批次流加培养和连续灌流细胞培养工艺

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细胞培养的四个步骤

细胞培养的四个步骤细胞是组成生物体的基本单位，生物体由各种类型的细胞组成。

在显微镜下不同的细胞有不同的形态。

利用免疫荧光、流式荧光标记、免疫组化都能进行细胞观察。

培养细胞的最终目的：拿到细胞进行后续的下游实验WB、ELISA等蛋白检测DNA、RNA等分子检测凋亡、增殖、周期等功能检测原代细胞培养、冻存等细胞实验细胞培养几乎是所有细胞生物学实验的基础，细胞养得好，实验没烦恼！原代细胞培养，细胞的传代，冻存、复苏，细胞污染的防与治，我们的经验都在这篇文章里！一、细胞培养相关设备和试剂1、细胞培养的相关设备生物安全柜的安全保护等级>超净工作台，当涉及到病毒，需要使用生物安全柜。

生物安全柜：对柜内外的安全保护超净工作台：对工作台内部的安全保护超净工作台/生物安全柜的工作流程：2、细胞培养用相关试剂①培养基作用：人工模拟细胞体内生长的营养环境，维持细胞生长的营养物质，提供细胞营养和促进细胞生长增殖的物质基础。

不完全培养基：直接购买或者配置的培养基。

完全培养基：不完全培养基+血清（提供营养物质）+双抗（保证无菌环境）+其他。

由于细胞种类和培养条件不同，适宜的合成细胞培养基也不同，在动物细胞培养中最常用基础细胞培养基有6～7种，如BME、MEM、DMEM、HAMF12、RPMI1640、199等。

②血清血清的功能：生长、分化必须的物质：生长因子、激素、基础培养基中没有的微量物质、小分子营养物转运维生素、脂类、金属离子和微量元素等；促进细胞贴壁、铺展；毒素灭活，蛋白质与有毒金属和热源物质结合；提供蛋白酶抑制剂；起酸碱度缓冲液作用。

血清的分类最常用的是胎牛血清。

胎牛还未接触外界，免疫系统激活最少，血清中所含的抗体、补体等对外来物质排斥最小，对细胞有害的成分最少。

③胰酶常用0.25%胰蛋白酶+0.02%EDTA胰酶：胰脏中分离，选择性的水解蛋白质中有赖氨酸或精氨酸的羧基所构成的肽链，最佳作用温度37℃，PH=8.0，常用浓度0.1%—0.25%，一般用不含Ca2+、Mg2+的平衡盐缓冲液配制（PBS或Hanks），可用含有血清培养基终止胰酶对细胞的作用（观察细胞的剥离状态确定终止时间）。

分批发酵、连续流加发酵和分批补料发酵优缺点比较

图表比较分批发酵、连续（流加）发酵和分批补料发酵优缺点?呼吸作用与发酵的根本区别在于：电子受体不是将电子直接传递给底物本身的中间产物，而是交给电子传递系统，并逐步释放能量后再交给最终的电子受体。

4、发酵过程杂菌污染的途径有哪些？如出现杂菌污染，应如何处理？答：发酵过程杂菌污染的途径有1.种子带菌，2.培养基及设备消毒不够，3.设备破损，4.空气系统，5.操作不当（取样、补料、消泡、控制）等。

（2分）如出现杂菌污染，应对染菌时间、种类、染菌规模进行分析根据具体情况处理，（1分）如：1.种子带杂菌——灭菌，排掉。

（0.5分）2.发酵前期——严重：实消后补种、料。

不严重：运转并观察。

（0.5分）3.发酵中期——分析微生物数量、种类、物料性质，再做处理。

（0.5分）4.发酵后期——同中期，并考虑产率与成本关系，考虑放罐。

（0.5分）5、连续发酵有何优缺点？答：（1）、设备生产能力大、利用率高、没有中间清洗杀菌、没有发酵适应期。

（1分）（2）、连续化、自动化、人平生产率高、成本降低。

（1分）（3）、发酵稳定、便于管理。

（1分）缺点：营养利用率略低、控制要求高。

（2分）6、摇瓶提高溶氧方法有哪些？发酵罐提高溶氧方法有哪些？答：摇瓶提高溶氧可考虑减小装液比，增加摇床转速，不会造成染菌的情况下减少瓶口砂布层数等方法。

（3分）发酵罐提高溶氧的方法有选择合理罐型，增加高径比，适当提高通气量，适当提高搅拌速度（搅拌罐）等方法。

（3分）6、泡沫对发酵有何影响？常用的消泡方法有何优缺点？答：泡沫对发酵的影响有：（1）泡沫持久存在，妨碍CO2的排除，影响微生物对氧的吸收，破坏正常生理代谢，不利发酵和生物合成。

