物的种类：常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、猴子等。
根据不同的实验目的和要求，选择适合的实验动物进行研究。
2.实验动物的特点：实验动物一般具有较短的生命周期、较快的繁殖速度、易于获取和饲养，并且在生理和生化方面与人类有较高的相似性。
3.实验动物的饲养条件：实验动物的饲养需要满足特定的环境要求，包括温度、湿度、光照、气流等。
此外，饲养动物还需要提供适宜的饮食、洁净的饮水和舒适的生活空间。
二、实验动物的基本操作1.动物的标识：为了对实验动物进行个体管理，在实验动物身上进行标记是必要的。
标记方式可以是耳标、尾标、皮肤刺纹等。
2.动物的饲养和管理：根据不同的实验需要，合理饲养和管理动物是确保实验结果准确性的重要环节。
饲养和管理包括动物饲料的配制、日常照料、观察动物行为以及健康状况等。
3.动物的采集：在进行实验前或实验过程中，需要采集动物的组织、细胞或体液样本。
采集方式可以是手术切除、穿刺、皮下或腹腔注射等。
三、实验动物的实验方法1.动物的体外实验：将动物的组织或细胞体外培养，通过加入试剂、观察细胞变化、测定生物活性等方式来研究其中一种生物学过程或药效。
2.动物的体内实验：将试验物质注射或服用给动物，观察动物的生理、生化或行为变化。
可以通过动物模型来模拟人类的疾病和药物反应。
3.动物实验设计：根据实验目的和要求，合理设计动物实验方案。
包括选择合适的实验动物、确定实验过程和方式，制定实验流程和时间表等。
总结：实验动物在科学研究和药物试验中起着重要的作用。
了解实验动物的基本知识、基本操作和实验方法，对开展科学研究、提高实验数据的可靠性具有重要意义。
实验动物基本知识和相关法规
实验动物在科学实验中的作用
实验动物在生物医学研究中扮演着关键角色，它们被广泛应 用于药物、疫苗、生物制品和化学品的安全性和有效性评价 。
通过在实验动物身上进行药物或治疗方法的试验，可以初步 评估其对人体的安全性和有效性，为临床试验提供依据。
实验动物的分类与分级
根据遗传学、微生物学和寄生 虫学特征，实验动物可分为近 交系、封闭群和杂交群三大类
。
根据对微生物的控制程度，实 验动物又可分为普通级、清洁 级和无特定病原体级（SPF级）
。
SPF级实验动物是最高级别，其 体内无特定病原体，适合用于 对生物环境要求较高的研究。
02
实验动物基本知识
实验动物的遗传学基础
实验动物遗传学基础的概念
实验动物遗传学是研究实验动物遗传规律、基因组结构和遗传性状的学科。
能力和操作技巧。
实验动物在药物研发中的应用
药效学评价
实验动物是药物研发中重要的 药效学评价工具，通过观察药 物在不同动物体内的药效，为
新药的研发提供理论依据。
安全性评价
实验动物在新药研发过程中需要 进行安全性评价，以ຫໍສະໝຸດ 估药物对 机体的潜在危害和副作用。
药物筛选
实验动物可用于大量候选药物的筛 选，以找出具有开发潜力的药物。
标准制定
制定实验动物产业的各项标准，包括生产标准、 质量标准、使用规范等。
质量控制
建立实验动物产业的质量控制体系，确保实验动 物的质量和可靠性。
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实验动物在其他领域的应用
生物学研究
实验动物在生物学研究中具有广泛的应用，如细胞培养、基因敲除等技术的 研究。
环境监测
实验动物可用于环境监测领域，通过对动物在不同环境条件下的生长、繁殖 等指标的观察，评估环境对生物体的影响。
实验动物基本知识与相关法规
实验动物基本知识与相关法规汇报人：2023-12-25•实验动物基础知识•实验动物的选择与饲养管理•实验动物相关法律法规与伦理规范目录•实验动物在生物医学研究中的应用规范•实验动物从业人员培训与资质认证01实验动物基础知识指经人工饲养，对其携带的微生物和寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的，用于科学研究、教学、试验、检测及科学实验的动物。
