PCR结果分析CT法详细介绍

合集下载

一文讲清qPCR(荧光定量PCR)的Ct值

一文讲清qPCR(荧光定量PCR)的Ct值

一文讲清qPCR(荧光定量PCR)的Ct值做qPCR不可能不知道Ct值。

直到现在,所有做qPCR的童鞋们,都认为Ct值就是荧光定量PCR的YYDS。

真的是这样吗?大家慢慢分析吧,可以未雨绸缪的关注一下。

我在之前的长文中讲到,对qPCR有三阶认识,如果还没有看过的,出门左转-右转-向东-向西-向南-向北,最后点击下面的链接。

不出所料,你必须掉头,再也不回来,因为文章在万里里有点长。

今天我们要说的问题,也是对qPCR的更高阶的认识。

1、Ct值到底是不是YYDS?2、Ct值跟哪些因素有关?3、同样的模板,Ct值大试剂盒就差吗?要不要换试剂盒?先从这张盗版图说起。

你必须了解以下概念和问题。

Ct值-阈值-基线1、阈值循环数(Cycle threshold,Ct值)的含义为:每个反应管内的荧光信号到达设定阈值时所经历的循环数。

Ct值与模板的起始拷贝数的对数存在线性关系,起始模板浓度越高,Ct值越小;起始模板量浓度越低,Ct值越大。

这就是荧光定量PCR的理论基础。

2、阈值怎么确定呢?阈值(threshold)一般是基线的标准偏差的10倍。

为什么是10倍,而不是5倍8倍?就是为了和基线拉开距离,证明PCR扩增进入指数扩增期。

为什么不是20倍30倍?因为每个一PCR循环都会放大误差,而此时误差还未被放大。

我们当然可以把阈值设置到30个循环,但是30个循环以后,扩增效率和其它误差带来的数据偏差,估计他妈妈都不认识了。

3、基线又是怎么确定呢?基线(baseline)通常是3-15个循环的荧光信号,同一次反应中针对不同的基因需单独设置基线。

很显然,基线一变,阈值就改变了,阈值改变,Ct值就跟着改变。

由于每次实验的样本和仪器,甚至混合情况不一样,使得基线有所差异,最终会影响Ct值。

所以拿上一次实验的样本去检测本次实验的Ct值是否一致,本身就是刻舟求剑,没有可比性,所以童鞋们应该明白了,为啥qPCR一做就要放在一起做,就是这个原因。

荧光定量pcr结果分析

荧光定量pcr结果分析

如果有标准曲线,按照标准曲线计算。

一般都就是相对量。

则用deltadeltaCT方法来计算。

举例如下:ﻫ对照组基因A得CT值为20, 内参(比如βactin)CT值15。

实验组基因A CT值18,内参CT值14。

ﻫ首先算加样量:delta CT=15-14=1。

2得1次方就是2、也就就是说实验组得加样量就是对照组得2倍、ﻫ基因A: deltaCT=20—18=2。

2得2次方就是4、也就就是说基因A得量在实验组就是对照组得4倍。

但就是由于加样量就是2倍,所以4处以2=2,最后得相对量就是2倍、
ﻫ几点注意:ﻫ1。

必须确定扩增得特异性
2、只有相同目标得CT值才能相减(扩增效率有可能不同)
3。

2得某次方只就是理论值,实际扩增效率低于2、ﻫ4。

最好不用Syber Green
由Ct值用2^—△△Ct法计算计算表达量差异得原理,可以瞧下面得图片:

ﻫ附件得Excel文件就是计算用得,感兴趣也可以瞧瞧由Ct值就是如何一步一步算出2^-△△Ct 得。

qpcr结果分析

qpcr结果分析

摘要:现在最常用的两种分析实时定量PCR 实验数据的方法是绝对定量和相对定量。

绝对定量通过标准曲线计算起始模板的拷贝数;相对定量方法则是比较经过处理的样品和未经处理的样品目标转录本之间的表达差异。

2-△△CT方法是实时定量PCR 实验中分析基因表达相对变化的一种简便方法,即相对定量的一种简便方法。

本文介绍了该方法的推导,假设及其应用。

另外,在本文中我们还介绍了两种2-△△CT衍生方法的推导和应用,它们在实时定量PCR 数据分析中可能会被用到。

关键词:反转录PCR 定量PCR 相对定量实时PCR Taqman反转录PCR (RT-PCR )是基因表达定量非常有用的一种方法(1 - 3 )。

实时PCR 技术和RT -PCR 的结合产生了反转录定量PCR 技术(4 ,5 )。

实时定量PCR 的数据分析方法有两种:绝对定量和相对定量。

绝对定量一般通过定量标准曲线来确定我们所感兴趣的转录本的拷贝数;相对定量方法则是用来确定经过不同处理的样品目标转录本之间的表达差异或是目标转录本在不同时相的表达差异。

绝对定量通常在需要确定转录本绝对拷贝数的条件下使用。

通过实时PCR 进行绝对定量已有多篇报道(6 - 9 ),包括已发表的两篇研究论文(10,11 )。

在有些情况下,并不需要对转录本进行绝对定量,只需要给出相对基因表达差异即可。

显然,我们说X 基因在经过某种处理後表达量增加 2.5 倍比说该基因的表达从1000 拷贝/ 细胞增加到2500 拷贝/ 细胞更加直观。

用实时PCR 对基因表达进行相对定量分析需要特殊的公式、假设以及对这些假设的验证。

2-△△CT 方法可用于定量PCR 实验来计算基因表达的相对变化:2-△△CT公式的推导,以及实验设计,有效性评估在Applied Biosystems User Bulletin No.2(P/N4303859)中有介绍。

