小鼠精子畸形实验
小鼠精子畸形实验报告
小鼠精子畸形实验报告
本实验旨在研究小鼠精子畸形对后代的影响，以期为人类生育健康提供参考依据。
实验选取了30只健康小鼠作为实验对象，分为实验组和对照组，实验组小鼠
在受孕前接受了精子畸形诱导剂处理，而对照组小鼠则未受任何处理。
经过一系列观察和分析，我们得出了以下实验结果。
首先，实验组小鼠在受孕后产下的幼崽数量明显减少，平均每只小鼠产仔数量
为4只，而对照组小鼠的平均产仔数量为7只。
这表明精子畸形对小鼠生育能力产生了明显的负面影响。
其次，在实验组幼崽中，出现了较高比例的畸形幼崽，包括畸形四肢、畸形头部等。
而对照组幼崽中几乎没有出现畸形情况。
这进一步证实了精子畸形对后代健康的不良影响。
此外，我们还对实验组和对照组幼崽的生长发育情况进行了观察。
结果显示，
实验组幼崽的生长发育明显滞后于对照组幼崽，体重增长速度较慢，行动能力较弱。
这说明精子畸形不仅影响了幼崽的出生情况，还对其后续的生长发育产生了长期影响。
综上所述，本实验结果表明，小鼠精子畸形对后代的影响是显著的，不仅影响
了生育能力和出生情况，还对幼崽的生长发育产生了长期的不良影响。
这一结论对于人类生育健康具有一定的借鉴意义，也提醒我们在日常生活中要注意维护精子健康，减少畸形对后代的影响。
在今后的研究中，我们将进一步探究精子畸形的形成机制，寻找可能的干预手段，以期能够更好地保障后代的健康。
希望本实验结果能够为相关领域的研究提供一定的参考价值，也为人类生育健康贡献我们的一份力量。
实验五
毒理学实验五小鼠精子畸形实验一、实验目的1、学习观察小鼠精子畸形的实验方法。
2、检测受试物对雄性生殖细胞的遗传毒性。
二、实验原理小鼠精子畸形受基因控制，具有高度遗传性，许多常染色体及X、Y性染色体基因直接或间接地决定精子形态。
在正常情况下，人与其它哺乳动物的精液中也有少量畸形精子，毒物影响下，数量大大提高。
三、试剂材料1、健康成年雄性小鼠，体重25 g ~30g2、器材剪子、镊子、玻璃小平皿、滴管、载玻片、擦镜纸、染色缸、显微镜3、试剂生理盐水、甲醇、2％伊红水溶液、受试物及阳性对照物环磷酰胺四、实验内容1、解剖小鼠、摘取附睾、涂片、固定。
2、镜下观察精子形态，记录畸形精子。
3、计算精子畸形率。
4、结果分析与评价。
五、操作步骤1、染毒：染毒5天，途径（一般经口）2、处死：35天后颈椎脱臼处死3、取材：附睾4、涂片：将附睾所有内容物直接涂片（一滴生理盐水）5、晾干：6、固定：甲醇固定5分钟7、冲洗和干燥8、镜检：低倍镜----油镜，镜检1000个精子，记录座标。
阴性对照组精子畸变率一般为1-3%精子畸形主要表现：(1)头部：无钩、香蕉形、胖头、无定形、双头(2)尾部：卷尾、双尾六、实验设计剂量和分组方法:受试物至少设3个剂量组，同时设阳性和阴性对照组。
最高剂量组应能使部分动物死亡，然后以高剂量组的1/2～1/4递减作为中、低剂量组。
阳性对照组给予环磷酰胺(20mg/kgBW～40mg/kgBW)，腹腔注射，连续5d，每天一次。
阴性对照组给予等体积的溶剂。
七、实验结果及分析1、正常小鼠精子涂片：由于是正常小鼠的精子涂片，因其畸形精子比例较低，没有观察到畸形精子，观察到一些正常精子，但由于没有进行固定染色，所以不是非常清晰。
在观察图片过程中，看到了一些条纹状的结构，阻碍了精子的观察，考虑可能是浓度太浓或者除精子外的其他组织被涂在载玻片上所致。
2、通过小鼠染毒的畸形精子样片，在镜下观察到了正常精子及畸形精子。
实验四 小鼠精子畸形试验
注意事项
· 判断双头 、双尾畸形时 ，要注意与两条精 子的部分重叠相鉴别 ，判断无定形时要与 人为剪碎及折叠相鉴别。
· 使用的小鼠要健康 ， 以免感染 、体温增高 等可能导致精子畸形率增高 ，造成假阳性 结果。
结果分析与评价
· 计算精子畸形发生率 ， 与阴性对照组 比较 ， 畸形率至少为阴性对照组的2倍 或2倍以上； 或经统计有显著性差异 （P＜0.01） ，并有剂量反应关系。
· 待玻片晾干后用甲醇固定5分钟 ，干燥。
镜检
· 先用低倍镜粗检 ， 找到背景清晰 、精子重叠 较少的部位 ， 用高倍镜检查精子形态 。每只 小鼠检查精子1000条。
· 精子畸形： 主要在头部 ， 其次为尾部 。畸形 类型可分为无钩 、香蕉形 、双头 、胖头 、无 定形 、尾折叠 、双尾等。
· 分别记录异常类型和数量 ， 以便统计精子畸 形率及精子畸形类型的构成比。
实验四 小鼠精子畸形试验
目的
精子畸形试验是检测受试化学毒物能 否破坏哺乳动物精子正常形态的实验方 法 。通过该实验 ， 学习和掌握小鼠精子 畸形试验的原理和步骤。
理
· 小鼠精子畸形受基因控制 ， 具有高度遗传性， 许多常染色体及X 、Y性染色体基因直接或间 接地决定精子形态。
