动物实验的基本操作方法
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
家兔基础实验操作及注意事项总结
基本技能操作经验总结（一）家兔的给药、基本手术及相关仪器的初步使用1.家兔的捉拿【实验方法】先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦其跑动，一只手迅速抓住兔的颈背部的皮毛，慢慢提起家兔，然后用另一只手轻轻托住臀部，尽量使兔处在舒适、放松的状态。
【注意事项】避免抓住耳朵提拿家兔，这样不但会损伤家兔的耳朵，而且易引起家兔的紧张并激起挣扎和反抗。
抓取动物时手法不当，动作过激导致家兔惊吓，产生强烈挣扎而长时间处于激动状态，大脑皮层细胞兴奋阈值增加，肾上腺素的释放，大脑中枢电位频率增高，大脑皮层运动区过度兴奋，导致麻醉效果不佳。
2.家兔的称重与放置【实验方法】兔笼放置在电子秤上，去皮。
将兔子脖子卡住兔笼头端的凹槽，盖上兔笼盖，使兔子呈趴伏状，记录数据。
压住兔笼盖和后座，将兔笼转移到操作台准备实验。
【注意事项】兔笼重量提前去皮；尽量避免头尾不对应；时刻注意压住兔笼盖，避免转移途中兔子挣脱。
3.耳缘静脉麻醉【实验方法】穿刺前准备工作：穿刺前应拔除待穿刺血管部位的兔毛，轻柔或以手指轻弹待穿刺的血管使其充血扩张，或用酒精棉球涂擦待穿刺的血管使血管扩张。
穿刺手法：左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持头皮针尽量从静脉的远端刺入。
若回抽注射器有暗红色血液流出或注射时若无阻力、无隆起现象，说明针头在血管内。
移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液缓慢注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
注：本实验所用麻醉药——乌拉坦用药剂量为1000 mg/Kg。
【注意事项】1. 进针部位宜选择在耳缘静脉远心端的血管段，若穿刺失败，可向近心端前移一段再进行穿刺；2.可利用酒精棉球擦拭使耳缘静脉血管扩张，便于操作；3.静脉注射必须缓慢（大概每分钟推送5ml ），同时观察家兔肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。
在注射麻醉药物时，可先用麻醉药物总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，若已达到预计麻醉效果剩余药液可暂不注射，以避免麻醉过深抑制呼吸中枢导致动物死亡；4.实验动物的固定【实验方法】将动物麻醉后，仰卧位固定于手术台上，颈部伸直，口腔与气管成一直线，保持气管畅通。
实验动物基本操作
剂量：小鼠约／10g体重。最大致积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大致积为1.0ml/只
注意：在灌胃过程中，防止误插入气管。
动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。
麻醉措施与麻醉药
麻醉措施：全身麻醉和局部麻醉，经过吸入、 注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌 胃等措施使动物麻醉。
常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、 硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多 卡因（局麻），
1、用右手抓住兔颈部旳被毛和皮肤，轻轻 把兔提起。
2、用左手托住兔旳臀部。
(二) 措施2：
器材：兔保定架1个。 环节： 1、打开保定架旳上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架旳上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架旳卡 栓，将兔旳脖子保定。 3、假如兔挣扎，可用手 在它旳背上轻轻抚摩， 使其平静。
三、豚鼠旳抓取保定
器材：大鼠喂养盒+带面罩 l套。 措施环节：
1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。
2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。
3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 不然易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔旳抓取保定：
(一) 措施1： 环节：
