实验动物基本操作
4实验动物学的基本技术操作
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4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学,同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术:实验动物需要适应良好的饲养环境,包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性,合理配给饲料,并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术:实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素,合理管理饲养环境,以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择:根据实验需求和动物特性,选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择:根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择:注射部位的选择需根据实验目的和动物特性,例如,静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等,肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧:进行体内注射前,需要提前准备好所需的注射器和注射液,并将动物固定位置,消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后,要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标:根据研究需求,在进行动物行为观测前,需要明确观测指标,例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备:根据观测目的,选择合适的观测设备,如摄像机、传感器、记录表等,并进行准确校准。
3.观测方法选择:根据动物的行为特征和观测目的,选择合适的观测方法,如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析:观测结束后,需要对所得到的数据进行整理和分析,以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备:进行解剖前,需要准备好所需的解剖工具,如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等,并确保工具的消毒和清洁。
实验动物基本操作
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剂量:小鼠约/10g体重。最大致积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml/100g体重,最大致积为1.0ml/只
注意:在灌胃过程中,防止误插入气管。
动呼吸开始时止。 3.第三期:外科麻醉期, 4.第四期:延髓麻醉期,进入此期,麻醉已严重过量。
麻醉措施与麻醉药
麻醉措施:全身麻醉和局部麻醉,经过吸入、 注射(静脉、皮下、肌肉、腹腔)、口服、灌 胃等措施使动物麻醉。
常用麻醉药物:乙醚(吸入),戊巴比妥钠、 硫贲妥钠、氯胺酮(静脉),普鲁卡因、利多 卡因(局麻),
1、用右手抓住兔颈部旳被毛和皮肤,轻轻 把兔提起。
2、用左手托住兔旳臀部。
(二) 措施2:
器材:兔保定架1个。 环节: 1、打开保定架旳上盖,抓取并将兔放进架 内,迅速关上保定架旳上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架旳卡 栓,将兔旳脖子保定。 3、假如兔挣扎,可用手 在它旳背上轻轻抚摩, 使其平静。
三、豚鼠旳抓取保定
器材:大鼠喂养盒+带面罩 l套。 措施环节:
1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。
2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤, 拇指和食指环箍其颈部。
3、用右手轻轻托住其臀部, 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时,一般不要抓腰腹部位, 不然易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔旳抓取保定:
(一) 措施1: 环节:
二、大鼠旳抓取保定:
大鼠旳抓取保定: 器材:大鼠喂养盒 + 面罩 1套。 措施环节:
4-5周内旳大鼠,措施同小鼠。周龄较大旳,则: 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起,放在大鼠喂养盒旳面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部,稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部旳头颈皮肤,其他三指和手掌 握住大鼠背部皮肤,完毕抓取保定。
动物的基本操作方法
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(二)豚鼠采血法
1、耳缘剪口采血 2、心脏采血 3、肌动脉采血 4、背中足静脉取血 (三)兔采血法 1、耳静脉采血 2、耳中央动脉采血 3、心脏取血 4、后肢胫部皮下静脉取血 5、股静脉、颈静脉取血
(四)狗、猫采血法 1、后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血 2、股动脉采血 3、心脏采血 4、耳缘静脉采血 5、颈静脉
(一)皮下注射 (二)皮内注射 (三)肌肉注射 (四)腹腔注射 (五)静脉注射 (六)淋巴囊注射 (七)经口给药 (八)其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的麻醉
(一)常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂;2、非挥发性麻醉剂; 3、中药麻醉剂。
➢ 这种标记方法在实验室最常使用,也很方便。 ➢ 编号的原则:先左后右,从上到下。
(二)烙印法
➢ 用刺数钳在动物耳上刺上号码,然后用棉签蘸着溶在酒 精中的黑墨在刺号上加以涂抹,烙印前最好对烙印部位 预先用酒精消毒。
