实验动物学:常用动物实验技术简介

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动物实验的基本知识和操作技术

动物实验的基本知识和操作技术

动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。

常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。

由于不同的动物具有不同的特点,故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤,并符合节约的原则。

(⼀)、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物;2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的;3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异,选⽤具有明显反应的动物;4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度,选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物;5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物;6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物;7、在不影响实验⽬的与结果的前提下,选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物;8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。

(⼆)、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动,常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤;坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤;蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。

2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。

易于⼤量繁殖,且价廉,适⽤需要⼤量动物的实验,如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。

3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。

⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏,如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。

此外,也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管,或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。

⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近,且稳定,现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。

4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。

对组织胺很敏感,容易致敏,常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。

对结核菌亦敏感,故也⽤于抗结核药的研究。

此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验,其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验,研究抗⼼律失常药物的机理。

常用动物实验操作指南

常用动物实验操作指南

常用动物实验操作指南一、实验动物的抓取与固定。

(一)小鼠。

1. 抓取。

- 用右手拇指和食指抓住小鼠尾巴中部,将小鼠提起,放在鼠笼盖上或其他粗糙表面。

- 当小鼠试图抓住粗糙表面时,迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及颈部皮肤,无名指、小指和手掌心夹住小鼠背部皮肤及尾部,将小鼠固定成头部向上的直立位。