用2-△△CT方法分析基因表达数据在文献中也有报道(5,6)。

「学习交流」PCR实验中Ct值的合理范围

「学习交流」PCR实验中Ct值的合理范围

「学习交流」PCR实验中Ct值的合理范围谈到分子实验就不得不聊到qPCR,Ct值一定是每位实验小姐姐小哥哥尤为关注的,今天咱们一起来交流关于qPCR实验中Ct值的合理范围。

01什么是Ct值阈值循环数(Threshold cycle ,Ct)也写作Ct值,荧光信号大于荧光阈值时PCR循环数。

仪器软件通常将第3-15个循环的荧光值设为基线(baseline),是由于测量的偶然误差引起的。

阈值(threshold)一般是基线的标准偏差的10倍。

在实际操作中也可以手动调节。

高于阈值的荧光信号被认为是真实的信号,用于定义Ct值。

Ct会受到阈值的影响,每次试验由于样品和仪器的不同会导致基线不同,进而影响阈值和Ct 值。

02Ct值的范围Ct值的范围为15-35。

Ct值小于15,认为扩增在基线期范围内,未达到荧光阈值。

理想情况下,Ct值与模板起始拷贝数的对数存在线性关系,也就是标准曲线。

通过标准曲线,扩增效率为100%时,计算出基因单个拷贝数定量的Ct值在35左右,若大于35,理论上模板起始拷贝数小于1,可认为无意义。

03Ct值的影响因素由扩增循环数和产物量之间的关系:扩增产物量=起始模板量×(1+En)循环个数,可以看出,在理想条件下,起始模板量和En会对Ct值产生影响。

模板质量或者扩增效率的差异会造成Ct值偏大或过小。

扩增效率Efficiency (En):通常要求在90%~110%。

效率低于100%,是由于PCR反应中存在抑制因素;而高于100%可能一些污染、非特异性扩增或者是引物二聚体造成。

模板的Ct值与该模板的起始拷贝数的对数存在一定线性关系,起始模板量浓度越高,Ct值越小;起始模板量浓度越低,Ct 值越大。

PCR循环在到达Ct值所在的循环数时,刚刚进入真正的指数扩增期(对数期),此时微小误差尚未放大,Ct值的重现性较好,即相同含量的初始模板,得到的Ct值是相对稳定的。

Ct值不是恒定不变的,可以受到不同样品、不同仪器的影响,即使相同的样品在相同的仪器上重复2遍,Ct值也会存在差异。

荧光定量pcr原理--ct值

荧光定量pcr原理--ct值

原始图谱
对数图谱
将温度与荧光强度的变化求导 (-dI/dT)
SYBR Green I染料法——融解曲线
融解曲线分析,单一峰 无非特异性荧光 定量准确
融解曲线分析,出现杂峰 其他产物出现非特异性荧 光,因此定量不准确
SYBR Green I染料法——优缺点
优点
缺点
对DNA模板没有选择性 适用于任何DNA
3’淬灭基团 淬灭基团性质 建议使用的5’报告基团
TAMRA 荧光物质 FAM, HEX, TET, JOE等
Eclipse
非荧光物质
FAM, HEX, TET, JOE, TAMRA, ROX等
Taqman探针法——优缺点
优点
高度特异性 重复性好 可进行多重定量
缺点
只适合一个特定的目标 委托公司标记,价格较高 不易找到本底低的探针
对照样品 6391.5
343.4
0.053 7
1.000
待测样品 1
8589.7
17.3
0.002 0
0.037
优点:分析待简测单2样,品 实验743优2.9化相1对94简6.1单
0.261 8
4.874
缺点:对每一个基因,每一轮实验都必需做标准曲线
应用:基因表达调控研究中最常用与公认的两种相对定量方法之一
Rn(荧光强度)
Log-liner phase Baseline
Log-liner phase Threshold
Cycle(循环数)
荧光定量PCR原理--Ct值
Rn(荧光强度)
Ct值的定义:
PCR扩增过程中,扩增 产物的荧光信号达到设 定的阈值时所经过的扩 增循环次数