（2）泡沫大量产生，使发酵罐有效容积大大减少，影响设备利用率。

（3）泡沫过多，控制不好，会引起大量跑料，造成浪费和环境污染（4）泡沫升到灌顶，可能从轴封渗出，增加染菌机会（5）泡沫过多也会影响氧传递、通风与搅拌效果。

（3分，答出3点以上即可）化学消泡优点：化学消泡剂来源广泛，消泡效果好作用迅速可靠，用量少，不需改造设备，大小规模适用，易实现自动控制。

单抗生产工艺

单抗生产工艺
单抗的生产工艺主要包括细胞培养、纯化和制剂三个关键步骤。

1.细胞培养是单抗生产的起点，通过培养细胞产生大量的单
抗前体。

其中，单抗的生产工艺包括分批补料工艺和连续生物处理。

分批补料工艺中，细胞密度达到8-12 ×10^6个细胞/mL，通过在指定的时间间隔内控制营养添加来提高生物反应器中的细胞活力。

连续生物处理则包括流加式、连续灌流式和杂合式三种方式。

流加式根据细胞对营养物质的需求连续流加浓缩营养物，整个发酵过程一次性完成。

连续灌流式在细胞增长和产物形成过程中不断地将部分条件培养基取出，并灌注新的培养基。

2.纯化是将细胞培养液中的单抗前体从其他杂质中分离出来，
得到纯净的单抗。

3.制剂是将纯化后的单抗进行配方和灭菌处理，以制成最终
的药品。

如需更多关于单抗生产工艺的信息，建议阅读生物工程类书籍或请教专业人士。

针对cho细胞的灌流培养工艺

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浅析单抗原液的生产工艺

浅析单抗原液的生产工艺单抗即单克隆抗体，是通过将抗原注入到宿主动物体内启动机体免疫应答而产生的。

单抗药物在病毒性疾病、自身免疫性疾病、恶性肿瘤及烈性传染病的防治领域有着突出的作用。

单抗都是采用哺乳动物细胞进行表达，主要以中国仓鼠卵巢细胞系（CHO）为主。

在抗体纯化过程中除了要考虑回收率和纯度以外，还需有效的灭活和清除病毒。

单抗原液车间生产的原液不适用热力灭菌工艺，通常选择无菌操作的非最终灭菌生产工艺。

单抗生产中病毒污染风险：CHO 细胞系是制造许多治疗性蛋白质的主力。

CHO 细胞的生物安全等级为一级，CHO 本身存在内源性逆转录病毒，这是已经被证实了的，但这种病毒对人类不具有致病性。

从药物质量安全角度出发，遵循SFDA 公布的《人用单克隆抗体质量控制技术指导原则》，加入病毒去除和灭活方法。

此外，基于哺乳动物细胞进行的培养发酵，产品被病毒污染是考虑的主要生产风险之一。

病毒污染的其他潜在来源可能还有：使用已经被污染了的主细胞种子库或工作细胞种子库；操作员可能带进病毒，污染工艺；细胞线残留上一级仍有活力的病毒。

因为哺乳动物细胞为带入的病毒污染物提供了合适的宿主细胞，因此病毒量可能会随着细胞培养而放大，进而可能增加生产过程的整体风险。

单克隆抗体药品生产通常包含四个模块：上游培养、下游纯化、分析质控和制剂。

单抗的生产工艺：单抗原液的生产工艺主要概括为两个阶段：上游细胞的培养、发酵和下游的纯化。

细胞种子经摇瓶、WAVE 反应器、一、二、三级种子培养扩增后进入发酵罐进行发酵培养。

发酵结束后经离心机进入下游进行纯化。

离心后的料液经过层析、超滤后变成原液。

具体的工艺流程描述如下：（1）细胞复苏：细胞复苏和冻存讲究“慢冻快溶”，复苏时一定要将冻存在液氮或-80℃中凝固的细胞冻存液快速融化至37℃，使胞外冻存时的冰晶迅速融化，避免冰晶缓慢融化时进入细胞形成再结晶，对细胞造成损害。