- 原因:抓住尾巴提起小鼠是为了能够将其从饲养环境中移出,而后续的固定方式可以限制小鼠的活动,避免被咬伤,同时方便进行各种操作,如注射等。

这种固定方式能够稳定地控制小鼠的身体,保证操作的准确性。

2. 固定。

- 如需进行尾静脉注射等操作,可将小鼠放入专门的小鼠固定器中,固定器可调节大小以适应不同体型的小鼠,固定器上有开口以便露出尾巴等部位进行操作。

- 对于一些简单操作如灌胃,也可以由一人用上述抓取方法固定小鼠,另一人进行操作。

(二)大鼠。

1. 抓取。

- 先用右手抓住大鼠尾巴中部,将大鼠提起,放在较粗糙的平面上。

- 然后用左手戴防护手套(大鼠体型较大且可能会用力挣扎和咬伤实验者),从大鼠背部抓住其肩部和颈部皮肤,将大鼠固定。

- 原因:大鼠力量较大,戴手套是为了保护实验者。

先抓尾巴提起是为了便于后续的抓取固定操作,从背部抓住肩部和颈部皮肤可以有效限制大鼠的活动,使其头部和身体得到控制,便于进行实验操作。

2. 固定。

- 对于需要长时间操作的情况,可将大鼠放入大鼠固定架中,固定架可以固定大鼠的四肢,使大鼠呈仰卧或俯卧位,根据实验需求调整。

- 在进行一些短期操作如皮下注射时,可由实验者用上述抓取方法固定大鼠,助手协助进行操作。

二、实验动物的给药操作。

(一)口服给药。

1. 小鼠灌胃。

- 准备合适的灌胃针(一般为1 - 2ml注射器连接特制的灌胃针头)。

- 将小鼠固定如前所述,使小鼠头部向上。

- 灌胃针从小鼠嘴角插入口腔,沿上腭后壁轻轻推进食管,插入深度约为3 - 4cm(根据小鼠大小调整)。

- 缓慢推动注射器活塞,将药物注入食管,然后缓慢拔出灌胃针。

动物实验的常用技术1

动物实验的常用技术1
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3.耳孔法 专用打孔机,兔耳打一小孔. 用滑石 粉抹在打孔局部防止孔口愈合。
(三)犬 将号码打在金属牌上,固定在犬颈的链条上。也 可在犬右前背部的皮毛上剪出号码。此法编号清 楚、可靠,便于观察。
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第三节
实验动物被毛的去除方法
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有些操作需要去除动物局部的被毛.去除的方法 有机械法、化学法和拔毛法。机械法又分剪毛法 和剃毛法, 前者需用弯头手术剪,后者需剃毛刀或 电动剃刀。化学法需预先准备好脱毛剂。
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第二节
实验动物随机分组、编号及标记
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在实验中为了观察各个动物的情况,实验前必 须对实验动物进行随机分组并编号、标记,使实验 者能识别每一只动物。
一、随机分组方法 实验设计的基本原则:随机、对照、重复等, 主要是统计学设计问题,将在开设的“实验药 理学”课程中讲述, 这里只简要介绍随机分组 和对照的基本概念。
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1.盐酸普鲁卡因 盐酸普鲁卡因(procaine),安 全,显效快,但失效也快。注射后1~3min 内产生 麻醉,可维持30~45 min。其副作用是在大量药 物被吸收后, 表现出中枢神经系统先兴奋后抑制。 此种副作用可用巴比妥类药物预防。
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2. 丁卡因 丁卡因(dicain)局部麻醉效力比普 鲁卡因强10倍, 吸收的毒性作用也相应增强, 能穿 透粘膜, 作用迅速, 1~3 min发生作用, 持续60~90 min。
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麻醉
局部麻醉 全身麻醉
气体吸入 注射麻醉
麻醉方式、麻醉剂及麻醉剂量的选用,依 实验目的、动物种类、年龄和动物健康状 况不同而异(表3-1)。
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一、全身麻醉
(一)气体吸入法 多选用乙醚,其优点是安全范围大,肌肉能 完全松驰,对肝和肾毒性小,麻醉的诱导期和苏 醒期较长,但副作用是对呼吸道黏膜刺激性强, 胃肠道反应发生率较高。

常用动物实验报告

常用动物实验报告

一、实验目的本实验旨在通过实际操作,掌握常用动物实验的基本步骤和技术,包括动物抓取、固定、编号、给药、取血、麻醉、绝育和解剖等。

通过这些操作,深入了解实验动物在科学研究中的应用,提高实验操作技能,为后续的科研工作打下坚实的基础。

二、实验材料与器材动物:小鼠器材:1. 鼠笼2. 天平3. 注射器4. 灌胃针5. 止血钳6. 手术剪7. 平皿8. 托盘9. 烧杯若干10. 固定器11. 耳钉钳12. 麻醉剂13. 绝育工具三、实验方法1. 抓取与固定(1)抓取:右手抓住小鼠尾巴,左手从小鼠身体后部向前抓,抓住小鼠颈部。

固定住小鼠后,将小鼠皮肤往上抓,尽量将小鼠背部皮肤抓住。

左手将小鼠腹部朝向自己,把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住,这时小鼠腹部皮肤紧绷,不能动弹。

(2)固定:使用固定器进行固定。

将固定器拧开后,抓住小鼠尾巴,使其钻入固定器中,再将拧下的固定器部分装好,使小鼠尾部露出,再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。

2. 编号编号方式有两种:剪脚趾编号和打耳钉编号。

(1)剪脚趾编号:把小鼠腹面朝上,在下的脚趾从左至右依次编为1~10号,剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号,在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号,其余编号与11~19号类似。