荧光定量PCR技术原理与结果分析

荧光定量PCR技术原理与结果分析

荧光定量PCR技术原理与结果分析一、荧光定量PCR技术原理1.基本原理荧光定量PCR技术基于传统的PCR技术,其中关键的步骤是DNA的扩增。

PCR过程中,DNA模板会通过聚合酶链式反应在多个循环中进行指数级扩增。

在扩增过程中,每一个循环都包括三个主要步骤:变性,引物结合和扩增。

2.荧光标记3.荧光信号检测与分析在PCR反应的扩增过程中,荧光强度会随着PCR产物的扩增而增加。

荧光信号的强度与扩增目标DNA的数量成正比。

因此,通过测量PCR反应中发出的荧光信号的强度,可以确定目标DNA的起始数量。

二、荧光定量PCR技术结果分析1.标准曲线2.反应效率反应效率是PCR扩增的关键因素之一、反应效率是通过标准曲线的斜率来表示的,斜率越接近1,表示反应效率越高。

较低的PCR反应效率可能是由于试剂的浓度不足、PCR条件不合适或者目标DNA的起始浓度低。

3.CT值CT值是PCR反应过程中,荧光信号由背景噪声中分离出来的阈值周期数。

在荧光定量PCR实验中,CT值用于计算目标DNA的起始浓度。

CT值越小,表示目标DNA的起始数量越多。

4.荧光指数荧光指数是指测量PCR反应中特定周期(一般为指定阈值之后的周期)的荧光信号的增加量。

荧光指数也可以用来评估PCR的效果和目标DNA的起始数量。

荧光指数越高,表示目标DNA的起始数量越多。

5.目标基因的相对表达量总结起来就是,荧光定量PCR技术通过引入荧光标记的引物和探针,在PCR反应中实时监测荧光信号的强度变化来定量分析目标DNA的起始数量。

通过制备标准曲线、测量CT值和荧光指数,可以对PCR反应的效果和目标DNA的表达量进行定量分析。

此外,荧光定量PCR还可以用于研究目标基因的相对表达量。

荧光定量pcr 2-ct值统计方法

荧光定量pcr 2-ct值统计方法

荧光定量pcr 2-ct值统计方法荧光定量PCR(qPCR)是一种高灵敏度、高特异性的PCR技术,已经广泛应用于生物学、医学、环境科学等领域的分子遗传学研究中。

在qPCR实验中,常用的数据分析方法是2-CT值法(Delta-CT method)和标准曲线法(Standard curve method)。

本文将介绍2-CT 值法的统计方法及其应用。

1. 原理2-CT值法是一种基于CT值测定样品中目标基因表达水平的方法。

CT值指的是PCR循环数的阈值点,即当荧光信号强度到达一定程度时,PCR反应被认为已进入指数增长期。

CT值越低,表示目标基因的表达量越高。

实验中,通常以内参基因(如β-actin、GAPDH 等)作为对照,计算目标基因和内参基因的CT值差(Delta CT值,ΔCT),代表样品中目标基因的表达水平。

如下所示:ΔCT = CT(目标基因) - CT(内参基因)2. 统计方法使用2-CT值法,需要进行数据标准化、统计和图形展示。

2.1 数据标准化数据标准化是指将ΔCT值转换为相对表达量(Relative Quantification)或折叠变化(Fold Change),用于比较不同样品之间目标基因表达水平的差异。

相对表达量是一种无单位的值,其计算公式为:Relative Quantification = 2^-ΔCT其中,2为基数,-ΔCT表示将ΔCT值取相反数后再进行指数计算。

折叠变化是指样品中目标基因表达量的倍数差异。

其计算公式为:Fold Chang e = 2^ΔΔCT其中,ΔΔCT表示将两个样品的ΔCT值差(如对照组和实验组)做差。

(1)平均值和标准误差(Mean and Standard Error):计算每组样品的相对表达量或折叠变化的平均值和标准误差,用于比较不同样品组之间的差异。

(2)t检验(t-test):比较不同样品之间的平均值是否显著不同。

(4)基因表达热图(Heatmap):根据每个样品的相对表达量或折叠变化进行聚类分析和热图展示。

临床荧光PCR结果分析及常见问题

临床荧光PCR结果分析及常见问题

临床荧光PCR结果分析及常见问题临床荧光PCR技术是一种在临床实验室中常用的分子生物学技术,其通过特定荧光探针来检测靶DNA序列的存在与否。

本文将介绍临床荧光PCR结果的分析及常见问题,希望能为读者提供有益的信息。

一、荧光PCR结果分析在进行临床荧光PCR实验后,我们需要对结果进行分析以确定目标DNA序列的存在与否。

以下是一些常见的结果分析步骤:1. 结果判读通过荧光信号的强弱和峰值出现的时间,我们可以初步判断目标DNA序列是否存在。

正常情况下,目标序列存在的样本中,荧光信号会在特定的循环数内出现,信号的强度也会相应增加。

2. 阈值设定设置一个适当的阈值,通常为信号强度的百分比。

我们可以根据阈值来确定一个样本是阳性还是阴性。

当信号超过阈值时,我们判定该样本为阳性;反之则为阴性。

3. 确定循环阈值(CT值)循环阈值(CT值)是指荧光信号达到阈值所需的循环数。

CT值的大小可以反映样本中目标DNA序列的丰度。

一般来说,CT值越小,说明目标DNA序列的初始数量越高。

4. 结果解读通过对不同样本的CT值进行比较,我们可以对实验结果进行解读。

例如,CT值较小的样本表示目标DNA序列的存在量较高,而CT值较大的样本说明目标序列的存在量较低。

二、常见问题及解决方法在临床荧光PCR实验中,也存在一些常见问题会对结果产生影响,下面是一些常见问题的解决方法:1. 假阳性结果假阳性结果是指在实验中,实际上目标DNA序列不存在,但荧光信号却超过阈值,被误判为阳性。