根据遗传学、微生物学、寄生虫学、环境条件和营养学等综合因素，实验动物可以分为普通级、清洁级、无特定病原体级和无菌级等不同等级。
实验动物的定义与分类实验动物的分类实验动物的定义实验动物在科学研究中的应用生命科学基础研究实验动物是研究生命现象、生物体与环境相互作用的重要工具，如生理学、药理学、毒理学等。
新药研发与安全性评价实验动物是新药研发和安全性评价的重要手段，通过在动物身上进行药物试验，评估药物的疗效和安全性。
医学诊断与治疗实验动物可以用于医学诊断和治疗的研究，如疾病模型的建立、治疗方法的有效性验证等。
实验动物在科学研究过程中应得到人道关怀和尊重，减少不必要的痛苦和伤害，提倡使用替代方法。
实验动物的福利涉及实验动物的科学研究应经过伦理审查，确保研究符合伦理规范和法律法规。
伦理审查实验动物的福利与伦理问题02实验动物的选择与饲养管理选择的实验动物应能适应实验环境，具有稳定的遗传背景和明确的表型特征。
适应性原则代表性原则可重复性原则实验动物应能代表目标研究物种或人群，以便于将实验结果外推。
选择的实验动物应具有较高的繁殖率，以便于进行重复实验。
030201确保实验动物生活在适宜的温度和湿度条件下，以维持其健康。
温度与湿度控制根据实验需求设置光照与黑暗周期，以模拟自然环境。
光照与黑暗周期保持饲养环境的空气质量良好，必要时采取空气过滤措施。
空气质量与洁净度饮水管理提供清洁的饮水，定期检测水质，防止水源污染。
饲料与饮水质量控制对饲料和饮水进行质量检测，确保无有害物质残留。
实验动物基础知识
四、常见实验动物传染病
2. 淋巴细胞性脉络丛脑膜炎 病原：由淋巴细胞性脉络丛脑膜炎病毒（LCMV）引 起的人和多种动物共患的病毒性疾病。 临床表现：小鼠感染表现为大脑型、内脏型和迟发型 3种疾病：人类感染主要表现为流感样症状和脑膜炎。 流行病学特点：是一种人和多种动物共患的病毒性疾 病。含病毒的鼻分泌物可能引起呼吸道传播，随后病 毒在鼠群内传播，许多小鼠通过子宫和乳汁传给后代。 由此可见，若无意中引入一只淋巴细胞性脉络丛脑膜 炎隐性感染小鼠，一个鼠群即会很快被全部感染而成 为一群持续感染的带毒者。 诊断方法：病毒的分离与鉴定：取病死小鼠的肝组织 制成冰冻切片，采用免疫荧光试验检查肝组织中的淋 巴细胞性脉络丛脑膜炎病毒抗原。 血清学试验：多用补体结合试验、ELISA试验等检查， 其中后者效果更佳。
实验动物基础知识及 动物实验操作规程 黄厚才
实验动物中心
第一部分 实验动物基础知识
一、实验动物科学的基本概念 1.比较医学 比较医学是对动物与人类的建康和疾病状态进行类比研究 的科学。它是以实验动物为替身研究人类，通过建立人类 疾病的动物模型及模型系统，来研究：①人类相应疾病的 发生、发展规律和诊断、预防、治疗；②宿主抗体机制； ③临床变化；④药物、致癌物质、残留毒物的作用等变化 规律，从而最终战胜人类疾病。 2.实验动物标准化 实验动物标准化由实验动物生产条件的标准化、实验动物 质量的标准化、动物实验条件的标准化以及与之相适应的 饲养管理标准化和动物实验规范化几个部分组成。
四、常见实验动物传染病
1.鼠痘 病原：由鼠痘病毒（MPV）引起的实验小鼠的一种烈 性传染病，是危害实验小鼠最为严重的疾病之一。本 病多呈爆发性流行，致死率极高。 临床表现：四肢、尾和头部肿胀、溃烂、脚趾脱落， 故又称脱脚病。 流行病学特点：病毒可经皮肤伤口侵入机体，也可经 呼吸道和消化道传染。本病一年四季可发。 诊断方法：鼠痘临床上可分为3种病型：急性型，亚急 性型和慢性型。由本病的主要特征可以做出初步诊断。 确诊需进行病毒分离与鉴定。
大小鼠动物实验基础知识
子宫切除手术,将无菌取胎的仔鼠放在隔离器内无菌条件下进行饲养的动物.