（2）细胞传代培养：①悬浮细胞培养：是指细胞在培养液中呈悬浮状态进行生长繁殖，能连续培养和连续收获的培养技术。

三种不同细胞培养工艺成本比较：补料批次、浓缩补料批次和浓缩灌流

An Economic Comparison of Three Cell Culture Techniques: Fed-Batch, Concentrated Fed-Batch, and Concentrated Perfusion1. Janice A. C. Lim (Bioprocess Consultant) 1. John Bonham Carter (VP Sales)2. Andrew Sinclair (Managing Director) 2. Jerry Shevitz (President)Biopharm Services Ltd Refine Technology, LLCLancer House, East Street, 26 Chaplin Road, Unit 1107Chesham HP5 1DG PO Box 691United Kingdom Pine Brook, NJ 07058, USAContact: Andrew Sinclair Contact: John Bonham CarterTel: +44 (0) 1494 793 243 Tel: +1 793-993-3003a.sinclair@ jbonhamcarter@ Photo 1: The operator is handling a ATF6 System in the plant.Table 1: Guideline working volume sizes for each ATF systemselected nutrients during the growth culture cycle to improve productivity and growth. The culture is subsequently harvested and the product recovered. Fed-batch culture has been an attractive choice for large-scale production due to its operational simplicity and familiarity as a carryover process from fermentation. However, fed-batch mode of operation typically also involves high start-up costs, resulting from the need for larger bioreactor plant capacity.In perfusion culture, a continuous supply of fresh media is fed into the bioreactor while growth-inhibitory by-products are constantly removed. The increasing interest in the use of perfusion culture can be attributed to the higher product output from a reduced reactor size (hence, simplifying operation, cleaning and sterilization). The cell densities achieved in perfusion culture (30–100 x106 cells/mL) are typically higher than for fed-batch modes (5−25 x106 cells/mL) . The principal aspect of perfusion operation, which is different from fed-batch, is the added requirement of a cell retention device. Cell retention systems add a level of complexity to the process, requiring management, control and maintenance for successful operation. Perfusion bioreactors can suffer operational difficulties such as malfunction or failure of the cell separation device which can lead to shortening of the production run, leading further, to increased operating costs. This has previously limited their attractiveness.In recent years, a new platform technology has been developed for biologicals production. The ATF™ System, introduced by RefineTechnology, LLC (Pine Brook, NJ). Used in the alternating tangential flow mode, it is a low shear filtration system that inhibits filter-membrane fouling. This external cell-separation system is able to maintaincontinuous culture for extended periods of time and offers the capability of rapid filter change without compromising the culture run.The ATF™ System allows increased volumetric productivity and reduced bioreactor size.Concentrated fed-batch and concentrated perfusion are two production techniques based on the ATF™ System, which simultaneously nourishes the culture and concentrates the product within the bioreactor. These manufacturing methods permit great increases in cell and product concentrations as compared to fed-batch and perfusion. For example in the concentrated fed-batch production platform, one of Refine Technology’s pharmaceutical clients4 has reported a protein product titer of 17g/L with an unoptimized CHO cell process. Higher titers are expected as processoptimization continues. In the concentrated fed-batch operation, ultra high cell densities of (70–200)x106 cells/mL have been achieved; similarly, extremely high cell densities in the region of (70–100)x106 cells/mL have been achieved in systems using the concentrated perfusion mode.The system scales on a linear basis from 1L to greater than 1,000L and can be used with traditional or disposable bioreactors and with all cell types including anchorage dependent lines. Table 1 indicates the working volume sizes for each ATF™ System in the scale-up process. The figures in the table are provided as guidelines. Actual capacity and vessel size depend upon process conditions.This article compares the economic feasibility of a typical glycosylated protein manufactured using three production techniques – fed-batch (FB), concentrated fed-batch (CFB) and concentrated perfusion (CP). The Excel-based process-cost modeling tool, BioSolve from BioPharm Services Ltd (Chesham, Buckinghamshire, UK), was used for the economic assessment. The methodology, assumptions and key results of the cost model are described. The analysis will use the cost of goods (CoG) metric expressed on a per gram basis for comparability.Evaluation MethodologyThe commercial process-cost modeling software, BioSolve, is usedto assess the process economics of the FB, CFB and CP production techniques. The CoG is a useful metric to quantify the operating costs ofa manufacturing option. BioSolve is an Excel-based tool which determines the CoG by accounting for the indirect (fixed) overheads of the facility and the direct (variable) operating costs of the process. The fixed cost element consists of the capital charges, taxes, insurances while the direct costs include the consumables, materials, labour and waste management. Such an approach to estimate the CoG has been used to evaluate the process economics of disposable membrane chromatography