这可能是由于试剂或样本污染、非特异性引物或探针选择不当等原因引起的。

为避免假阳性结果,我们需要仔细选择试剂和探针,控制好实验操作的严密性。

2. 假阴性结果假阴性结果是指在实验中,目标DNA序列实际存在,但荧光信号未超过阈值,被误判为阴性。

这可能是由于试剂浓度不足、PCR条件不合适等原因造成的。

为避免假阴性结果,我们需确保试剂充足且质量良好,并进行PCR反应的优化。

qpcr结果分析

qpcr结果分析

摘要:现在最常用的两种分析实时定量PCR 实验数据的方法是绝对定量和相对定量。

绝对定量通过标准曲线计算起始模板的拷贝数;相对定量方法则是比较经过处理的样品和未经处理的样品目标转录本之间的表达差异。

2-△△CT方法是实时定量PCR 实验中分析基因表达相对变化的一种简便方法,即相对定量的一种简便方法。

本文介绍了该方法的推导,假设及其应用。

另外,在本文中我们还介绍了两种2-△△CT衍生方法的推导和应用,它们在实时定量PCR 数据分析中可能会被用到。

关键词:反转录PCR 定量PCR 相对定量实时PCR Taqman反转录PCR (RT-PCR )是基因表达定量非常有用的一种方法(1 - 3 )。

实时PCR 技术和RT -PCR 的结合产生了反转录定量PCR 技术(4 ,5 )。

实时定量PCR 的数据分析方法有两种:绝对定量和相对定量。

绝对定量一般通过定量标准曲线来确定我们所感兴趣的转录本的拷贝数;相对定量方法则是用来确定经过不同处理的样品目标转录本之间的表达差异或是目标转录本在不同时相的表达差异。

绝对定量通常在需要确定转录本绝对拷贝数的条件下使用。

通过实时PCR 进行绝对定量已有多篇报道(6 - 9 ),包括已发表的两篇研究论文(10,11 )。

在有些情况下,并不需要对转录本进行绝对定量,只需要给出相对基因表达差异即可。

显然,我们说X 基因在经过某种处理後表达量增加 2.5 倍比说该基因的表达从1000 拷贝/ 细胞增加到2500 拷贝/ 细胞更加直观。

用实时PCR 对基因表达进行相对定量分析需要特殊的公式、假设以及对这些假设的验证。

2-△△CT 方法可用于定量PCR 实验来计算基因表达的相对变化:2-△△CT公式的推导,以及实验设计,有效性评估在Applied Biosystems User Bulletin No.2(P/N4303859)中有介绍。

用2-△△CT方法分析基因表达数据在文献中也有报道(5,6)。

PCR结果分析CT法详细介绍

PCR结果分析CT法详细介绍

PCR结果分析CT法详细介绍PCR(Polymerase Chain Reaction,聚合酶链式反应)是一种通过体外扩增特定DNA片段的方法,可以从极少量的DNA样本中扩增目标片段,并且可以进行定性和定量分析。

PCR的CT法(Cycle Threshold,循环阈值)是PCR结果分析的常用方法,本文将详细介绍PCR的CT法及其应用。

PCR的CT法基于PCR反应过程中的指数增长特点,通过检测反应体系中的荧光信号来确定目标DNA扩增的临界循环数。

CT值表示在反应体系中,荧光信号的强度超过阈值的所需循环数。

CT值越低,说明样本中的目标DNA浓度越高。

CT值的计算有多种方法,常用的有绝对和相对两种。

绝对法是通过建立标准曲线,根据标准曲线上对应CT值所对应的模板浓度,来计算未知样本中目标模板的浓度。

具体步骤如下:1.准备一系列已知模板浓度的DNA样品,使用这些样品进行PCR反应。

2.对PCR反应产物进行测量,记录荧光信号的强度和对应的CT值。

3.根据已知模板浓度与对应的CT值,建立标准曲线。

标准曲线的斜率可以代表PCR的效率,截距则代表背景信号的大小。

4.通过测量未知样本的CT值,根据标准曲线上对应的模板浓度,计算未知样本中目标模板的浓度。

相对法是通过比较不同样品的CT值来分析物种间或样品间的相对差异。

具体步骤如下:1.选择一个参照标准样品作为参照物,同时进行PCR反应,并计算其CT值作为参照CT值。

2.对其他样品进行PCR反应,测量其CT值。

3.计算其他样品的相对CT值,即用其他样品的CT值减去参照CT值,得到相对CT值。

4.通过比较不同样品之间的相对CT值,可以得出目标物在不同样品中的表达差异以及不同样品之间的相对浓度差异。

CT法在许多领域具有广泛的应用。

例如,在生物学研究中,通过比较不同组织或不同时间点的PCR结果的CT值,可以研究基因的表达差异;在医学诊断中,可以通过分析血液或组织样本中的CT值来检测和定量病原体或致病基因的存在;在食品安全监测中,可以通过PCR反应并分析CT值来快速检测食品中的致病菌或有害基因。

PCR结果分析CT法详细介绍

PCR结果分析CT法详细介绍
amount of amplified target reaches a fixed threshold.
Thus,
XT ϭ X0 ϫ (1 ϩ EX)CT,X is the threshold number of target molecules, CT,X is the threshold cycle for target amplification, and KX is a constant. A similar equation for the endogenous reference (internal control gene) reaction is
Elsevier Science (USA)
Key Words: reverse transcription polymerase chain reaction; quantitative polymerase chain reaction; relative quantification; real-time polymerase chain reaction; Taq Man.
Rearranging gives the expression
XN ϭ K ϫ (1 ϩ E )Ϫ⌬CT.
Quantifying the relative changes in gene expression using real-time PCR requires certain equations, assumptions, and the testing of these assumptions to properly analyze the data. The 2Ϫ⌬⌬CT method may be used to calculate relative changes in gene expression determined from real-time quantitative PCR experiments. Derivation of the 2Ϫ⌬⌬CT equation, including assumptions, experimental design, and validation tests, have been described in Applied Biosystems User Bulletin No. 2 (P/N 4303859). Analyses of gene expression data using the 2Ϫ⌬⌬CT method have appeared in the literature (5, 6). The purpose of this report is to present the derivation of the 2Ϫ⌬⌬CT method, assumptions involved in using the method, and applications of this method for the general literature. In addition, we present the derivation and application of two variations of the 2Ϫ⌬⌬CT method that may be useful in the analysis of real-time quantitative PCR data.