(三)号牌法
➢ 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上,大动物可系于 颈上。
➢ 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记,只记录它 们的外表和毛色即可。
(二)动物的麻醉方法 1、全身麻醉 (1)吸入法;(2)腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 (1)静脉注射必须缓慢 (2)麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
(一)小鼠、大鼠采血法 1、割(剪)尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动(静)脉采血
动物实验的基本操作方法
一、动物实验的常用方法
1、复制动物模型法;
2、切开、分离法;
动物实验基本操作
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动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
(一)小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起,放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时,用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤,无名指和小指夹住小鼠尾巴根部,将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因:捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员,将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应(向前挣扎),便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作,并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定,可将小鼠放在特制的小鼠固定器内,将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上,用大头针固定其四肢(这种方法常用于解剖实验)。
- 原因:使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定,减少因挣扎而影响实验操作的准确性,同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验,在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构,便于进行精细的解剖操作。
(二)大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部,将大鼠提起,放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套(大鼠体型较大且可能会激烈挣扎,容易咬伤操作人员),从大鼠背部绕到其胸前,拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤,其余手指握住大鼠身体,将其提起固定。
- 原因:与小鼠抓取类似,先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠,放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强,为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠,也可将其麻醉后固定在手术台上,用绑带固定其四肢。
- 原因:固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定,使实验操作能够顺利进行,尤其是在进行需要精细操作的手术时,稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
(一)口服给药。
1. 灌胃法(以小鼠为例)- 准备好灌胃针(一般为特制的金属针具)和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法
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动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法,用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时,必须严格遵守相应的伦理和法律规定,并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材:选择合适的动物品种和个体,以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征,选择合适的动物模型,如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养:为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件,确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施,确保良好的饲养条件。