for use in biomanufacturing.Figure 1 illustrates the basic BioSolve framework, which comprises the user interface, process definition, productivity and cost calculations, and model outputs. The interface allows a rapid assessment of the impact of pre-defined key input parameters (e.g. process scale, product titre, disposable options) on the model outputs. The core of the cost model consists of the process definition, which include the mass balances, equipment sizing, operating parameters and resource allocation. The calculated items include the plant productivity, labour requirements, consumable and materials usage, and equipment list. The costs of these components are maintained in a cost database, which is built with data consisting of benchmarking information from several biomanufacturing operations. The key outputs generated by the cost model are the facility throughput, bill of materials, CoG and capital investment. Case Study BackgroundThe model compares the manufacture of a glycosylated protein in three different production techniques – FB, CFB and CP. Figure 2 depicts the process sequences for these production methods. The seed train for the FB process is longer as this option requires more steps to scale-up to the production cell culture bioreactor. The FB upstream process information was derived from commercially-relevant operations commonly practiced in the industry. The upstream information for the CFB and CP processes was provided by Refine Technology, based on data supplied by its clients. In the FB and CFB processes, the removal of cells is achieved by centrifugation and depth filtration. Such recovery unit operations are not required inthe CP process as the cells are retained in the ATF™ System. The three processes were assumed to have the same purification sequence. This downstream sequence was selected according to commercial relevance and sourced from details that are available in the public domain. Table 2summarizes the key operating parameters used in the base case study.Figure 1: Framework of BioSolveFigure 2: Process sequence (a) FB, (b) CFB and (c) CP for the production of aglycosylated proteinFor the FB process, all the seed steps included in the model are assumed to be batch fermentations. In the production cell culture step, two additional feeds are added to the bioreactor 3 days and 6 days after inoculation. The final growth phase takes about 13 days.The CFB and CP seed sequence is performed using a 200mL bag carried out in batch fermentation mode, followed by a 20L bioreactor also run in the CFB mode.In the FB and CFB processes, the recovery procedure is Centrifugation followed by Depth Filtration. A UF/DF step is used to concentrate theproduct stream prior to the Protein A unit operation. A Virus Inactivation step occurs. The product stream is subsequently loaded onto an IEX Bind & Elute column and passed through an IEX Flow Through column. A Viral Filtration step takes place prior to the UF/DF step. A final Sterile Filtration step is used to purify the product. This purification sequence is based on typical unit operations for the production of a glycosylated protein, using typical solutions and timings. The overall yield for the downstream sequence is 50% and 69% for the FB/CFB and CP processes respectively.a. Scenario 1 – Base CaseFigure 3 capacity, which translates to lower initial investment costs. The CFB and CP technologies offer substantial capital charge reductions of 13% and 32% respectively relative to the FB process. The CoG per gram is inversely proportional to the annual product mass with the CP process producing the most product (265 kg/year) and FB producing the least amount of product (130 kg/year). This correlation between low CoG and high annual product mass is expected, as increased throughput of product will result in lower costs per gram produced.In the CP process, the materials costs contribute a significant amount to the CoG. This can be attributed to the intensive usage of media over the extended perfusion culture cycle.The model results indicate that the CP process (scenario 1c) is the most cost effective technology with the lowest overall CoG per gram of $87/g. The CFB process (scenario 1b) is slightly more expensive at $118/g. The FB process (scenario 1a) has the highest CoG ($158/g). The CFB and CP options provide cost savings of about 25% and 45% respectively when compared to the FB process.Table 1: Guideline working volume sizes for each ATF system(1) Cell concentration 50x106 cells/ml x 0.2L, diluted to 0.5x106 in 20L (2) Cell concentration 50x106 cells/ml x 20L, diluted to 1x106 in 1000L (3) vvd = volume of fresh medium/working volume of reactor/day.