二、大鼠旳抓取保定：
大鼠旳抓取保定： 器材：大鼠喂养盒 + 面罩 1套。 措施环节：
4-5周内旳大鼠，措施同小鼠。周龄较大旳，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠喂养盒旳面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部旳头颈皮肤，其他三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完毕抓取保定。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验基本操作技术
ｄ．颈静脉
狗、猫、兔
ｅ．心脏
豚鼠、大鼠、小鼠
ｆ．断头
大鼠、小鼠
ｇ．翼下静脉
鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
鸡、鸭、鸽、鹅
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部 位
动物种类
ａ．股动脉、颈动脉
狗、猴、猫、兔
ｂ．心脏
狗、猴、猫、兔
ｃ．颈静脉
马、牛、山羊、绵羊
ｄ．摘眼球
大鼠、小鼠
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第34页/共85页
第六节 常规采血方法
第35页/共85页
第36页/共85页
第37页/共85页
第38页/共85页
第39页方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。
ａ．尾静脉
大鼠、小鼠
ｂ．耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉
兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
第43页/共85页
部 位
动物种类
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
ｂ．前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
体重/g
150～210 170～240 210～270 240～320
第18页/共85页
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告一、实验目的动物实验是生物医学研究中不可或缺的一部分，通过本次实验，旨在掌握动物实验中常见的基本操作技术，包括动物的抓取、固定、麻醉、给药、采血、处死等，为后续的科研工作打下坚实的基础。
二、实验材料1、实验动物：小白鼠若干只2、实验器材：鼠笼、手套、镊子、注射器、酒精棉球、手术剪、止血钳、麻醉剂等3、实验药品：生理盐水、阿托品等三、实验方法与步骤（一）动物的抓取与固定1、小白鼠的抓取戴上手套，用右手轻轻抓住鼠尾，将其提起，置于鼠笼盖上。
待小白鼠向前爬行时，迅速用左手拇指和食指捏住其两耳及颈部皮肤，将其提起。
2、小白鼠的固定可采用仰卧位固定，将小白鼠仰卧在固定板上，用大头针或橡皮筋穿过其四肢的掌蹠部，固定在板上。
也可采用俯卧位固定，将小白鼠俯卧在固定板上，用大头针或橡皮筋穿过其四肢的掌蹠部，固定在板上。
（二）动物的麻醉1、腹腔注射麻醉抓取固定好小白鼠后，用酒精棉球消毒其腹部皮肤。
以 45 度角将注射器针头刺入小白鼠的腹腔，缓慢注入麻醉剂，注意观察小白鼠的反应，直至其进入麻醉状态。
2、吸入麻醉将小白鼠放入含有麻醉剂的密闭容器中，观察其呼吸和反应，待其麻醉后取出。
（三）动物的给药1、腹腔注射给药按照上述麻醉时的腹腔注射方法，将药物缓慢注入小白鼠的腹腔。
2、灌胃给药用特制的灌胃针，从小白鼠的口角插入，沿咽后壁缓慢插入胃内，注入药物。
（四）动物的采血1、眼眶后静脉丛采血抓取固定好小白鼠，使其头部向上。
用左手拇指和食指抓住其颈部皮肤，使眼球突出。
用毛细吸管从内眦部刺入眼眶后静脉丛，吸取血液。
2、尾尖采血用酒精棉球消毒小白鼠的尾尖。
用手术剪剪去尾尖 2-3mm，让血液自然流出，用吸管吸取。
（五）动物的处死1、颈椎脱臼法抓取固定好小白鼠，用左手拇指和食指捏住其头部，右手拉住鼠尾用力向后上方拉，使颈椎脱位，导致脊髓横断而死亡。
2、过量麻醉法给小白鼠注射过量的麻醉剂，使其呼吸心跳停止而死亡。
实验动物基本操作
实验动物基本操作实验动物的基本操作是指研究人员在实验过程中对实验动物进行的一系列的处理和操作，包括动物的饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作旨在确保实验动物的福利和健康，并获得可靠的实验结果。
下面将详细介绍实验动物的基本操作。
一、饲养管理实验动物在实验室内饲养，需要提供一个适宜的环境，包括合适的温度、湿度以及光照等。
