细胞计数方法细胞计数板法

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1、细胞计数方法

1、细胞计数方法

细胞如何计数?(整理自网络)
方法一:血球计数盘
此物一般有二个chambers,分别刻有9 个1 mm²大正方形,4 个角落之正方形再细刻为16 个小格,深度均为0.1 mm。

当chamber 上方盖上盖玻片后,每个大正方形之体积为1 mm²×0.1 mm=0.1 mL。

计数每个大正方形内之细胞数目,乘以稀释倍数,再乘以10000,即为每mL 中之细胞数目。

操作步骤
1、取少许细胞悬液(约15 μL)自血球计数盘chamber 上方凹槽加入,盖上盖玻片,于100
倍倒立显微镜下观察;
2、计数四个大方格之细胞总数,再除4,乘以稀释倍数,最后乘以10000,即为每mL 中
细胞悬浮液之细胞数。

若细胞位于刻线上,只计上线与右线之细胞(下线与左线之细胞)。

计算公式为:4个大格细胞总数×稀释倍数×10000/4=细胞数/mL。

注:(1)计数板计数时,最适浓度为5~100000 细胞/mL,此范围外计数误差偏大。

高浓度细胞悬液,可取出部分作稀释或连续稀释后计数。

(2)吸管吸取细胞,让吸管在计数板一侧的凹槽处流出液体,至盖玻片被液体充满为止,不要溢出盖玻片,也不要过少或带气泡;(有人认为,10 uL 就可以被虹吸作用吸入且铺满计数板)。

(3)移液器(20 μL 的微量加样器)吸取20 μL 细胞悬液至计数板边缘,液体经虹吸作用进入凹槽。

(4)静置半分钟再于显微镜下观察。

方法二:粒子计数器自动计数。

血细胞计数板计数方法及公式

血细胞计数板计数方法及公式

血细胞计数板(也称为海姆涂片)是一种用于手动计数血细胞数量的常见实验工具。

下面是血细胞计数板计数方法及相关公式的介绍:
准备:将适量的稀释液取出,用移液管吸取稀释液,滴在两个计数室中的计数区域,并且与稀释液混合均匀。

计数:在显微镜下使用高倍放大镜,计数四个角区域中的白细胞和红细胞。

根据每个方格内细胞的个数估算总数。

公式:根据计数结果,使用以下公式计算细胞计数:
a. 白细胞计数:(平均细胞个数/计数区域中的方格数) ×稀释倍数
b. 红细胞计数:(平均细胞个数/计数区域中的方格数) ×稀释倍数×10^4
c. 血小板计数:(平均细胞个数/计数区域中的方格数) ×稀释倍数×10^4
其中,平均细胞个数是指每个计数区域的细胞总数除以计数区域的方格数。

需要注意的是,这只是一种常用的手动计数方法,但由于其操作性和主观性,结果可能有一定的误差。

因此,在实际应用中,通常会采用更精确的自动化计数方法,如血液分析仪等。

细胞计数方法细胞计数板法

细胞计数方法细胞计数板法

细胞计数方法——---—细胞计数板法实验原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时,通过测定一定体积悬液中得细胞得数目,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞得细胞数目。

具体操作:1. 将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板。

2、将细胞悬液吸出少许,滴加在盖片边缘,使悬液充满盖片与计数板之间,静置3min,注意盖片下不要有气泡,也不能让悬液流入旁边槽中。

3。

计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧与上方得。

然后按公式计算:细胞数/mL=四大格细胞总数/4×10个/ml(注:当细胞很多时,可在四个格中选一定数目较平均得小格,由于每大格中有16个小格,然后计左侧与上方得细胞数,求出每小格得细胞数,取平均值m,m×16即每个格得平均值。

所以,细胞密度=m×16×10个/ml)说明:公式中除以4,因为计数了4个大格得细胞数。

公式中乘以10因为计数板中每一个大格得体积为:1。

0mm(长)×1.0mm(宽)×0。

1mm(高)=0.1mm 而1ml=1000ul=1000mm (注意:镜下偶见有两个以上细胞组成得细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液。

)================================================细胞计数板得使用一、血球计数板-基本构造血球计数板就是一块特制得厚型载玻片,载玻片上有四个槽构成三个平台。

中间得平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网,每个方格网共分九个大格,中央得一大格作为计数用,称为计数区。

计数区得刻度有两种:一种就是计数区分为16个大方格(大方格用三线隔开),而每个大方格又分成25个小方格;另一种就是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线分开),而每个大方格又分成16个小方格。

但就是不管计数区就是哪一种构造,它们都有一个共同特点,即计数区都由400个小方格组成、计数区边长为1mm,则计数区得面积为1mm2,每个小方格得面积为1/400mm2。

细胞计数方法------细胞计数板法

细胞计数方法------细胞计数板法

细胞计数方法------细胞计数板法实验原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时,通过测定一定体积悬液中的细胞的数目,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数目。

具体操作:1. 将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板。

2. 将细胞悬液吸出少许,滴加在盖片边缘,使悬液充满盖片和计数板之间,静置3min,注意盖片下不要有气泡,也不能让悬液流入旁边槽中。

3. 计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧和上方的。

然后按公式计算:细胞数/mL=四大格细胞总数/4×104个/ml(注:当细胞很多时,可在四个格中选一定数目较平均的小格,由于每大格中有16个小格,然后计左侧和上方的细胞数,求出每小格的细胞数,取平均值m,m×16即每个格的平均值。

