实验一药理学实验的基本技能
实验实训指导书药理学
实验一药理学实验基本知识和技术实验目的：1、掌握基本操作，锻炼动手、动脑能力；2、更好地掌握药理学基本理论知识；3、培养科学思维。
实验内容：一、药理实验的基本目的与要求二、实验动物：1、动物的选择；2、动物的标记与捉拿、固定方法；3、动物的取血方法（尾尖、眼眶静脉丛、摘眼球、断头）；4、动物的给药方法（灌胃、腹腔、皮下、尾静脉）；5、动物的麻醉方法；6、动物的处死方法。
三、实验设计基本原则。
实验步骤：一、药理学实验的基本目的与要求药理学实验课在药理学教学中占有非常重要的地位。
药理学实验课的目的在于通过实验验证药理学的基本理论，加深理解与掌握药理学的基本知识和规律；也是了解获得药理学知识的科学途径。
同时，培养学生独立思考，独立工作，科学思维的能力；培养学生动手操作、分析问题和解决问题的能力；还应培养学生对科学工作的严肃的态度、严格的要求、严密的工作方法及实事求是的工作作风。
为了达到上述目的，要求做到下列事项：1. 实验前：预习实验内容并复习相关理论知识；2. 实验时：（1）实验分小组进行，实验前分工明确，实验时密切配合；（2）确定实验仪器、药品、动物与实验指导相符时，将实验器材妥善安排，正确装置、保管；（3）实验操作按步骤进行，仔细观察实验中出现的现象，实事求是地做好记录；（4）注意爱护动物、节约实验药品；（5）实验过程中保持实验室肃静、清洁。
3. 实验后：⑴各组同学将实验动物处死，实验台擦干净，将实验方盘送回准备室；⑵值日生搞好实验室卫生，将死亡动物送至指定场所；⑶整理实验结果，经分析思考作出结论，按要求写出实验报告，按时交给指导老师。
实验报告的书写1.题目2.目的3.原理4.材料：实验动物，器材，药品5.方法：用自己的语言简单扼要描述出来；6.结果：要求真实、清楚；7.讨论：将实验结果进行比较、分析；实验中有哪些不足之处；结果异常或失败的原因；8.结论：将实验结果进行归纳总结，应带有提示性质。
药理学实验指导
药理学实验指导（供自学助考班用）实验一药理学实验基础知识与常用动物捉拿、给药【目的】1、学习药理学实验基础知识；2、掌握药理学实验常用动物捉拿、给药方法。
【器材】1ml、5ml、20ml注射器，大、小鼠灌胃针头，4号、6号注射针头，250ml烧杯、鼠笼(或铁丝笼)，天平秤、砝码。
【药品】0.9%生理盐水。
【动物】小白鼠、大鼠、家兔。
【内容】一、实验动物的捉拿方法1、蛙和蟾蜍左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指小指握持双下肢，右手持刺针进行操作。
2、小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
3、大白鼠大白鼠容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部。
不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
4、家兔用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大，其吃重点越分散)。
将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位。
二、实验动物的给药途径与方法1、小白鼠给药途径与方法灌胃(ig)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道。
如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。
常用灌胃量为0.1～0.2ml/10g。
皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。
注药量一般为0.1～0.2ml/10g。
肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。
药理学实验基本操作实验报告
药理学实验基本操作实验报告实验名称：药理学实验基本操作实验目的：通过学习药理学实验基本操作，掌握常用的药理学实验设计、实验操作、数据分析和实验结果的解释等方面的知识，提高实验操作技能。
实验内容：1. 药效学实验：构建药效学曲线和计算药效学参数。
2. 毒性学实验：测定毒剂的毒性。
3. 药代动力学实验：测定药物吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数。
4. 药物作用机制实验：测定药物在体内的受体作用、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制。
实验步骤：1. 药效学实验：选定药物和实验动物，将药物以不同剂量注射或口服给实验动物，记录实验动物的反应和症状等数据，以此构建药效学曲线，并根据曲线计算药效学参数。
2. 毒性学实验：选定毒剂和实验动物，将毒剂以不同剂量注射或口服给实验动物，记录实验动物的反应和症状等数据，以此测定毒剂的毒性。
3. 药代动力学实验：选定药物和实验动物，将药物以不同途径给实验动物，收集实验动物的血液、尿液、粪便等样本，测定药物的浓度并绘制药代动力学曲线，根据曲线计算药物的吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数。