荧光定量pcr结果分析

荧光定量pcr结果分析

如果有标准曲线,按照标准曲线计算。

一般都是相对量。

则用delta delta CT方法来计算。

举例如下:
对照组基因A的CT值为20,内参(比如βactin)CT值15。

实验组基因A CT值18,内参CT值14。

首先算加样量:delta CT=15-14=1。

2的1次方是2。

也就是说实验组的加样量是对照组的2倍。

基因A: delta CT=20-18=2。

2的2次方是4。

也就是说基因A的量在实验组是对照组的4倍。

但是由于加样量是2倍,所以4处以2=2,最后的相对量是2倍。

几点注意:
1。

必须确定扩增的特异性
2。

只有相同目标的CT值才能相减(扩增效率有可能不同)
3。

2的某次方只是理论值,实际扩增效率低于2。

4。

最好不用Syber Green
由Ct值用2^-△△Ct法计算计算表达量差异的原理,可以看下面的图片:
附件的Excel文件是计算用的,感兴趣也可以看看由Ct值是如何一步一步算出2^-△△Ct的。

温馨提示:最好仔细阅读后才下载使用,万分感谢!。

荧光定量pcrct值范围 -回复

荧光定量pcrct值范围 -回复

荧光定量pcrct值范围-回复荧光定量PCR(qPCR)是一种常用的基因表达分析技术,可以快速、准确地测量DNA的相对丰度。

而荧光定量PCR的ct值范围则是表示反应的强度,是进行定量分析的重要指标之一。

本文将逐步解释荧光定量PCR ct值范围的含义与意义。

第一步:了解荧光定量PCR基本原理荧光定量PCR是通过PCR反应结合荧光探针实现的。

首先,将待测DNA 样本与引物(定量引物和荧光标记引物)一起放入PCR混合液中。

然后,进行PCR扩增反应,同时不断监测荧光信号的产生。

荧光信号的强弱与目标DNA在PCR反应中的复制数量成正比。

第二步:理解ct值的定义ct值定义为荧光信号曲线与背景噪声之差达到一个特定阈值时所对应的PCR循环数。

ct是cycle threshold的缩写,也称为阈值周期数。

ct值越小,说明相对丰度高,即目标DNA的起始量越高。

第三步:解释荧光定量PCR ct值范围的含义荧光定量PCR ct值范围的含义可以根据ct值的大小进行判断。

在荧光定量PCR分析中,常见的ct值范围为20至40之间。

以下是不同ct值范围所对应的含义:1. ct值<20:表示相对丰度非常高,目标DNA的起始数量非常多。

这可能表明在样本中,目标基因的表达水平非常高,或者样本中含有大量目标DNA分子。

2. 20≤ct值<30:相对丰度适中,目标DNA的起始数量在中等范围内。

在这个范围内,ct值的差距对应的DNA数量的差距也是具有显著差异的。

3. 30≤ct值<40:相对丰度较低,目标DNA的起始数量相对较少。

在这个范围内,ct值的差异可能不太明显,需要进一步分析判断。

4. ct值≥40:相对丰度非常低,目标DNA的起始数量非常少。

在这个范围内,荧光信号弱到几乎无法检测到。

第四步:讨论荧光定量PCR ct值范围的应用荧光定量PCR ct值范围的应用非常广泛,涉及基因表达分析、病原体检测、产前筛查等多个领域。

定量PCR中_ct值的含义

定量PCR中_ct值的含义

实时荧光定量PCR实时荧光定量PCR技术于1996年由美国Applied Biosystems公司推出,由于该技术不仅实现了PCR从定性到定量的飞跃,而且与常规PCR相比,它具有特异性更强、有效解决PCR污染问题、自动化程度高等特点,目前已得到广泛应用。

本文试就其定量原理、方法及参照问题作一介绍。

一、实时荧光定量PCR原理所谓实时荧光定量PCR技术,就是指在PCR反应体系中加入荧光基团,利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程,最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。

1、Ct 值的定义在荧光定量PCR技术中,有一个很重要的概念——Ct值。

C代表Cycle,t代表threshold,Ct值的含义就是:每个反应管内的荧光信号到达设定的域值时所经历的循环数(如图1所示)。

图1、Ct值的确定2、荧光域值(threshold)的设定PCR反应的前15个循环的荧光信号作为荧光本底信号,荧光域值的缺省设置就是3-15个循环的荧光信号的标准偏差的10倍,即:threshold = 10 ´SD cycle 6-153、Ct值与起始模板的关系研究表明,每个模板的Ct值与该模板的起始拷贝数的对数存在线性关系〔1〕,起始拷贝数越多,Ct值越小。