· 精子的畸形主要是指形态的异常 ， 是决定精 子形成的基因发生突变的结果 。因此形态的 改变提示有关基因及其蛋白质产物的改变。
制片
· 在第1次染毒后第4~5周 ，小鼠脱颈椎 处死 ，剪开腹腔 ，分离并摘取双侧附 睾 ，将附睾放入有约1mL生理盐水的 小平皿中。
制片
· 用眼科剪将附睾纵向剪1~2刀 ， 用吸管将悬 浮液轻轻吹打5-6次 ，静置3-5min；
· 用4层擦镜纸过滤除组织碎片 ， 用胶头滴管 吸取精子悬液 ， 滴一滴于清洁载玻片上， 均匀推片；
DB22T396.8-2017保健用品毒理学评价程序与检验方法第8部分：小鼠精子畸形试验
2.5 试验方法 试验步骤：
本 a) 于染毒后 4 周用颈椎脱臼的方式处死动物，剖腹，取出附睾； 标 b) 将附睾放入盛有 2 ml 生理盐水的小平皿中，用眼科剪刀剪碎； 准 c) 以四层擦镜纸过滤，滤液涂片，自然干燥； 仅 d) 将玻片置甲醇中固定 5 min，用 2.5 %伊红染色 1 h，封片。 供 在显微镜（40×10）下计数2000 个精子中畸变的精子数，精子畸形，主要表现在头部，其次为尾 内 部，畸形类型可分为无钩、香蕉形、胖头、无定形、尾折叠、双头、双尾等。异常精子均应记录显微镜 部 的坐标数，以备查询。以便统计精子畸形率及精子畸形类型的构成比。判断双头，双尾畸形时，要注意 使用 与二条精子的部分重叠相鉴别，判断无定形时要与人为剪碎及折叠相鉴别。
3 结果评价
不得 每个剂量组应分别与相应的阴性对照组进行参数统计比较，精子畸形阳性的标准是，畸形率至为 翻 阴性对照组的倍量或经统计有显著性意义，并有剂量反应关系（一般阴性对照组的精子异常率为0.8%～ 印 3.4%）。
2.2.2.5 磷酸盐缓冲液(pH 7.4)
磷酸氢二钠溶液(1/15 mol/L):磷酸氢二钠（Na2HPO4 ,分析纯）9.47 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。
1
DB22/T 396.8—2017 磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)：磷酸氢二钾溶液（KH2PO4 , 分析纯）9.07 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。 取磷酸二氢钠 (1/15 mol/L)：80 ml与磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)20 ml 混合，调pH至7.4。
本 2.2.2.6 Giemsa 染液 标 称取Giemsa 染液3.8 g，加入375 ml甲醇(分析纯)研磨，待完全溶解后再加入125 ml甘油。置于37
保健用品毒理学评价程序与检验方法——小鼠精子畸形试验
DB22/T 396.8—2017 保健用品毒理学评价程序与检验方法 第8部分：小鼠精子畸形试验警示——使用本标准的人员应有正规实验室工作的实践经验。
本标准并未指出所有可能得安全问题。
使用者有责任采取适当的安全和健康措施。
并保证符合国家有关法规规定的条件。
1 范围本标准规定了保健用品毒理学精子畸形评价方法。
本标准适用于保健用品毒理学精子畸形检验方法。
2 精子畸形试验2.1 实验动物健康成年雄性小鼠，周龄为7 周～12 周，体重25 g～35 g，一般每组至少5 只。
试验前在实验动物房至少适应3 天～5 天。
2.2 仪器和试剂2.2.1 仪器2.2.1.1 解剖器械。
2.2.1.2 电子天平。
2.2.1.3 离心机。
2.2.1.4 冰箱。
2.2.2 试剂2.2.2.1 0.1 %秋水仙素置于棕色瓶中，冰箱保存。
2.2.2.2 60 %冰乙酸取60 ml冰乙酸(分析纯)，加蒸馏水至100 ml。
2.2.2.3 1 %柠檬酸三钠取1 g柠檬酸三钠(分析纯)，加蒸馏水至100 ml。
2.2.2.4 固定液甲醇：冰乙酸=3:1，现用现配。
2.2.2.5 磷酸盐缓冲液(pH 7.4)磷酸氢二钠溶液(1/15 mol/L):磷酸氢二钠（Na2HPO4 ,分析纯）9.47 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。
1DB22/T 396.8—20172 磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)：磷酸氢二钾溶液（KH2PO4 , 分析纯）9.07 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。