(4)Concentrated nutrients/factors are required during the run in the fed-batch process.Figure 3: CoG results for the base caseb. Scenario 2 – Changing the titre for the CFB processThe expression levels in the CFB process can vary depending on the type of cell line and duration of cell line development. In this section, the effect of changing the product titre for the CFB process is examined while keeping the bioreactor size constant at 1,000L (Figure 4). In the worst-case scenario, the titre is reduced from 17g/L (scenario 1b) to 10g/L (scenario 2a). In the best-case scenario, the titre is increased to 25g/L (scenario 2b).Reducing the titre, as expected, increases the CoG as the annual throughput is reduced. When the titre is reduced to 10g/L (scenario 2a), the CFB process appears less economical as the CoG ($184/g) is higherthan the FB CoG at $158/g (scenario 1a). On the other hand, when the titreis increased to 25g/L, the CoG reduces to $87/g. This improvement in theexpression level would make the CFB process much more attractive than the FB process with significant cost savings of 45%.c. Scenario 3 – Changing the bioreactor size for the CP processThe bioreactor size used for running perfusion culture mode can vary. This section looks at changing the bioreactor size of the CP process while keeping the titre unchanged at 0.8g/L. Two other bioreactor sizes (500L and 750L) are considered in this analysis.When the bioreactor volume is reduced to 500L (scenario 3a), the CPprocess generate about the same annual output (132 kg) as the FB process (130 kg). The CoG of the CP process increases from the base figure of $87/g (scenario 1c) to $133/g (scenario 3a). The CP process at 500L and 0.8g/L is still more economical than the FB process. It should be noted that the simplification of material and people flow provided by reduced bioreactor capacity in the CP facility cannot be calculated easily but may provide the key driver to such technology being increasingly used in biomanufacturing.Figure 4: CoG results for the FB process and CFBprocess at 10g/L, 17g/L and 25g/L (1,000L bioreactor scale)Figure 5: CoG results for the FB process and CP process using 500L, 750L and 1,000L (0.8g/L titre)200180160140120100806040200Others Labour Consumables Materials Capital Charge80604020020018016014012010080604020Others Labour ConsumablesMaterialsCapital ChargeConclusionsThis article has provided an economic comparison for the production ofa typical glycosylated protein using the FB, CFB and CBP technologies. The CFB and CP processes are based on the ATF™ System. The model results revealed that in the base case, CoG savings of 25% and 45%can be achieved using the CFB (1,000L, 17g/L) and CP (1,000L, 0.8g/L) technologies respectively when compared to the FB process (10,000L,2g/L). The bulk of the savings is derived from the reduction in capital requirements due to higher productivities, resulting in reduced overall bioreactor capacity in these processes. The use of the CFB and CP technologies would seem a potential approach towards lower upfront capital investment and operating costs. Sensitivity analyses were performed on the product titre in the CFB process and the bioreactor volume in the CP process. The feasibility of the CFB technology reduces at the worst-case product titre (10g/L) reported in current industrial processes. The CP CoG is still lower than the FB CoG when the bioreactor volume is reduced to 500L. In addition to cost considerations, there are other key factors that may impact the selection of an appropriate process for a drug candidate. The existing fed-batch and perfusion processes are well-known but both have limitations. The CFB mode with the ATFTM System is recommended if the product of interest is a single concentrated product stream harvested from the reactor. The CP mode can be used to reduce the size of bioreactor required to produce the same amount of product as in fed-batch or perfusion.This article has not evaluated the use of the ATF™ System during thecell banking and seed expansion stages in the upstream manufacturing process. Performing perfusion cultures with such a system is able to generate large cell mass for high density freezing to be used for cell banks preparation. High cell density freezing reduces the inoculum expansion time by removing the first seed passages and inoculates a small bioreactor directly from the freezer. This leads to reduced manual handling of culture and improved facility utilisation.The impact of the use of disposable bioreactors in the cell culture operations has not been captured in this article analysis. Disposable systems are easier to set-up and eliminate cleaning requirements; hence the turnaround time for such single-use technologies is typically shorter as compared to their stainless steel counterparts. The faster turnaround time could result in increased plant throughput and affect the production costs of the facility.About the authors:Janice Lim is Bioprocess Consultant at Biopharm Services Ltde-mail: j.lim@Corresponding authors:Andrew Sinclair is Managing Director of Biopharm Services Ltd,Lancer House, East Street, Chesham HP5 1DG, United Kingdom+44 1494 793243, e-mail: a.sinclair@Jerry Shevitz is President of Refine Technology, LLC,26 Chaplin Road, Unit 1107, PO Box 691,Pine Brook, NJ 07058, USA, +1 973 952 0002e-mail: jshevitz@John Bonham Carter is Vice President of Salesand Business Development of Refine TechnologyLLC, 26 Chaplin Road, Unit 1107, PO Box 691,Pine Brook, NJ 07058, USA, +1 793-993-3003e-mail: jbonhamcarter@References:1. Chu, L.; Robinson, D. K. Industrial Choices for Protein Production by Large-Scale Cell Culture. Curr. Opin. Biotechnol., 2001, 12, 180-187.2. Carstens, Jason. Perfusion! Jeopardy or the Ultimate Advantage? 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细胞工程复习资料