4. 药物作用机制实验：选定药物和实验动物，将药物以不同途径给实验动物，通过生化学、免疫学、分子生物学等技术手段测定药物的作用机制，如受体结合、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制。
实验结果：1. 药效学实验：根据药效学曲线计算药效学参数，如EC50、ED50、TD50等。
2. 毒性学实验：根据实验动物的反应和症状等数据，测定毒剂的毒性，并评估毒剂的安全性。
3. 药代动力学实验：根据药代动力学曲线计算药物的吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数，如AUC、t1/2、Cl等。
4. 药物作用机制实验：测定药物在体内的受体作用、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制，以揭示药物的作用方式和作用机理。
实验结论：通过药理学实验基本操作的学习和实验操作的实践，掌握了常用的药理学实验设计、实验操作、数据分析和实验结果的解释等方面的知识和技能，有助于提高实验操作技能并深入了解药物的药效学、毒性学、药代动力学和作用机制等方面的知识。
药理学实验
药理学实验一药理学实验基础及基本技能训练【实验目的】熟悉注射器、灌胃针头的构造、规格和主要用途。
学会正确使用注射器及灌胃针头；学常用实验动物的捉持和给药方法；学会实验动物给药量的计算。
【实验对象】小白鼠【实验器材】注射器、灌胃针头、鼠笼、棉签。
【实验药品】生理盐水、碘伏。
【实验步骤】1．多媒体示教实验动物的捉持及给药方法：（实验原理1）（1）捉持法用右手提起鼠尾，将其放于粗糙面（如鼠笼）上。
右手向后拉鼠尾，使其固定在粗糙面上。
此时应趁其不备迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及头颈部皮肤。
然后，翻转小鼠使其腹部向上平卧于掌心中，用无名指和小指压住鼠尾并固定于手中（2）给药法①灌胃法（ig）：左手捉持小鼠，头部向上，颈部拉直。
右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，与食管成一直线，然后沿上颚轻轻插入食管，如插入无阻力、小鼠无挣扎、呼吸无异常、口唇无发绀等现象，即可注入药液。
若遇阻力，应退回重插，以免插入气管引起小鼠死亡。
药液量一般为0.1～0.3ml/10g体重，每只不超过0.5ml （图1）。
②腹腔注射法（ip）：左手捉持小鼠，右手持注射器（选用5或6号注射针头），与腹壁呈45°角，自下腹部一侧向头端刺入腹腔。
进针时角度不宜太小，部位不能太高，刺入不能太深，否则会损伤内脏。
药液量一般为0.1～0.2ml/10g体重，每只不超过0.5ml（图2）。
③皮下注射法（sc）：可两人合作，一人用左手捏住小鼠头部皮肤、右手拉住鼠尾固定小鼠；另一人左手捏起小鼠背部皮肤，右手持注射器，将针头刺入背部皮下注入药液。
也可单人操作，按前法捉持小鼠，右手持注射器，针头沿右侧肋缘上穿入皮下，向前推至右前肢腋下部位，推入药液即可。
药液量一般为0.05～0.2ml/10g体重，每只不超过0.3ml。
④肌内注射法（im）：两人合作，一人固定小鼠，另一人将注射器针头刺入小鼠后肢外侧肌肉内注入药液。
药液量每腿不超过0.1ml。
药理学实验基本操作方法
药理学实验基本操作方法药理学实验基本操作方法是指在药理学研究中进行药物活性、毒性、代谢及药效评价等方面的实验操作方法。
下面将详细介绍药理学实验的基本操作方法。
1. 药物制备：首先需要准备所需的药物溶液。
根据实验需要，药物可以是天然的、合成的或者已经商业化的。
药物溶液的配制方法包括溶于溶剂中、配制不同浓度的药物溶液等。
药物在实验前需要进行精确称量，确保药物剂量的准确性。
2. 动物实验模型：选择合适的动物模型是进行药理学实验的关键。
常用的动物模型包括小鼠、大鼠、猪、猴等。
通过选用适合的动物模型可以更好地模拟人体的生理和病理状态，从而评价药物的疗效和安全性。
在动物实验前，需要进行动物的饲养和培养。
3. 药物给药方式：药物给药方式的选择取决于药物的性质和实验的目的。
常用的给药方式包括经口给药、静脉注射、皮下注射、直肠给药等。
给药时需要注意用药剂量、次数和给药时间的准确控制。
4. 临床观察和测量指标：在药理学实验中，需要对动物进行临床观察和测量，以评价药物的药效和毒性。
常见的观察指标包括体温、心率、呼吸频率、血压等。
另外，还可以通过采集血液、尿液等样本，进行对药物代谢、药物浓度的测定。
5. 数据处理和统计分析：药理学实验结束后，需要对实验数据进行处理和统计分析。
数据处理通常包括数据整理、计算药物的半数抑制浓度（IC50）、最大效应等指标，绘制药效曲线等。
统计分析可以通过方差分析、t检验、相关性分析等方法进行。
6. 实验设备消毒和废弃物处理：在药理学实验过程中，需要定期对实验设备进行消毒，以防止交叉感染。
实验结束后，需要按照相关规定安全处理药物残余和废弃物，确保实验环境的安全和卫生。
总结起来，药理学实验的基本操作包括药物制备、动物实验模型选择、药物给药方式、临床观察和测量指标、数据处理和统计分析以及实验设备消毒和废弃物处理。
这些基本操作方法是进行药理学实验的基础，通过合理的操作方法可以提高实验的准确性和可靠性，为药物的研发和临床应用提供科学依据。
药理学实验