所以,细胞密度=m×16×104个/ml)说明:公式中除以4,因为计数了4个大格的细胞数。

公式中乘以104因为计数板中每一个大格的体积为:1.0mm(长)×1.0mm(宽)×0.1mm(高)=0.1mm3而1ml=1000ul=1000mm3(注意:镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液。

)================================================细胞计数板的使用一、血球计数板-基本构造血球计数板是一块特制的厚型载玻片,载玻片上有四个槽构成三个平台。

中间的平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网,每个方格网共分九个大格,中央的一大格作为计数用,称为计数区。

计数区的刻度有两种:一种是计数区分为16个大方格(大方格用三线隔开),而每个大方格又分成25个小方格;另一种是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线分开),而每个大方格又分成16个小方格。

但是不管计数区是哪一种构造,它们都有一个共同特点,即计数区都由400个小方格组成。

细胞计数

细胞计数

计数池 大方格 计WBC中方格 计RBC中方格 计RBC小方格
4 细胞计数
• 1. 将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板。 • 2. 制备细胞悬液,混匀。将细胞悬液吸出少许,滴加在盖 片边缘,使悬液充满盖片和计数板之间,静置3min,注意 盖片下不要有气泡,也不能让悬液流入旁边槽中。 • 3. 计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧和上方的。 然后按公式计算: • 细胞数/mL=四大格细胞总数/4×104
5 注意事项
(1) 计数的标本必须新鲜,及时计数。 (2) 稀释液要过滤,试管、枪头、计数板等要清洁,避 免杂质等污染。 (3) 灌板前要充分混匀,适当用力快速震荡30s,但要避 免产生过多的气泡,要一次充满。 。 (4) 加盖片方式:WHO推荐采用“推式”,较“盖式”更 准确。 (5) 注意区别灰尘、杂质。 (6) 镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团,应按单个细胞 计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞 悬液。
细胞计数
1 细胞计数
• 原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时, 通过测定一定体积悬液中的细胞的数目, 即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞 数目。
2 细胞计数
• 细胞计数 是检验工作者最基本、也是最常 用的技术之一。
2 细胞计数方法
2 细胞计数方法
• 显微镜细胞计数法
• 将样本做适当稀释(或浓缩),有时还需特 殊染色,充入细胞计数池,在显微镜下计数 计数板中一定体积内细胞数,经换算得每升 标本的细胞数。 • 缺点:计数误差大,费时、费力
如:在同一计数池中,计数100个细胞将可能出现4% 的误差,若计数 1000个细胞时,误差将减少至2.9%。
在计数室内计数面积越大,计数的细胞越多,计数域误差越小。

细胞计数板的使用方法

细胞计数板的使用方法

血球计数板‎-基本构造血球计数板‎是一块特制‎的厚型载玻‎片,载玻片上有‎四个槽构成‎三个平台。

中间的平台‎较宽,其中间又被‎一短横槽分‎隔成两半,每个半边上‎面各刻有一‎小方格网,每个方格网‎共分九个大‎格,中央的一大‎格作为计数‎用,称为计数区‎。

计数区的刻‎度有两种:一种是计数‎区分为16‎个大方格(大方格用三‎线隔开),而每个大方‎格又分成2‎5个小方格‎;另一种是一‎个计数区分‎成25个大‎方格(大方格之间‎用双线分开‎),而每个大方‎格又分成1‎6个小方格‎。

但是不管计‎数区是哪一‎种构造,它们都有一个‎共同特点,即计数区都‎由400个‎小方格组成‎。

计数区边长‎为1mm,则计数区的‎面积为1m‎m2,每个小方格‎的面积为1‎/400mm‎2。

盖上盖玻片‎后,计数区的高‎度为0.1mm,所以每个计‎数区的体积‎为0.1mm3,每个小方格‎的体积为1‎/4000m‎m3。

使用细胞计‎数板计数时‎,先要测定每‎个小方格中‎微生物的数‎量,再换算成每‎毫升菌液(或每克样品‎)中微生物细‎胞的数量。

细胞计数板‎-使用方法1.视待测菌悬‎液浓度,加无菌水适‎当稀释(斜面一般稀‎释100倍‎?),以每小格的‎菌数可数为‎度。

2.取洁净的细‎胞计数板一‎块,在计数区上‎盖上一块盖‎玻片。

3.将菌悬液摇‎匀,用滴管吸取‎少许,从计数板中‎间平台两侧‎的沟槽内沿‎盖玻片的下‎边缘滴入一‎小滴(不宜过多),让菌悬液利‎用液体的表‎面张力充满‎计数区,勿使气泡产‎生,并用吸水纸‎吸去沟槽中‎流出的多余‎菌悬液。

也可以将菌‎悬液直接滴‎加在计数区‎上(不要使计数‎区两边平台‎沾上菌悬液‎,以免加盖盖‎玻片后,造成计数区深度‎的升高),然后加盖盖‎玻片(勿使产生气‎泡)。

4.静置片刻,使细胞沉降‎到计数板上‎,不再随液体‎漂移。

将细胞计数‎板放置于显‎微镜的载物‎台上夹稳,先在低倍镜‎下找到计数‎区后,再转换高倍‎镜观察并计‎数。

细胞计数方法------细胞计数板法汇总

细胞计数方法------细胞计数板法汇总

细胞计数方法------细胞计数板法汇总细胞计数方法------细胞计数板法实验原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时,通过测定一定体积悬液中的细胞的数目,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数目。