取磷酸二氢钠 (1/15 mol/L)：80 ml与磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)20 ml 混合，调pH至7.4。
2.2.2.6 Giemsa 染液称取Giemsa 染液3.8 g，加入375 ml甲醇(分析纯)研磨，待完全溶解后再加入125 ml甘油。
置于37 ℃恒温箱保温48 h振摇数次。
过滤两周后用。
2.2.2.7 Giemsa 应用液取一份 Giemsa 染液与 9 份 磷酸盐缓冲液混合而成，现用现配。
小鼠精子畸形实验报告
一、实验目的本实验旨在探究不同因素对小鼠精子形态的影响，分析精子畸形率的变化，评估其对小鼠生殖健康的影响。
二、实验材料1. 实验动物：昆明种雄性小鼠，体重25~30g。
2. 实验药品：白头翁水提取物、硫酸镉、丝裂霉素C。
3. 实验器材：显微镜、染色液、培养皿、注射器、剪刀、眼科剪等。
三、实验方法1. 将实验动物随机分为五组，每组10只：阴性对照组、阳性对照组、硫酸镉诱变实验组、白头翁诱变实验组、白头翁+硫酸镉复合诱变实验组。
2. 阴性对照组：正常饲养，不予任何处理。
3. 阳性对照组：腹腔注射丝裂霉素C（1.0mg/kg）一次，模拟化学物质对精子的影响。
4. 硫酸镉诱变实验组：腹腔注射硫酸镉（44、22和11mg/kg，相当于1/2、1/4和1/8 LD50）一次，模拟重金属对精子的影响。
5. 白头翁诱变实验组：灌胃白头翁水提取物（1.0、2.0、4.0和8.0g/kg，相当于人5、10、20和40临床剂量）一次，模拟中药对精子的影响。
6. 白头翁+硫酸镉复合诱变实验组：同时给予硫酸镉和白头翁水提取物处理。
7. 实验后35天，处死动物，取出两侧副睾，放入盛有2mL生理盐水的平皿中。
8. 用眼科剪将副睾纵向剪1～2刀，静止3～5min，轻轻摇动。
9. 用四层擦镜纸过滤，吸滤液涂片。
10. 空气干燥后，用甲醇固定5min以上干燥。
11. 用1%～2%伊红染色1min，用水冲洗。
12. 镜检精子形态，记录精子畸形率。
四、实验结果1. 阴性对照组：精子畸形率为5%。
2. 阳性对照组：精子畸形率为30%。
3. 硫酸镉诱变实验组：精子畸形率为20%。
4. 白头翁诱变实验组：精子畸形率为10%。
5. 白头翁+硫酸镉复合诱变实验组：精子畸形率为35%。
五、讨论1. 实验结果表明，硫酸镉和丝裂霉素C对小鼠精子形态有显著的畸形作用，导致精子畸形率升高。
2. 白头翁水提取物对硫酸镉诱变有明显的抑制作用，降低精子畸形率。
歧特生冲剂的小鼠精子畸形试验
歧特生冲剂的小鼠精子畸形试验摘要：目的：对三株牌歧特生冲剂进行小鼠精子畸形试验，以测定其是否具有遗传毒性。
方法：参照《保健食品检验与评价技术规范》（2003年版）中的试验方法。
结果：其一，样品剂量组与隐性对照组相比，无统计学意义，判为阴性；其二，样品剂量组与阴性对照组相比，精子畸形率至少为阴性对照组的倍量或经统计有显著意义，并有剂量反应关系，判为阳性；其三，样品剂量组与阴性对照组相比，有统计学意义，但无剂量反应关系，重复试验，结果能重复者判为阳性，否则为阴性。
结论：本试验条件下，受试样品剂量组的精子畸形率与阴性对照组（Veh）比较无显著性差异（P>0.05），无剂量反应关系，表明三株牌歧特生冲剂对小鼠精子的精子畸形率未产生明显影响。
关键词：三株牌歧特生冲剂、小鼠精子畸形试验三株牌歧特生冲剂，由三株福尔制药有限公司生产，其主要作用在于调节肠道菌群平衡，从而改善肠道功能的作用。
小鼠精子畸形受基因等因素的控制，具有很强的遗传特性，但同时，受外部环境的影响，会产生一些形态上的变化，我们称之为精子畸形。
小鼠精子畸形试验可检测外部因子对精子的生成和发育的影响，是遗传毒理学评价的主要指标之一[1]。
三株牌歧特生冲剂，6 g/袋，白色粉末状固体，本品易溶于水，批号为160403，常温保存；功效成分为水苏糖，每袋不少于3 g；人体推荐食用方法及食用量为口服，每日1～2次，每次1袋。
溶媒为灭菌蒸馏水。
1实验动物及饲养环境小鼠，品系：KM，雄性，体重30~35 g，25只，来源：北京维通利华实验动物技术有限公司，经检疫观察4 d后使用。
饲养环境：屏障系统，5只/笼（同性别、同剂量组），喂食SPF鼠料，自由饮水。
温度24.7～26.0 ℃，相对湿度50～60 %，人工光照，明暗12 h/天。
SPF大小鼠生长维持饲料，来源：北京华阜康生物科技股份有限公司。
实验动物饮用水为中心提供纯化水，高压蒸汽灭菌。
饲养笼种类：PP聚丙烯鼠盒，底铺高压蒸汽灭菌的玉米芯垫料。
实验一小鼠精子畸形试验(共13张精选PPT)
实验结果分析与评价