/02
实验动物环境
• environment
温度
动物实验时最适宜的环境温度为：21℃-25℃,GB目前18-29℃. 影响动物的生殖机能、机体抵抗力、新陈代谢. 影响动物脏器重量,环境温度与动物脏器重量有显著的负相关. 影响动物的实验反应性.小鼠的心跳、呼吸数随着气温的升高而呈直线下降. 不适宜的环境温度可使实验动物处于应激状态,从而出现对化学物质的急性毒性反应改变 暴露在高温或低温环境下的动物,对其神经系统、内分泌系统以及各种酶活性的亢进或抑制等均有影响.
NIH活率高,雄性好斗,易打伤致残.免疫反应敏感性比XX鼠强, 是国际广泛通用的实验动物.主要用于药物毒理研究和生物制品检定.
ICR.又称SwissHanschka,CD-1,Ha/ICR.为美国培育的Swiss种小鼠,因美国癌症研究所〔InstituteofCancerResearch分送各 国饲养实验,各国称为ICR品种.白色,繁殖力强,适应性强,生长快速,实验重复性好.是国际通用的封闭群小鼠.广泛用于药 理、毒理、肿瘤、食品、生物制品的研究生产.
大小鼠动物实验基础知识
CONTENTS 1. 实验动物
2. 实验动物环境 3. 动物实验常用大小鼠 4. 动物实验技术
/01
实验动物
• Laboratory animal
实验动物定义
1. 实验动物是指经人工饲育,对其携带微生物实行控制,遗传背景明确或者来源清楚的用于科学研究、教学、生产、检定 以及其他科学实验的动物.
动物实验基础知识
2.
a. b. c. d. e.
屏障环境
空气必须经初、中、高效过滤器进入动物饲养室或实验室。 利用空调送风系统形成清洁走廊、动物饲养间、非清洁走廊、室外的静压差梯度，各 梯度差不低于20Pa。 空气、人流、物流均采用单向流通路线。 人流、物流分开，所有物品应采用严格灭菌控制。 空气洁净度为10000级。
3、 气流与风速
气流速度控制在0.1~0.2m/s，换气次数10~20次/小时 风速是除了温度、湿度以外与体热发散有关的环境因素。
1)
实验动物单位体重的体表面积比人大，气流对实验动物的影响也较大。
2)
3) 4)
气流速度过小，空气流通不良，有害气体浓度升高，散热困难，易造 成呼吸道疾病的传播。
气流速度过大，动物体表散热量增加，同样危及动物的健康，影响动 物实验结果。 合理的气流组织和风速能调节温度和湿度，有效降低室内粉尘和有害 气体，控制传染病的流行，有利于实验动物和工作人员的健康。
4、杂交一代动物（F1）
杂交一代动物（F1）：两个不同近交系杂交所生的第一代动物称为杂交一 代动物或F1代。 不是一个品系或品种，不具有育种能力，不能自群繁殖成与杂交F1代相 同基因型动物，需进一步交配得到F2出现遗传分离基因重组，个体间的 一致性也随之消失。
特点： a.个体间遗传均一：个体间遗传变异与近交系一样很小，其基因位点均 为杂合型（近交系为纯合型），因此能取得一致的实验结果。 b.表现双亲的显性性状 c.环境适应性强 d.具有杂种优势，如体质健壮、生长快、易于饲养管理、发育均匀、手 术后恢复快等优点。 小鼠F1代如： Nga：(C57BL/6×DBA/2)F1、LAF1：(C57BL/J×A/HJ)F1等。
3、突变系