针对药理学有关知识容与实验课的要求，拟开设以下几个方面的实验：实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练（4学时）实验目的与要求：通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。
要点：一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——；皮下注射——；腹腔注射——；肌肉注射——；尾静脉注射——；⑵家兔灌胃——；耳缘静脉给药——；三、常用动物取血方法⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动，并略加捻转，血即自然顺便玻璃管流出。
⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠，拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧，使眼球突出，用无钩弯镊将眼球摘除，将鼠倒置，血即流出1. 小鼠捉持法以右手捉小鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，向后轻拉小鼠尾部，使小鼠固定于粗糙面上。
用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹住背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过紧，以免窒息（见图1—1）。
另一种捉持方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴，后用手掌及小指和无名指夹住其尾部，再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤（见图1—2）。
前者易学，后者便与快速捉拿给药。
图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法22. 小鼠灌胃以左手捉持小鼠，头部朝上，使其头颈充分拉直。
右手拿起装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面紧沿上腭进入食道（见图1—3）如插入正确，灌胃针头容易进入，如遇阻力，可能插入气管，应退出再插。
灌胃液最多不超过0.1ml。
图1—3小鼠的灌胃法图1—4小鼠的皮下注射法3. 小鼠皮下注射将小鼠至于铁丝网上，左手抓住小鼠，以拇指扣食指捏起背部皮肤，右手持注射器刺入背部皮下注射药液。
（见图1—4）。
药理学实验
药理学基础实验实验一药理学实验的基本知识和技术 6课时一、动物实验的基本知识和技术（一）实验动物的要求和选择药理学实验要求根据不同的实验目的选用相应合格的医学实验动物。
实验动物按微生物控制分为四级：一级为普通动物，要求不带有人兽共患病的病原体以及体外寄生虫；二级为清洁动物，在一级要求基础上还必须不带有动物传染病的病原体；三级为无特定病原体的动物；四级为无菌动物。
药理教学实验可选用一级普通动物，科研实验必须用二级以上的实验动物。
1．青蛙和蟾蜍其心脏能在离体情况下保持较持久地节律性搏动，可用来观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药实验。
2．小鼠最为常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的实验，如半数致死量测定和药物的初筛实验。
3．大鼠用途与小鼠基本相同。
主要用于一些用小鼠不便进行的实验，如血压实验等。
大鼠对炎症反应较为灵敏，其踝关节炎模型常用于观察药物的抗炎作用。
4．豚鼠对组胺特别敏感，是筛选平喘药和抗组胺药最理想的动物。
5．家兔性情温顺，易饲养，亦是药理实验中最常用的动物之一，用于观察药物对心脏、血压、呼吸的影响。
6．狗易于通过驯养与人合作，因而很适合于慢性实验，如用手术造成胃瘘、肠瘘以观察药物对胃肠蠕动及分泌功能的影响；高血压的实验治疗；新药临床前毒性试验等。
（二）实验动物的捉持方法2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼（或其他粗糙面）上，向后轻拉其尾，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
（三）实验动物的给药方法1．灌胃小鼠：左手捉持小鼠，使头部朝上，颈部拉直，腹部朝向操作者，右手持灌胃管，自口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再从舌面紧沿上腭缓慢进入食管2cm～3cm，将药液缓慢注入。
药理学实验
动情况，比较两只小鼠有何不同？
[记录]
组别 正 常 损坏 肾功 鼠号 1 2 3 4 体重(g) 药量（ml) 注射时间 产生作用时间 表 现 备 注
实验结束后可将小鼠处死，比较二组动物肾脏的差别。氯化高汞中毒小鼠的 肾脏常明显肿大。如用小刀纵切，可见到皮质部较为苍白，髓质部有充血现象。 ［讨论题］ 为什么两组小白鼠的表现不同？有何意义？
攻击肝细胞膜上的磷脂分子， 使脂质过氧化
三氯甲基自由基 (· Cl3 ) 与微粒体Pr发生共价结合，损伤细胞 膜的结构功能，使可溶性酶活性↑
四氯化碳
功能氧化酶系统
(活性代谢产物）
直接溶解 肝细胞膜