具体操作:1. 将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板。

2. 将细胞悬液吸出少许,滴加在盖片边缘,使悬液充满盖片和计数板之间,静置3min,注意盖片下不要有气泡,也不能让悬液流入旁边槽中。

3. 计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧和上方的。

然后按公式计算:4细胞数/mL=四大格细胞总数/4×10个/ml(注:当细胞很多时,可在四个格中选一定数目较平均的小格,由于每大格中有16个小格,然后计左侧和上方的细胞数,求出每小格的细胞数,取平均值m,m 4×16即每个格的平均值。

所以,细胞密度=m×16×10个/ml) 说明:公式中除以4,因为计数了4个大格的细胞数。

4公式中乘以10因为计数板中每一个大格的体积为:331.0mm(长)×1.0mm(宽)×0.1mm(高)=0.1mm 而 1ml=1000ul=1000mm(注意:镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液。

)================================================细胞计数板的使用一、血球计数板-基本构造血球计数板是一块特制的厚型载玻片,载玻片上有四个槽构成三个平台。

中间的平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网,每个方格网共分九个大格,中央的一大格作为计数用,称为计数区。

计数区的刻度有两种:一种是计数区分为16个大方格(大方格用三线隔开),而每个大方格又分成25个小方格;另一种是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线分开),而每个大方格又分成16个小方格。

细胞计数方法-细胞计数板法

细胞计数方法-细胞计数板法

细胞计数方法--—--—细胞计数板法实验原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时,通过测定一定体积悬液中得细胞得数目,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞得细胞数目。

具体操作:1、将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板.2、将细胞悬液吸出少许,滴加在盖片边缘,使悬液充满盖片与计数板之间,静置3min,注意盖片下不要有气泡,也不能让悬液流入旁边槽中。

3、计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧与上方得。

然后按公式计算:细胞数/mL=四大格细胞总数/4×10个/ml(注:当细胞很多时,可在四个格中选一定数目较平均得小格,由于每大格中有16个小格,然后计左侧与上方得细胞数,求出每小格得细胞数,取平均值m,m×16即每个格得平均值。

所以,细胞密度=m×16×10个/ml)说明:公式中除以4,因为计数了4个大格得细胞数。

公式中乘以10因为计数板中每一个大格得体积为:1、0mm(长)×1、0mm(宽)×0、1mm(高)=0、1mm 而1ml=1000ul=1000mm(注意:镜下偶见有两个以上细胞组成得细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液。

)================================================细胞计数板得使用一、血球计数板-基本构造血球计数板就是一块特制得厚型载玻片,载玻片上有四个槽构成三个平台。

中间得平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网,每个方格网共分九个大格,中央得一大格作为计数用,称为计数区.计数区得刻度有两种:一种就是计数区分为16个大方格(大方格用三线隔开),而每个大方格又分成25个小方格;另一种就是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线分开),而每个大方格又分成16个小方格。