3.动物标记:在实验开始前,通常需要为动物进行标记,以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式,以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复:在一些实验操作中,需要给动物进行麻醉,以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量,并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后,需要给动物提供适当的护理和监测,以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样:在一些实验中,需要从动物身体中取样,如血液、组织、尿液等,以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时,需要注意采用无菌操作技术,并控制好取样的时间和方法,以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组:为了保证实验的可靠性和可重复性,通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时,需要收集和记录相关的数据和信息,以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组:在进行动物实验时,应采用合适的实验设计和统计分析方法,以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配,以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释:在完成实验后,需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验基本操作技术
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手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分, 头、大、小之分,根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪, 和剪断组织者称组织剪, 一般为弯形,尖端较钝圆; 一般为弯形,尖端较钝圆; 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪, 或敷料等用品者称剪线剪, 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是:3cm • 小鼠灌胃量: • 0.1~0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是: 5cm • 大鼠灌胃量: 1~2ml/100g体重
兔灌胃法 器械: • 灌胃管(特制胃管或导尿管) • 开口器(木质纺锤状)
兔灌胃法
操作方法: 1.固定:动物取直立或平卧体位,固定动物头 部。 直立位需2人合作,一人取坐位,将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间,左手紧握双耳固 定头部,右手抓住前肢,将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中,让 动物咬住开口器,即可开始插入灌胃管。
安装: 先用持针器( 安装 : 先用持针器 ( 或直型 止血钳) 夹住刀片, 止血钳 ) 夹住刀片 , 左手握 住刀柄, 住刀柄 , 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙, 准刀柄上的槽隙 , 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式:右手中指、 持弓式:右手中指、无名指
执笔式: 执笔式 : 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织,眼科剪也有直头与弯头之 分,正确的执剪姿势与手术剪相 同,即用拇指与无名指持剪,食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成,可分为大、 由刀片和刀柄组成 , 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤; 切开皮肤; 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织; 切割脏器组织; 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
动物实验基本操作技术
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d.颈静脉
狗、猫、兔
e.心脏
豚鼠、大鼠、小鼠
f.断头
大鼠、小鼠
g.翼下静脉
鸡、鸭、鸽、鹅
h.颈动脉
鸡、鸭、鸽、鹅
第44页/共85页
部 位
动物种类
a.股动脉、颈动脉
狗、猴、猫、兔
b.心脏
狗、猴、猫、兔
c.颈静脉
马、牛、山羊、绵羊
d.摘眼球
大鼠、小鼠
第45页/共85页
第34页/共85页
第六节 常规采血方法
第35页/共85页
第36页/共85页
第37页/共85页
第38页/共85页
第39页方法的选择,决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法等,可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时,若需反复多次,应自远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱,需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度,必须采取动脉血液。
a.尾静脉
大鼠、小鼠
b.耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
c.眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d.舌下静脉
兔
e.腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f.冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
第43页/共85页
部 位
动物种类
a.后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
b.前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
c.耳中央动脉
体重/g
150~210 170~240 210~270 240~320
第18页/共85页
动物实验技术动物实验的基本操作
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动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段,用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是,动物实验是具有伦理争议的,因为涉及到动物权益和福利。