抑制钙泵，使Ca 2+↑, 使肝细胞内Ca堆积
↓
死亡
戊巴比妥钠属巴比妥类药物，具有镇静催眠抗惊厥的 作用。随用量的增加而出现镇静、催眠、麻醉的作用。主要 在肝脏代谢失活。
2、组距、组数的确定
在预备实验所获得的0%和100%的致死量范围内确定组距、组数。 组距：指相邻两组剂量对数之差。用“ⅰ”表示。 ⅰ＝ＤK-ＤL／G-1 ＤK、ＤL分别为最大剂量、最小剂量的对数值；Ｇ为预计组数。 一般组距在0.08－0.1之间（ⅰ值过小则分组过多，各组间死亡率重叠；ⅰ值过 大则分组过少，使标准误增大）。 ⅰ的大小取决于实验动物对被试因素的敏感性。敏感性大，组距可小，敏感性小 则组距大。
小叶比正常肝脏更清楚。 ［讨论题］
为什么损坏肝组织的小白鼠在注射戊巴比妥钠后作用时间长？有何意义？
实验方法
• 2、肾功能对药物作用的影响 取正常小白鼠和肾功能已被破坏的小白鼠（实验前 24小时腹腔注射０.1%氯化高氯化汞 )各2只，称其体重， 分别腹腔注射3%的硫酸链霉素 0.15ml/10g，观察小鼠的 活动情况，比较两只小鼠有何不同？
药理学实验大纲
《药理学实验》大纲一、制定实验教学大纲的依据依据国家教委制定的《药理学教学基本要求》制定二、药理学实验教学在培养能力中的地位和作用药理学是一门实践性很强的学科，药物知识的获得，是从大量的实验中获取的，培养学生掌握药理实验的一些基本知识和实验技能，对学生掌握药理学的知识是必需的。
本药理学实验大纲依据药理学教学大纲制定，以学生对药理学知识的学习和掌握，开展一些相关的药理实验，加深了学生对理论知识的进一步掌握和巩固，加深了对药理学基本理论和规律的认识，培养学生具有科学思维能力，独立分析解决问题能力，严谨的科学态度和精益求精的科学作风，同时，使学生在理论学习掌握后，能独立解决实验中遇到的一些问题，同时培养学生动手动脑的能力，掌握实验的基本技能，达到触类旁通，解决问题的目的。
三、实验目的与应达到的实验能力标准针对药理学有关知识内容与实验课的要求，拟开设以下几个方面的实验：1.中药专业实验教学大纲（20学时）实验一: （1）药理学实验的基本知识及基本技能训练（2学时）（2）不同给药途径对药物作用的影响（2学时）实验目的与要求：通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练；并通过实验验证不同给药途径对药物作用的不同影响。
实验二:半数致死量测定(LD50) (4学时)实验目的与要求：通过LD50的实验，使学生掌握测定药物急性毒性的意义、原理、方法、步骤等相关知识。
实验三：抗惊厥药物实验（4学时）（1）化学致惊厥法（2）电致惊厥法实验目的与要求：通过化学致惊、电致惊方法验证、分析抗惊厥药物的抗惊厥作用，更好的巩固理论课所学知识。
实验四：镇痛药实验（4学时）自行设计实验目的与要求：通过所学知识，自行设计镇痛药的动物实验，要求正确掌握动物分组、药物浓度配制、给药剂量、操作方法、步骤等环节的设计，并通过自行设计及操作验证相关理论知识。
实验五：抗血栓形成药物实验（综合实验）（4学时）实验目的与要求：掌握体外血栓实验和出血、凝血时间测定的原理、方法。
药理学实验基础知识点总结
药理学实验基础知识点总结药理学实验是药物发现、研究和开发的重要环节，通过实验对药物的药理学特性进行评估，包括药理学作用、药动学、毒性等。
药理学实验要求严谨的实验设计和操作，同时也需要具备丰富的药理学知识和实验技能。
本文将针对药理学实验的基础知识点进行总结，包括实验设计、药理学作用评价、药动学评价、毒性评价等方面的内容。
一、药理学实验的基础知识点1. 实验设计实验设计是药理学实验的重要环节，合理的实验设计可以保证实验结果的可靠性和准确性。
常见的实验设计包括随机对照实验、对照组设计、交叉设计等。
在实验设计中需要考虑到实验对象的选择、样本数量、实验组织、数据分析等方面的内容。
2. 药理学作用评价药理学作用评价是对药物在生物体内产生的药理效应进行评估。
常见的药理学作用评价方法包括体外实验、体内实验、生物化学实验等。
通过这些实验可以评价药物对生物体的生理功能、生化代谢等方面的影响。
3. 药动学评价药动学评价是对药物在生物体内的吸收、分布、代谢和排泄等动力学过程进行评估。
常见的药动学评价方法包括药物浓度-时间曲线、体内动力学参数的测定等。
通过这些实验可以评价药物在生物体内的药代动力学特性。
4. 毒性评价毒性评价是对药物在生物体内产生的毒性反应进行评估。
常见的毒性评价方法包括急性毒性实验、慢性毒性实验、致畸毒性实验等。
通过这些实验可以评价药物对生物体产生的毒性效应和毒性机制。
二、药理学实验的常用技术和方法1. 细胞培养技术细胞培养技术是现代药理学实验中常用的技术之一，通过对细胞系和细胞器官进行培养，可以评价药物对细胞的毒性和药理学作用。
常用的细胞培养技术包括细胞传代培养、凋亡检测、免疫细胞化学染色等。
2. 动物实验技术动物实验技术是药理学实验中常用的技术之一，通过对动物进行给药和实验观察，可以评价药物的药理学作用、药代动力学特性和毒性效应。
常用的动物实验技术包括造模实验、行为学实验、代谢实验等。
3. 分子生物学技术分子生物学技术是药理学实验中常用的技术之一，通过对药物靶标和信号通路进行研究，可以揭示药物的作用机制和药效基础。
药理学实验的基本操作及不同给药途径
药理学实验常用实验动物
药理学教研室 10
实验内容
一、基本操作 小白鼠捉持法 小白鼠的给药方法