但就是不管计数区就是哪一种构造,它们都有一个共同特点,即计数区都由400个小方格组成。

血细胞计数板计数法

血细胞计数板计数法

血细胞计数板计数法
血球计数板是一种特制玻片,厚度比普通载玻片厚。

玻片中有四条下凹的槽,构成三个平台。

中间平台较宽,被一短横槽隔为两半,每半边上面刻有一个方格网。

方格网上刻有9个大方格,其中只有中间的一个大方格为计数室,供微生物计数使用。

计数室通常有两种规格,分别是16×25型和25×16型。

不管是哪一种构造,每一大方格都是由400个小方格组成。

16×25型的计数板将计数室放大,可见它含16中格。


般取四角(1、4、13、16)四个中方格(100个小方格)计数。

细胞个数/1mL=100个小方格细胞总数/ 100×400××稀释倍数。

25×16型的计数板中央大方格以双线等分成25个中方格,每个中方格又分成16个小方格,供细胞计数使用。

一般计数
四个角和中央的五个中方格(80个小方格)的细胞数。

细胞
个数/1mL=80个小方格细胞总数/ 80×400××稀释倍数。

注意事项:从培养瓶中取培养原液计数必须摇匀培养液后再取样,培养后期的样液稀释后再计数。

细胞计数板的计数公式

细胞计数板的计数公式

细胞计数板的计数公式细胞计数板是咱们在生物学研究和实验中经常会用到的一个小工具,它能帮咱们搞清楚细胞的数量。

要说这细胞计数板的计数公式,那可得好好说道说道。

先来说说细胞计数板长啥样。

它就像一个小小的方格世界,被划分成了好多小格子。

这些格子可不是随便划分的,那都是有讲究的。

咱们用细胞计数板的时候,得先把细胞悬液滴在上面,然后在显微镜下观察。

这时候问题就来了,怎么数这些细胞呢?这就得靠咱们的计数公式啦。

公式是这样的:细胞数/mL = (四个大格子细胞总数/4)× 10^4 ×稀释倍数。

我给您举个例子啊,有一次我带学生们做实验,用的就是细胞计数板。

那时候,有个学生特别较真儿,非要弄明白这个公式是咋来的。

我就跟他细细地解释。

咱们先看那四个大格子,为啥除以 4 呢?因为要取个平均值嘛,这样更准确。

然后乘以 10^4 ,这是因为细胞计数板上每个大格子的体积是固定的,乘以这个数就是把细胞数换算成每毫升的数量。

还有那个稀释倍数,要是咱们之前对细胞悬液做了稀释,那就得把这个考虑进去,才能得到原来细胞悬液中的真实细胞数量。

这个学生听完,恍然大悟,然后自己认认真真地数细胞,算结果。

看着他那股认真劲儿,我心里特别欣慰。

再来说说在使用这个公式的时候要注意的地方。

首先,数细胞的时候得细心,可别多数或者少数了。

还有啊,细胞悬液得均匀,不然数出来的结果可就不准啦。

总之,细胞计数板的计数公式虽然看起来有点复杂,但只要咱们明白了其中的道理,多练习几次,就能熟练掌握,为咱们的生物学研究和实验提供准确的数据支持。

就像咱们做任何事情一样,只要用心去琢磨,就没有搞不定的!希望大家都能跟细胞计数板成为好朋友,让它为咱们的科学探索之路助力!。

细胞计数板的使用方法

细胞计数板的使用方法

细胞计数板的使⽤⽅法⾎球计数板-基本构造⾎球计数板是⼀块特制的厚型载玻⽚,载玻⽚上有四个槽构成三个平台。

中间的平台较宽,其中间⼜被⼀短横槽分隔成两半,每个半边上⾯各刻有⼀⼩⽅格⽹,每个⽅格⽹共分九个⼤格,中央的⼀⼤格作为计数⽤,称为计数区。

计数区的刻度有两种:⼀种是计数区分为16个⼤⽅格(⼤⽅格⽤三线隔开),⽽每个⼤⽅格⼜分成25个⼩⽅格;另⼀种是⼀个计数区分成25个⼤⽅格(⼤⽅格之间⽤双线分开),⽽每个⼤⽅格⼜分成16个⼩⽅格。

但是不管计数区是哪⼀种构造,它们都有⼀个共同特点,即计数区都由400个⼩⽅格组成。

计数区边长为1mm,则计数区的⾯积为1mm2,每个⼩⽅格的⾯积为1/400mm2。

盖上盖玻⽚后,计数区的⾼度为0.1mm,所以每个计数区的体积为0.1mm3,每个⼩⽅格的体积为1/4000mm3。

使⽤细胞计数板计数时,先要测定每个⼩⽅格中微⽣物的数量,再换算成每毫升菌液(或每克样品)中微⽣物细胞的数量。

细胞计数板-使⽤⽅法1.视待测菌悬液浓度,加⽆菌⽔适当稀释(斜⾯⼀般稀释100倍),以每⼩格的菌数可数为度。

2.取洁净的细胞计数板⼀块,在计数区上盖上⼀块盖玻⽚。

3.将菌悬液摇匀,⽤滴管吸取少许,从计数板中间平台两侧的沟槽内沿盖玻⽚的下边缘滴⼊⼀⼩滴(不宜过多),让菌悬液利⽤液体的表⾯张⼒充满计数区,勿使⽓泡产⽣,并⽤吸⽔纸吸去沟槽中流出的多余菌悬液。

也可以将菌悬液直接滴加在计数区上(不要使计数区两边平台沾上菌悬液,以免加盖盖玻⽚后,造成计数区深度的升⾼),然后加盖盖玻⽚(勿使产⽣⽓泡)。

4.静置⽚刻,使细胞沉降到计数板上,不再随液体漂移。

将细胞计数板放置于显微镜的载物台上夹稳,先在低倍镜下找到计数区后,再转换⾼倍镜观察并计数。

由于⽣活细胞的折光率和⽔的折光率相近,观察时应减弱光照的强度。

5.计数时若计数区是由16个⼤⽅格组成,按对⾓线⽅位,数左上、左下、右上、右下的4个⼤⽅格(即100⼩格)的菌数。

细胞计数板计算公式

细胞计数板计算公式

细胞计数板计算公式
1.细胞计数公式:
细胞计数公式用于确定在计数室(网格区域)中的细胞数量。

通常,细胞计数板上的计数室中的每个小方格都有相同的深度(0.1毫米)。

因此,我们可以使用以下公式来计算细胞数:
细胞数(每毫升)=平均细胞数×10,000×稀释倍数
其中,平均细胞数是指计数室中每个小方格的平均细胞数。

一般情况下,我们至少要对9个小方格进行计数,并计算它们的平均数来获得较准确的结果。

稀释倍数是指在使用细胞计数板时将细胞样品进行的适当稀释倍数。

2.细胞浓度计算公式:
细胞浓度计算公式用于确定在原始细胞样品中的细胞浓度。

细胞浓度通常以每毫升的细胞数来表示。

我们可以使用以下公式计算细胞浓度:细胞浓度(每毫升)=细胞数(每毫升)÷稀释倍数
根据该公式,通过将细胞数除以适当的稀释倍数,我们可以得出原始细胞样品中的浓度。

3.误差计算:
在使用细胞计数板进行细胞计数时,我们应该尽量减少误差。

常见的误差因素包括计数室中的计数误差和稀释倍数的误差。

计数误差是指因为计数不准确而导致的误差。

为了尽量减小计数误差,我们应该对足够数量的小方格进行计数,并计算它们的平均值来增加准确性。

稀释倍数误差是指因为在稀释过程中使用不准确的稀释液导致的误差。

为了减小稀释倍数误差,我们应该使用精确的量杯或移液器,并遵循准确
的稀释方法。

另外,还应注意选择合适的倍率放大镜来进行观察。

通常情况下,使
用10倍或20倍放大镜来观察计数室中的细胞更为合适。

细胞计数方法细胞计数板法

细胞计数方法细胞计数板法

细胞计数⽅法细胞计数板法细胞计数⽅法------细胞计数板法实验原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时,通过测定⼀定体积悬液中的细胞的数⽬,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数⽬。

