磁珠分选产品

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Pan T磁珠分选标准操作规程

1. 目的为规范磁珠分选T淋巴细胞，获取高纯度和高质量的T淋巴细胞。

2. 范围适用于T细胞分选生产的操作过程。

3. 职责3.1 生产部负责操作和清场。

3.2 质量管理部QA负责监督。

4. 仪器、试剂和耗材4.1 仪器：生物安全柜；移液枪；离心机；细胞计数仪；QuadroMACS Starting kit(LS) 4.2 试剂：Pan T Cell Isolation Kit（Miltenyi）；PBS；RPMI1640；台盼蓝；AB血清；4.3 耗材：15/50mL离心管；25mL移液管；10mL移液管；5. 标准操作程序5.1 打开生物安全柜，紫外灯照射灭菌30min，通风10min后待用。

5.2 缓冲液配制：PBS加0.5%人AB血清和2mM EDTA，用前去气泡；缓冲液放4度冰箱预冷。

全程保持低温。

5.3安装：将支撑架和分离器用酒精消毒后，放入生物安全柜。

将分离器平行贴到支撑架的垂直面上，移动分离器调整高度。

取出LS柱，安装到分离器的磁力槽中。

5.4 用细胞计数仪计数，计算细胞数目。

5.5 离心1000rpm，8min收集细胞，完全去掉上清。

5.6 按照每107细胞加40ul buffer的量加缓冲液重悬细胞。

5.7 每107细胞加10ul Pan T Cell Biotin-Antibody Cocktail。

5.8 混匀，4℃冰箱孵育5min。

5.9 每107细胞加30ul 缓冲液。

5.10每107细胞加20ul Pan T Cell Microbead。

5.11 混匀，4℃冰箱孵育10min。

5.12 加400 ul 缓冲液，混匀（至少500ul上柱）。

5.13 用3ml缓冲液润洗柱子。

5.14 把细胞悬液加入到柱子中。

收集流出的T细胞。

5.15 用3ml缓冲液洗涤柱子，收集流出的T细胞。

与5.14的合并。

5.16 从分离器上取下柱子，安放到合适的收集管中。

5.17 加入5ml 缓冲液到柱子中，立即将活塞插入柱子，用力将液体压出，即为非T细胞。

磁珠分选法

磁珠分选法磁珠分选法是一种利用磁性珠子对混合物中的目标物进行选择性分离的方法。

这种方法广泛应用于生物医学研究、医学诊断、生物制药等领域。

磁珠分选法的原理是利用磁性珠子的特殊性质，通过调节磁场的强弱和方向，使得目标物与磁珠相结合，从而实现目标物的分离。

磁性珠子可以是金属磁珠、磁性聚合物球等，其表面通常修饰有特定的功能基团，能够与目标物发生特异性的结合。

磁珠分选法的步骤主要包括样品处理、靶向修饰、磁性珠结合、磁珠分离和洗涤等过程。

首先，将待分离的混合物样品进行预处理，去除杂质和干扰物。

然后，利用特定的化学反应或生物分子识别技术，对磁性珠子进行靶向修饰，使其能够与目标物具有高度的亲和性。

接下来，将修饰后的磁性珠子加入样品中，经过一定的时间和温度条件，目标物与磁珠发生特异性结合。

然后，借助外加磁场的作用，将磁珠与非结合的杂质分离开来。

最后，通过洗涤等操作，去除残留的杂质，得到纯净的目标物。

磁珠分选法具有许多优点。

首先，由于磁珠具有较大的比表面积和较强的磁性，可以实现高效的目标物分离。

其次，磁珠分选法操作简便，不需要复杂的仪器设备，易于操作和控制。

此外，磁珠可以反复使用，具有较好的再生性和稳定性。

最重要的是，磁珠分选法可以实现对混合物中目标物的高度选择性分离，避免了传统方法中的一些困难和限制。

磁珠分选法在生物医学研究和临床应用中具有广阔的前景。

例如，在肿瘤诊断中，可以利用磁珠分选法对血液中的循环肿瘤细胞进行捕获和分离，实现早期肿瘤的诊断和监测。

在生物制药领域，磁珠分选法可以用于纯化和富集重组蛋白，提高产品纯度和产量。

此外，磁珠分选法还可以应用于病原体检测、基因分离、酶学研究等领域。

磁珠分选法作为一种高效、简便、选择性强的分离方法，在生物医学研究和临床应用中具有重要意义。

随着磁性材料和生物分子识别技术的不断发展，磁珠分选法将会得到更广泛的应用和进一步的改进，为科学研究和医学诊断提供更多的可能性。

磁珠分选xiu

• 清除不需要旳细胞； • 缺乏针对目旳细胞旳特异性抗体（如肿瘤
细胞）； • 不需要抗体和目旳细胞结合，即细胞不被
激惹（如T细胞、B细胞、NK细胞功能分析）； • 复合分选旳一部分。
联合使用两种以上分选策略，主要用于细胞亚群旳分选或者得到高纯度非常稀有旳细胞。
合用范围：
（1）非目旳细胞也体现用来阳性选择旳抗原（2）分选非常稀有细胞，先清除非目旳细胞再行阳性分选，可取得高纯度旳稀有目旳细胞。
MACS分选策略
• 阳性分选 • 清除分选 • 复合分选
。
• 阳性分选中，目旳细胞被磁性标识后，作为阳性标识组分直接分选出来。阳性分选
策略优点：纯除分选是把非目旳细胞磁性标识后从细胞混合物中清除旳措施，即未磁性标识旳细胞为目旳细胞。
清除分选策略合用范围
素微珠、抗荧光素微珠 • 多选微珠:专门为分选细胞亚群而研制旳一种微珠。这种微珠经过特殊旳方式与抗体偶联，在第一次阳性分选完毕后，与细胞结合旳多选微珠能够被解离试剂剪切下来，阳性分选旳细胞能够进行再次阳性分选或者清除分选。
• MACS分选柱是一类填充有不同规格铁珠旳塑料容器，铁珠表面有亲水包被