(2)打耳钉编号:耳钉上均有唯一编号,通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。

实验时通常使用的是第一种方式进行编号,第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。

3. 给药常用的给药方式有:(1)口服给药:即灌胃。

将注射器装入药物溶液,装上灌胃针(灌胃针需提前消毒),将小鼠固定后,将灌胃针插入小鼠口腔,缓慢注入药物溶液。

(2)腹腔注射给药:将注射器装入药物溶液,消毒后,将小鼠固定,在腹股沟处找到腹腔注射点,用注射针头插入腹腔,缓慢注入药物溶液。

4. 取血常用的取血方法有:(1)眼眶取血:将小鼠固定,用手指轻轻按压小鼠眼眶,使血液流出,用吸管吸取血液。

常用动物实验技术简介_PPT幻灯片

常用动物实验技术简介_PPT幻灯片

引言
实验动物生物安全的条件与保障 国家、地方法律、法规 合格的实验动物与设施 严格、标准化的操作 废弃物的正确处理 实验动物生物安全应急预案
国家或地方实验动物主要法规、标准
1、《实验动物管理条例》(1988) 2、《实验动物质量管理办法》(修订版)(2001)
3、《实验动物许可证管理办法(试行)》(2001)
普通环境 主要用于进行兔、猫、狗、猴等大动物实 验饲养(配备饲养室及操作室)。
实验动物及其设施的等级
屏障环境动物实验设施设备
实验动物及其设施的等级 屏障环境动物实验设施设备
实验动物及其设施的等级
涉及传染性、中毒性、放射性、致癌性、致突致畸及致死 性实验等应在有特殊要求的生物安全实验室中进行,应根据生 物安全防护的要求进行建筑或改造,按照有关规定执行。
引言
实验动物生物安全问题已引起国、内外高度重视。 2001年我国实施新版《实验动物国家标准》,其中
规定:实验用大小鼠的等级提高到SPF级。 2004年《北京市实验动物管理条例》,修改和增加
了实验动物生物安全方面内容, 2006年第二届北京实验动物科学国际论坛上,日本
国立大学生物安全委员会委员长佐藤浩教授提出,生 物安全已成为实验动物研究中不容忽视的重要因素。
开放系统(Open system) 只能进行普通级实验动物的 生产与实验。
实验动物及其设施的等级
不同等级动物:必须由省级 实验动物监测机构监测合格, 发放“实验动物质量监测保 合格证”。
动物实验中所用动物必须为 质量合格动物。
实验动物及其设施的等级
隔离环境
以隔离器(Isolator)为主体及其附属装置组成的饲养系统。 用作饲养无菌动物和已知菌动物。洁净度达到一百级。

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行操作和观察,来获取实验数据和研究结论。

以下是一些常见的动物实验操作技术:1.注射技术:注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂,观察其对动物的影响和反应。

2.毒性实验:毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。

常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等,观察其毒性反应和致死情况,推测对人类的毒性状况。

3.手术技术:手术技术在动物实验中广泛应用,常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。

通过手术操作,可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。

4.组织培养技术:组织培养技术用于从动物体内提取组织样本,并在体外培养,观察和研究组织的生理特性和生长发育。

5.行为学测试技术:通过对动物进行不同的行为学实验,来研究动物的学习、记忆、行为模式等。

例如,迷宫学习实验、条件反射实验等。

6.电生理技术:电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。

常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图(EEG)记录等技术。

7. 遗传技术:通过遗传技术对动物进行基因改造,可以研究和验证特定基因的功能和效应。

CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。

9.统计和数据分析:动物实验中的数据分析是重要的一环,可以利用统计学方法对实验数据进行分析,得出结论并作出科学推断。

10.人道处理:在进行动物实验过程中,需要遵循伦理和动物保护的原则,确保动物的福利和权益。

对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。

总结来说,动物实验涉及到各种各样的操作技术,包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。

这些技术旨在通过实验观察和数据分析,揭示生物学、医学等领域的科学问题,推进科学的发展和人类的福祉。

但同时,在进行动物实验时,还要充分考虑伦理和动物保护的原则,确保动物的福利和权益。

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行各种操作和处理,获得与人类相关的科学数据和知识。

以下是动物实验中常见的操作技术。

一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识,以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。

常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。

镇痛技术用于减轻术后疼痛,常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。

二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术,用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。

常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。

三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法,用于分析动物的生理和生化指标。

常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。

四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内,以研究药物的药代动力学和药效学等。

常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。

五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件,以确保实验结果的准确性和可靠性。

常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。

六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能,常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。

常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。

七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。

常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。

八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。

常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。

九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。

常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。

以上列举了动物实验中常见的操作技术,不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术,以获得准确和可靠的实验结果。

动物实验基本技术

动物实验基本技术

动物实验基本技术1.实验动物的分组:①分组原则:实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行,使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去,尽量避免人为因素对实验造成的影响。

②建立对照组:空白对照:指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究;实验对照:指在一定实验条件下所进行的观察、对比;标准对照:是以正常值或标准值作为对照,在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照:在观察的不同时期接受不同疗法,然后比较它们的差异,这种方法也称自身交叉对照;相互对照:各实验相互对照。

2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。

此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。

3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。

4.实验动物的给药和采血:小鼠:给药方法:灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药;采血:剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。

大鼠:给药方法:灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药;采血:剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛(窦)取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。

5.实验动物麻醉方法:对实验动物进行麻醉的目的是,消除实验过程中引起的痛苦和不适,确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。