具体操作:1. 将计数板及盖⽚擦拭⼲净,并将盖⽚盖在计数板。

2. 将细胞悬液吸出少许,滴加在盖⽚边缘,使悬液充满盖⽚和计数板之间,静置3min,注意盖⽚下不要有⽓泡,也不能让悬液流⼊旁边槽中。

3. 计算板四⼤格细胞总数,压线细胞只计左侧和上⽅的。

然后按公式计算:细胞数/mL=四⼤格细胞总数/4×104个/ml(注:当细胞很多时,可在四个⼤格中选⼀定数⽬较平均的⼩格,由于每⼤格中有16个⼩格,然后对选定的⼩格计左侧和上⽅的细胞数,求出每⼩格的细胞数,取平均值m,m×16即每个⼤格的平均值。

所以,细胞密度=m×16×104个/ml) 说明:公式中除以4,因为计数了4个⼤格的细胞数。

公式中乘以104因为计数板中每⼀个⼤格的体积为:1.0mm(长)×1.0mm(宽)×0.1mm(⾼)=0.1mm3⽽1ml=1000ul=1000mm3(注意:镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液。

)================================================细胞计数板的使⽤⼀、⾎球计数板-基本构造⾎球计数板是⼀块特制的厚型载玻⽚,载玻⽚上有四个槽构成三个平台。

中间的平台较宽,其中间⼜被⼀短横槽分隔成两半,每个半边上⾯各刻有⼀⼩⽅格⽹,每个⽅格⽹共分九个⼤格,中央的⼀⼤格作为计数⽤,称为计数区。

计数区的刻度有两种:⼀种是计数区分为16个⼤⽅格(⼤⽅格⽤三线隔开),⽽每个⼤⽅格⼜分成25个⼩⽅格;另⼀种是⼀个计数区分成25个⼤⽅格(⼤⽅格之间⽤双线分开),⽽每个⼤⽅格⼜分成16个⼩⽅格。

细胞计数板使用方法

细胞计数板使用方法

细胞计数板使用方法
实验原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时,通过测定一定体积悬液中的细胞的数目,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数目。

具体操作:
1. 将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板。

2. 将细胞悬液吸出少许,滴加在盖片边缘,使悬液充满盖片和计数板之间,静置3min,注意盖片下不要有气泡,也不能让悬液流入旁边槽中。

3. 计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧和上方的。

然后按公式计算:细胞数/mL=四大格细胞总数/4×104
说明:公式中除以4,因为计数了4个大格的细胞数。

公式中乘以104因为计数板中每一个大格的体积为:
1.0mm(长)×1.0mm(宽)×0.1mm(高)=0.1mm3 而 1ml=1000mm3
(注意:镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液)
细胞计数板的使用
血球计数板-基本构造
血球计数板是一块特制的厚型载玻片,载玻片上有四个槽构成三个平台。

中间的平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网,每个方格网共分九个大格,中央的一大格作为计数用,称为计数区。

计数区的刻度有两种:一种是计数区分为16个大方格(大方格用三线隔开),而每个大方格又分成25个小方格;另一种是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线分开),而每个大方格又分成16个小方格。

但是不管计数区是哪一种构造,它们都有一个共同特点,即计数区都由400个小方格组成。

细胞计数板的计数方法16格

细胞计数板的计数方法16格

细胞计数板的计数方法16格细胞计数板是一种常用的实验室设备,用于细胞计数和细胞浓度的测定。

它通常由一块具有16个小方格的玻片和一份计数盖玻片组成。

下面我将详细介绍细胞计数板的计数方法。

首先,准备工作很重要。

首先,我们需要将细胞样品制备好,使其悬浮在一种适当的缓冲液中。

然后,取出细胞计数板和计数盖玻片,并将它们清洗干净。

一般来说,我们可以用无酒精清洗剂清洗,并用去离子水漂洗干净。

然后,将细胞悬浮液使用吸管或移液器转移到计数板的特定区域。

计数盖玻片会自动吸附悬浮液,并形成一层薄膜。

请注意,在充满16个小方格之前,我们需要提前进行稀释,以确保在每个小方格中有足够的细胞数量。

通常,我们将在悬浮液中稀释后的细胞数与稀释液的体积进行比例计算,以得出稀释倍数。

接下来,使用光学显微镜观察和计数细胞。

在使用显微镜之前,我们需要确保显微镜的聚焦和放大倍数设置正确。

在观察时,选择一个方便的小方格作为起始点,并沿着方格的边线进行计数,直到计数完所有的小方格。

每个小方格的边长是0.1mm,在厚盖玻片中高度为0.1mm。

因此,每个小方格的体积为0.01nl。

当我们观察细胞时,我们需要学会正确区分不同类型的细胞。

有时,我们需要染色来帮助我们观察和计数细胞。

一般来说,我们可以使用胚胎生长的染色剂,如Trypan蓝。

在计数细胞时,我们需要注意一些规则和技巧。

首先,我们应该保持计数计划连续而有序,以避免重复或遗漏某些细胞。

其次,我们需要识别并计数那些“接触”线上的细胞。

这些细胞通常只在其中一个小方格中出现,我们应该记住并进行计数。

此外,我们应该尽力避免计数那些出现在计数框线上的细胞,因为它们可能在其他计数方格内。

最后,我们需要根据细胞计数板的数值进行计算。

给定计数板的体积为0.01nl,我们可以使用以下公式来计算细胞密度:浓度(cells/mL)= 细胞数/ (体积(mL)x 稀释倍数)细胞计数板是一种非常实用的工具,广泛应用于生物学、生物医学和临床实验室。