2.上分离柱前,充分振荡,混悬细胞,打散细胞团块; •
3.用分离柱分选, 降低水中气泡,使分离柱不被气泡阻滞; 分选过程中不能干柱 •
其他磁分选产品
Dynal 大磁珠后续应用研究，如流式细胞术，则需要将 Dynabeads 与靶细胞分离。合用于高频细胞
stemcell
MACS 与FACS
• MACS相比FACS旳优点： 1，适合大批量旳细胞分选，FACS分选速度相对而言要慢诸多； 2，稳定性高，反复性强，而FACS因为机器运营时间长会造成参数漂移故而实际获取得靶细胞阳性率会大大下降； 3，不必大型设备，普遍适合大多数试验室旳细胞分选工作； 4，操作简朴，不必专门旳设备操作人员（FACS操作需要一定旳经验）。 FACS相比MACS旳优点： 1，少许细胞分选时比MACS精确得多，速度也快； 2，能够多种marker分选、正选负选同步进行（例如 CD117+/CD90lo/Sca-1+/CD45-），而MACS一般只能进行阳选或阴选， marker往往同步只能做一种（或一类）； 3，抗体能够用荧光直接标旳，也可用间标旳（最佳是厂家标明能够用于FACS），选择余地大，但是MACS旳抗体往往需要和磁珠配套，选择余地小。

MACS如何选择合适的分选器

如何选择合适的分选器？美天旎MACS技术已经成为磁性细胞分选的金标准，其文献引用量一直远超同类其他产品。

MACS磁珠分选所用到的主要组份有：MACS磁珠、MACS分选柱和MACS分选器。

如果您是第一次使用美天旎磁珠，则可以选择合适的起始套装，这样既能满足您的分选要求，又节省成本。

美天旎提供以下套装产品供您选择，针对您的实验，选择最适合您的分选器套装产品。

手动分选产品产品一：MiniMACS Starting Kit （送磁珠）130-090-312 MiniMACS Starting Kit对应使用分选柱：MS适合分选策略：阳性分选最大上样量：2X108最大目的细胞吸附量：107一次上样数量：1个产品二：MidiMACS Starting Kit （送磁珠）130-042-301 MidiMACS Starting Kit（LS）对应使用分选柱：LS适合分选策略：阳性分选和阴性分选最大上样量：2X109最大目的细胞吸附量：108一次上样数量：1个130-090-329 MidiMACS Starting Kit（LS）对应使用分选柱：LD适合分选策略：阴性分选最大上样量：2X109最大目的细胞吸附量：108一次上样数量：1个产品三：Mini & MidiMACS Starting Kit（送磁珠）130-042-501 Mini & MidiMACS Starting Kit（MS LS）对应使用分选柱：MS LS适合分选策略：阳性分选和阴性分选最大上样量：2X108+2X109最大目的细胞吸附量：107+108一次上样数量：2个Mini & MidiMACS Starting KitMACS MultiStand 分选架MidiMACS Separation Unit 分选器130-042-501 Mini & MidiMACS Starting Kit （MS LD）对应使用分选柱：MS LD适合分选策略：阳性分选和阴性分选最大上样量：2X108+2X109最大目的细胞吸附量：107+108一次上样数量：2个产品四：OctoMACS Starting Kit （送磁珠）130-042-108 OctoMACS Starting Kit对应使用分选柱：MS适合分选策略：阳性分选最大上样量：8X2X108最大目的细胞吸附量：8X107一次上样数量：8个产品五：QuadroMACS Starting Kit （送磁珠）130-091-051 QuadroMACS Starting Kit （LS）对应使用分选柱：LS适合分选策略：阳性分选和阴性分选最大上样量：4X2X109最大目的细胞吸附量：4X108一次上样数量：4个130-092-857 QuadroMACS Starting Kit（LD）对应使用分选柱：LD适合分选策略：阴选最大上样量：4X2X109最大目的细胞吸附量：4X108一次上样数量：4个产品六：VarioMACS Separator（手动细胞分选）130-090-282 VarioMACS Separator（手动细胞分选）对应使用分选柱：MS, LS, LD and CS适合分选策略：阳性分选和阴性分选最大上样量：4X10E9最大目的细胞吸附量：2X10E8一次上样数量：1个半自动分选产品130-095-346 MultiMACS Cell24 Separator（半自动分选器）对应使用分选柱：LS LD适合分选策略：阳性分选和阴性分选最大细胞上样量：24X2X10E9最大一次上样量：24个全自动分选产品autoMACS Starting Kit（全自动分选器）对应使用分选柱：自动分选柱（可重复使用）适合分选策略：阳性分选和阴性分选最大细胞上样量：4x10e9最大目的细胞吸附量：2x10e8最大一次上样量：6个。

BD磁珠分选

MACS磁珠系统（附BD IMag介绍）一、免疫磁珠法分离细胞原理免疫磁珠法分离细胞是基于细胞表面抗原能与连接有磁珠的特异性单抗相结合，在外加磁场中，通过抗体与磁珠相连的细胞被吸附而滞留在磁场中，无该种表面抗原的细胞由于不能与连接着磁珠的特异性单抗结合而没有磁性，不在磁场中停留，从而使细胞得以分离。