小白鼠腹腔注射法 小白鼠腹腔注射法 小白鼠皮下注射法 小白鼠皮下注射法 小白鼠肌肉注射法 小白鼠肌肉注射法 小白鼠灌胃给药法 小白鼠灌胃给药法 小白鼠静脉注射法
Байду номын сангаас
二、不同给药途径对药物作用的影响
WELCOME to our laboratory
蒋为薇 TEL: 752265-804 E-mail:jww613@
药理学教研室 1
实验一 药理学实验的基本操作 不同给药途径对药物作用的影响
药理学教研室 2
教学目标
了解： 了解： 实验动物的分类、选择、麻醉及编号。 实验动物的分类、选择、麻醉及编号。 理解： 理解： 1 药理学实验课的目的、要求。 药理学实验课的目的、要求。 2 临床常用的给药途径。 临床常用的给药途径。 掌握： 掌握： 11 小白鼠的性别鉴定、捉拿及给药方法：腹腔注 、小白鼠的性别鉴定、捉拿及给药方法： 皮下注射、肌肉注射、灌胃给药。 射、皮下注射、肌肉注射、灌胃给药。 2 2、不同途径给予同等剂量药物所引起的药物作用 的差别。 的差别。
药理学教研室 3
重点与难点
教学重点： 教学重点： 1、小白鼠的性别鉴定、捉拿及给药方法。 小白鼠的性别鉴定、捉拿及给药方法。 2、不同给药途径给予同等剂量尼可刹米所引起的 药物作用的差别。 药物作用的差别。 3、通过实验验证实验原理：相同的药物，由于给 通过实验验证实验原理：相同的药物， 药途径的不同，药物的吸收速度也不同， 药途径的不同，药物的吸收速度也不同，发生 的反应时间甚至反应性质也不同 教学难点： 教学难点： 正确掌握小白鼠灌胃给药的方法。 正确掌握小白鼠灌胃给药的方法。
药理学实验的基本操作及不同给药途径_图文
实验中
妥善保管实验器材、正确安装和使用仪器。
离心机、分光光度计等仪器的使用应在老师指导下进行
注意自身安全，防止被小动物咬伤。 按照实验教程上的步骤进行操作，准确计算给药 量。 认真观察实验过程中的现象，随时记录药物反应 的时间，表现等。 节约实验耗材。
8
实验后
整理实验结果，经过分析思考，写出实验报告 。 整理实验器材，洗净擦干，妥善安放。 将存活的动物送回动物房，死动物及其他废物 丢入指定地点。 做好实验室清洁卫生。
3
重点与难点
教学重点： 1、小白鼠的性别鉴定、捉拿及给药方法。 2、不同给药途径给予同等剂量尼可刹米所引起的
药物作用的差别。 3、通过实验验证实验原理：相同的药物，由于给
药途径的不同，药物的吸收速度也不同，发生 的反应时间甚至反应性质也不同 教学难点： 正确掌握小白鼠灌胃给药的方法。
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药理学实验课的目的
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不同给药途径对药物作用的影响
实验原理：
临床上常用的给药途径： 口服给药 舌下含服 直肠给药 注射给药
皮下注射给药 腹腔注射给药 静脉注射给药 肌内注射给药
呼吸道给药 皮肤粘膜给药
18
相同的药物，不同的给药途径，由于药 物的吸收速度不同，因此产生反应的时 间也不同。
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药理学实验常用实验动物
10
实验内容
一、基本操作 小白鼠捉持法 小白鼠的给药方法
小白鼠腹腔注射法 小白鼠皮下注射法 小白鼠肌肉注射法 小白鼠灌胃给药法 小白鼠静脉注射法
二、不同给药途径对药物作的影响
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小白鼠的捉持
重点
小白鼠的捉持.avi
1. 以右手提鼠尾 放于粗糙面上， 将鼠尾轻轻向后 拉。 2. 以左手拇指及 食指捏其双耳及 头部皮肤，无名 指、小指和掌心 夹其背部皮肤和 尾部，便可将小 鼠牢固捉持
实验一 药理学实验的基本技能
实验一药理学实验的基本技能一、实验动物的基本技能和实验技术基础1.实验动物的标记大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。
常用的方法：1号 ---左前腿2号 ---左腰部3号 ---左后腿4号 ---头部5号 ---正中6号 ---尾根部7号 ---右前腿8号 ---右腰部9号 ---右后腿10号 ---不标记2.实验动物的捉持（大、小鼠）(1)小鼠的捉持用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。
（2）大鼠的捉持捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。
用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
图 1 小白鼠捉持法3、实验动物的给药方法（大、小鼠）（1）小鼠的给药方法灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。
如遇阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。
一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
图 2 小白鼠灌胃法实验图 3 小白鼠腹腔注射法皮下注射（H或sc）：常在背部皮下。
轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。
然后注入药液。
一般给药量为0.1～0.20ml/10g （体重）。
图 4 小白鼠皮下注射法腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
肌内注射(im)：多注射于后肢股部肌肉，一般每侧不超过0.1ml。
尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定筒内，使尾部露在外面，用70％～75％的乙醇棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～59ºC温水中，待尾部左右侧静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。
药理学实验优选全文
作风，并训练大家观察、分析和解决问题的 能力
实验前 认真预习
实验时 认真操作 仔细观察并详细记录
实验后 认真书写实验报告,按时上交 整理实验器材(清洗、消毒、摆放整齐并物归 原处)、动物处理 实验室的清洁卫生
实验记录
实验记录是将实验内容如实地记录下来，长期保存 备用。其基本原则是真实、及时、准确、完整，实 验过程中应认真做好实验记录。内容一般应包括：
药理实验的基本操作技术
1. 实验动物的编号 2. 实验动物性别的辨别 3. 实验动物的处死法 4. 实验动物的捉持与常用给药方法 5. 实验动物给药量的计算
1. 动物的编号
可用3~5％苦味酸溶 液（黄色）涂于大鼠、 小鼠和兔皮毛不同部 位以标号
4
1
7
25 8
3 69
2. 动物性别的辨别
小鼠（左为雄性，右为雌性）
1. 时间、温度； 2. 实验标本：动物的种类、体重、标记和标号及如何
分组等。 3. 实验药物：药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量
及给药途径。 4. 实验进程、步骤和方法的详细记录。 5. 观测指标的变化和原始的描记图纸。
二、实验结果的整理和报告撰写
[实验目的] 简要 [实验材料] 包括仪器、药品和动物 [实验方法] 写清楚关键环节或简要步骤 [实验结果] 将实验获得的数据进行整理、归纳、分析
和对比，尽量总结出图表或曲线，进行正确的统计学 处理 [结论] 是从实验结果归纳出来的概括性判断 [讨论]包括对实验结果的分析、实验中出现异常现象 的分析、认识、体会和建议等 及思考题的探讨
三、基本操作技术训练
常用实验动物
实验动物是药理学研究最重要的和不可替代 的实验材料
药理学实验基本知识与技能实验报告
药理学实验基本知识与技能实验报告1.了解药理学实验的基本知识、技能及主要实验方法；2.培养对药物作用的判断能力和评价能力；3.掌握实验中的操作技能和实验数据的处理方法。
实验内容：本次药理学实验主要包含以下内容：1.药物实验的基本知识：药物性质、用药途径、药物剂量和使用方法、药物评价方法等；2.药物作用的评价方法：包括药效学、副作用和毒性、药代动力学等；3.药物实验的操作方法：包括药物制剂的制备和制剂的性质分析、动物实验等操作。
实验步骤：1.药物制剂的制备和性质分析a、选取需要制备的药物制剂并准备所需要的药物原料；b、根据药品说明书，确立合适的配伍方案并计算药物配比；c、将药物原料按照配方比例称量，配合制剂的制备；d、对制剂进行性状分析，例如外观、气味、颜色、味道等。
2.动物实验的操作a、准备实验所需动物（小鼠、大鼠、猪等），按照正常条件下饲养一段时间，保持体内环境平稳；b、按照计划的剂量模式，将药物给予动物口服、注射、吸入等途径，然后观察动物的生理状况变化；c、记录药物作用的时间和程度，并观察药物的治疗效果和不良反应；d、分析动物实验结果，得出药物的作用目标、剂量规律等信息。
实验结果分析：经过对本次实验数据的统计分析，我们得出以下结果和结论：1.药物制剂的制备和性质分析这一步主要在于制备药品初步探讨药品相对的性质，包括物理性质和化学性质等。
药品初制后，需要分析其外观特点、颜色、气味、味道、纯度和含量等参数，以评价药品质量。
2.动物实验的操作本实验选择了小鼠模型，并按照剂量递增的模式给予药物，观察小鼠的生理变化，并记录药物的作用时间和不良反应。
实验结果表明，在本剂量下，药物的作用效果比较显著，但也存在一些不良反应，需要进一步的研究和评估。
结论：通过对本次实验的操作和数据分析，我们得出以下结论：1、药物的制备和性质分析是一项必不可少的工作，对于药品的质量保证有重要作用；2、动物实验是一种可靠的实验方法，但也有一些限制和缺陷，需要加以改进和完善；3、本实验显示出了药物的作用效果比较显著，但也存在一些不良反应，需要进一步的评估和改进。
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实验一药理学实验的基本技能一、实验动物的基本技能和实验技术基础1.实验动物的标记大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。
常用的方法：1号---左前腿2号---左腰部3号---左后腿4号---头部5号---正中6号---尾根部7号---右前腿8号---右腰部9号---右后腿10号---不标记2.实验动物的捉持（大、小鼠）(1)小鼠的捉持用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。