突变系：育种过程中，出于单个基因的突变，或将某个基因导入， 或通 过多次回交“留种”，而建立一个同类突变品系（mutational strain）， 扩大数量，定向培育而成。可以以基因符号来表示基因型，或能保持特 定遗传性状的品系动物。 此类个体具有同样遗传缺陷或病态，如肥胖症、侏儒症、肌萎缩、白内 障、视网膜退化、无毛等等，现己培养成的自然具有某些病的 突变系有： 白血病鼠、糖尿病鼠、肿瘤鼠、贫血鼠、高血压鼠和裸鼠(无胸腺无毛) 等等，这些品系的动物对于研究相应疾病的防治具有很重要的价值。
常用动物实验基本知识
常用动物实验基本知识
【目的】学习家兔耳缘静脉穿刺、颈总动脉分 离、插管及采血、插导尿管。 【药品】 0.5％肝素生理盐水， 0.9%生理盐 水， 20%乌拉坦 【实验器材】婴儿秤、兔手术台、导尿管、注 射器、烧杯、静脉留置针 【动物】 家兔
【方、步骤 】
1.取家兔一只，称重，耳缘静脉留置静脉 留置针备用。耳缘静脉注射麻醉（20%乌拉 坦5ml/Kg ）。 麻醉后，为给药方便，耳缘静脉输入 生理盐水（滴速控制在5~10滴/分！！） 注意：固定好静脉留置针以防脱落！
2．分离颈总动脉，头端用线结扎， 心端用动脉夹夹闭。
头 端
向心端 动脉 夹
3．动脉插管，备取血用。
离 心 端
向心端 动脉 夹
4．肝素化：0.5％肝素
生理盐水2 ml/只，IV。
5.将充满水（远端用血管钳夹闭）并涂过 液体石蜡的导尿管插入尿道（约8~10 cm），轻柔下腹部将余尿排尽，导尿管下 接以烧杯。 6.观察正常每分钟尿量（滴/分）以及20分 钟尿量。
实验动物知识点总结
实验动物知识点总结引言实验动物是指为了进行科学研究或技术试验而使用的动物，它们在科研领域扮演着重要的角色。
通过对实验动物的研究，我们可以更好地理解人类和其他动物的生理、生态和行为特征，并为药物研发、疾病治疗、毒物检测等提供必要的数据支持。
本文将从实验动物的分类、用途、伦理政策以及替代方法等方面进行总结。
一、实验动物的分类1.1按用途分类实验动物按照其在科学实验中的用途，可以分为基础研究动物、毒理学动物和药物测试动物等几种类型。
基础研究动物主要用于研究生物学、医学和生态学等基础科学问题。
常用的基础研究动物包括小鼠、大鼠、斑马鱼、果蝇、线虫等。
毒理学动物用于评估各种化学物质（如药物、农药、化妆品等）对生物体的毒性效应。
常用的毒理学动物包括大鼠、小鼠、狗、猴等。
药物测试动物用于评估新药的安全性和有效性。
常用的药物测试动物包括大鼠、小鼠、猪、狗、猴等。
1.2按物种分类实验动物主要包括哺乳动物、鸟类和非脊椎动物等几类。
其中，哺乳动物是最常用的实验动物。
常用的哺乳动物包括大鼠、小鼠、兔、猴等。
鸟类实验动物主要用于行为学和生态学研究。
常用的鸟类实验动物包括斑马鱼、鸽子等。
非脊椎动物实验动物主要用于神经科学和发育生物学研究。
常用的非脊椎动物包括果蝇、线虫等。
1.3按伦理标准分类实验动物按照其在科研实验中所受到的伤害程度，可以分为A类、B类和C类实验动物。
A类实验动物是指对实验动物产生持续和严重疼痛的实验。
B类实验动物是指对实验动物产生短期且轻微疼痛的实验。
C类实验动物是指对实验动物不会造成任何疼痛、痛苦或苦恼的实验。
二、实验动物的用途2.1科学研究实验动物在科学研究中发挥着不可替代的作用。
通过对实验动物的研究，科学家们可以更好地理解生物学、医学和生态学等领域的基本原理和规律。
例如，通过研究小鼠和大鼠的遗传突变，可以揭示人类疾病的发病机制；通过研究果蝇和线虫的发育过程，可以揭示生物体发育的基本规律。