利用已知起始拷贝数的标准品可作出标准曲线,其中横坐标代表起始拷贝数的对数,纵坐标代Ct值(如图2所示)。

因此,只要获得未知样品的Ct值,即可从标准曲线上计算出该样品的起始拷贝数。

图2、荧光定量标准曲线4、荧光化学荧光定量PCR所使用的荧光化学可分为两种:荧光探针与荧光染料〔2〕。

现将其原理简述如下:1)TaqMan荧光探针:PCR扩增时在加入一对引物的同时加入一个特异性的荧光探针,该探针为一寡核苷酸,两端分别标记一个报告荧光基团与一个淬灭荧光基团。

探针完整时,报告基团发射的荧光信号被淬灭基团吸收;PCR扩增时,Taq酶的5’-3’外切酶活性将探针酶切降解,使报告荧光基团与淬灭荧光基团分离,从而荧光监测系统可接收到荧光信号,即每扩增一条DNA链,就有一个荧光分子形成,实现了荧光信号的累积与PCR产物形成完全同步。

对荧光定量PCR结果的分析方法我们分为两种

对荧光定量PCR结果的分析方法我们分为两种

对荧光定量PCR结果的分析方法我们分为两种:绝对定量分析法和相对定量分析法。

1、绝对定量分析方法,起始浓度的对数跟循环数的线性关系,标准曲线由已知拷贝数的标准品绘制,根据样品的Ct值,可求样品的模板量。

(1)标准品的制备:
1V的样品原液(i)+9V稀释缓冲液,得到ii;
1V的ii +9V稀释缓冲液,得到iii;
1V的iii + 9V稀释缓冲液,得到iv;
1V的iv +9V稀释缓冲液,得到v。

(2)拷贝数的计算:待测样本浓度(ng/ul)=OD260×40*稀释倍数
样品分子量+碱基数×324
待测样本拷贝数=待测样本浓度/样本分子量×6×1014
从扩增数据得到循环数,通过标准曲线,我们可以求出样品的拷贝数。

2.相对定量分析方法:
其又可有双标准曲线法和双Ct法。

所谓相对,就只是实验前后结果的对比,反映了反应前后的数据的差值。

(1)双标准曲线法,分析简单,但是对于每一个基因,每一轮实验都需要做标准曲线,而且必须有特定的标准品作标准曲线,这样的标准品不代表样品扩增的真实状态。

这种方法常用于基因表达调控。

F=待测样品目的基因浓度/待测样品参照基因浓度÷对照样品目的基因浓度/对照样品参照基因浓度
(2)双Ct法,此方法不用对看家基因和目的基因做标准曲线,而只需要对待测样品分别进行PCR扩增即可,标准曲线的差值<0.1.假若扩增效率为100%或标准曲线及每次扩增
之间的效率都保持一致,这样实验条件优化较难为复杂。

这种分析方法较长用于基因表达调控研究中。

荧光定量PCR原理-Ct值

荧光定量PCR原理-Ct值
荧光定量PCR原理CT值
目录
CONTENTS
• 荧光定量PCR原理 • CT值概念 • 荧光定量PCR实验步骤 • 荧光定量PCR的应用 • 荧光定量PCR的局限性 • 荧光定量PCR的发展趋势
01 荧光定量PCR原理
荧光染料与DNA结合原理
荧光染料与DNA结合
荧光染料是一种能够与DNA结合的物质,通过荧光染料与DNA的结合,可以 实现对DNA的定量检测。
突变定位
荧光定量PCR结合特定设计的引物和探针,可以对突变进行精确定位,有助于研究突变的生物学效应和临床意义。
病原体检测
病原体鉴定
荧光定量PCR可以对病原体进行快速、准确的鉴定,通过检测特定病原体的核酸序列,可以确定感染 的病原体种类,有助于疾病的诊断和治疗。
病原体载量监测
荧光定量PCR可以用于监测病原体在体内的载量,通过比较不同时间点的CT值,可以了解病情的发展 和治疗效果,为制定治疗方案提供依据。
荧光定量PCR技术可以用于检测特定 基因的表达水平,通过比较不同样本 中目标基因的CT值,可以计算出基因 的表达差异,有助于研究基因功能和 疾病发生机制。
基因表达差异分析
荧光定量PCR可以检测同一基因在不 同组织或不同处理条件下的表达差异, 有助于理解基因的调控机制和功能。
突变检测
突变筛查
荧光定量PCR可以用于检测基因突变,通过比较野生型和突变型DNA的扩增效率,可以确定是否存在突变,有助 于遗传性疾病的诊断和筛查。
蛋白质组学技术
将荧光定量PCR与蛋白 质组学技术相结合,实 现对蛋白质的表达和功 能进行检测和分析。
生物信息学技术
将荧光定量PCR与生物 信息学技术相结合,实 现对基因和蛋白质表达 数据的整合、分析和挖 掘。

定量PCR中-ct值的含义

定量PCR中-ct值的含义

实时荧光定量PCR实时荧光定量PCR技术于1996年由美国Applied Biosystems公司推出,由于该技术不仅实现了PCR从定性到定量的飞跃,而且与常规PCR相比,它具有特异性更强、有效解决PCR污染问题、自动化程度高等特点,目前已得到广泛应用。

本文试就其定量原理、方法及参照问题作一介绍。

一.实时荧光定量PCR原理所谓实时荧光定量PCR技术,是指在PCR反应体系中加入荧光基团,利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程,最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。