因此,在进行动物实验时,需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作:1.实验动物的选择:在选择实验动物时,需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理:实验动物需要提供适宜的饲养环境,包括合适的温度、湿度和气流等,并提供适宜的饮食和水源。
此外,实验动物还需要定期检查其健康状态,并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备:在进行动物实验前,需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外,还需要制定详细的实验方案,确定实验的具体步骤和时间,以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛:在进行动物实验时,有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛,以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作:根据实验目的和方法,进行相应的操作,如采集血液、组织和器官,注射药物,进行手术,观察行为等。
在进行试验操作时,需要注意操作的准确性和规范性,以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析:在进行动物实验时,需要对所得到的结果进行准确的记录,并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解,并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理:在实验完成后,需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物,可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物,可以选择安乐死或处理。
总而言之,动物实验是一项复杂的科研工作,需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时,需要始终将动物福利放在首位,并遵循严格的伦理和法规要求,以确保实验的科学性和可靠性。
实验三实验动物基本操作技术
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实验三实验动物基本操作技术实验动物基本操作技术是指针对实验动物进行各项操作的技术,包括动物的饲养、标记、采血、给药等各种操作。
掌握这些基本操作技术对于进行科学实验具有重要的意义,可以提高研究者的实验效率和准确性,同时也对动物的福利和健康起到保护作用。
首先是实验动物的饲养技术。
为了确保实验的可靠性和准确性,需要提供良好的饲养环境。
饲养环境应包括适当的温度、湿度、光照条件以及合理的动物密度等。
同时,对饲料和饮水的供给也需要精细控制,以确保实验动物的健康状态。
其次是实验动物的标记技术。
在一些研究中,需要对实验动物进行标记,以便对不同个体进行追踪和区分。
常见的标记方法有耳标、尾标、颈圈等。
标记时需要注意对动物的身体造成的影响要尽量减小,并确保标记牢固不易脱落。
第三是实验动物的采血技术。
从实验动物体内获取血液样本是许多实验研究的重要环节。
常见的采血方法有尾静脉采血、静脉窦采血等。
在采血前需要对动物进行适当的镇静和固定,以减少动物的痛苦和不适。
最后是实验动物的给药技术。
在一些研究中,需要给实验动物注射药物或其他物质。
给药的方法有多种多样,如皮下注射、静脉注射、腹腔注射等。
在给药之前需要准确计量药物剂量,并根据动物的体重和个体差异进行相应的调整。
除了上述基本操作技术外,还需要掌握一些相关的安全操作技巧。
在进行实验动物操作时,需要佩戴适当的个人防护装备,如手套、口罩等,以防止对自身造成伤害或感染风险。
同时,也需要遵守相关的实验动物伦理规范和法律法规,确保实验动物的福利和权益。
总之,掌握实验动物基本操作技术是进行科学实验的基础,能够提高实验研究的效果和准确性。
在实验动物操作过程中,需要注重动物福利和健康,遵循伦理规范和法律法规,以保护动物的权益和福利。
只有持续学习和不断实践,才能熟练掌握这些技术,使其发挥最佳效果。
实验动物基本操作
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实验动物基本操作实验动物的基本操作是指研究人员在实验过程中对实验动物进行的一系列的处理和操作,包括动物的饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作旨在确保实验动物的福利和健康,并获得可靠的实验结果。
下面将详细介绍实验动物的基本操作。
一、饲养管理实验动物在实验室内饲养,需要提供一个适宜的环境,包括合适的温度、湿度以及光照等。
同时,饲养箱需要保持干净,并定期清洁和消毒,以防止疾病传播。
此外,实验动物的饲养还需要提供合适的饲料和饮水,以确保其获得足够的营养和水分。
二、实验操作实验操作是指在实验过程中对实验动物进行的各种处理和操作。
例如,研究人员可以进行注射、给药、采集样本以及进行手术等操作。
在进行这些操作之前,研究人员需要进行充分的准备工作,包括准备好所需的设备和试剂、制定操作计划、选择合适的实验动物等。
在操作过程中,需要注意操作的准确性和规范性,以确保实验的可靠性和结果的准确性。
三、观察记录观察记录是指在实验过程中对实验动物的行为、生理指标以及实验结果进行详细的观察和记录。
观察内容可以包括实验动物的活动行为、食欲、体重变化、皮肤状况、尿液和粪便等生理指标,以及实验结果的出现和变化等。
观察记录对于监测实验动物的福利和健康状况,以及评估实验结果的可靠性和有效性非常重要。
四、实验结束后的处理实验结束后,研究人员需要对实验动物进行相应的处理。
首先,需要对动物的健康状况进行评估,以确定动物是否需要进行进一步的治疗或处置。
对于实验结束后还存活的动物,可以选择继续饲养或进行其他研究。
对于实验结束后不再需要的动物,可以选择安乐死或进行人道性处置,以确保动物的福利。
总之,实验动物的基本操作是实验过程中的重要环节,包括饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作的规范和准确性对于保障实验动物的福利和健康,以及获得可靠的实验结果非常重要。
研究人员应该在进行任何实验操作之前,进行充分的准备工作,并遵循相关的伦理原则和操作流程,以确保实验的安全性和可信度。
动物实验的基本技术操作方法