（2）大鼠的捉持捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。
用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
图1 小白鼠捉持法3、实验动物的给药方法（大、小鼠）（1）小鼠的给药方法灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。
如遇阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。
一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
图2 小白鼠灌胃法实验图3 小白鼠腹腔注射法皮下注射（H或sc）：常在背部皮下。
轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。
然后注入药液。
一般给药量为0.1～0.20ml/10g （体重）。
图4 小白鼠皮下注射法腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
肌内注射(im)：多注射于后肢股部肌肉，一般每侧不超过0.1ml。
尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定筒内，使尾部露在外面，用70％～75％的乙醇棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～59ºC温水中，待尾部左右侧静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。
一般给药量为0.1～0.2ml/10g（2）大鼠的给药方法均同小鼠。
一般情况下，灌胃剂量为1～2ml/100g，皮下注射、尾静脉注射<1ml /只，腹腔注射为1.5ml /只，肌内注射为0.1～0.2ml/只。
此外大鼠尚有舌下静脉给药的方法。
图5 家兔耳部血管分布图6 家兔耳静脉注射法4、实验动物给药量的计算（1）药物浓度的表示方法溶液的质量（g）百分浓度（％）=—————————×100%溶液的体积（ml）（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。
为了方便，大鼠和豚鼠可按每100g 计算，小鼠可按每10g计算。
给药剂量=药物浓度×给药体积（3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。
例：小鼠体重22g，腹腔注射盐酸吗啡10mg/kg,药物浓度为0.1%,应注射多少毫升?药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml给药剂量：10mg/kg=10ml/kg小鼠体重：22g=0.022kg10ml/kg×0.022kg=0.22ml或换算成ml/10g来计算较为方便：10ml/kg=0.1ml/10g。
这样再计算其他小鼠的给药量就很方便。
5、实验动物的处死方法（1）颈椎脱臼法此法常用于小鼠。
用左手拇指、食指或镊子用力压住小鼠的后头部，同时用右手抓住鼠尾用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，鼠立即死亡。
（2）空气栓塞法此法常用于家兔的处死。
用注射器将空气快速注入静脉，可使动物立即死亡。
（3）击打法适用于较小的动物，如家兔、大鼠和小鼠等。
提起动物的尾部，用力敲击动物头部，或用要木锤打击头部，致使动物死亡。
（4）断头法此法适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。
用剪刀将动物头部剪断，由于脊髓娄离且大量出血，动物很快死亡。
二、实验记录的内容和实验报告的写作1、实验记录实验记录是将实验内容如实地记录下来，长期保存备用。
其基本原则是真实、及时、准确、完整，实验过程中应认真做好实验记录。
内容一般应包括：（1）时间、天气、温度；（2）实验标本：动物的种类、体重、标记和标号及如何分组等。
（3）实验药物：药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量及给药途径。
（4）实验进程、步骤和方法的详细记录。
（5）观测指标的变化和原始的描记图纸。
2、实验报告的写作实验报告要实事求事地反映实验的基本过程，并要对实际所得结果进行整理、计算、统计学处理，然后进行科学地分析讨论，进一步阐明实验的目的和意义。
一般包括以下内容：[实验目的][实验材料] 包括仪器、药品和动物。
要尽可能详细、具体、明确。
[实验方法] 可简明扼要地叙述，但关键环节或步骤必须写清楚。
[实验结果] 应根据实验获得的数据进行整理，并可对一个教学实验小组或全实验室的数据进行整理、归纳、分析和对比，尽量总结出图表。
尤其有观察时效关系的，描出时效曲线，一目了然。
数据须进行统计学处理，选择的统计学方法要恰如，检验效率要高。
[讨论]和[结论] 讨论与结论是报告的核心，应包括对实验结果的分析、思考题的探讨、实验、实验方法及实验中出现异常现象的分析、认识、体会和建议等。
实验二不同给药途径对药物作用的影响【目的和原理】观察给药途径不同，动物对药物反应有何不同。