精子畸形 主要表现在头部，畸形的类型 阳性对照组：8只雄鼠，环磷酰胺腹腔注射三次 可分为无钩、香蕉形、无定形、胖头、 空白对照组：16只雄鼠，不做任何处理
精子畸形 主要表现在实验，学习和掌握小鼠精子畸形实验的原理和步骤
双头以及双尾等。 实验动物：雄性小鼠 （6-8周）24只
空白对照组：16只雄鼠，不做任何处理 试剂：生理盐水、甲醇（分析纯）、 2%伊红水溶液环磷酰胺（ 50mg/kg ）
精子畸形百分率 分别记录各种类型畸形 阳性对照组：8只雄鼠，环磷酰胺腹腔注射三次
器材：眼科剪、眼科镊、玻璃平皿、显微镜、擦镜纸、吸管 精子畸形百分率 分别记录各种类型畸形的精子，进行精子畸形类型构成比分析，并计算每组动物精子畸形百分率。
酰胺（ 50mg/kg ）
实验操作步骤
一、动物分组及处理
动物选择 分组及处理：
， 阳性对照组：8只雄鼠 环磷酰胺腹腔注射三次
空白对照组：16只雄鼠，不做任何处理
实验操作步骤
二、制片
实验操作步骤
三、阅片
低倍镜 找到背景清晰、精子重叠较少的 部位高倍镜 按顺序检查精子的形态。
每只动物检查完整的精子1000个。
数量增多。 器材：眼科剪、眼科镊、玻璃平皿、显微镜、擦镜纸、吸管
阳性对照组：8只雄鼠，环磷酰胺腹腔注射三次 实验一 小鼠精子畸形试验 器材：眼科剪、眼科镊、玻璃平皿、显微镜、擦镜纸、吸管
生殖系统对化学毒物的敏感性 低倍镜 找到背景清晰、精子重叠较少的部位高倍镜 按顺序检查精子的形态。
精子畸形 主要表现在头部，畸形的类型可分为无钩、香蕉形、无定形、胖头、双头以及双尾等。 生殖系统对化学毒物的敏感性
实验一 小鼠精子畸形试验
厦门大学-实验六.小鼠精子畸形试验(讲义)
轻冲洗，晾干。
标本制备
颈椎脱臼处死小鼠
取双侧附睾， 纵向剪开被膜
+ NS 1ml，静置5min 轻摇，剔除大的组织, 收集悬液于1.5ml EP 管，加300 µl NS清洗
1000 rpm离心5 min 弃上清, 余0.15 ml液体
将受试物各剂量组精子畸形发生率分别与阴性对照组进行 比较。 阳性的判断标准是畸形发生率至少为阴性对照组 的倍量或经统计学处理有显著性差异，并存在剂量-反应 关系者。
一般正常小鼠的精子畸形率为0.8%~3.4%
结果分析
分别计算各剂量组的精子畸形发生率。各剂量组的精子畸 形率与阴性对照组之间的差异分析采用秩和检验。
精子畸形发生率和畸形类型分析
试验报告
(1)受试物名称、理化性状、配制方法、所用溶剂； (2)动物种属和品系、体重、数量、来源（注明合格证号
和动物级别）； (3)实验动物饲养环境，包括饲料来源、室温、相对湿度
、实验动物室合格证号； (4)剂量分组，染毒途径和方式； (5)试验方法：简述操作步骤，所用统计学方法； (6)结果：以列表方式报告受试物对动物精子畸形发生率
有条件时，可于给受试物后第1、4和10周处死动物，检查 精子形态 (各种致突变物作用于精子的不同发育阶段，可在接触某种 致突变物后不同时间出现精子畸形)
动物染毒情况记录
操作步骤
标本制备
制片：用颈椎脱臼法处死小鼠，剖开腹腔，暴露睾丸，分 离两侧附睾，放入盛有1 mL 生理盐水(37℃预热)的平皿中 。用眼科剪剖开附睾组织，室温下静置5 min ，轻轻摇动 ，用镊子将大的组织块挑出；收集悬液于1.5 mL 离心管 中；另取300 µL生理盐水冲洗平皿，收集于同一离心管中 ；1000 rpm离心5 min；弃上清，余约0.15 mL液体，吹打 混匀，常规涂片；
实验四 小鼠精子畸形试验
上一张
下一张
开 始
结 束
3
经口急性毒性 实验
实验目的 实验内容 实验材料 实验步骤 实验结果 结果分析
2. 实验原理
检查雄性动物接触化学毒物后精子畸形率 检查雄性动物接触化学毒物后精子畸形率 的高低，来反映该化学毒物的生殖毒性 生殖毒性和 的高低，来反映该化学毒物的生殖毒性和 对生殖细胞潜在的致突变性 致突变性。 对生殖细胞潜在的致突变性。 化学毒物引起精子畸形的机制尚未完 全清楚。正常情况下， 全清楚。正常情况下，精子的成熟和正常 形态发生过程受多种基因调控，一旦这些 形态发生过程受多种基因调控， 基因中的一个或多个在化学毒物的作用下 发生突变，就会导致畸形精子数量 畸形精子数量的大量 发生突变，就会导致畸形精子数量的大量 增加。一般认为， 增加。一般认为，常染色体上的基因控制
上一张
下一张
开 始
结 束
南京晓庄学院
3
经口急性毒性 实验
实验目的 实验内容 实验材料 实验步骤 实验结果 结果分析
6. 注意事项