2.2药物研发实验动物在药物研发中发挥着重要作用。
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当动物有病时，常表现为精神不振、行动迟缓、毛发蓬乱无光泽、鼻部皮肤干燥并流鼻水、眼有分泌物等。
1.大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。
大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。
大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。
药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
2.动物实验的常用方法有哪些？动物实验方法已成为医学科学研究和实验教学及相关学科研究中不可缺少的重要手段。
动物的实验方法是多种多样的，在医学的各个学科领域内都有其不同的应用，但基本的实验方法则是共同的，⑴如健康动物的识别、选择、抓取、固定、麻醉、动物分组、编号、脱毛、给药、采血、取尿、急救、处死、尸检等，不论从事何种课题的医学研究都涉及到这套实验动物基本操作方法。
⑵动物实验按机体水平不同可分为整体实验和离体实验。
还可进一步具体分为分子、亚细胞、细胞、组织、器官、整体动物和无损伤动物等水平的实验。
按动物时间的长短则可分为急性实验和慢性实验。
⑶按学科的实验方法可分为生理学的动物实验方法，病理生理学的动物实验方法，药理学的动物实验方法，病理解剖学、组织学的动实验方法等。
3.实验动物的捉持与固定如何正确捉拿及固定大白鼠？以防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，捉拿时最好带上防护手套，右手抓住鼠尾立即提起，放在易攀抓的粗糟面上，用左手拇指和食指抓住其两颊及后枕部皮肤，充分固定慎防咬伤，其余手指握住整个鼠体，注意握力不要太大，以免大鼠窒息死亡。
然后将其腹部向上，作腹腔麻醉，最后固定。
4．实验动物性别的鉴别？（1）如何鉴别小、大鼠的性别？根据外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离来判断这些动物新生仔的性别，一般间隔短的是雄性，外生殖器阴茎与阴蒂大，但是对此判别要有一定经验，成熟期雌性有阴道口，有膨起的阴囊和阴茎。
5．实验动物编号标记的方法（1）为什么要对实验动物进行编号标记？标记的方法有几种？动物在实验前常常需要作适当的分组，不同的体重或相同的体重放在同一个笼时，这就需要编号标记。
标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用、无明显损伤、无毒和易辨认等要求。
标记的方法有染色标记法、号牌法、打孔剪口法和剃毛、剪毛法。
（2）实验动物染色标记法是如何进行的？染色标记法在实验室中最常使用，也很方便，常用化学药品涂染动物背部或四肢一定部位的皮毛，代表一定的编号，常用的涂染化学药品有：黄色：3%~5%苦味酸溶液；红色：0.5%中性红或品红溶液；咖啡色：20%硝酸银溶液；黑色：煤焦油的酒精溶液。
标记的方法是用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物的不同部位涂上斑点（色）以示不同号码。