细胞计数板原理和使用方法

细胞计数板原理和使用方法

细胞计数板原理和使用方法
1细胞计数板概述
细胞计数板是一种用于计数和测量生物样本中细胞数量的仪器。

这种工具可以简化和标准化细胞计数过程,从而提高实验结果的准确性和可信度。

2细胞计数板的原理
细胞计数板的工作原理基于显微镜技术。

这种仪器由两个部分组成:计数板和显微镜。

计数板上有一个或多个矩形格子。

在样本液体中,细胞被冠以一定的比例与染色剂混合,使细胞易于识别。

通过显微镜观察,在正方形格子内数细胞数量,换句话说计算出每个格子内的所有细胞数量。

这样可以得出细胞数量的平均值,并根据实验中使用的稀释倍数计算出样本中实际的细胞数量。

3细胞计数板的使用方法
1.准备工作
将细胞样品和染料混合,并稀释到可计数范围内。

取出计数板和显微镜,用消毒酒精擦拭片面。

2.将样品置于计数板上
取少量样品液体,置于计数板的一个矩形格内。

确保液体充满格子,不留气泡。

3.计数
使用显微镜观察格子内的细胞数量。

每一格子中的所有细胞都应被仔细地数出,然后在对所有格子的细胞数量进行求和后计算平均数。

4.计算
根据每个格子内的细胞数量,以及所用的稀释倍数和计数板上的面积等信息,计算样品中的细胞数量。

5.计数后的清洗
取下计数板,用清水进行清洗可以重新使用。

4结论
细胞计数板是一种简单而强大的工具,用于准确测量细胞数量。

实验操作过程中要严格按照规定要求操作。

掌握细胞计数板的使用方法,可以提高实验结果的准确性,用于科学研究实验。

细胞计数板的使用方法

细胞计数板的使用方法

血球计数板-基本构造血球计数板是一块特制的厚型载玻片, 载玻片上有四个槽构成三个平台。

中间的 平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网, 每个方格网共分九个大格,中央的一大格作为计数用,称为计数区。

计数区的刻 度有两种:一种是计数区分为16个大方格(大方格用三线隔开),而每个大方 格 又分成25个小方格;另一种是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线 分开),而每个大方格又分成16个小方格。

但是不管计数区是哪一种构造,它 们 都有一个共同特点,即计数区都由400个小方格组成。

计数区边长为1mm 则计数区的面积为1mA ,每个小方格的面积为1/400口吊。

盖 上盖玻片后,计数区的高度为0.1mm 所以每个计数区的体积为0.1mA,每个小 方格的体积为1/4000mm 。

使用细胞计数板计数时,先要测定每个小方格中微生物的数量, 再换算成每毫升 菌液(或每克样品)中微生物细胞的数量细胞计数板-使用方法1 •视待测菌悬液浓度,加无菌水适当稀释(斜面一般稀释100倍),以每小格的菌数可数为度2•取洁净的细胞计数板一块,在计数区上盖上一块盖玻片3•将菌悬液摇匀,用滴管吸取少许, 从计数板中间平台两侧的沟槽内沿盖玻片的下边缘滴入“!抽囂耳 Hil4k #* il Vi - h 屮■ If r 破板霁觸鈕一小滴(不宜过多),让菌悬液利用液体的表面张力充满计数区, 勿使气泡产生,并用吸水纸吸去沟槽中流出的多余菌悬液。

也可以将菌悬液直接滴加在计数区上(不要使计数区两边平台沾上菌悬液,以免加盖盖玻片后,造成计数区深度的升高),然后加盖盖玻片(勿使产生气泡)。

4•静置片刻,使细胞沉降到计数板上,不再随液体漂移。

将细胞计数板放置于显微镜的载物台上夹稳,先在低倍镜下找到计数区后,再转换高倍镜观察并计数。

由于生活细胞的折光率和水的折光率相近,观察时应减弱光照的强度。

5.计数时若计数区是由16个大方格组成,按对角线方位,数左上、左下、右上、右下的4个大方格(即100小格)的菌数。

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细胞计数方法------细胞计数板法实验原理:当待测细胞悬液中细胞均匀分布时,通过测定一定体积悬液中的细胞的数目,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数目。

具体操作:1. 将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板。

2. 将细胞悬液吸出少许,滴加在盖片边缘,使悬液充满盖片和计数板之间,静置3min,注意盖片下不要有气泡,也不能让悬液流入旁边槽中。

3. 计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧和上方的。

然后按公式计算:细胞数/mL=四大格细胞总数/4×104个/ml(注:当细胞很多时,可在四个格中选一定数目较平均的小格,由于每大格中有16个小格,然后计左侧和上方的细胞数,求出每小格的细胞数,取平均值m,m×16即每个格的平均值。

所以,细胞密度=m×16×104个/ml)说明:公式中除以4,因为计数了4个大格的细胞数。

公式中乘以104因为计数板中每一个大格的体积为:1.0mm(长)×1.0mm(宽)×0.1mm(高)=0.1mm3而1ml=1000ul=1000mm3(注意:镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液。

)================================================细胞计数板的使用一、血球计数板-基本构造血球计数板是一块特制的厚型载玻片,载玻片上有四个槽构成三个平台。

中间的平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网,每个方格网共分九个大格,中央的一大格作为计数用,称为计数区。

计数区的刻度有两种:一种是计数区分为16个大方格(大方格用三线隔开),而每个大方格又分成25个小方格;另一种是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线分开),而每个大方格又分成16个小方格。