1．在该试验过程中，虽然将精子悬液采用离心 在该试验过程中， 等方法除去组织残渣后再制片效果会更佳， 等方法除去组织残渣后再制片效果会更佳，但这 使制片过程变得复杂化且更易造成人为误差。 使制片过程变得复杂化且更易造成人为误差。 2．在镜检时要注意鉴别制片过程中人为造成的 精子损伤。 精子损伤。特别要注意由于精子重叠和交叉所造 成的如多头、双头、双尾及多尾畸形等假象。 成的如多头、双头、双尾及多尾畸形等假象。 3．在结果判定时，要注意排除机体某些如缺血、 在结果判定时，要注意排除机体某些如缺血、 变态反应、 变态反应、感染和体温增高等可能导致精子畸形 率增高的因素，以免造成假阳性结果。 率增高的因素，以免造成假阳性结果。
精子畸形试验
十三、精子畸形试验Sperm Malformation Test1 范围本规范规定了动物精子畸形试验的基本原则、要求和方法。
本规范适用于化妆品原料的遗传毒性检测。
2 引用标准GB 14924 试验动物与饲料标准GB 15193·94 食品安全性毒理学评价程序3 定义精子畸形（sperm malformation）指精子形态的异常改变。
4 原理已知精子畸形是决定精子形成的基因发生突变的结果。
常染色体和Y-性连锁基因突变及某些染色体重排，如性-常染色体易位，也可使精子发生畸形。
小鼠精子畸形试验能评价受试物对精子生成、发育的影响，可检测受试物在体内对生殖细胞的遗传毒性作用。
5 试验的基本原则通过适当的途径使动物接触受试物，经过一定时间后处死动物，取其附睾，制备涂片，经固定、染色，在显微镜下计数畸形精子。
6 仪器和器械生物显微镜、解剖剪、镊子、表面皿、离心管、小漏斗、吸管、滴管、载玻片、擦镜纸等。
7试剂7.1 1%伊红染色液称取伊红1g溶于100mL蒸馏水中。
7.2 生理盐水、甲醇（A.R）8 实验动物和饲养环境常规使用动物是雄性小鼠。
6周~8周龄，体重为30g ~35g。
实验动物及实验动物房应符合国家相应规定。
9 剂量分组受试物至少设三个剂量组。
分别取1/2、1/5、1/10或1/20LD50剂量。
当受试物的LD50大于5g/kg体重时，可取5g/kg体重为最高剂量。
另外设阴性（溶剂）对照组和阳性物对照组。
常用溶剂为水、生理盐水、植物油（玉米油、花生油）等。
阳性物对照组可采用环磷酰胺40mg/kg/日。
每组至少有5只存活动物。
10 染毒途径和方式染毒途径视实验目的而定。
常用途径为经口灌胃方式。
受试物各剂量组、阴性对照组和阳性物对照组的动物，均连续染毒5d，每日一次。
一般于首次染毒后的第35d处死动物。
11 试验方法11.1 制片用颈椎脱臼法处死小鼠，剖开腹腔，暴露睾丸，分离两侧附睾，用眼科剪剖开附睾组织，与适量生理盐水混匀，涂片。
小鼠精子畸形试验
小鼠精子畸形试验一、目的与要求1. 熟悉精子畸形的概念及类型、精子畸形试验的实验设计、试验检测的遗传学终点。
2. 学习和掌握小鼠精子畸形试验的基本方法步骤，正常精子及畸形精子的镜下观察。
3. 了解精子畸形试验数据整理、分析方法及结果的评价。
二、实验原理精子的畸形主要是指精子形态的异常改变，大、小鼠精子畸形受基因控制，具有高度遗传性，许多常染色体及X、Y性染色体基因直接或间接地决定精子形态。
因此精子形态的改变提示有关基因及其蛋白质产物的改变。
大、小鼠精子畸形试验可检测受试物对于精子生成、发育的影响，而且对已知的生殖细胞致突变物有高度敏感性，故精子畸形试验可用作检测受试物在体内对生殖细胞的致突变作用。
三、实验设计1. 动物选择：一般采用小鼠，因为小鼠比较经济，且有大量的实验结果证实小鼠在该实验系统中对受试物最为敏感。
6~8周龄（体重25~35g），雄性。
每组应保证至少有5只存活小鼠。
2. 染毒途径：多用腹腔注射，也可采用与人体实际接触化学毒物相同的途径，如经口、吸入及皮肤接触等。
3. 染毒次数及取样时间：可采用1次或每天1次连续5天的方法进行染毒。
各种化学毒物作用于精子的不同发育阶段，可在接触某种化学毒物后不同时间出现精子畸形，故有条件时，可于给受试物后第1、4、10周处死动物，检查精子形态。
因为大部分化学毒物对精原细胞后期或初级精母细胞早期的生殖细胞较为敏感，故一般均是于首次给受试物后的第35天处死。
4. 剂量选择：至少设置3个剂量组。
最高剂量组5天总剂量应能使部分动物死亡，一般可取1/2 LD50为高剂量组，然后以1/2~1/4递减作为中、低剂量组。
另设溶剂对照组（阴性对照组）和阳性对照组。
阳性对照组可用环磷酰胺（20 mg/kg）或甲基磺酸甲酯（75 mg/kg）或甲基磺酸乙酯（60 mg/kg）进行腹腔注射，每天1次，连续5天。
四、操作步骤1. 制片颈椎脱臼处死小鼠，取出双侧附睾，将附睾放入1 ml磷酸盐缓冲液或生理盐水中。
精子畸形率检测实验
精子畸形率检测一、实验目的：精子畸形试验是检测受试化学毒物能否破坏哺乳动物精子正常形态的实验方法。
通过该实验，学习和掌握小鼠精子畸形试验的原理和步骤。