二、免疫磁珠法分为阳性分离法和阴性分离法1、阳性分离法磁珠结合的细胞就是所要分离获得的细胞2、阴性分离法磁珠结合不需要的细胞，游离于磁场的细胞为所需细胞一般而言，阴性分离法的磁珠用量比阳性分离法的大，阳性分离法用行更多。

三、磁分离细胞的重要指标纯度和得率，这取决于磁珠所连接单抗的特异性和磁珠大小（磁性），然而太大的磁珠会影响细胞活性，也无法直接上流式。

四、目前市场上有2种磁性细胞分离系统1、Small particles (≈50 nm)－ MACS2、Large particles (1200~4500 nm) －others（如Dynal）五、小磁珠1、优点（1）对细胞温和，不影响分离细胞的后续培养。

（2）可直接上流式检测，不影响散射光。

2、缺点（1）需要很强的磁场来分离细胞。

（2）分离速度很慢，得率不高。

（3）一次性的分离柱，不能在普通试管进行。

（4）成本昂贵。

六、大磁珠1、优点（1）技术简单，分离可在试管中完成。

（2）易于增减细胞用量。

（3）速度快，得率高（4）成本低2、缺点（1）对细胞造成机械压力，影响其生物学活性，不利于分离后培养。

（2）纯度低。

（3）容易阻塞FCM的喷嘴。

七、BD™ Imag磁珠1、大小在0.1－0.45mm。

2、包被了BD Pharmingen生产的高质量单抗。

3、磁珠已为白细胞亚群的阳性和阴性分离法所优化。

4、用于BD™ IMagnet direct magnet。

将包被了特异性单抗的BD IMag磁珠加入细胞悬液，磁珠特异性地与有相应抗原的细胞亚群结合，通过BD™ IMagnet direct magnet分离得到的连有BD IMag磁珠的细胞可直接用于功能试验和用流式细胞仪检测。

磁珠分选步骤

磁性标记和分选步骤：1.制备无菌Buffers,冰上放置。

细胞染色缓冲液（cell-staining buffer）：含3%热灭活胎牛血清和0.1%叠氮化钠的PBS。

1×BD IMag™ buffer：按1:10稀释(10X)BD IMag™ Buffer ，用无菌蒸馏水或加有0.5% BSA，2 mM EDTA和0.1% 叠氮化钠的PBS稀释。

2.无菌操作，从外周淋巴组织内制备单细胞悬浮液。

然后用70μm的尼龙细胞过滤器滤除细胞簇和组织碎片。

用cell-staining buffer制备细胞悬浮液。

3.细胞计数：如果细胞浓度在10 x 106和20 x 106/ml之间进行第3步，如果浓度低于10 x106如，离心细胞，并用cell-staining buffer重悬细胞至终浓度20 x 106/ml。

4.可选：在细胞悬液内添加BD Mouse Fc Block纯化的抗小鼠CD16/CD32单克隆抗体2.4G2（BD Mouse Fc Block⇔ purified anti-mouse CD16/CD32 mAb 2.4G2），每1 x 106个细胞添加0.25μg，然后冰浴15min.5.添加生物素标记的小鼠树突状细胞富集混合物（Bioinylated Mouse Dendritic Cell EnrichmentCocktail），每1 x 106个细胞添加5μl ,冰浴15min.6.用10x过量体积的1X BD IMag™ buffer洗涤标记细胞，300 ⋅ g离心7分钟并小心吸去所有上清液。

7.彻底涡旋BD IMag™ Streptavidin Particles Plus – DM后，每1 x 106个细胞添加5μl。

8.混匀，然后6˚C - 12˚C冷藏30min.9.用1X BD IMag™buffer将标签量提高到20到80 x 106/ml。

10.把标记细胞转移到12 x 75 mm的圆底试管，添加的最大体积不超过1.0ml。

磁珠分类及选用

磁珠分类及选用磁珠由软磁铁氧体材料组成，具有独石结构。

目前磁珠有以下几类：普通型这是应用最广泛的一类叠层型片式磁珠/电感器，1608、2012是目前的主流规格，同时还有3216、3225等多个规格。

大电流型普通型磁珠的额定电流只有几百毫安，但在某些应用场合要求额定电流达到几安培;例如：为了消除计算机卡板电源部分及大电流母线部分的噪声，要求磁珠能承受几安培的电流。

为此，选择适当的铁氧体材料或者采用低烧结温度电子陶瓷材料，并采取适当的工艺措施，制成了能够承受大电流的叠层型片式磁珠，阻值比较低。

尖峰型当电子线路中在某频率点存在着强烈的干扰噪声很难消除时，可以在此电子线路中加一个谐振频率恰巧在干扰噪声频点的尖峰型磁珠，从而将这一强烈的干扰噪声完全抑制;不同电子线路、不同用户对谐振频率的数值要求是不相同的。

高频型各种电子元器件的频率都在提高，辐射的电子干扰的频率往往超过1GHz;如果使用普通型磁珠，那么，三次谐波信号成分将被大量衰减，致使时钟脉冲信号钝化，将会引起误操作。