但是不管计数区是哪一种构造,它们都有一个共同特点,即计数区都由400个小方格组成。

计数区边长为1mm,则计数区的面积为1mm2,每个小方格的面积为1/400mm2。

盖上盖玻片后,计数区的高度为0.1mm,所以每个计数区的体积为0.1mm3,每个小方格的体积为1/4000mm3。

使用细胞计数板计数时,先要测定每个小方格中微生物的数量,再换算成每毫升菌液(或每克样品)中微生物细胞的数量。

二、细胞计数板-使用方法1.视待测菌悬液浓度,加无菌水适当稀释(斜面一般稀释100倍),以每小格的菌数可数为度。

2.取洁净的细胞计数板一块,在计数区上盖上一块盖玻片。

3.将菌悬液摇匀,用滴管吸取少许,从计数板中间平台两侧的沟槽内沿盖玻片的下边缘摘入一小滴(不宜过多),让菌悬液利用液体的表面张力充满计数区,勿使气泡产生,并用吸水纸吸去沟槽中流出的多余菌悬液。

也可以将菌悬液直接滴加在计数区上(不要使计数区两边平台沾上菌悬液,以免加盖盖玻片后,造成计数区深度的升高),然后加盖盖玻片(勿使产生气泡)。

4.静置片刻,使细胞沉降到计数板上,不再随液体漂移。

将细胞计数板放置于显微镜的载物台上夹稳,先在低倍镜下找到计数区后,再转换高倍镜观察并计数。

由于生活细胞的折光率和水的折光率相近,观察时应减弱光照的强度。

5.计数时若计数区是由16个大方格组成,按对角线方位,数左上、左下、右上、右下的4个大方格(即100小格)的菌数。

如果是25个大方格组成的计数区,除数上述四个大方格外,还需数中央1个大方格的菌数(即80个小格)。

为了保证计数的准确性,避免重复计数和漏记,在计数时,对沉降在格线上的细胞的统计应有统一的规定。

如菌体位于大方格的双线上,计数时则数上线不数下线,数左线不数右线,以减少误差。

即位于本格上线和左线上的细胞计入本格,本格的下线和右线上的细胞按规定计入相应的格中。

见下图:即本格中计数细胞为3个。

6.对于出芽的酵母菌,芽体达到母细胞大小一半时,即可作为两个菌体计算。

每个样品重复计数2-3次(每次数值不应相差过大,否则应重新操作),按公式计算出每mL(g)菌悬液所含细胞数量。

7.测数完毕,取下盖玻片,用水将细胞计数板冲洗干净,切勿用硬物洗刷或抹擦,以免损坏网格刻度。

洗净后自行晾干或用吹风机吹干,放入盒内保存。

三、细胞计数板-计数公式1、16格×25格的细胞计数板计算公式:细胞数/ml=100小格内细胞个数/100×400×10000×稀释倍数1、25格×16格的细胞计数板计算公式:细胞数/ml=80小格内细胞个数/80×400×10000×稀释倍数四、血细胞计数板计数的误差主要来自哪些方面?应如何尽量减少误差,力求准确?血细胞计数的误差分别来源于技术误差和固有误差。

其中由于操作人员采血不顺利,器材处理、使用不当,稀释不准确,细胞识别错误等因素所造成的误差属技术误差;而由于仪器(计数板、盖片、吸管等)不够准确与精密带来的误差称仪器误差,由于细胞分布不均匀等因素带来的细胞计数误差属于分布误差或计数域误差(filed error )。

仪器误差和分布误差统称为固有误差或系统误差。

技术误差和仪器误差可通过规范操作、提高熟练程度和校正仪器而避免或纠正,但细胞分布误差却难于彻底消除。

因此,搞好红细胞计数的质量控制一般需采用以下措施。

1.避免技术误差,纠正仪器误差(1)所用器材均应清洁干燥,计数板、血盖片、微量吸管及刻度吸管的规格应符合要求或经过校正。

①计数板的鉴定:要求计数室的台面光滑、透明,划线清晰,计数室划线面积准确。

必要时采用严格校正的目镜测微计测量计数室的边长与底面积,用微米千分尺测量计数室的深度。

美国国家标准局(NBS )规定每个大方格边长的误差应小于1%,即1±0.01mm ,深度误差应小于2%,即0.1±0.002mm 。

若超过上述标准,应弃之不用。

②血盖片应具有一定的重量,平整、光滑、无裂痕,厚薄均匀一致,可使用卡尺多点测量(至少在9个点),不均匀度在0.002mm 之内。

必要时采用平面平行仪进行测量与评价,要求呈现密集平行的直线干涉条纹。

最简单的评价方法是将洁净的盖片紧贴于干燥的平面玻璃上,若能吸附一定的时间不脱落,落下时呈弧线形旋转,表示盖片平整、厚薄均匀。

同时,合格的盖片放置在计数室表面后,与支持柱紧密接触的部位可见到彩虹。

精选出的盖片与其他盖片紧密重合后,在掠射光线下观察,如见到完整平行的彩虹条纹表示另一枚盖片质量也符合要求。

③目前临床实验室多采用一次性微量采血管采集毛细血管血,除注意定点购买使用信誉较好厂家的产品外,还应对每一批量的采血管进行抽样检查,可通过水银称重法或有色溶液比色法进行校正,误差不应超过±1%。