①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类,非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等,以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。

全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径,吸入麻醉法用挥发性麻醉药,注射麻醉法用非挥发性麻醉药。

其中,麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法,动物实验大都采用开放吸入法。

而注射麻醉法,在动物实验中比较常用,麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠;家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻,啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。

动物实验的基本技术

动物实验的基本技术

动物实验的基本技术动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时,为了不损伤动物的健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,首先要限制动物的活动,使动物处于安静状态,工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。

抓取动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解。

操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴,不能恐吓动物,同时,要爱惜动物,使动物少受痛苦。

一、小鼠小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

二、大鼠大鼠的门齿很长,在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它,取用时应轻轻抓住其尾巴后提起,置于实验台上,用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内,这样即可进行尾静脉取血或注射。

如要作腹腔注射或灌胃等操作时,实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴),右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉,但要避免抓其尖端,以防尾巴尖端皮肤脱落,左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤,并将大鼠固定在左手中,右手即可进行操作。

三、家兔家兔比较驯服,不会咬人,但脚爪较尖,应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。

常用的抓取方法是先轻轻打开笼门,勿使其受惊,随后手伸入笼内,从头前阻拦它跑动。

然后一只手抓住兔的颈部皮毛,将兔提起,用另一只手托其臀,或用手抓住背部皮肤提起来,放在实验台上,即可进行采血、注射等操作。

因家兔耳大,故人们常误认为抓其耳可以提起,或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。

在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用,所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。

动物实验的基本技术和方法

动物实验的基本技术和方法

动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行实验,可以了解生物体的生理、病理、药理等信息,对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。

下面将介绍动物实验的基本技术和方法。

1.动物选择:选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。

常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。

根据研究目的的不同,可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。

2.动物养护:对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。

动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养,并提供适宜的饲料和水源。

为了防止交叉感染,需要实施严格的无菌操作和动物消毒。

3.动物注射:动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内,以研究其作用机制。

常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。

4.动物手术:动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。

常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。

在进行动物手术时,需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。

5.动物观察:动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等,了解其生理和病理状态。

动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法,比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。

6.动物取样和检测:在动物实验中,需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。

常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。

取样后,可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。

7.数据统计和分析:对于动物实验的结果,需要进行数据统计和分析,以得出科学的结论。

常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。

通过数据的处理和分析,可以确定实验结果的可靠性和显著性。

8.动物伦理:在进行动物实验时,需要遵循动物伦理原则,确保动物的福利和权益。

包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。

同时,需要通过伦理审查机构的审批,确保实验符合伦理要求。

动物实验的基本技术

动物实验的基本技术

三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1.青蛙和蟾蜍通常用左手握持,以食指和中指夹住左前肢,大拇指压住右前肢,右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。

毁脑和脊髓时,左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部,右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔,左右摆动探针捣毁脑组织。

如需破坏脊髓,毁脑后退回探针刺入椎管即可。

2.小鼠右手提起鼠尾,放在鼠笼(或其它粗糙面)上,向后轻拉其尾,小鼠即固定于鼠笼上,迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤,并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。

另一方法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部,然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。

3.大鼠捉持方法与小鼠相似。

因大鼠容易被激怒咬人,捉持时左手应戴防护手套。

右手抓住鼠尾,再用左手拇指和食指握住头部,其余手指与手掌握住脊部和腹部。

注意不要捏其颈部,以防用力过大、过久,造成窒息死亡。

4.豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干,右手托住臀部或抓住两后肢。

体重小者,可用单手捉持。

5.家兔一只手抓住兔颈背部皮肤,将兔轻轻提起,另一只手托住臀部,使兔呈蹲坐姿势。

切不可用手握持双耳提起兔子。

(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1.性别辨认鼠类:雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远,其间有被毛,阴囊明显可见。

雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近,其间无被毛,腹部乳头明显可见。

豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同;家兔:雄兔泄殖孔附近,可见阴囊,用拇指和食指挤压泄殖孔部位,可露出阴茎。

雌兔腹部5对乳头明显可见。

2.标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法,一般用1%的苦味酸溶液(黄色)或5%中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处,代表不同号码。