所以要求将磁珠的抑制EMI 的频率范围提高，如对500MHz 以下的信号频率成分几乎无衰减通过，而对1GHz 以上的干扰噪声产生大量衰减。

阵列型磁珠阵列(Chip Beads Array)又称为磁珠排(如图)，即在一个0805 或1206 的片式元件内并列2～4 个片式磁珠。

这样就大大缩小了在PCB 上所占据的面积，有利于高密度组装。

铁氧体磁珠(Ferrite Bead)是目前应用发展很快的一种抗干扰元件，廉价、易用，滤除高频噪声效果显著。

在应用上，片式铁氧体磁珠大致可分为电源线路用和信号线路用两大类产品。

作为用在信号线路中所要求的性能，最重要的是所有信号波形应与抑制噪声措施相互依存和适应。

电源线路上使用的产品有低直流电阻和高耐能量型。

片式磁珠的外形尺寸系列已符合片式阻容元件的标准，而且性能优良、品种规格齐全，为电路设计者提供了广阔的空间。

德国美天妮磁珠分选

MD0043.02
MACS® 细胞分选策略
• 阳性分选
• 去除分选 • 去除分选后再阳性分选
• 多重分选
MD0044.02
MACS细胞分选策略
1、阳性分选：
• 根据特异性标志分选细胞: 阳性分选是指目的细胞磁性标记
后，作为阳性的标记组分直接分选出来。
• 优点：
》高纯度，尤其是富集稀有的细胞》高回收率》操作简便、迅速
MD0044.02
识别DC和DC亚群 New
DC 亚群特异性标志: Blood Dendritic Cell Antigens
Lineage- (CD3, CD14, CD16, CD19, CD20, CD56) HLA-DR+ CD11c+ CD123low/-
BDCA-2/4+ BDCA-1+ BDCA-3+
MD0044.02
MACS® 技术分选与分析功能性T细胞
T细胞分选
T细胞亚群
T细胞功能亚群
抗原特异性 T细胞
Th细胞（ CD4） Tc细胞（ CD8）调节性 T细胞 (CD4+CD25+) TCRr/d 细胞 (TCRr/d微珠 ) NK/T细胞 (CD56多选微珠＋ CD3微珠 )
NaiveT细胞 (CD45RO阴选 ) 活化 T细胞（ CD69、 CD25、 CD30）效应 T细胞（ CD27）记忆 T细胞（ CD45RA阴选、 CD45RO阳选） Th2细胞 (anti-CRTH2)
IFN-r IL-2 IL-4 IL-10 TNF-a
MD0044.02
MACS® 细胞因子分泌细胞分析与分选 New
Catch Reagent

MACS(磁珠分选)介绍-优宁维

技术一：MACS磁珠分选介绍MACS技术为德国美天旎生物技术有限公司（Miltenyi Biotec GmbH）的专利产品，是一种集合了免疫学、细胞生物学、磁力学等知识于一体的高度特异性细胞分选技术，其高度特异性来自抗体对抗原的特异性识别。

MACS技术已成为细胞分选的标准方法，从实验室到临床，从小规模到大规模，从常见细胞到稀有细胞和复杂的细胞亚群，从人类和小鼠细胞到其它种系的细胞，MACS技术提供了一种可在每一个实验室进行高品质细胞分选的方法。

MACS技术主要组成成分为MACS微珠、MACS分选柱和MACS分选器。

MACS微珠是与高度特异性单克隆抗体相偶联的超顺磁化微粒。

MACS分选柱置于一个永久性磁场—MACS分选器中，可以将磁力增强1000倍，足以滞留仅标记极少量微珠的目的细胞。

用缓冲液冲洗分选柱，所有未标记的细胞被冲洗掉。

分选柱离开磁场，即可获得被标记的细胞组分。

所有的操作在2.5－30分钟内即可完成，得到的细胞可立即用于后继实验。

德国美天旎公司是一个以细胞分选技术为主、拥有多样化产品的生物技术公司。

开发研制并销售世界上最先进的细胞分选、细胞生物学、相关分子生物学产品和技术，尤其在干细胞分选、DC细胞分选与分析、细胞因子分泌细胞分选与分析、免疫治疗、再生医学方面占有极大的优势，CD133、BDCA-2（CD303）、BDCA-4（CD304）单抗为其专利产品。