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动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段,也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时,研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作:动物麻醉是进行动物实验的前提条件,可以减少动物的痛苦和压力,保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术:在进行一些复杂的实验时,需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范,以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录:在动物实验中,研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法,如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时,需要准确记录实验过程中的数据,包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术:动物实验中常用的一项技术是体内注射,包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术:在一些实验中需要进行动物的血液采集,以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法,以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术:在一些器官相关的实验中,需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程,以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术:在进行动物实验前,需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求,以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
实验动物基本操作
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2、固定板固定:方法与小鼠固定板固定相同, 只是需选择更大一些的固定板。
3、固定器(盒)固定:方法与小鼠固定器(盒) 固定相同,只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
• 动物实验时,当使用的动物数或实验分组数大于1 时,需要对动物个体间或组间区别开来,就需进 行编号与标记。因此编号与标记的目的就是动物 个体与组别的识别。
• 标记的方法很多,良好的标记方法应满足:号码 清楚、持久、简便易认和适用,不影响实验结果 ,对动物的刺激小,标记物对动物无毒性。编号 方法无定法,原则是使实验者能够识别动物个体 和组别。
兔子固定板固定
五、实验犬
(一)抓取 对未经驯服和调教的外购犬抓取时,可用特制的 长柄铁钳夹住犬的颈部,由另一人用布带或粗绳 缚其嘴,并将布带、绳固定在狗耳后颈部,防止 脱落 。
(二)固定
实验台固定:用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后,麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上, 再用粗棉带(绳)固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验,俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
(二)固定
1、徒手固定:用一只手抓住兔的颈背部皮肤,另 一只手抓住兔的两后肢,固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳, 大腿挟住兔的后半身,用另一只手抓住两前肢将 兔固定。此固定方法适用于腹腔、肌肉注射,及 经口给药。
2、固定盒固定 :此固定方法适用于头、耳部位实 验。
3、固定板(台)固定:此固定方法可使兔俯卧、 仰卧或侧卧固定,适宜于兔头、颈、躯干手术 及其它实验操作。
动物基本操作实验报告
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一、实验目的1. 熟悉和掌握常用动物实验操作技术。
2. 了解动物实验过程中应注意的问题,确保实验安全。
3. 提高动物实验操作技能,为后续实验研究打下基础。
二、实验时间2023年X月X日三、实验地点实验室四、实验材料1. 实验动物:成年小白鼠2. 实验仪器:手术显微镜、解剖刀、镊子、剪刀、缝合针、生理盐水、碘伏等3. 实验药品:抗生素、止痛药等五、实验方法1. 实验动物的选择与处理选择健康的成年小白鼠作为实验动物,观察其外观、活动状态等,确保动物处于良好状态。
实验前对动物进行编号,并给予适量食物和水。
2. 实验动物麻醉采用戊巴比妥钠进行腹腔注射,剂量为50mg/kg体重。
观察动物反应,待动物麻醉后进行手术操作。
3. 实验动物解剖(1)解剖部位:选择腹部作为解剖部位。
(2)解剖方法:用手术刀在腹部正中线切开皮肤,暴露腹壁肌肉。
用镊子将肌肉向两侧牵拉,暴露腹膜。
(3)解剖内容:观察腹膜下器官,如肝脏、胃、肠等。
4. 实验动物手术操作(1)手术部位:选择肝脏作为手术部位。
(2)手术方法:在肝脏表面用手术刀切开一小口,暴露肝脏表面。
用镊子将肝脏表面血管钳夹,切断血管,防止出血。
(3)缝合:用缝合针将肝脏切口缝合,注意缝合技巧,确保缝合紧密。
5. 实验动物恢复手术完成后,将动物放回笼中,给予适量食物和水。
观察动物恢复情况,如活动状态、食欲等。
六、实验结果1. 实验动物麻醉成功,无麻醉意外发生。
2. 实验动物解剖过程顺利,无损伤动物内脏。
3. 实验动物手术操作过程顺利,无手术并发症发生。
4. 实验动物术后恢复良好,无感染、粘连等并发症。
七、实验讨论1. 本实验中,动物实验操作过程较为顺利,说明实验动物选择合理,实验方法可行。
2. 在实验过程中,严格遵守动物实验操作规范,确保实验安全。
3. 本实验为动物基本操作实验,为进一步开展动物实验研究奠定了基础。
八、实验总结1. 本实验熟练掌握了动物实验操作技术,为后续实验研究提供了技能支持。
动物实验基本操作方法课件