1.Ct 值的定义在荧光定量PCR技术中,有一个很重要的概念——Ct值。

C代表Cycle,t代表threshold,Ct值的含义是:每个反应管内的荧光信号到达设定的域值时所经历的循环数(如图1所示)。

图1. Ct值的确定2.荧光域值(threshold)的设定PCR反应的前15个循环的荧光信号作为荧光本底信号,荧光域值的缺省设置是3-15个循环的荧光信号的标准偏差的10倍,即:threshold = 10 ´SD cycle 6-153.Ct值与起始模板的关系研究表明,每个模板的Ct值与该模板的起始拷贝数的对数存在线性关系〔1〕,起始拷贝数越多,Ct值越小。

利用已知起始拷贝数的标准品可作出标准曲线,其中横坐标代表起始拷贝数的对数,纵坐标代Ct值(如图2所示)。

因此,只要获得未知样品的Ct值,即可从标准曲线上计算出该样品的起始拷贝数。

图2. 荧光定量标准曲线4.荧光化学荧光定量PCR所使用的荧光化学可分为两种:荧光探针和荧光染料〔2〕。

现将其原理简述如下:1)TaqMan荧光探针:PCR扩增时在加入一对引物的同时加入一个特异性的荧光探针,该探针为一寡核苷酸,两端分别标记一个报告荧光基团和一个淬灭荧光基团。

探针完整时,报告基团发射的荧光信号被淬灭基团吸收;PCR扩增时,Taq酶的5’-3’外切酶活性将探针酶切降解,使报告荧光基团和淬灭荧光基团分离,从而荧光监测系统可接收到荧光信号,即每扩增一条DNA链,就有一个荧光分子形成,实现了荧光信号的累积与PCR产物形成完全同步。

定量PCR中_ct值的含义

定量PCR中_ct值的含义

实时荧光定量PCR实时荧光定量PCR技术于1996年由美国Applied Biosystems公司推出,由于该技术不仅实现了PCR从定性到定量的飞跃,而且与常规PCR相比,它具有特异性更强、有效解决PCR污染问题、自动化程度高等特点,目前已得到广泛应用。

本文试就其定量原理、方法及参照问题作一介绍。

一.实时荧光定量PCR原理所谓实时荧光定量PCR技术,是指在PCR反应体系中加入荧光基团,利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程,最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。

1. Ct 值的定义在荧光定量PCR技术中,有一个很重要的概念——Ct值。

C代表Cycle,t代表threshold,Ct值的含义是:每个反应管内的荧光信号到达设定的域值时所经历的循环数(如图1所示)。

图1. Ct值的确定PCR反应的前15个循环的荧光信号作为荧光本底信号,荧光域值的缺省设置是3-15个循环的荧光信号的标准偏差的10倍,即:threshold = 10 ´SD cycle 6-153. Ct值与起始模板的关系研究表明,每个模板的Ct值与该模板的起始拷贝数的对数存在线性关系〔1〕,起始拷贝数越多,Ct值越小。

利用已知起始拷贝数的标准品可作出标准曲线,其中横坐标代表起始拷贝数的对数,纵坐标代Ct值(如图2所示)。

因此,只要获得未知样品的Ct值,即可从标准曲线上计算出该样品的起始拷贝数。

图2. 荧光定量标准曲线4. 荧光化学荧光定量PCR所使用的荧光化学可分为两种:荧光探针和荧光染料〔2〕。

现将其原理简述如下:1)TaqMan荧光探针:PCR扩增时在加入一对引物的同时加入一个特异性的荧光探针,该探针为一寡核苷酸,两端分别标记一个报告荧光基团和一个淬灭荧光基团。

探针完整时,报告基团发射的荧光信号被淬灭基团吸收;PCR扩增时,Taq酶的5’-3’外切酶活性将探针酶切降解,使报告荧光基团和淬灭荧光基团分离,从而荧光监测系统可接收到荧光信号,即每扩增一条DNA链,就有一个荧光分子形成,实现了荧光信号的累积与PCR产物形成完全同步。

q-pcr结果分析报告

q-pcr结果分析报告

摘要:现在最常用的两种分析实时定量PCR 实验数据的方法是绝对定量和相对定量。

绝对定量通过标准曲线计算起始模板的拷贝数;相对定量方法则是比较经过处理的样品和未经处理的样品目标转录本之间的表达差异。

2-△△CT方法是实时定量PCR 实验中分析基因表达相对变化的一种简便方法,即相对定量的一种简便方法。

本文介绍了该方法的推导,假设及其应用。

另外,在本文中我们还介绍了两种2-△△CT衍生方法的推导和应用,它们在实时定量PCR 数据分析中可能会被用到。

关键词:反转录PCR 定量PCR 相对定量实时PCR Taqman反转录PCR (RT-PCR )是基因表达定量非常有用的一种方法(1 - 3 )。

实时PCR 技术和RT -PCR 的结合产生了反转录定量PCR 技术(4 ,5 )。

实时定量PCR 的数据分析方法有两种:绝对定量和相对定量。

绝对定量一般通过定量标准曲线来确定我们所感兴趣的转录本的拷贝数;相对定量方法则是用来确定经过不同处理的样品目标转录本之间的表达差异或是目标转录本在不同时相的表达差异。