编号原则是先左后右,自前到后。

例如1号涂左前肢;2号涂左侧腹部;本号涂后肢;4号涂右前肢;5号涂右侧腹部;6号涂右后肢;7号涂头部;8号涂背部;9号涂尾部;10号不涂色。

如10只以上动物作标记时,可用两种不同颜色溶液,一种颜色作为个位数,另一种颜色作为十位数,涂在不同部位。

动物实验常用技术—实验动物的抓取与固定

动物实验常用技术—实验动物的抓取与固定
实验动物的抓取与固定—— 大鼠的抓取固定
实验动物学
大鼠的抓取固定
不损害动物健康 不影响指标观察 不被动物咬伤 保证实验能够顺利进行 小心仔细,大胆敏捷
实验动物学
大鼠的抓取固定
大鼠徒手固定
实验动物学
大鼠的抓取固定
大鼠固定盒固定
实验动物学
实验动物的抓取与固定—— 猴的抓取固定
实验动物学
猴的抓取固定
兔固定盒固定
兔徒手固定
实验动物学
家兔的抓取固定
家兔台式固定法
实验动物学
实验动物的抓取与固定—— 犬的抓取固定
实验动物学
犬的抓取固定
犬 扎 口 保 定
犬 横 卧 保 定
实验动物学
实验动物的抓取与固定—Hale Waihona Puke 小鼠的抓取固定实验动物学
小鼠的抓取固定
小鼠的捉拿与保定 ——徒手保定法
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避免被咬伤
• 捕猴网捕捉后,紧压住猴 头或抓住颈后部以防回头 咬人。将其双前肢反背于 身后紧紧抓住,另一双手 抓住其后肢的踝关节处, 把腿拉直。
实验动物学
实验动物的抓取与固定—— 家兔的抓取固定
实验动物学
家兔的抓取固定
一般用右手抓住家兔颈部的皮肤提起,然后用左 手托其臀部。不可抓取双耳提腹。可放于兔盒内 固定或置于手术台上固定。
实验动物学
图3 网架
图4 移动式网架
实验动物学
猪的抓取固定
二、器械保定 3.保定架保定 将猪放于特制的活动保定架上,或使 其成仰卧姿势,在大小适宜的木槽行背位保定(如图 5)。此法可用于前腔静脉注射及腹部手术等。
图5 保定架保定
实验动物学
猪的抓取固定

常用实验动物的实验基本操作技术

常用实验动物的实验基本操作技术

常用实验动物的实验基本操作技术第一节常用实验动物的生物学特征1.蛙(或蟾蜍)的生物学特点是什么?主要用于哪些实验?属于两栖变温动物,皮肤光滑湿润,有腺体无外鳞。

蛙的心脏有两个心房,一个心室,心房与心室区分不明显,动静脉血液混合,有冬眠习性。

生存环境比哺乳动物简单,在机能学实验中有多种实验选择该动物。

如:①离体蛙心实验,常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。

②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能,以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。

③缝匠肌可用于记录终板电位。

脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。

在临床检验中,可用雄蛙作妊娠反应实验。

2.小白鼠的生物学特征是什么?主要用于哪些实验?小白鼠性情温顺,易于捕捉,胆小怕惊,对外来刺激敏感。

它胃容量小,不耐饥渴,随时采食。

在机能学实验中常选用该动物。

故适用于大量的实验动物,如:某些药物的筛选实验、半数致死量(LD50)测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右,常用于避孕药实验及抗癌药实验。