细胞工程知识点汇总第一章细胞工程简介细胞工程（Cell engineering）是指主要以细胞为对象，应用生命科学理论，借助工程学原理与技术，有目的地利用或改造生物遗传性状，以获得特定的细胞、组织产品或新型的一门综合性科学技术。

主要人物或事件：1）温特（Went）、高特里特（Gautheret）和诺比考特（Nobercourt）一起成为植物组织培养的奠基人。

2）1958年，史都华德和赖纳特发现胡萝卜体细胞可以分化成体细胞胚。

也即是说可以从细胞水平上到组织器官水平上的分化。

从而验证了细胞全能性学说。

3）1953年，沃森（Watson）和克里克（Crick）提出DNA双螺旋结构模型，标志着分子生物学诞生。

4）1997年，英国利用成年动物体细胞克隆出绵羊“多莉”，证明了高等动物体细胞的全能性，这是细胞工程历史上的一个里程碑式的成果。

细胞工程的应用（可出分析题）第二章细胞工程理论基础细胞全能性(totipotency)：是指分化细胞保留着全部的核基因组，具有生物个体生长、发育所需要的全部遗传信息具有发育成完整个体的潜能。

细胞分化：（理解）是指细胞在形态、结构和功能上发生差异的过程，包括时间上和空间上的分化和空间上的分化。

时间上的分化：是指一个细胞在不同的发育阶段可以形成不同的形态和功能空间上的分化：是指同一种细胞由于所处的环境或部位不同可以形成不同的形态和功能细胞分化能力的强弱称为发育潜能。

形态发生（Morphogenesis）：是指通过细胞增殖、分化和行为塑造组织、器官和个体形态的过程。

细胞分化与形态发生是相互联系在起的。

细胞分化的实质：是奢侈基因按照一定顺序表达的结果，是基因的差异表达（Differential expression）脱分化（Dedifferentiation）：又称去分化，是指分化细胞失去特有的结构和功能变为具有未分化细胞特性的过程，即分化的细胞在适当条件下转变为胚性状态而重新获得分裂能力的过程。

流加培养名词解释-概述说明以及解释

流加培养名词解释-概述说明以及解释1.引言1.1 概述概述流加培养作为生物学和微生物学领域的一种培养方法，是一种通过提供适当的培养基和环境条件来满足细胞或微生物生长和繁殖的需求的过程。

它是一种广泛应用于实验室和工业生产中的技术，对于研究生物学和微生物学以及制造生物制品具有重要意义。

流加培养的基本原理是通过向培养基中连续添加新的培养液来维持细胞或微生物的生长。

在流加培养中，培养液会通过一个进料管源源不断地被加入到培养基中，而废液则通过排液管定期排除。

这种持续供给新鲜培养液和同时排除废液的过程，使得培养物中的养分始终处于较高的浓度，同时也有效地去除了代谢产物和有害物质，为细胞或微生物的生长提供了一个良好的环境。