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动物实验基本操作方法课件
(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右),一般常选用两侧的静脉。注射前, 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替),拔去尾部静脉走向的毛,置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75%酒精棉球反复擦拭,以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢,仔细观察,如无阻力,表示针头已 进入静脉,同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管,应拔出针头重新穿刺。注射完,取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射,应尽量从尾的末端开始, 另外,左右两根血管可交换选择使用。
4.局部浸润麻醉:沿手术切口逐层注射局部麻醉药,阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5.椎管内麻醉:在椎管内注射麻醉药,阻滞脊神经的传导, 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等),常用药为普鲁卡因、可卡因等。
动物实验基本操作方法课件
三、动物麻醉的注意事项
1.有些麻醉药物,如乙醚,是挥发性很强的液体,易燃易 爆,使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中,储存阴 凉处,不宜放在冰箱中,以免遇电火花而引起爆炸。
动物实验基本操作方法课件
动物实验基本操作方法课件
五、犬、猫等的抓取与固定
动物实验基本操作方法课件
六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中,必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求,现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法:染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料, 在实验动物体表不同部位涂上斑点,以示不同编号。 编号的一般原则是:“先左后右,先上后下。”
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(二)固定
实验台固定:用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后,麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上, 再用粗棉带(绳)固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验,俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
注意: 狗性情凶恶、咬人,特别是对陌生人有攻击性。 对刚购入的狗要特别小心,避免被其咬伤。 在缚嘴时,动作要迅速,捆绑松紧要适中。
日龄/d
初生
5
10
15
20
25
30
体重/g
1.8
4.0
6.0
11.0
15.0
21.0
24.0
⑵ 大鼠日龄与体重的对应
日龄/d
体重/g
初生
10
20
30
40
6~7 17~25 35~50 55~90 100~150
日龄/d 体重/g
50
60
70
80
150~210 170~240 210~270 240~320
打耳孔法:小型动物
4.7 剪趾法:小型动物
第四节 分组
随机化分组
• 避免人为影响
• 例:将14只小鼠随机分成两组。 • ①先将小鼠编为1~14号, • ②在随机数字表上任点一数,按任意方向连续抄 14个随机数字。 编排如下:
• • •
动物编号 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 随机数字 16 22 77 94 39 49 54 43 54 82 17 37 93 23 归 组 B B A B A A B A B B A A A A
实验动物编号标记标准操作规程
1.目的:为了规范实验动物编号标记方法,对分组后的实验动物进行标记编号,制 定本程序。 2.范围:适用于实验动物编号标记的活动。 3.职责:所有实验人员应遵守本规程,动物实验室负责人负责监督和管理。 4.工作程序: 4.1良好的标记方法应满足标号清晰、耐久,简便、适用、无明显损伤、无毒和易辨 认等要求。常用的标记方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法、挂号牌法、挂环法 等。 4.2染色法:染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染,或 用不同颜色等代表一定的编号,来区别各组动物,是实验室最常用、最容易掌握 的方法。 4.2.1常用染色剂:黄色:3%~5%苦味酸溶液 红色:0.5%中性红或碱性品红溶液 咖啡色:2%硝酸银溶液(涂后需光照10分钟) 黑色:煤焦油的酒精溶液 紫色:龙胆紫溶液
六、实验猴
不管采用哪种抓取与固定方法,都应遵守的基本 原则是: 1.保证实验人员的安全。 2.防止动物意外损伤,禁止采取粗暴的动作。 因此在抓取与固定动物时,应了解动物的生活 习性,生理解剖结构,体重、体型,实验内容确定 动物的抓取与固定方法。
31
第二节 年龄的大致判断
(一)大、小鼠
1、根据形态鉴定日龄(大、小鼠情况基本一样)
• ③奇数代表A织,偶数代表B组 • ④A组: 3 5 6 8 11 12 13 14 • B组: 1 2 4 7 9 10 • ⑤调整分组:接刚才随机数字23继续抄表得随机数 字78,用78除以8(因为需要把A组的8个数字调整 掉一个),得余数6,所以把A组的第6个动物,即 12号动物调整到B组
• ⑥ 最终分组
第三节 性别鉴定
小鼠性别鉴定
小鼠性别鉴定
小鼠性别鉴定
兔的性别鉴定
初生兔仔如阴部孔洞扁圆而略大于肛门, 且与肛门相向、距离较近的是母兔;孔洞呈 圆形而略小于肛门,孔洞向前而距肛门较远 的是公兔。
三月龄以上的兔子,只要看有无阴囊即可 区别公母。
兔子的性别鉴定(雌)
兔子的性别鉴定(雄)
第三节 动物编号