3.大白鼠的生物学特征是什么?主要用于哪些实验?大白鼠性情温顺,行动迟缓,易于捕捉,但受惊吓或粗暴操作时,会紧张不安甚至攻击人。

大鼠嗅觉发达,对外界刺激敏感,抵抗力较强。

大鼠无胆囊,肾单位表浅,肝再生能力强。

大鼠的血压反应比兔稳定,可用它作血压实验,也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。

药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。

4.豚鼠生物学特征是什么?主要用于哪些实验?豚鼠性情温和,胆小,饲养管理方便,可群养。

豚鼠耳蜗管发达,听觉灵敏,存在可见的普赖厄反射(听觉耳动反射),乳突部骨质薄弱。

豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。

能耐受腹腔手术,使用于肾上腺机能的研究。

其自身不能制造维生素C,是研究实验性坏血症的唯一动物。

5.家兔生物学特征是什么?主要用于哪些实验?家兔属于草食性动物,性情温顺但群居性差,听觉、嗅觉十分灵敏,胆小易惊,具夜行性和嗜睡性。

动物实验常用操作技术

动物实验常用操作技术

动物实验常用操作技术动物实验常用操作技术是指在动物实验过程中常用的一些操作技术,用于进行动物实验的各项实验操作。

这些操作技术的选择和使用对于实验结果的准确性和可靠性有着重要的影响。

在动物实验中,常用的操作技术主要包括动物麻醉、注射、剖检、培养和观察等。

一、动物麻醉技术动物麻醉技术是在动物实验中常用的首要操作技术之一、麻醉技术的运用可以使实验动物保持在一定的安静状态下,减轻动物实验过程中的痛苦和压力,同时还可以提高实验的可靠性和准确性。

常用的动物麻醉技术主要有局部麻醉、全身麻醉和麻醉复苏等技术。

局部麻醉常用的方法有局麻药物的表面涂擦、注射、浸渍和包扎等方式;全身麻醉常用的方法有麻醉药物的口服、皮下、肌肉注射、静脉注射等方式;麻醉复苏技术包括将动物由麻醉状态逐渐恢复到清醒状态,并监测复苏过程中的生理指标。

二、动物注射技术动物注射技术是在动物实验中常用的操作技术之一、注射技术的运用可以向实验动物的体内引入药物、疫苗或其他试剂,观察其对动物的作用和效果。

常用的动物注射技术主要有皮下注射、肌肉注射、静脉注射和腹腔注射等。

皮下注射一般是将药物或试剂注射到动物的皮下组织中;肌肉注射是将药物或试剂注射到动物的肌肉组织中;静脉注射是将药物或试剂注射到动物的血管中;腹腔注射是将药物或试剂注射到动物的腹腔腔隙中。

三、动物剖检技术动物剖检技术是在动物实验中常用的操作技术之一、剖检技术的运用可以观察动物内部器官的结构和病变,对实验结果的解释和分析起到关键的作用。

常用的动物剖检技术主要包括尸体解剖和活体解剖两种。

尸体解剖是在动物死亡后对尸体进行的解剖,以观察其内部器官的结构和异常情况;活体解剖是在动物存活的情况下进行的解剖,以观察其内部器官的运动和功能情况。

四、动物培养技术动物培养技术是在动物实验中常用的操作技术之一、培养技术的运用可以在体外条件下维持动物细胞和组织的生长和繁殖,为研究动物细胞和组织的生物学特性提供便利。

常用的动物培养技术主要有细胞培养和组织培养两种。

动物实验基本操作技术

动物实验基本操作技术

手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分, 头、大、小之分,根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪, 和剪断组织者称组织剪, 一般为弯形,尖端较钝圆; 一般为弯形,尖端较钝圆; 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪, 或敷料等用品者称剪线剪, 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是:3cm • 小鼠灌胃量: • 0.1~0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是: 5cm • 大鼠灌胃量: 1~2ml/100g体重
兔灌胃法 器械: • 灌胃管(特制胃管或导尿管) • 开口器(木质纺锤状)
兔灌胃法
操作方法: 1.固定:动物取直立或平卧体位,固定动物头 部。 直立位需2人合作,一人取坐位,将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间,左手紧握双耳固 定头部,右手抓住前肢,将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中,让 动物咬住开口器,即可开始插入灌胃管。
安装: 先用持针器( 安装 : 先用持针器 ( 或直型 止血钳) 夹住刀片, 止血钳 ) 夹住刀片 , 左手握 住刀柄, 住刀柄 , 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙, 准刀柄上的槽隙 , 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式:右手中指、 持弓式:右手中指、无名指
执笔式: 执笔式 : 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织,眼科剪也有直头与弯头之 分,正确的执剪姿势与手术剪相 同,即用拇指与无名指持剪,食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成,可分为大、 由刀片和刀柄组成 , 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤; 切开皮肤; 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织; 切割脏器组织; 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位