流加培养广泛应用于许多领域，包括生物技术、生物制药和科学研究等。

在生物技术领域，流加培养被用于生产重组蛋白、表达目的蛋白以及制造生物燃料等。

在生物制药领域，流加培养可以用于生产抗生素、疫苗和其他生物制剂。

在科学研究中，流加培养被用于研究细胞生长和发育、细胞代谢以及微生物的生理学等。

尽管流加培养在许多方面具有优势，但也存在一些缺点。

流加培养的设备和操作相对复杂，需要一定的技术支持和成本投入。

此外，对于某些细胞或微生物来说，流加培养可能无法提供最适宜的生长环境。

因此，在选择培养方法时，需要根据具体的需求和实际情况进行权衡和选择。

综上所述，流加培养作为一种常用的生物学和微生物学培养方法，在实验室和工业中具有广泛的应用。

通过提供连续的培养液供给和废液排除，流加培养为细胞和微生物的生长提供了一个稳定和良好的环境。

然而，在实际应用中也需要考虑到其设备复杂性和适用性。

1.2文章结构文章结构部分内容：在本文中，我将按照以下结构来组织和呈现关于流加培养的相关内容。

首先，在引言部分，我会对流加培养进行概述，介绍其基本概念和背景。

接着，我会详细阐述本文的结构，包括各个章节的内容和组织方式。

最后，我会明确阐明本文的目的和意图。

流加培养工艺

流加培养工艺以流加培养工艺为标题，本文将介绍流加培养工艺的定义、应用、步骤和优势。

一、定义流加培养工艺是一种在液体培养基中进行微生物培养的方法。

相比于固体培养基，流加培养基能够提供更好的气体和营养物质的传输，从而促进微生物的生长和代谢。

该工艺通常用于研究微生物的生长特性、产物分析、酶活性检测等领域。

二、应用流加培养工艺广泛应用于食品、制药、环境等行业。

在食品领域，流加培养工艺可用于发酵食品的生产，如酸奶、酱油等。

在制药领域，该工艺可用于生产抗生素、蛋白质药物等。

在环境领域，流加培养工艺可用于水质检测、废水处理等。

三、步骤流加培养工艺包括以下步骤：1. 准备培养基：根据所需培养的微生物类型选择合适的培养基，并按照配方制备培养基溶液。

2. 消毒处理：将培养基溶液装入培养瓶或发酵罐中，进行高温高压的消毒处理，以杀灭其中的微生物。

3. 接种微生物：将待培养的微生物接种到消毒处理后的培养基中，通常使用无菌技术进行接种。

4. 培养条件控制：控制培养的温度、pH值、搅拌速度等条件，以提供适宜的生长环境。

5. 观察和调控：定期观察培养物的生长情况，根据需要进行必要的调控，如添加营养物质、调整培养条件等。

6. 收获和分析：在培养达到一定程度后，收获培养物进行分析，如测定细胞数量、分离纯化产物等。

四、优势流加培养工艺相比于固体培养工艺具有以下优势：1. 传质效果好：流加培养基能够提供更好的气体和营养物质的传输，使微生物能够更充分地吸收养分和释放产物。

2. 操作方便：相比于固体培养基，流加培养基操作更方便，容易控制培养条件和观察培养物的生长情况。

3. 生长速度快：流加培养基中微生物的生长速度通常较快，可以在较短时间内获得大量培养物。

4. 可伸缩性强：流加培养工艺适用于小规模实验室研究，也适用于大规模工业生产，具有较强的伸缩性。

流加培养工艺是一种在液体培养基中进行微生物培养的方法，广泛应用于食品、制药、环境等领域。

该工艺通过优化培养条件，提高微生物的生长速度和产物产量，具有重要的科研和工业应用价值。

细胞培养工艺介绍

培养条件优化
总结词
细胞在体外生长还需要适宜的培养条件，包括传代方式、传代时机、细胞密度等。
详细描述
传代方式是指将细胞从一个培养瓶或皿中转移至另一个培养瓶或皿中的方法。传代时机的选择也是非常重要的，如果传代时机过早，会导致细胞分裂过快、细胞质量下降；如果传代时机过晚，则会导致细胞死亡。因此，选择适宜的传代时机可以保证细胞的正常生长和分化。细胞密度也是影响细胞生长的重要因素之一，适宜的细胞密度可以保证细胞的正常生长和分化。一般来说，在细胞培养过程中，需要定期检测细胞的密度并进行调整。
细胞扩增
在适宜的条件下，细胞将进行增殖，数量不断增多。
细胞收获与检测
细胞收获
当细胞数量达到实验需求时，通过胰酶消化、离心等方法收获细胞。
细胞检测
对收获的细胞进行形态学观察、细胞计数、活性检测等指标的检测，以评估细胞的生长状态和质量。
CHAPTER 04
细胞培养的工艺优化
培养基优化
总结词
培养基是细胞培养的关键因素，优化培养基可以提高细胞生长速度、减少污染、提高细胞质量。
气体环境控制
控制培养环境中的气体成分，如氧气、二氧化碳等，以维持细胞的正常生理状态。
CHAPTER 06
细胞培养的未来发展
组织工程应用
组织工程是细胞培养技术的重要应用方向，通过构建人工生物组织，替代损伤或病变的组织，实现修复和再生。
组织工程的研究涉及多种细胞类型、生物材料和生长因子等，需要不断优化和改进技术，提高组织的结构和功能。
基因表达
基因表达是指DNA中的遗传信息被转录成RNA，再被翻译成蛋白质的过程，调控着细胞的生长、分化和功能。
CHAPTER 03