同时，饲养箱需要保持干净，并定期清洁和消毒，以防止疾病传播。
此外，实验动物的饲养还需要提供合适的饲料和饮水，以确保其获得足够的营养和水分。
二、实验操作实验操作是指在实验过程中对实验动物进行的各种处理和操作。
例如，研究人员可以进行注射、给药、采集样本以及进行手术等操作。
在进行这些操作之前，研究人员需要进行充分的准备工作，包括准备好所需的设备和试剂、制定操作计划、选择合适的实验动物等。
在操作过程中，需要注意操作的准确性和规范性，以确保实验的可靠性和结果的准确性。
三、观察记录观察记录是指在实验过程中对实验动物的行为、生理指标以及实验结果进行详细的观察和记录。
观察内容可以包括实验动物的活动行为、食欲、体重变化、皮肤状况、尿液和粪便等生理指标，以及实验结果的出现和变化等。
观察记录对于监测实验动物的福利和健康状况，以及评估实验结果的可靠性和有效性非常重要。
四、实验结束后的处理实验结束后，研究人员需要对实验动物进行相应的处理。
首先，需要对动物的健康状况进行评估，以确定动物是否需要进行进一步的治疗或处置。
对于实验结束后还存活的动物，可以选择继续饲养或进行其他研究。
对于实验结束后不再需要的动物，可以选择安乐死或进行人道性处置，以确保动物的福利。
总之，实验动物的基本操作是实验过程中的重要环节，包括饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作的规范和准确性对于保障实验动物的福利和健康，以及获得可靠的实验结果非常重要。
研究人员应该在进行任何实验操作之前，进行充分的准备工作，并遵循相关的伦理原则和操作流程，以确保实验的安全性和可信度。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
动物实验基本操作方法课件
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(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前， 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75％酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已 进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始， 另外，左右两根血管可交换选择使用。
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
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三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
动物实验基本操作方法课件
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五、犬、猫等的抓取与固定
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六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”
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15-20 40
15-20 80-100
50 750-1000 800-1000 0.1ml/100g 1ml/100g
2 1 1 2 2 30 20 20-25 10
15-30分钟，麻醉力 强，宜缓慢注射。
3-4小时，诱导期不 明显
2-4小时，毒性小， 主要适用小动物的麻 醉。
灌胃抓法 要点
这种抓法不要抓得太紧，以 免颈部皮肤向后拉，勒住食 管，灌胃针不易插直或容易 损伤食管；也不能抓得不紧， 否则鼠在受压迫时容易挣脱 掉而咬伤操作者的手指。也 可用左手食指及拇指抓紧鼠 右耳的方法来避免上述缺点。
灌胃要点
动物要固定好；进针方向正确， 要沿着口角进针，再顺着食管方向插入胃内， 绝不能进针不顺而强行向里插，否则会捅破食管， 甚至注入肺内而造成动物死亡。 常用灌胃量为0.1-0.2ml/10g。
几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
注射途径 小鼠
大鼠
豚鼠
兔
狗
腹 腔 0.2-1.0 1-3
2-5
5-10 5-15
肌 肉 0.1-0.2 0.2-0.5 0.2-0.5 0.5-1.0 2-5
静 脉 0.2-0.5 1-2
1-5
3-10 5-15
皮 下 0.1-0.5 0.5-1.0 0.5-2 1-3 3-10