MACS技术优点1、稳定、高质量的分选使用MACS技术，可获得高纯度（90-99%）、高回收率的分选细胞群。

2、对细胞无损伤50nm微珠和MACS分选柱均无毒性，对细胞无损伤，可以纯化有活力和功能活性的细胞而不影响其活性。

3、操作简便、快速MACS技术操作简单，消毒方便。

磁珠孵育时间很短，仅需15分钟。

手动分选可在30分钟内完成，autoMACS分选可在2.5-10分钟之内完成。

4、从实验室到临床MACS技术可以实现从105到1011个细胞分选。

德国美天妮磁珠分选

MACS技术技术
设备与试剂
• MACS分选器
autoMACS分选仪分选仪
• 9种程序，一机完成所有细胞分选种程序，种程序 • 成本低，两个可重复使用的分选成本低，周内100次柱（2周内次）周内 • 快速（3－10分钟）快速（－分钟分钟） •重复性好重复性好 • 全自动分选，仪器操作简单全自动分选， • 适用范围广：从少量标本（105）适用范围广：从少量标本（到大量标本（），进样量到大量标本（4X109），进样量 0.5ml-50ml • 8种全血微珠，可以做常见细胞的种全血微珠，种全血微珠全血分选，全血分选，省去了费时的提取单个核细胞过程
• 去除分选是磁性标记非目的细胞，并将其从细胞混合物中去去除分选是磁性标记非目的细胞，
除，即未磁性标记的细胞为目的细胞。即未磁性标记的细胞为目的细胞。
• 去除分选策略适用范围：去除分选策略适用范围：
》去除不需要的细胞缺乏针对目的细胞的特异性抗体（如肿瘤细胞）》缺乏针对目的细胞的特异性抗体（如肿瘤细胞）》不需要抗体和目的细胞结合》需进一步通过阳性选择分选细胞亚群
MD0347.01
MACS® 磁性分选
MACS微珠进行微珠进行磁性标记
洗脱阳性分选的细胞
未标记的细胞先行流出
MD0651.01
分选前标本制备：分选前标本制备：过滤
.02
MACS 技术
设备与试剂
» MACS微珠微珠 » MACS分选柱 MACS分选柱 » MACS 分选器 » 详细分选方案详细分选方案*
MD0197.02
MACS技术技术
设备与试剂
• MACS微珠：微珠：微珠
MACS 微珠是与高度特异性单克隆抗体相偶联的超顺磁化微粒，可用于目的细胞的磁性标记。磁化微粒，可用于目的细胞的磁性标记。

磁珠分选t细胞

磁珠分选t细胞1. 磁珠分选t细胞的原理和方法磁珠分选是一种常见的细胞分选技术，通过利用磁性的珠子特异性地结合到特定的细胞表面标记物上，然后通过磁力的作用将目标细胞分离出来。