动物实验的基本技术操作方法

动物实验的基本技术操作方法

动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段,也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时,研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。

下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。

1.动物麻醉操作:动物麻醉是进行动物实验的前提条件,可以减少动物的痛苦和压力,保证实验结果的可靠性。

常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。

研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。

2.动物手术技术:在进行一些复杂的实验时,需要进行动物手术操作。

手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。

研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范,以确保手术的成功和动物的生存率。

3.器械使用和数据记录:在动物实验中,研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法,如离心机、显微镜、血液分析仪等。

同时,需要准确记录实验过程中的数据,包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。

4.体内注射技术:动物实验中常用的一项技术是体内注射,包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。

研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。

5.血液采集技术:在一些实验中需要进行动物的血液采集,以获取血液样本进行化验或分析。

血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。

研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法,以及合理的采血量和采血速度。

6.器官取材和组织处理技术:在一些器官相关的实验中,需要对动物进行器官取材和组织处理。

器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。

组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。

研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程,以获得有效的实验结果。

7.动物分组和饲养技术:在进行动物实验前,需要对动物进行分组和饲养。

分组技术包括随机分组和对照组的设计等。

饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。

研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求,以保证动物的健康状态和实验的可靠性。

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将鼠体置于左手心中,把后肢拉直。
以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可。
先用右手抓取大鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉。
在鼠向前爬行时,用左手拇指和食指抓住大鼠的两耳和颈部皮肤。
在鼠向前爬行时,用左手拇指和食指抓住大鼠的两耳和颈部皮肤。
以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可。 如果大鼠体积太大, 可由第二个人协助固定后肢。
须稳、准和迅速;也不能单纯抓取 背腹部。
大、小鼠和豚鼠的灌胃
用输血针头 或小号腰穿 针头,将其 尖端斜面磨 平,用焊锡 在针尖周围 焊一圆头, 即成灌胃针 。或购买现 成的灌胃针 。
▪ 灌胃时将针接在注射器上,吸 入药液。
▪ 左手抓住鼠背部及颈部皮肤将 动物固定。体位为头高尾低。
右手持注 射器,将 灌胃针插 入动物口 中,沿口 腔顶壁和 咽后壁徐 徐插入食 道。
左右两侧整理,最后带好手套。
穿上衣。
注意: 不要露 出头发。 要绑好 颈带。
穿好裤子。 上衣要塞 进裤子内。
带 上 消 毒 口 罩 。
带 上 另 一 对 手 套 。
带 上 另 一 对 手 套 。
大、小鼠的抓取与固定
先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉。
在鼠向前爬行时, 用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤。
猴子的抓取
将笼子的拉杆向前拉。
将猴子紧迫在笼子的前方。
可以小心将一侧后肢拉出笼外进行采血或静脉给药。
皮下或肌肉注射适量的麻醉药。
让猴子处于半麻醉不清醒状态。
让猴子处于半麻醉不清醒状态。
抓住猴子的两前肢提起。
猴子两前肢是向后被提起的。
送往实验室或手术室。
送往实验室或手术室。
猴子的采血和静脉注射
若大鼠体积过大,可由第二个操作员协助进行腹腔注射。
大鼠和小鼠一样的操作手法。
兔子耳缘静脉注射及采血
将兔子放入固定架
先拔去注射部位的被毛;用手指弹动或轻揉兔耳,使静脉充盈; 用消毒酒精消毒注射部位。
用一只手的食指和中指托住注射部位的耳缘, 大拇指顺势按在耳上面固定住兔耳。
另一只手持6号针头(连注射器)尽量从静脉的远端刺入。
兔子的抓取与固定
按住兔子的双耳和颈背部。
一只手抓住兔子双耳和颈背部的毛皮提起。
然后另 一只手 托其臀 部,让 其体重 的大部 分集中 在这一 只手上 。
将兔子放入盒式固定器内;露出头部。
注意:
▪ 不能单纯抓双耳或抓提背腹部的 毛皮。
▪ 盒式固定,适用于兔耳采血、 耳 血管注射等情况。