在小鼠双耳的不同部位上剪一三角口来表示不同号码。一般习惯是：左上为1， 左下为2，右上为3，右下为4，左耳两刀为5，左右耳各一刀为6，右耳两刀为 7，不剪为8
一横为1，两横为2，三横为3，四横为4，一竖为5，一竖一横为6，一竖两横 为7，一竖三横为8，一竖四横为9，不画为10。
9# 5#
三、实验动物的被毛去除方法
静脉注射（iv） 小鼠一般采用尾静脉注射 1、固定：用小鼠固定器将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功 的第一步。 2、血管的选择：小鼠尾部有三条静脉，左右两边的静脉比较浅，容 易穿刺；中间一条位置较深，建议不选择。穿刺先远后尽，不要一开 始就从尾根部，这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血 管。选择尾下1/4-1/3处比较好（约距尾尖2-3cm，因为尾梢端皮薄静 脉浅，易于刺入；但不可离尾尖太近，防止尾巴碎断或不好固定）。 一般用75%酒精反复擦拭穿刺血管，使其充盈，并且使皮肤角质层软 化，利于穿刺。或者在注射之前用约50度温水泡大约2分钟，使血管 充分舒张，用干棉球擦干。或者直接用手握住尾巴，用手心的温度使 其血管充盈。
20ml 10号导尿管
0.4ml 5(1/2)
1ml 6
1ml 6(1/2)
2ml 6(1/2)
20ml 7
0.4ml 5(1/2)
0.4ml 6
0.5ml 6(1/2)
2ml 6(1/2)
2ml 7
1ml 5(1/2)
2ml 6
4ml 7
5ml 7
5ml 7
0.8ml 4
4ml 5
5ml 5
10ml 6
家 兔
1. 用右手把兔的两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，把兔提起。 2. 然后用左手托住兔的臀部。
二、实验动物的编号标记方法
常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。 （一）颜料涂染
这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。 使用的颜料一般有：
3-5%苦味酸溶液（黄色） 2%硝酸银溶液（咖啡色） 0.5%中性品红（红色） 煤焦油的酒精溶液(黑色) 标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示 不同号码。编号原则：先左后右，从上而下。
腹腔注射（ip）
用左手大拇指及食指抓住动物两耳及头部皮肤，腹部朝上，必
要时可用左手无名指及小指夹住鼠尾，为避免伤及内脏，应尽量将
动物头处于低位，使脏器移向横膈处，右手持注射器从下腹左或右
侧向头部方向刺入腹腔，抽注射器，如无回血或尿液，表明针头未
刺入肝、膀胱等脏器，即可进行注射。
⑴ 针头刺入部位不宜太接近上腹部或太深，以免刺 破内脏； ⑵ 针头与腹腔的角度不宜太小，否则容易刺入皮下； ⑶ 所用针头不要太粗，以防药液注射后从注射针孔 流出。注射后用棉球按一下注射部位。为避免注射后 药液从针孔流出，也可以在注射时先把针头在皮下。 向前推3-5mm，再将注射器沿45°角斜向穿过腹肌进 入腹腔。
常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
动物名称 项 目
灌 胃 皮下注射 肌肉注射 腹腔注射 静脉注射
小白鼠 大白鼠
豚鼠 兔 猫
最大给药量 使用针头
最大给药量 使用针头
最大给药量 使用针头
最大给药量 使用针头
最大给药量 使用针头
1ml 9(钝头)
1ml 静脉切开针
3ml 静脉切开针
20ml 10号导尿管
动物麻醉后，常因麻醉药作用、肌肉松弛和皮肤血管扩张，致使体温缓 慢下降，所以应设法保温。巴比妥类对呼吸中枢有较强的抑制作用，麻 醉过深时，呼吸活动可完全停止。故应注意防止给药过多、过快。对心 血管系统也有复杂的影响，故这类药物不用于研究心血管功能的实验动 物麻醉。
常用麻醉剂的用法及剂量
麻醉剂
动物
戊巴比 妥钠
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尾静脉注射的注意要点
注射前尾静脉尽量充盈；针头刺 入后，务必使其与血管走行方向 平行
当针头进入顺利无阻时，要把针头和鼠 尾一起固定好，切勿晃动，以免出血造 成血肿或溶液溢出；注射部位尽量选用 尾下1/4-1/3处
皮下注射（sc 或H）
用左手拇指和食指轻轻提起动物颈背皮肤，右手持注射器， 使针头水平刺入皮下，若针头容易摆动，证明针头已在皮下，推 送药液使注射部位隆起，拔针时，以手指轻按针孔片刻，可防止 药液外漏。若两人合作，一人左手抓住小白鼠头部皮肤，右手拉 住鼠尾，另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器刺入。