在T细胞分选中，可以利用特殊的抗体来标记T细胞表面上的CD3、CD4、CD8等抗原，然后再使用特定的磁珠将标记物和目标细胞结合。

最后，利用磁力分离，就可以获得高纯度的T细胞。

2. T细胞分选的研究进展随着近年来免疫治疗和细胞治疗的兴起，T细胞分选技术也得到了广泛应用。

特别是在肿瘤免疫治疗中，利用CAR-T细胞和TCR-T细胞等细胞治疗手段，可以得到很好的临床疗效。

因此，T细胞分选技术的研究也变得越来越重要。

目前，针对T细胞的分选技术已经有了很多进展，如流式细胞仪、磁珠分选、微流控芯片、光学分选等。

其中，磁珠分选技术在T细胞体外扩增和临床治疗等领域得到了广泛应用。

3. 磁珠分选在T细胞治疗中的应用磁珠分选技术在T细胞治疗中的应用主要包括两个方面：一是体外扩增中的分选，二是治疗细胞产品的分选。

体外扩增中的分选：在体外扩增T细胞时，需要从淋巴细胞中选择和分离出T细胞，同时排除其他免疫细胞。

磁珠分选技术可以帮助实现高效分选，并获得高纯度的T细胞，从而提高体外扩增的效率和规模。

治疗细胞产品的分选：在CAR-T细胞和TCR-T细胞等治疗细胞产品中，需要分离出目标T细胞并通过磁珠分选获得高纯度的治疗细胞。

此外，治疗细胞产品的分选也可以用于排除其他污染物，如病毒、细菌等。

4. 磁珠分选T细胞的优缺点优点：1.高效、快速：磁珠分选技术可以非常迅速地获得纯度较高的目标细胞，从而节省时间和成本。

2.高纯度：使用磁珠分选技术可以获得高度纯化的细胞，从而提高了治疗效果和安全性。

3.对细胞活性无影响：分选过程中不需要进行细胞培养等处理，从而保证了目标细胞的活性和功能。

缺点：1.标记物有限：目前可以使用的标记物数量有限，不能针对所有细胞进行磁珠分选。

2.影响细胞表面：磁珠分选的过程可能会对细胞表面结构产生不良影响，从而影响细胞的功能。

细胞磁珠分选试剂

细胞磁珠分选试剂细胞磁珠分选试剂是一种常用的实验工具，用于对混合细胞群体进行快速、高效的分选和纯化。

本文将介绍细胞磁珠分选试剂的原理、应用、优势和操作注意事项，以及未来的发展趋势。

一、原理细胞磁珠分选试剂的原理基于细胞表面特异性标记物与特定抗体或配体的结合。

首先，将磁珠表面修饰上相应的抗体或配体，使其具有特异性识别目标细胞表面的能力。

然后，将混合细胞样品与修饰后的磁珠充分混合，使目标细胞与磁珠结合。

最后，通过磁力作用，将与磁珠结合的目标细胞从混合细胞中分离出来，实现细胞的分选和纯化。

二、应用细胞磁珠分选试剂广泛应用于细胞学研究、免疫学研究、临床诊断和药物研发等领域。

在细胞学研究中，可以利用细胞磁珠分选试剂对特定亚群的细胞进行纯化，以便进行进一步的功能研究。

在免疫学研究中，可以利用细胞磁珠分选试剂对免疫细胞进行分选，以研究其功能和相互作用。

在临床诊断中，可以利用细胞磁珠分选试剂对肿瘤标记物进行检测，以帮助早期诊断和治疗。

在药物研发中，可以利用细胞磁珠分选试剂对药物靶点进行筛选和验证，以加快药物研发的速度和成功率。

三、优势相比传统的细胞分选方法，细胞磁珠分选试剂具有许多优势。

首先，分选过程简单快速，可以在短时间内得到高纯度的目标细胞。

其次，细胞磁珠分选试剂具有较高的灵敏度和特异性，可以有效地识别和分离目标细胞。

此外，由于分选过程不需要使用离心等复杂的设备，操作相对简便，适用于实验室和临床现场。

最后，细胞磁珠分选试剂可与其他技术相结合，如流式细胞术和PCR等，进一步提高分选效果和分析能力。

四、操作注意事项在使用细胞磁珠分选试剂进行细胞分选前，需要注意以下几点。

首先，选择合适的细胞磁珠分选试剂，根据目标细胞的特异性标记物和实验要求进行选择。

其次，严格按照试剂说明书的操作步骤进行实验，注意试剂的保存条件和有效期限。

另外，在实验过程中需要注意无菌操作，以避免细菌和其他污染物的干扰。

最后，实验结束后要做好废液和废弃物的处理，保证实验室环境的清洁和安全。

磁珠凝胶产品分类

磁珠凝胶产品分类
磁珠凝胶产品主要分为两类：
1. 磁珠类：包括羟基磁珠、生物磁珠、核酸提取磁珠等。

这些磁珠通常具有超大的比表面积，能提供更多的结合位点，因此使用量较少，非特异性吸附率低。

例如，L-1103 Biolinkedin®Anti-DYKDDDDK（原Flag）磁珠是一种纳米磁珠，其表面共价结合了大量的高质量的鼠源抗DYKDDDDK单克隆抗体。