豚鼠的抓取与固定
用双 消手 毒至 液肘 擦部 拭上
方 。
将隔离衣消毒包打开。上面是两双手套,下面是衣服。
拿起一双手套。要拿住外翻的手套套口。
给一只手穿上手套。
给一只手穿上手套。
用穿上手套的手插入另一侧手套外翻处 并拿起, 然后给另一只手穿上手套。
用穿上手套的手插入另一侧手套外翻处, 给另一只手穿上手套。
斜体位也可以。但一定要头高尾低。大 鼠 和源自小 鼠 一 样 的 操 作 手 法 。
大鼠和小鼠一样的操作手法。
注意:
▪ 针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎 时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤 或穿破食道以及误入气管。
▪ 一般当灌胃针插入小鼠3-4cm,大鼠或豚鼠 4-6cm后可将药物注入。
当针头有回流血时,移动拇指于针头上以固定针头。
将药液以均匀的速度注入;或以均匀的速度抽取血液。
注射(采血)完毕,用消毒棉球(签)轻轻按住针眼,拔出针头。
用消毒棉球(棉签)压迫针眼片刻止血。
▪ 注意:兔耳部血管分布清晰,耳中 央为动脉,耳外缘为静脉。内缘静
脉深不易固定,故不用;外缘静脉 表浅易固定,常用。
右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30度角),从尾下四 分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针。
大鼠和小鼠一样的操作手法。
大鼠和小鼠一样的操作手法。
大鼠和小鼠一样的操作手法。
针头进到血管后,会见到血回流到针头。
▪ 先缓注少量药液,如无阻力,表示针头确 实已进入静脉,可继续注入。
▪ 注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血或 以消毒棉签(棉球)止血。
常用动物实验技术简介
一、隔离衣的穿戴 二、大、小鼠的抓取与固定 三、兔子的抓取与固定 四、豚鼠的抓取与固定 五、大、小鼠和豚鼠的灌胃 六、大、小鼠尾静脉注射 七、大、小鼠腹腔注射 八、兔子耳缘静脉注射和采血 九、猴子的抓取、采血、静脉注射和投药
隔离衣的穿戴
用双 消手 毒至 液肘 擦部 拭上
方 。
投药完毕,准备闭合猴子嘴巴。
用手将猴子的下巴向上轻轻一拍。猴子自然会将药片吞咽下去。
先用手掌迅速扣住鼠背。
抓住其肩胛上方,以拇指和食指环握颈部, 中指和无名指轻轻扣住胸廓。
抓住其肩胛上方,以拇指和食指环握颈部, 中指和无名指轻轻扣住胸廓。
或像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部皮肤。
或像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部皮肤。
另一只手托住臀部。
另一只手托住臀部。
▪ 注意:豚鼠较为胆小易惊,不宜强 烈刺激和受惊,所以在抓取时,必
找到小隐静脉。
用手紧握(或用橡皮带绑紧)小隐静脉上方腿部,使小隐静脉怒。
用手紧握(或用橡皮带绑紧)小隐静脉方腿部,使小隐静脉怒张。
采血(注射)部位消毒。
使用注射针筒。
使用带软管的注射器。
回抽。要见血!
猴子的投药
助手抓住和固定猴子。用手夹住猴子的两侧颊部,使嘴张开。
用镊子将药片送到猴子的舌跟部。
▪ 常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml,大鼠1-4ml, 豚鼠为1-5ml。
大、小鼠尾静脉注射
小鼠 固定器。
将小鼠放进固定器里。
露出尾巴。用45~50℃的温水浸润尾部半分钟 或用酒精擦拭使血管扩张和使表皮角质软化。
用食指和中指从下面托起尾巴, 以无名指和小指夹住尾巴的末梢,大拇指再轻轻按住尾部。
▪ 注意:鼠尾静脉有三根,左右两侧及背侧 各一根,多采用左右两侧尾静脉。
大、小鼠腹腔注射
以一只手抓取和固定动物,使腹部向上, 以及使鼠头稍朝下大约15度角(头低位)。
用消毒酒精进行进针部位消毒。
另一只手将注射器针头于左(或右)小腹部刺入皮下。
▪ 使针头向前推进0.5cm左右,再以 45度角穿过腹肌;定住针头,缓 缓注入药液。
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