2、周龄较大的大鼠可张开左手虎口,迅速将拇、食 指插入大鼠的腋下,虎口向前,其余三指及掌心握住 大鼠身体中段,并将其保持仰卧位,然后调整左手拇 指的位置,紧抵在下颌骨上即可进行实验操作 。
注意: 操作者第一次抓取大鼠时,最好戴防护手 套;不能捉提尾尖,也不能长时间将大鼠悬在 空中。
12
(二)固定
4.3 烙印法:用刺数钳在动物耳上刺上号码,然后用棉签蘸着溶在酒精中的 墨黑在刺号上加以涂抹,烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。 4.4 号牌法:用金属制号牌固定于实验动物的耳上或系颈上。耳标签、项圈、 腿圈,中、大型动物。
4.5鼠尾标记编号 用苦味酸溶液涂擦在鼠尾部(图)。
4.6 孔法或剪口法: 耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号,根据打在动物耳朵上的 部位和孔的多少,来区分实验动物的方法。用打孔机在耳朵打孔后,必须用消毒 过的滑石粉抹在打孔局部,以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。耳孔法可标记三位 数之内的号码。另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳边上剪缺口的方法,作为 区分实验动物的标记。
4.2.2 编号的原则:如动物数在10只以下, 在左前腿上为 1,左腰部为2, 左后腿为3,头部为4,背部为5, 尾基部为6,右前腿为7,右腰部为8, 右后腿为9。如果动物编号超过10, 需要编10~100号码时, 可采用在上述动物的不同部位, 再涂染另一种涂染剂 (如0.5%中性红或品红溶液)斑点, 即表示相应的十位数, 即左前腿上为10,左腰部为20。 如在左前腿上标记红色和黄色斑点, 表示为11,如果红色标记在左前腿上, 而黄色标记在左腰部,是12, 以此类推。如图。 本设施大小鼠采用染色法编号标记。
防止被抓伤。另外抓取时不能只提兔耳或四肢,
也不能用单手只抓颈背部皮肤。
(二)固定
1、徒手固定:用一只手抓住兔的颈背部皮肤,另 一只手抓住兔的两后肢,固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳, 大腿挟住兔的后半身,用另一只手抓住两前肢将 兔固定。此固定方法适用于腹腔、肌肉注射,及 经口给药。
• 动物实验时,当使用的动物数或实验分组数大于1 时,需要对动物个体间或组间区别开来,就需进 行编号与标记。因此编号与标记的目的就是动物 个体与组别的识别。 • 标记的方法很多,良好的标记方法应满足:号码 清楚、持久、简便易认和适用,不影响实验结果 ,对动物的刺激小,标记物对动物无毒性。编号 方法无定法,原则是使实验者能够识别动物个体 和组别。
• A组: 3 5 6 8 11 13 14 • B组: 1 2 4 7 9 10 12
例:12只大鼠随机分为3组 ① 大鼠编号1~12 ② 在随机数字表上任点一数,按任意方向连续抄12个随 机数字 ③ 每个数分别用3除,记录余数 ④ 根据余数分组
大鼠编号:1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12 随机数字:08,27,01,50,15,29,39,39,43,79, 69,10 余数: 2, 0, 1, 2, 0, 2, 0, 0, 1, 1, 0, 1 组别: B, C, A, B, C, B, C, C, A, A,C, A
1、徒手固定:对体重较小的大鼠可用拇指、食指捏 住大鼠耳部及颈部皮肤,余下三指紧捏住背部皮肤, 置于掌心,调整好大鼠在手中的姿势即可进行实验 操作。如:灌胃、腹腔注射、肌肉注射、皮下注射 等实验 。
2、固定板固定:方法与小鼠固定板固定相同,
只是需选择更大一些的固定板。 3、固定器(盒)固定:方法与小鼠固定器(盒) 固定相同,只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
(2)准备一个15-20cm,边缘钉有5个钉子 的 方木板。 (3)将四肢用细绳固定在木版两侧的钉子 上, 在上颚切齿处用细绳 固定在木版前方的钉子上。
固定板固定适用于大多数动物手术。
小鼠固定器适用于尾静脉注射。
二、大鼠和地鼠
(一)抓取 1、 周龄较小的大鼠和地鼠,可以像小鼠一样 抓住尾部提起。
⑤ A:3,9,10,12 B;1,4,6 C:2,5,7,8,11 ⑥调整分组:接刚才随机数字10继续抄表得随机数字 61,用61除以5(因为需要把C组的5个数字调整掉 一个),得余数1,所以把C组的第1个动物,即2号 动物调整到B组。 ⑦最终分组 A:3,9,10,12 B;1, 2 ,4,6 C:5,7,8,11
(一)、抓取 用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央提起。
(二)、固定
1、徒手固定
(1)将小鼠提起放在饲养盒盖子上,轻轻向后拉住。 (2)用左手拇指和食指抓住颈、背部中央皮肤。
(3)翻转抓住颈背部的左手,右手拉住鼠尾再用 左手的小指压住尾根部,使整个小鼠呈一条直线。
2、固定板(器)固定
(1)将小鼠麻醉后,用细绳捆住小鼠四肢。
日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g 初生 7 20 30 60
60~80 100~120 150~200 170~220 240~300 90 120 180 520~600
330~400 400~470
(三)家兔
家兔的门齿和爪随年龄增长而增长,是年龄鉴 别的重要标志。 青年兔门齿洁白,短小,排列整齐;老年兔门 齿暗黄,厚而长,排列不整齐,有时破损。白色家 兔趾小基本呈红色,尖端呈白色。1岁家兔红色与白 色长度相等; 1 岁以下,红多于白; 1 岁以上,白多 于红。 还可根据趾爪的长度与弯曲度来区别。青年兔 趾爪较短,直平,隐在脚毛中,随年龄的增长,趾 爪露出于脚毛之外,而且爪尖钩曲。另外,家兔皮 薄而紧,眼神明亮,行动活泼的为青年兔;皮厚而 松,眼神颓废,行动迟缓的为老年兔。
(四)犬
犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程 度、外形颜色等情况综合判定。 仔犬在出生后十几天即开始生出乳齿,2个 月以后开始由门齿→犬齿→臼齿顺序逐渐更换为 恒齿,8~l0个月齿换齐。但犬齿需要1岁半以后 才能长坚实。饲养场饲养的品种犬,可以根据记 录,明确了解年龄,而收购的杂种犬就无法知道 确切年龄。实际中,可根据犬齿更换和磨损情况, 估计犬的年龄。
年龄 2个月以下 2~4个月 4~6个月 6~10个月 1岁 2岁 3岁 4 ~5 岁 6 ~8 岁 9~10岁 10岁以上