动物染色编号的原则是先左后右，先上后下，如：在鼠的左前腿上为 1 号，左侧腹部位为 2 号，左后退为3 号，头顶部为 4 号，腰背部为5 号，尾基部为6 号，右前腿为7号，右侧腰部为 8 号，右后退为 9 号，空白色为 10 号。
如动物编号较多可在动物两个部位分别涂同色，如：双前肢为 11 号，双后肢为12 号，左前左后肢为 13 号等，反复交错，增加涂色数。
此种方法常适用于小鼠、大鼠、家兔、豚鼠等6.常用的动物麻醉方法与麻醉用药有哪些？动物的麻醉方法分全身麻醉和局部麻醉。
①全身麻醉又分为吸入性麻醉和注射性麻醉。
吸入麻醉常用药物有乙醚、氯仿和氟烷类等挥发性麻醉药。
非吸入麻醉法（注射麻醉）常用药物有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、水合氯醛等麻醉药；②常用局部麻醉药物为盐酸普鲁卡因注射液和盐酸可卡因溶液。
7.如何给予动物吸入性麻醉药物？①小鼠和大鼠：将动物扣在玻璃罩或烧杯内，然后把含有麻醉药的棉球或纱布放入其中，动物因吸入麻醉药蒸气而被麻醉；②兔、猫、犬：将装有少许棉花的圆锥形麻醉口罩套住动物鼻子，从口罩上的小孔滴入麻醉药。
使其蒸气随呼吸进入体内产生麻醉。
吸入麻醉过程中应随时观察动物变化，麻醉后及时将动物从麻醉容器中取出，以防麻醉过深死亡。
8.如何给予非吸入麻醉（注射麻醉）药物？非吸入麻醉（注射麻醉）药物戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、水合氯醛给药方法常用的是腹腔注射和静脉注射两种。
小动物多用腹腔注射，大动物则常用静脉注射。
静脉注射的原则是拧浅勿深，先注射麻醉药总量的2/3，剩下的 1/3 一面观察动物的反应（如呼吸频率变慢、角膜反射、疼痛消失等），要缓慢的推注直到麻醉好。
如果动物还没有完全麻醉，5min 后可以再补充一些，以达到足够的麻醉深度。
腹腔注射比较方便，但是麻醉起效慢，动物兴奋现象明显，麻醉深浅不宜控制，偶尔有误注肠腔或膀胱的可能。
9硫喷妥钠麻醉药的特性如何？本品为淡黄色粉末，其水溶性不稳定，故需临时配制成 2.5~5%溶液作静脉注射。
一次给药可维持0.5~1 小时，一般用在实验较短的的情况，缓慢注射，防止抑制呼吸，连续应用易蓄积，毒性小，更适合于小动物。
10.如何腹腔注射给予麻醉药？腹腔注射给予麻醉药常用于猫和鼠类。
①猫易怒，其爪、牙均可伤人。
可先将猫引入特制的玻璃瓶内，用喷雾器从瓶口喷入乙醚作为诱导麻醉。
约经10~15min，猫被麻醉后即可取出称重，按所需的麻醉药物作腹腔注射。
②左手抓好鼠的后背头颈部皮肤，使其腹部向上，右手持注射器，注射器针头与皮肤成45°角刺入下腹部腹白线稍外侧处。
针尖通过腹肌后感觉到阻力消失，说明针头已进入腹腔。
轻轻回抽注射器，注意有无尿液或血液抽出。
确认针头未刺入肝、肠、膀胱等器官后，方可缓慢地推入麻醉药。
）如何按体表面积换算麻醉药的量？观察和研究一个药物的作用时，动物以多大剂量给药是一个重要问题。
在实验中经常遇到药量的换算，给多大剂量才合适；应配成多大浓度的药液，每次应给多少毫升和人与动物或动物与动物之间如何换算剂量等。
）如何按公斤体重换算麻醉药的剂量已知 A 种动物每公斤体重用药量，欲估算 B 种动物每公斤体重用药量时，查表找出折算系数（W），再按下式计算：B 种动物的药量（mg/kg）= W×A 种动物的药量（mg/kg）例如，已知某药对小鼠的最大耐受量为20mg/kg（20g 小鼠用0.4mg），需折算为家兔用药量。