除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种。
固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛时需注意以下几点： ⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； ⑵ 依次剪毛，不要乱剪； ⑶ 剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术野和兔台周围， 以保证手术野的清洁和防止注射器等夹毛。 兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作尾静脉注射时，需用拇
二、实验动物的编号标记方法
（二）烙印法 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号
上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
（三）号牌法 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即
可。
用左手食指及拇指抓紧鼠左耳及左半边脸和颈部，背部朝上，用 酒精棉擦拭一下右耳，右手持装好耳钉的耳钉夹，将耳钉开口夹住尽量平展的 右耳，最好夹住耳朵中部到根部的位置防止太边上容易脱落，用力握紧耳钉夹， 使耳钉尖端扣入凹槽。注意动作要轻要稳以防用力过猛扯坏小鼠的耳朵；耳钉 有数字的一面尽量朝外方便读数。建议两个人共同完成。
硫喷妥钠 氯醛糖
乌拉坦
狗、兔
大小鼠、豚 鼠
狗、兔 大白鼠 小白鼠
兔 大白鼠
兔 大小鼠
蛙 蟾蜍
给药方法
静脉 腹腔
腹腔
静脉 腹腔 腹腔 静脉 腹腔 静脉 皮下或肌肉 淋巴囊注射 淋巴囊注射
剂量(mg/kg)
常用 浓度%
维持时间
30 40-50
40-50
ห้องสมุดไป่ตู้
3 2-4小时中途加上1/5 3 量，可维持1小时以
缺点：需要专人管理，在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作 用，使粘液分泌增加，易阻塞呼吸道而发生窒息。对于经验不足的操作者，用乙醚 麻醉动物时，容易因麻醉过深而致动物死亡。另外乙醚易燃、易爆，对人亦有作用， 使用时应避火、通风，并注意安全。（已少用）
异氟烷（Isoflurane）为恩氟烷的异构体，为无色的澄明液体，易 挥发，具有轻微气味，属吸入性麻醉药，麻醉诱导和复苏均较快。 麻醉时无交感神经系统兴奋现象，可使心脏对肾上腺素的作用稍 有增敏，有一定的肌松作用。在肝脏的代谢率低，故对肝脏毒性 小。吸入麻醉异氟烷的雾化器要严格校准以使能准确控制投入的 麻醉剂的浓度。
颜色被毛涂擦标记法
编号的原则是：先左后右，
从上到下。一般把涂在左前 腿上的计为1号，左侧腹部 计为2号，左后腿为3号，头 顶部计为4号，腰背部为5号， 尾基部为6号，右前腿为7号， 右侧腰部为8号，右后腿计 为9号。若动物编号超过10 或更大数字时，可使用上述 两种不同颜色的溶液，即把 一种颜色作为个位数，另一 种颜色作为十位数，这种交 互使用可编到99号，假使把 红的记为十位数，黄色记为 个位数，那么右后腿黄斑， 头顶红斑，则表示是49号鼠， 其余类推。
指、食指将局部被毛拔去，以利操作。 脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及
观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。
四、实验动物的给药途径和方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）经口给药 （七）其它途径给药
1．呼吸道给药 3．脊髓腔内给药 5．脑内给药 7．关节腔内给药
3、针的选择：4号1ml注射器 4、注射手法：注射时左手扯尾，用左手的食指,中指,无名指及大拇 指将小鼠尾巴固定。右手持注射器，从中指及无名指与拇指接触处 稍上方进针，进针时针尖朝下，使针头与尾部近似平行刺入尾静脉 （针头与尾部夹角小于10°）在尾静脉内平行推进少许。针扎入时 有落空感，针头沿血管进入，肉眼可观察到血液充盈针尖的那一瞬 间，这是关键。如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅， 毫无阻力；若手感针行有阻力，注射部位皮下发白，说明针头未刺 入静脉内，应换部位重刺。但要尽量做到一次注射成功，因为重刺 会增加注射的困难；另外，第二次重刺，也可能失去了尾静脉注射 的最佳位置。进血管后注意保持稳定，左手的三指捏住尾巴，并连 针头和鼠尾一起捏住，以防鼠活动时针头脱出。