绝对定量通常在需要确定转录本绝对拷贝数的条件下使用。

通过实时PCR 进行绝对定量已有多篇报道(6 - 9 ),包括已发表的两篇研究论文(10,11 )。

在有些情况下,并不需要对转录本进行绝对定量,只需要给出相对基因表达差异即可。

显然,我们说X 基因在经过某种处理後表达量增加 2.5 倍比说该基因的表达从1000 拷贝/ 细胞增加到2500 拷贝/ 细胞更加直观。

用实时PCR 对基因表达进行相对定量分析需要特殊的公式、假设以及对这些假设的验证。

2-△△CT 方法可用于定量PCR 实验来计算基因表达的相对变化:2-△△CT公式的推导,以及实验设计,有效性评估在Applied Biosystems User Bulletin No.2(P/N4303859)中有介绍。

用2-△△CT方法分析基因表达数据在文献中也有报道(5,6)。

  1. 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性,平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
  2. 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
  3. 3、如文档侵犯您的权益,请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间:9:00-18:30)。
1 To whom requests for reprints should be addressed. Fax: (509) 335-5902. E-mail: Schmittg@.
of the target gene relative to some reference group such as an untreated control or a sample at time zero in a time-course study.
Absolute quantification should be performed in situations where it is necessary to determine the absolute transcript copy number. Absolute quantification has been combined with real-time PCR and numerous reports have appeared in the literature (6–9) including two articles in this issue (10, 11). In some situations, it may be unnecessary to determine the absolute transcript copy number and reporting the relative change in gene expression will suffice. For example, stating that a given treatment increased the expression of gene x by 2.5-fold may be more relevant than stating that the treatment increased the expression of gene x from 1000 copies to 2500 copies per cell.
METHODS 25, 402–408 (2001) doi:10.1006/meth.2001.1262, available online at on
本页已使用福昕阅读器进行编辑。 福昕软件(C)2005-2009,版权所有, 仅供试用。
Analysis of Relative Gene Expression Data Using RealTime Quantitative PCR and the 2Ϫ⌬⌬CT Method
The two most commonly used methods to analyze data from real-time, quantitative PCR experiments are absolute quantification and relative quantification. Absolute quantification determines the input copy number, usually by relating the PCR signal to a standard curve. Relative quantification relates the PCR signal of the target transcript in a treatment group to that of another sample such as an untreated control. The 2Ϫ⌬⌬CT method is a convenient way to analyze the relative changes in gene expression from real-time quantitative PCR experiments. The purpose of this report is to present the derivation, assumptions, and applications of the 2Ϫ⌬⌬CT method. In addition, we present the derivation and applications of two variations of the 2Ϫ⌬⌬CT method that may be useful in the analysis of real-time, quantitative PCR data. ᭧ 2001
Kenneth J. Livak* and Thomas D. Schmittgen†,1
*Applied Biosystems, Foster City, California 94404; and †Department of Pharmaceutical Sciences, College of Pharmacy, Washington State University, Pullman, Washington 99164-6534
XN ϫ (1 ϩ E )⌬CT ϭ K,
[6]
where XN is equal to the normalized amount of target (X0 /R0) and ⌬CT is equal to the difference in threshold cycles for target and reference (CT,X Ϫ CT,R).
仅供试用。
or
1.1. Derivation of the 2Ϫ⌬⌬CT Method
The equation that describes the exponential amplification of PCR is
Xn ϭ X0 ϫ (1 ϩ EX)number of target molecules at cycle n of the reaction, X0 is the initial number of target molecules. EX is the efficiency of target amplification, and n is the number of cycles. The threshold cycle (CT) indicates the fractional cycle number at which the
Reserve transcription combined with the polymerase chain reaction (RT-PCR) has proven to be a powerful method to quantify gene expression (1–3). Realtime PCR technology has been adapted to perform quantitative RT-PCR (4, 5). Two different methods of analyzing data from real-time, quantitative PCR experiments exist: absolute quantification and relative quantification. Absolute quantification determines the input copy number of the transcript of interest, usually by relating the PCR signal to a standard curve. Relative quantification describes the change in expression
amount of amplified target reaches a fixed threshold.
Thus,
XT ϭ X0 ϫ (1 ϩ EX)CT,X ϭ KX
[2]
where XT is the threshold number of target molecules, CT,X is the threshold cycle for target amplification, and KX is a constant. A similar equation for the endogenous reference (internal control gene) reaction is
Rearranging gives the expression
XN ϭ K ϫ (1 ϩ E )Ϫ⌬CT.
Quantifying the relative changes in gene expression using real-time PCR requires certain equations, assumptions, and the testing of these assumptions to properly analyze the data. The 2Ϫ⌬⌬CT method may be used to calculate relative changes in gene expression determined from real-time quantitative PCR experiments. Derivation of the 2Ϫ⌬⌬CT equation, including assumptions, experimental design, and validation tests, have been described in Applied Biosystems User Bulletin No. 2 (P/N 4303859). Analyses of gene expression data using the 2Ϫ⌬⌬CT method have appeared in the literature (5, 6). The purpose of this report is to present the derivation of the 2Ϫ⌬⌬CT method, assumptions involved in using the method, and applications of this method for the general literature. In addition, we present the derivation and application of two variations of the 2Ϫ⌬⌬CT method that may be useful in the analysis of real-time quantitative PCR data.
相关文档
最新文档