查 A 种动物为小鼠，B 种动物为家兔，交叉点为折算系数W = 0.37，故家兔用药量为0.37×20mg/）常用麻醉药的用法与用量是多少？给药途径有哪些？（见截图）11. 实验动物的采血（1）小、大鼠的采血法方法有哪些？各是如何进行的？①颈静脉或颈动脉取血：将麻醉的小鼠或大鼠仰卧位固定于鼠板上，作颈动脉或颈静脉分离手术，当动脉、静脉暴露后，血管下各穿一根丝线，提起血管，将注射针沿血管平行方向朝向心端刺入血管抽取所需血量。
小鼠20g 体重可取血0.6ml 左右，大鼠300g 体重可取血8ml 左右。
②股静脉或股动脉取血：小鼠和大鼠麻醉固定方法同上，进行一侧腹股沟动、静脉分离手术，血管下放分别穿一根丝线，左手提起血管，右手持注射器将针平行刺入血管内取血。
③心脏取血：小鼠或大鼠仰卧固定鼠板上，在左胸侧第三、四肋间，用左手食指触摸到心博动处，右手持注射器垂直刺入心脏，抽取所需血量。
④眼眶动、静脉取血用左手拇指、食指抓紧鼠的耳背部皮肤使其将眼球突出充血后，用纹式镊迅速摘去眼球，血液从眼眶内很快流出。
此法因动物取血后死亡，故只宜使用一次。
⑤断头取血小鼠断头时，左手抓鼠，右手持剪刀于颈部迅速剪掉鼠头，立即将鼠颈向下，血液即可流入已准备好的容器中。
大鼠断头时，实验者应带棉手套，左手抓大鼠，右手用木棍打晕，用剪刀迅速剪掉鼠头，即可取血。
12．实验动物的处死（1）实验动物处死的原则是什么？动物的处死原则是处死时间短，尽量减少实验动物死亡过程中的挣扎和人为损伤，避免处死方法不当而人为造成脏器及细胞形态改变。
处死动物的方法依实验目的和动物不同而定。
（2）实验动物常用的处死方法有哪些？各是怎样进行的？常用的方法如下：①颈椎脱臼法：常用于小鼠的处死。
用镊子或左手的拇指、食指压住小鼠的头部，右手拉住尾巴，用劲向后一拉，使之颈椎脱臼，瞬间死亡；②打击法：常用于小鼠或大鼠的处死。
手抓住尾巴并提起，鼠头向下用木棒击打鼠头，致鼠死亡；③断头法：在鼠颈部用剪刀快速将鼠头剪掉，鼠因断头和大出血而死亡；④注射麻醉法：注射戊巴比妥钠麻醉处死。
豚鼠可用其麻醉剂量 3 倍以上的量腹腔内注射。
猫可用此药麻醉剂量的2~3倍量静脉或腹腔内注射。
兔可用该药1.5~2ml/kg（50mg/ml）的剂量急速注入耳缘静脉内。
狗用本药100mg/kg 静脉注射；⑤吸入麻醉法：应用过量吸入乙醚麻醉的方法处死。
小鼠和大鼠在20~30 s 进入麻醉状态，3 ~5min死亡。
应用此法处死豚鼠时，其肺和脑可有小出血点，在病理解剖时宜注意。
猫亦可用此法处死；大量放血法：鼠可采用眼眶动、静脉大量放血致死。
家兔、猫、狗等动物可在麻醉状态下，暴露其颈动脉，用动脉夹夹住动脉，插好动脉插管后，放开动脉夹，轻轻压迫胸部，即可因大量放血致死；⑥二氧化碳吸入法：将待处死动物笼盒放进大塑料袋内，挤出袋中的空气后，将连接在二氧化碳钢瓶上的软管的另一端放入袋内，握紧袋口。
送入二氧化碳气体，当袋半鼓起时停止送气体，密封袋口，动物吸入二氧化碳后，不经兴奋期，即于30s 至30min 内死亡；⑦空气栓塞法：用注射器将空气急速注入动物静脉内，可迅速将动物致死。
小鼠可注入0.3~0.5ml；家兔和猫注入10~20ml；犬可注入70~150ml 空气。