【实验动物】小白鼠，体重18-24g，雌雄兼用【实验器材和药品】小鼠笼、天平、注射器（1ml）、大烧杯、小鼠灌胃器、10%硫酸镁、0.5%戊巴比妥钠【实验步骤和观察项目】1．硫酸镁不同给药途径对药物作用的影响取体重相近的小白鼠2只，编号并称重。
1号小白鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.3ml，2号小白鼠经口灌胃10%硫酸镁0.6ml。
观察并比较两鼠有何不同现象发生，为什么？鼠号给药途径剂量（ml/只）呼吸肌张力大便1号2号2．戊巴比妥钠不同给药途径对药物作用的影响取体重相近的小白鼠3只，编号并称重。
观察小鼠正常活动情况及翻正反射，然后用0.5%戊巴比妥钠，分别从不同途径（灌胃、皮下注射、腹腔注射）给药0.1ml/10g，观察小鼠反应，记录小白鼠腹腔注射0.5%戊巴比妥钠的时间、翻正反射消失及恢复时间，计算睡眠潜伏期和睡眠持续时间。
鼠号给药途径剂量（ml/10g）睡眠潜伏期（min）睡眠时间（min）1号2号3号【思考题】同一药物、同等剂量以不同途径给药将会出现哪些不同反应？实验三急性毒性（LD50）的测定【目的】通过实验学习测定药物LD50的方法、步骤及计算过程，观察受试药品一次给予动物后所产生的急性毒性反应和死亡情况。
【原理】药物给药剂量与动物死亡率间呈正态分布，以对数剂量为横坐标、死亡率为纵坐标作图，可得到一对称S型曲线，其两端较平坦，中间较陡，说明两端处剂量稍有变化时死亡率的改变不易表现出来，在50%死亡率处斜率最大，该处剂量稍有变动时，其死亡率变动最明显，即最灵敏，在技术上也最容易测得准确，所以人们常选用LD50值作为反映药物的指标。
若将死亡率换算成机率单位，则对数剂量与机率单位呈直线关系，用数学方法可拟合其回归方程式，可精确地计算LD50及引起任何死亡率的剂量及相关数据。
【器材和药品】注射器（1ml）、天平、小鼠笼、苦味酸；盐酸普鲁卡因。
【动物】18～22g健康小鼠50只(正式试验)，雌雄各半（雌鼠应无孕），实验前禁食12h，不禁水。
【方法】1.预试验目的是寻找引起0%和100%动物死亡的剂量范围，以便正式实验时确定各组剂量。
一般是取小鼠9～12只，分3～4组，选择组距较大的一系列剂量腹腔注射给药，观察出现的症状并记录死亡数，找出引起0%及100%死亡率，至少应找出引起20%～80%死亡率的剂量范围，以保证量-效曲线跨越足够的范围。
普鲁卡因小鼠腹腔注射（ip）引起0%和100%动物死亡的剂量范围的参考值为：最小剂量（Dmin）121.3mg/kg，最大剂量（Dmax）290mg/kg。
2.剂量计算及药液配制(1)剂量计算根据预试结果找出Dmax及Dmin，设正式实验的剂量组数为n，剂量公比为r，则各组剂量为Dmax·rk-1，k为第几组，一般选用4～5组动物，r为0.6～0.85为宜。
例已知普鲁卡因Dmin=121.3mg/kg，Dmax=290mg/kg当n=6时，r=0.84, 各组剂量为：1. 290 mg/kg2. 290 mg/kg×0.84 = 243.6mg/kg3. 290 mg/kg×0.842= 204.6mg/kg4. 290 mg/kg×0.843= 171.9mg/kg5. 290 mg/kg×0.844= 144.4mg/kg6. 290 mg/kg×0.845= 121.3mg/kg（2）药液配制①药源充足时的配药方法最高浓度药液（母液）的配制小鼠腹腔注射体积为0.2ml/10g= 20ml/kg，每组药液量为4ml左右，为留有余地，各组动物所需药液体积定为6ml。
求出所需母液体积（V）及母液所需药量（M）V=各组动物所需药液体积/ (1-r)= 6 / (1-0.84)=37.5mlM = V ´ Dmax/(20ml/kg)=37.5´(290/kg) /(20ml/kg)=543.75mg各剂量组药液按下法稀释：543.75mg+生理盐水至37.5ml，混匀→第一组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀→第二组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀→第三组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀→第四组取6ml↓31.5ml+生量盐水6ml，混匀→第五组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀，为第六组药液②药源紧张时的配药法各组所需母液的体积（ml）为：第一组6 第二组6*r第三组6*r2 第四组6*r3第五组6*r4 第六组6*r5母液总体积(V)=6´(1+ r+ r2+ r3+ r4+ r5)总药量(M)=母液总体积´Dmax/（20ml/kg）计算出V、M后，取药量M，用生理盐水稀释至Vml，用移液管精密吸取各组所需的母液量，加生理盐水稀释至6ml，即为各组试验药液。
3．动物分组：将小鼠雌、雄分开。
分别称重，同一重量段（如18.0—18.9g）小鼠放入一个笼内，标记小鼠。
雌、雄小鼠分别按重量顺序分层随机分为6组，使不同性别和体重的小鼠能均匀分配于各组，每组10只。
4．给药：各组动物分别腹腔注射相应浓度的药液0.2ml/10g，立即详细观察，记录动物反应情况、死亡时间和数目。
在24h内作多次观察，以后每天观察1次以上，连续观察7~14天。