(2)红细胞稀释液应等渗、新鲜、无杂质微粒。

(3)严格操作,从消毒、采血、稀释、充池到计数都应规范,尤其应注意的是血样稀释及充池时既要作到充分混匀,又要防止剧烈震荡为破坏红细胞。

必须一次性充满计数室,防止产生气泡,充入细胞悬液的量以不超过计数室台面与血盖片之间的矩形边缘为宜。

(4)报告法定计量单位。

2.缩小计数域误差或分布误差 由于血细胞在充入计数室后呈随机分布或称Poisson 分布( ),2,1,0(!)(⋯===-k k e k X P κλλ),而我们所能计数的细胞分布范围是有限的,由此造成的计数误差称为计数域误差或分布误差。

缩小这种误差的有效方法就是尽量扩大细胞计数范围和计数数目,一般先进行误差估计,然后决定所需计数的数目和计数范围,只要能将误差控制在允许范围内即可。

Berkson 指出,当使用同一支吸管、同一面计数室,计数0.2mm2面积的细胞数,有望将 CV 控制在可接受的7%以内。

对于红细胞计数而言,由于红细胞数量较多,在计数室中显得比较“拥挤”,根据Poisson 公式推断, 。

欲将误差控制在变异百分数5%以内,至少需要在计数室中计数400个红细胞,因此要求计数五个中方格的红细胞。

事实上Berkson 还通过实验证明,红细胞的计数域误差为s=0.92 ,较理论误差(Poisson 分布误差)要小。

3.排除异常标本的干扰 白细胞数量在正常范围时,相对于红细胞数量来讲,其影响可忽略,但如白细胞过高(>100×109/L ),则应对计数结果进行校正。

方法是:①实际RBC=计得RBC-WBC。

如当红细胞换算后为3.5×1012/L、白细胞换算后为100×109/L时,病人实际红细胞数应为 3.4×1012/L。

②在高倍镜下计数时,避开有核细胞。

有核细胞体积比正常红细胞大,中央无凹陷,无草黄色折光,可隐约见到细胞核。

此外,当病人急性严重贫血时网织红细胞可提前大量释放,也给红细胞计数带来一定的干扰,而且影响网织红细胞绝对值计算结果。

其校正方法有待探讨。

Using a Counting ChamberFor microbiology, cell culture, and many applications that require use of suspensions of cells it is necessary to determine cell concentration. One can often determine cell density of a suspension spectrophotometrically, however that form of determination does not allow an assessment of cell viability, nor can one distinguish cell types.A device used for determining the number of cells per unit volume of a suspension is called a counting chamber. The most widely used type of chamber is called a hemocytometer, since it was originally designed for performing blood cell counts.To prepare the counting chamber the mirror-like polished surface is carefully cleaned with lens paper. The coverslip is also cleaned. Coverslips for counting chambers are specially made and are thicker than those for conventional microscopy, since they must be heavy enough to overcome the surface tension of a drop of liquid. The coverslip is placed over the counting surface prior to putting on the cell suspension. The suspension is introduced into one of the V-shaped wells with a pasteur or other type of pipet. The area under the coverslip fills by capillary action. Enough liquid should be introduced so that the mirrored surface is just covered. The charged counting chamber is then placed on the microscope stage and the counting grid is brought into focus at low power.It is essential to be extremely careful with higher power objectives, since the counting chamber is much thicker than a conventional slide. The chamber or an objective lens may be damaged if the user is not not careful. One entire grid on standard hemacytometers with Neubauer rulings can be seen at 40x (4x objective). The main divisions separate the grid into 9 large squares (like a tic-tac-toe grid). Each square has a surface area of one square mm, and the depth of the chamber is 0.1 mm. Thus the entire countinggrid lies under a volume of 0.9 mm-cubedSuspensions should be dilute enough so that the cells or other particles do not overlap each other on the grid, and should be uniformly distributed. To perform the count, determine the magnification needed to recognize the desired cell type. Now systematically count the cells in selected squares so that the total count is 100 cells or so (number of cells needed for a statistically significant count). For large cells this may mean counting the four large corner squares and the middle one. For a dense suspension of small cells you may wish to count the cells in the four 1/25 sq. mm corners plus the middle square in the central square. Always decide on a specific counting patter to avoid bias. For cells that overlap a ruling, count a cell as "in" if it overlaps the top or right ruling, and "out" if it overlaps the bottom or left ruling.?Here is a way to determine a particle count using a Neubauer hemocytometer. Suppose that you conduct a count as described above, and count 187 particles in the five small squares described. Each square has an area of 1/25 mm-squared (that is, 0.04 mm-squared) and depth of 0.1 mm. The total volume in each squareis (0.04)x(0.1) = 0.004 mm-cubed. You have five squares with combined volume of 5x(0.004) = 0.02mm-cubed. Thus you counted 187 particles in a volume of 0.02 mm-cubed, giving you 187/(0.02) = 9350 particles per mm-cubed. There are 1000 cubic millimeters in one cubic centimeter (same as a milliliter), so your particle count is 9,350,000 per ml.Cells are often large enough to require counting over a larger surface area. For example, you might count the total number of cells in the four large corner squares plus the middle combined. Each square has surface area of 1 mm-squared and a depth of 0.1 mm, giving it a volume of 0.1 mm-cubed. Suppose that you counted 125 cells (total) in the five squares. You then have 125 cells per 0.5 mm-cubed, which is 250 cells/mm-cubed. Again, multiply by 1000 to determine cell count per ml (250,000).Sometimes you will need to dilute a cell suspension to get the cell density low enough for counting. In that case you will need to multiply your final count by the dilution factor. For example, suppose that for counting you had to dilute a suspension of Chlamydomonas 10 fold. Suppose you obtained a final count of 250,000 cells/ml as described above. Then the count in the original (undiluted) suspension is 10 x 250,000 which is 2,500,000 cells/ml.。

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