2. 琼脂糖类：包括琼脂糖凝胶和琼脂糖磁珠。

琼脂糖凝胶通常作为介质，以高质量的鼠源抗DYKDDDDK单克隆抗体为配体，具有很高的物理化学稳定性，配基不易脱落，寿命长，使用方便。

琼脂糖磁珠则是一种平均粒径约为70μm的琼脂糖磁珠，其表面也共价结合了大量的高质量的鼠源抗DYKDDDDK单克隆抗体。

这两类产品都广泛应用于生物医学研究和实验室诊断等领域，如蛋白质纯化、核酸检测、细胞分选等。

具体选择哪种产品取决于实验的具体需求和条件。

磁珠分选柱式

磁珠分选柱式
磁珠分选柱式是一种常用的实验仪器，它在生物医学领域中扮演着重要的角色。

该装置通过利用磁珠的磁性特性，将样品中的目标物分离出来，实现对样品的快速分选。

磁珠分选柱式由磁珠分选柱和磁性材料组成。

磁珠分选柱内部填充有磁性材料，通常是强磁性材料。

当样品通过磁珠分选柱时，目标物会与磁珠结合，而非目标物则会被排除。

通过控制磁珠分选柱的磁性，可以实现对不同目标物的分离。

磁珠分选柱式的使用非常简便。

首先，将待分选的样品加入到磁珠分选柱中，然后利用外部磁场的作用，使磁珠与目标物结合。

接下来，将磁珠分选柱放置在磁性材料上，通过磁性材料的吸引力，将磁珠与目标物一起分离出来。

最后，将磁珠从磁珠分选柱上取下，即可得到纯净的目标物。

磁珠分选柱式在生物医学研究中具有广泛的应用。

例如，在肿瘤检测中，磁珠分选柱可以用于分离和富集肿瘤细胞，从而实现早期诊断和治疗。

此外，在基因测序中，磁珠分选柱可以用于从样品中分离和富集目标DNA，以便进一步分析。

磁珠分选柱式还可以应用于蛋白质纯化、细胞分离等领域。

磁珠分选柱式是一种重要的生物医学实验仪器，它通过利用磁性特性，实现对样品中目标物的快速分选。

该装置简便易用，广泛应用
于肿瘤检测、基因测序、蛋白质纯化等领域。

磁珠分选柱式的使用为科研人员提供了方便快捷的实验手段，对于推动生物医学研究具有重要的意义。

macrophage(CD11b beads)巨噬细胞磁珠分选说明

Index1. Description1.1 Principle of MACS® separation1.2 Background and product applications1.3 Reagent and instrument requirements2. Protocol2.1 Sample preparation2.2 Magnetic labeling of human PBMCs2.3 Magnetic labeling of mouse cells2.4 Magnetic separation3. Example of a separation using CD11b MicroBeads4. References1. DescriptionComponents 2 mL CD11b MicroBeads, mouse/human:MicroBeads conjugated to monoclonal rat anti-mouse/human CD11b (Mac-1α) antibodies(isotype: rat IgG2b; clone: M1/70.15.11.5). Size For 1×109 human total cells, up to 100separations;for 2×109 mouse total cells, up to 200separations.Product format CD11b MicroBeads are supplied as a suspensioncontaining stabilizer and 0.05% sodium azide. Storage Store protected from light at 4−8 °C. Do not freeze.The expiration date is indicated on the vial label.1.1 Principle of MACS® separationFirst the CD11b+ cells are magnetically labeled with CD11b MicroBeads. Then the cell suspension is loaded onto a MACS® Column which is placed in the magnetic field of a MACS Separator. The magnetically labeled CD11b+ cells are retained on the column. The unlabeled cells run through and this cell fraction is depleted of CD11b+ cells. After removal of the column from the magnetic field, the magnetically retained CD11b+ cells can be eluted as the positively selected cell fraction.1.2 Background and product applicationsCD11b MicroBeads are developed for separation of human and mouse cells based on expression of the CD11b antigen. In humans, CD11b is strongly expressed on myeloid cells, and weakly expressed on NK cells and some activated lymphocytes. In mouse, the CD11b antigen is expressed on monocytes/macrophages, and to a lower extent on granulocytes, NK cells, CD5+ B1 cells and a subset of dendritic cells.The CD11b (Mac-1 α; integrin αM chain) antibody reacts with the 170 kDa αM subunit of CD11b/CD18 heterodimer (Mac-1, αMß2 intergrin). It functions as a receptor for complement (C3bi), fibrinogen or clotting factor X. Examples of applications●Positive selection or depletion of human monocytes/macrophagesand granulocytes from peripheral blood or lymphoid tissue.●Positive selection or depletion of myeloid cells from human andmouse bone marrow.●Positive selection or depletion of mouse macrophages fromlymphoid tissue.1.3 Reagent and instrument requirements●Buffer (degassed): Prepare a solution containing PBS (phosphatebuffered saline) pH 7.2, 0.5% BSA (bovine serum albumin) and2 mM EDTA by diluting MACS BSA Stock Solution (# 130-091-376) in autoMACS™ Rinsing Solution (# 130-091-222). Keep buffer cold (4−8 °C).▲ Note: EDTA can be replaced by other supplements such as anticoagulant citrate dextrose formula-A (ACD-A) or citrate phosphate dextrose (CPD). BSA can be replaced by other proteins such as gelatine, mouse/human serum or fetal calf serum.Buffers or media containing Ca2+ or Mg2+ are not recommended for use.● MACS Columns and MACS Separators: Monocytes andmacrophages can be enriched (positive selection) or depleted by using MS, LS or XS Columns. For efficient depletion of myeloid cells from bone marrow, and depletion of granulocytes and NK cells we recommend using LD, CS or D Columns. Positive selection or depletion can also be performed by using the autoMACS Separator.▲Note: Column adapters are required to insert certain columns into VarioMACS™Separator or SuperMACS™ Separator. For details, see MACS Separator data sheets.●(Optional) Fluorochrome-conjugated CD11b antibody forflow-cytometric analysis, e.g. CD11b-FITC (# 130-081-201), CD11b-PE (# 130-091-240) or CD11b-APC (# 130-091-241). CD11b MicroBeads mouse/humanOrder No. 130-049-601Magnetic cell sorting140-000-059.05● (Optional) PI (propidium iodide) or 7-AAD for flow-cytometricexclusion of dead cells.● (Optional) Pre-Separation Filters (# 130-041-407) to remove cellclumps.2. Protocol2.1 Sample preparationSample preparation of human PBMCsWhen working with anticoagulated peripheral blood or buffy coat, peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) should be isolated by density gradient centrifugation (see "General Protocols" in the User Manuals or visit /protocols).▲Note: Remove platelets after density gradient separation: resuspend cell pellet in buffer and centrifuge at 200×g for 10−15 minutes at 20 °C. Carefully remove supernatant. Repeat washing step and carefully remove supernatant. Sample preparation of mouse tissueWhen working with tissues, prepare a single-cell suspension by a standard preparation method (see "General Protocols" in the User Manuals or visit /protocols).▲Note: Dead cells may bind non-specifically to MACS MicroBeads. In case of high numbers of dead cells, removal of dead cells by density gradient centrifugation or the Dead Cell Removal Kit (# 130-090-101) is recommended.2.2 Magnetic labeling of human PBMCs▲ Work fast, keep cells cold, and use pre-cooled solutions. This will prevent capping of antibodies on the cell surface and non-specific cell labeling.▲ Volumes for magnetic labeling given below are for up to 107 total cells. When working with fewer than 107 cells, use the same volumes as indicated. When working with higher cell numbers, scale up all reagent volumes and total volumes accordingly (e.g. for 2×107 total cells, use twice the volume of all indicated reagent volumes and total volumes).▲ For optimal performance it is important to obtain a single- cell suspension before magnetic separation. Pass cells through 30 µm nylon mesh (Pre-Separation Filters # 130-041-407) to remove cell clumps which may clog the column.1. Determine cell number.2. Centrifuge cell suspension at 300×g for 10 minutes. Pipette offsupernatant completely.3. Resuspend cell pellet in 80 µL of buffer per 107 total cells.4. Add 20 µL of CD11b MicroBeads per 107 total cells.5. Mix well and incubate for 15 minutes at 4−8 °C.▲ Note: Working on ice may require increased incubation times. Higher temperatures and/or longer incubation times lead to non-specific cell labeling.6. (Optional) Add a fluorochrome conjugated antibody, e.g.add 10 µL of CD11b-FITC (# 130-081-201), and incubate for5 minutes at 4−8 °C.7. Wash cells by adding 1−2 mL of buffer per 107 cells and centrifugeat 300×g for 10 minutes. Pipette off supernatant completely.8. Resuspend up to 108 cells in 500 µL of buffer.