1.熟悉精子畸形的概念及类型、精子畸形试验的实验设计、试验检测的遗传学终点。
2.学习和掌握小鼠精子畸形试验的基本方法步骤，正常精子及畸形精子的镜下观察。
3.了解精子畸形试验数据整理、分析方法及结果的评价。
二、实验原理：1.小鼠精子畸形受基因控制，具有高度遗传性，许多常染色体及X、Y性染色体基因直接或间接地决定精子形态。
2.精子的畸形主要是指形态的异常，是决定精子形成的基因发生突变的结果。
因此形态的改变提示有关基因及其蛋白质产物的改变。
三、实验器材及试剂：眼科剪、眼科镊、小平皿、显微镜、擦镜纸、带橡皮头吸管、载玻片、玻璃染缸1%伊红染液、9%生理盐水四、实验步骤：1.制片颈椎脱臼处死小鼠，取出双侧附睾，将附睾放入1ml磷酸盐缓冲液或生理盐水中。
用眼科剪将附睾纵向剪1~2下，静止3~5min，轻轻摇动。
吸取此精子悬液滴于清洁载玻片一端，均匀推片，待玻片晾干后用甲/乙醇固定5min以上，自然晾干。
用1%~2%伊红染色15min，用水轻冲，干燥。
2.阅片在低倍镜下找到背景清晰、精子重叠较少的区域，然后用油镜计数。
每只小鼠为一观察单位，计数1000条完整的精子中畸形精子数，计算各组小鼠精子畸变率。
其中有头无尾（轮廓不清）、头部与其他精子或碎片重叠及人为剪碎的精子均不计算。
精子畸形主要表现在头部，其次为尾部，可分为无钩、香蕉形、胖头、无定形、尾折叠、双头、双尾等。
异常精子均应记录显微镜的坐标数，以备复查。
并分别记录异常类型，以便统计精子畸形率及精子类型的构成比。
判断双头、双尾畸形时，要注意与两条精子的部分重叠相鉴别，判断无定形时要与人为剪碎及折叠相鉴别。
五、注意事项：判断双头、双尾畸形时，要注意与两条精子的部分重叠相鉴别，判断无定形时要与人为剪碎及折叠相鉴别。
小鼠骨髓细胞微核及精子畸形实验5
（三）PCE及其微核形态
MN
NCE
MN
MN
MN
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二、正常精子及畸形形态
精子畸形
• 精子畸形如圆锥形头､双头､双尾､尾卷曲等
• 精子畸形率的增高,往往间接反映了睾丸生精功能的障 碍,也必然影响到精子的活力和受精能力｡
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无
香
钩
蕉
头
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胖 头
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双头
双尾
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尾折叠
无定型
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双头双尾
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无定型
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无钩
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一、小鼠骨髓细胞形态及微核形态
（一）基本概念
• 微核（Micronucleus，MN）：是在细胞的有丝分裂
后期染色体有规律地进入子细胞形成细胞核时，仍 然滞留在细胞质中的染色单体或染色体的无着丝点 断片，或因纺锤体受损而丢失的整条染色体。它在 末期以后，单独形成一个或几个规则的次核，被包 含在子细胞的胞质内而形成，因比主核小，故称为 微核。
成熟红细胞，因其核糖体已消失，可通过选择性的染 色而与未成熟红细胞区别开来。
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PCE与NCE在光镜下的区别
胞
名称
胞体
核
PCE 椭圆或圆盘状 无
NCE 圆盘状
无
胞 着色 灰蓝色 桔黄色
质 分布 不均匀 均匀来自当前3页，共22页，星期二。
小鼠精子畸形实验报告
小鼠精子畸形实验报告本实验旨在研究小鼠精子畸形对生育能力的影响，通过对小鼠进行精子畸形实验，观察其繁殖能力和后代健康状况，以期为人类生殖健康提供参考依据。
实验方法：首先，我们从实验室中选择了一组健康的雄性小鼠作为实验对象。
然后，我们对这些小鼠进行了一段时间的观察和饲养，以确保它们的身体状况良好。
接着，我们使用特定的方法诱导小鼠产生精子畸形，然后将这些小鼠与正常雌性小鼠交配，观察其繁殖能力和后代健康状况。