▲ Note:For higher cell numbers, scale up buffer volume accordingly.▲ Note: For depletion with LD Columns, resuspend up to 1.25×108 cells in 500 µL of buffer.9. Proceed to magnetic separation (2.3).2.3 Magnetic labeling of mouse cells▲ Work fast, keep cells cold, and use pre-cooled solutions. This will prevent capping of antibodies on the cell surface and non-specific cell labeling.▲ Volumes for magnetic labeling given below are for up to 107 total cells. When working with fewer than 107 cells, use the same volumes as indicated. When working with higher cell numbers, scale up all reagent volumes and total volumes accordingly (e.g. for 2×107 total cells, use twice the volume of all indicated reagent volumes and total volumes).▲ For optimal performance it is important to obtain a single- cell suspension before magnetic separation. Pass cells through 30 µm nylon mesh (Pre-Separation Filters # 130-041-407) to remove cell clumps which may clog the column.1. Determine cell number.2. Centrifuge cell suspension at 300×g for 10 minutes. Pipette offsupernatant completely.3. Resuspend cell pellet in 90 µL of buffer per 107 total cells.4. Add 10 µL of CD11b MicroBeads per 107 total cells.5. Mix well and incubate for 15 minutes at 4−8 °C.▲ Note: Working on ice may require increased incubation times. Higher temperatures and/or longer incubation times lead to non-specific cell labeling.6. (Optional) Add a fluorochrome conjugated antibody, e.g. add10 µL of CD11b-FITC (# 130-081-201), and incubate for 5minutes at 4−8 °C.7. Wash cells by adding 1−2 mL of buffer per 107 cells and centrifugeat 300×g for 10 minutes. Pipette off supernatant completely.8. Resuspend up to 108 cells in 500 µL of buffer.▲ Note:For higher cell numbers, scale up buffer volume accordingly.▲ Note: For depletion with LD Columns, resuspend up to 1.25×108 cells in 500 µL of buffer.9.Proceed to magnetic separation (2.3).2.4 Magnetic separation▲Choose an appropriate MACS Column and MACS Separator according to the number of total cells and the number of CD11b+ cells (see table in section 1.3).Magnetic separation with MS or LS Columns1. Place column in the magnetic field of a suitable MACS Separator(see "Column data sheets").2. Prepare column by rinsing with appropriate amount of buffer:MS: 500 µL LS: 3 mL.140-000-059.053. Apply cell suspension onto the column.4. Collect unlabeled cells which pass through andwash column with appropriate amount of buffer.Perform washing steps by adding buffer three times,each time once the column reservoir is empty.MS: 3×500 µL LS: 3×3 mL.Collect total effluent. This is the unlabeled cell fraction.5. Remove column from the separator and place it on a suitablecollection tube.6. Pipette appropriate amount of buffer onto the column. Immediately flush out fraction with the magnetically labeled cells by firmly applying the plunger supplied with the column.MS: 1 mL LS: 5 mL.▲ Note: To increase the purity of the magnetically labeled fraction, it can be passedover a new, freshly prepared column.Magnetic separation with XS ColumnsFor instructions on the column assembly and the separation, refer to the "XS Column data sheet". Depletion with LD Columns 1.Place LD Column in the magnetic field of a suitable MACS Separator (see "LD Column data sheet").2. Prepare column by rinsing with 2 mL of buffer.3. Apply cell suspension onto the column .4. Collect unlabeled cells which pass through and wash columnwith 2×1 mL of buffer. Collect total effluent. This is the unlabeled cell fraction.Depletion with CS Columns 1.Assemble CS Column and place it in the magnetic field of a suitable MACS Separator (see "CS Column data sheet").2. Prepare column by filling and rinsing with 60 mL of buffer. Attach a 22G flow resistor to the 3-way-stopcock of theassembled column (see "CS Column data sheet").3. Apply cell suspension onto the column.4. Collect unlabeled cells which pass through and wash columnwith 30 mL buffer from the top. Collect total effluent. This is the unlabeled cell fraction.Depletion with D ColumnsFor instructions on column assembly and separation, refer to the "D Column data sheet".Magnetic separation with the autoMACS™ Separator▲ Refer to the "autoMACS™ User Manual" for instructions on how to use the autoMACS Separator.1.Prepare and prime autoMACS Separator.2. Place tube containing the magnetically labeled cells in theautoMACS Separator. For a standard separation, choose following separation programs: Positive selection: "Possel"Depletion: "Depletes"▲ Note: Program choice depends on the isolation strategy, the strength of magnetic labeling and the frequency of magnetically labeled cells. For details see autoMACS User Manual: "autoMACS Cell Separation Programs".3. When using the program "Possel", collect positive fraction(outlet port "pos1"). This is the purified CD11b + cell fraction.When using the program "Depletes", collect unlabeled fraction (outlet port "neg1"). This is the CD11b - cell fraction.3. Example of a separation using CD11b MicroBeadsA: Separation of human PBMCsSeparation of human PBMCs using CD11b MicroBeads. Cells arestained with CD11b-FITC (# 130-081-201). Monocytes can be identified as CD11b bright cells and NK cells as CD11b dim cells.B: Separation of CD11b + cells from a mouse spleen cellsuspensionPositive selection of CD11b + cells from a mouse spleen cell suspensionusing CD11b MicroBeads, an MS Column and a MidiMACS™ Separator.R e l a t i v e c e l l n u m b e rNegative fractionPBMCs before separation Positive fractionCD11b-FITCSpleen cells before separation140-000-059.05Forward scatterC D 11b -P EForward scatterC D 11b -P EForward scatterC D 11b -P ESpleen cells after depletion ofCD11b + cellsIsolated CD11b + cells4. References1. Ehlich, A; Martin, VM; Müller, W; Rajewsky, K (1994) Analysis of the B CellProgenitor Compartment at the Level of Single Cells. Current Biology 4: 573-583.[33]WarningsReagents contain sodium azide. Under acidic conditions sodium azide yields hydrazoicacid, which is extremely toxic. Azide compounds should be diluted with running waterbefore discarding. These precautions are recommended to avoid deposits in plumbingwhere explosive conditions may develop.WarrantyThe products sold hereunder are warranted only to be free from defects in workmanshipand material at the time of delivery to the customer. MILTENYI BIOTEC GmbH makesno warranty or representation, either expressed or implied, with respect to the fitnessof a product for a particular purpose. There are no warranties, expressed or implied,which extend beyond the technical specifications of the products. MILTENYI BIOTECGmbH’s liability is limited to either replacement of the products or refund of thepurchase price. MILTENYI BIOTEC GmbH is not liable for any property damage,personal injury or economic loss caused by the product.MACS® is a registered trademark of Miltenyi Biotec GmbH.140-000-059.05。