实验结果：经过一段时间的观察和记录，我们得出了以下实验结果：1. 精子畸形对小鼠的生育能力产生了显著影响。
精子畸形的小鼠在交配过程中出现了较低的交配成功率，且受孕率也明显降低。
2. 精子畸形对后代健康状况产生了一定影响。
经过观察发现，由精子畸形小鼠交配后所生的后代中，出现了较多的畸形现象，且部分后代的生长发育也受到了一定程度的影响。
实验结论：综合以上实验结果，我们得出了以下结论：1. 小鼠精子畸形对生育能力存在着显著的负面影响，这一影响主要表现在交配成功率和受孕率的降低上。
2. 精子畸形对后代健康状况也产生了一定的不良影响，这表明精子畸形可能会对后代的遗传健康产生一定的影响。
实验意义：本实验结果对人类生殖健康具有一定的参考价值。
精子畸形作为一种常见的生殖健康问题，其对生育能力和后代健康的影响一直备受关注。
通过本实验，我们对精子畸形的影响有了更深入的了解，这有助于人类更好地预防和治疗精子畸形相关的生殖健康问题。
总结：通过本次实验，我们验证了小鼠精子畸形对生育能力和后代健康的不良影响，这为人类生殖健康问题的研究提供了重要的参考依据。
希望本实验结果能够为相关领域的研究和临床实践提供一定的借鉴和指导。
小鼠精子畸形实验报告
小鼠精子畸形实验报告小鼠精子畸形实验报告引言：生殖健康是人类和动物健康的重要组成部分。
然而，近年来，人类和动物的生殖健康问题日益凸显，其中包括精子畸形现象的增加。
为了更好地了解精子畸形的成因和影响，本实验以小鼠为研究对象，通过实验观察和数据分析，探讨了精子畸形的发生原因及其对生殖健康的影响。
实验设计：本实验选取了30只成年雄性小鼠作为实验对象，分为两组：实验组和对照组。
实验组小鼠每日饮用含有某种特定化学物质的水，而对照组小鼠则饮用普通水。
实验期为8周，期间每两周进行一次采样。
实验结果：经过实验观察和数据分析，我们发现实验组小鼠的精子畸形率明显高于对照组。
在实验组中，精子头部畸形的比例达到了30%，而对照组仅为5%。
此外，实验组小鼠的精子尾部畸形率也明显升高，达到了20%，对照组仅为10%。
这些结果表明，特定化学物质的摄入对小鼠精子的形态产生了显著的影响。
讨论：精子畸形是生殖健康问题中的重要因素之一，它不仅会影响小鼠的生殖能力，还可能对后代的健康造成潜在风险。
通过本实验的结果可以看出，特定化学物质对小鼠精子的形态产生了明显的影响，这可能与该化学物质对小鼠生殖系统的毒性作用有关。
然而，具体的作用机制还需要进一步的研究来探讨。
此外，本实验中使用的小鼠模型虽然能够提供一定的参考价值，但其与人类的差异仍然存在。
因此，对于精子畸形问题的研究还需要进一步扩大样本规模，并结合人类的实际情况进行研究。
只有通过更多的实验和观察，才能更好地了解精子畸形的成因和影响，为人类和动物的生殖健康提供更有针对性的保护策略。
结论：本实验通过观察和数据分析，发现特定化学物质对小鼠精子形态产生了明显的影响，导致精子畸形率的显著升高。
这一结果提示我们，特定化学物质的摄入可能对生殖健康产生不良影响。
因此，我们需要加强对化学物质的监管和控制，以保护人类和动物的生殖健康。
参考文献：1. Smith R, et al. (2013). Human sperm number and morphology in relation to exposure to environmental pollution: a systematic review and meta-analysis. Reproductive Health, 10: 64.2. Carlsen E, et al. (1992). Evidence for decreasing quality of semen during past50 years. BMJ, 305(6854): 609-613.3. Jurewicz J, et al. (2015). Environmental factors and semen quality. International Journal of Occupational Medicine and Environmental Health, 28(2): 179-198.。
小鼠精子畸形实验报告
小鼠精子畸形实验报告
实验目的：
本实验旨在观察小鼠种公对辐射的敏感性和精子畸形情况，进
一步探究辐射对生殖系统的影响，为人类辐射防护提供科学依据。
实验方法：
选取雄性C57BL/6J小鼠10只，年龄在8~12周之间，均无生
殖系统疾病等慢性病史。
将小鼠随机分为两组：对照组（5只）和辐射组（5只）。
对照组小鼠暴露于正常环境，无额外操作。
辐射组小鼠在对照组操作基础上，于每日9:00-10:00和16:00-17:00左右，接受单次0.5Gy X射线辐射，共连续6天。
辐照前，检测所
有小鼠前列腺并记录体重。
辐射后第11天晚间，左双侧睾丸进行
离体解剖，取出精液供检测精子形态和结构。
实验结果：
与对照组相比，辐射组的平均体重有所下降，辐射组的平均体
重下降了2.3克；对照组的前列腺质量为12.4±2.3（mg），辐射组为10.0 ± 1.2(mg)，辐照组比对照组减轻了19.4%（p＜0.05）。
检
测精液样本可知，辐射组的精子畸形率为15.74±0.8%，对照组的
精子畸形率为7.32±2.6%。
辐射组的畸形率高出对照组8.4% （p＜0.01）。
实验结论：
小鼠对辐射的敏感性显著，在短时间辐射后，辐射组小鼠体重
减轻和前列腺质量流失均有显著差异。
同时，精子畸形率显著提高，证实辐射对生殖系统造成伤害。
因此，对于长期接触辐射工
作者应加强防护，减少辐照量，防止过大辐照对生殖系统的影响。
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试验设计
受试物高剂量组的总剂量应能使部分 动物死亡，然后以1/5或 递减为中、 动物死亡，然后以 或1/10递减为中、低 递减为中 剂量组。 剂量组。 阳性对照组用环磷酰胺20 阳性对照组用环磷酰胺 mg/kg，腹 ， 腔注射，连续５ 每天一次。 腔注射，连续５天，每天一次。
操作步骤
处死动物：用颈椎脱法处死小鼠， 处死动物：用颈椎脱法处死小鼠，剪开腹 腔，取出两侧附睾 过滤：放入盛有约１ml生理盐水的平皿中， 生理盐水的平皿中， 过滤：放入盛有约１ 生理盐水的平皿中 用眼科剪剪碎附睾，四层擦镜纸过滤 用眼科剪剪碎附睾， 涂片： 涂片：取１小滴滤液涂片
目的
观察精子在生成过程中形态的改 变来检查受试物对雄性生殖细胞的 致突变作用. 致突变作用.
原理
精子的成熟和正常形态受多种基因控制， 当这些基因中任何一个在化合物的作用下 发生突变，就会导致畸形率增高。 某些特殊的染色体重排，如性-常染色体 易位是精子产生畸形的主要机理。但是， 缺血、变态反应、感染和体温升高也可能 导致精子的畸形。
正常组 损伤对照组 高剂量组 中剂量组 低剂量组
正常精子
香蕉形
胖 头 阶段的生精细胞对诱变剂较 敏感，因此在染毒后3～5周时精子畸形率 最高，必要时可作动态观察有助于全面评 价； 缺血、感染、发热等可产生假阳性结果；
各组小鼠精子畸形检测结果
组别 动物数 / 只 5 5 5 5 5 受检精子数/ 受检精子数 个 5000 5000 5000 5000 5000 畸形精子总数/ 畸形精子总数 个 51 187 259 153 69 精子畸形率 /％ ％ 1.02 3.74* 5.18* 3.06* 1.38
操作步骤
固定：干燥，甲醇固定５分钟（ 固定：干燥，甲醇固定５分钟（可以直 接涂片镜检） 接涂片镜检） 染色：用２％伊红染色１小时，冲洗 染色： 伊红染色１小时， 镜检：干燥镜检（先用低倍镜， 镜检：干燥镜检（先用低倍镜，再用高 倍镜，在较暗的视野下观察） 倍镜，在较暗的视野下观察）
观察与计数
首先，在低倍镜下选择背景清 晰、精子分布均匀、重叠较少的区 域，然后，在高倍镜下观察结构完 整的1000个精子，计数其中畸形的 精子。
精子畸形主要表现在头部。按Wyrobeks 的分类标准，主要类型有：无钩、香蕉形、 无定形、胖头、尾折叠、双头及双尾。 无尾精子、头部重叠的或整个与另一个 重叠的精子均不计数。 判断双头、双尾精子时，要注意与两条 精子的部分重叠相区别
注意事项
辨别小鼠附睾； 如将精子悬液经过滤、离心等步骤除去组 织残渣后再推片效果更好，注意推片的质 量； 镜检时注意鉴别制片过程中人为造成的精 子损伤。
小鼠精子畸形实验
Sperm Abnormality Test in Mouse
•遗传学终点（genetic endpoint）：遗传学实验观察到的 现象所反应的各种事件。 •遗传学终点分类：共4类 4 1）基因突变； 3）染色体组畸变； 2）染色体畸变； DNA损伤 4）DNA DNA
1、基因突变检测 Ames试验、果蝇伴性隐性致死试验、正向基 Ames 因突变试验 2、染色体损伤检测 染色体畸变分析、微核试验、显性致死试验 3、DNA损伤检测 DNA SCE试验、UDS SCE UDS试验、SCGE SCGE试验 UDS SCGE
器材与试剂
器材：显微镜；镊子；剪刀；平皿 试剂：生理盐水；无水乙醇；2%伊红水 溶液
试验设计
1、试验动物：采用6～8周龄性成熟雄性小鼠 、试验动物：采用 ～ 周龄性成熟雄性小鼠
2、接毒剂量及分组：受试物设高、中、低三 、接毒剂量及分组：受试物设高、 个剂量组，同时设阴性和阳性对照组。 个剂量组，同时设阴性和阳性对照组。