细胞工程2013

1.细胞工程：是指主要以细胞为对象，应用生命科学理论，借助工程学原理与技术，有目的地利用或改造生物遗传性状，以获得特定的细胞、组织产品或新型物种的一门综合性科学技术。

2.细胞工程特点:前沿性、争议性、综合性、应用性3.重要历史事件：①1885，卢克斯Roux发现鸡的神经细胞在生理盐水中可存活，使用“组织培养”一词。

②1907年，哈里森Harrison分离出蝌蚪神经组织，开创了动物组织培养的先河。

③1937年，温特Went、高特里特Gautheret、诺比考特Nobercourt三人一起成为植物组织培养的奠基人。

④1959年，美籍华人科学家张明觉首次获得第一个体外受精动物——试管兔。

⑤1962年，凯普斯提克Capstick进行了仓鼠肾细胞悬浮培养，为动物细胞大规模培养技术的建立提供了基础。

⑥1962年，华裔加籍科学家高国楠发现聚乙二醇可促使植物原生质体融合，植物细胞融合技术初步建立。

⑦1972年，美国科学家卡尔森Carlson等用NaNO3作为融合诱导剂进行烟草原生质体融合获得了世界上第一个体细胞杂种植株。

⑧1981年，齐默曼Zimmerman利用可变电场诱导原生质体融合，建立了细胞融合物理方法，进一步完善了细胞融合技术。

⑨1984年，丹麦科学家维拉徳森Villadsen成功利用胚胎细胞克隆出一只绵羊，这是首次证实的通过核移植技术克隆的哺乳动物。

⑩1997年，英国利用成年动物体细胞克隆出绵羊“多莉”证明了高等动物体细胞的全能性，这是细胞工程历史上的一个里程碑式的成果。

4.细胞工程的应用：①动、植物快速繁殖。

主要技术：组织培养植物、人工种子、试管动物、克隆动物等。

②细胞重组与新品种培育。

主要技术：细胞水平上的原生质体诱变、细胞融合技术；细胞器水平上的细胞重组；染色体水平的多倍体、单倍体育种；以及雌（雄）核发育、胚胎嵌合等。

③细胞工程制品。

主要技术：以杂交瘤细胞培养大量制备单克隆抗体、动物细胞培养生产疫苗、转基因动植物生物反应器等。

细胞培养灌流工艺

细胞培养灌流工艺细胞培养灌流工艺，这可是个相当厉害的领域！就好像是给细胞们打造了一个超级舒适的“家”，让它们能够茁壮成长，为我们的科学研究和应用带来无限可能。

你知道吗？细胞就像是一个个小小的生命，它们也需要合适的环境来生存和发展。

而灌流工艺，就是为了给细胞提供源源不断的“营养大餐”，同时把它们产生的“废物”及时清理出去。

想象一下，细胞在一个小小的培养容器里，如果没有新鲜的营养物质进来，没有脏东西出去，它们能活得好吗？肯定不行啊！这就好比我们人，如果天天待在一个封闭的房间里，没有新鲜空气，没有食物和水，那不得憋坏了？灌流工艺的关键在于控制好各种参数。

比如说，灌流的速度，这可不能太快也不能太慢。

太快了，细胞可能会被“冲晕”，就像一阵狂风把小花小草吹得东倒西歪；太慢了，细胞又会“饿肚子”，“垃圾”也堆得到处都是。

还有啊，灌流液的成分也特别重要。

这就像是我们吃的饭菜，得营养均衡。

要有蛋白质，有糖分，有各种维生素和矿物质，少了哪一样细胞都不乐意。

而且，在进行细胞培养灌流工艺的时候，要时刻关注细胞的状态。

这就好像是照顾小宝宝，得时刻留意他们有没有哭闹，有没有不舒服。

要是细胞长得不好，形态发生变化，那可得赶紧找找原因，调整工艺参数。

另外，设备的选择和维护也不能马虎。

好的设备就像是一把锋利的宝剑，能让我们在细胞培养的战场上无往不利。

要是设备出了问题，那可就麻烦啦，就像战士上战场没了枪一样。

说到这，你是不是觉得细胞培养灌流工艺挺复杂的？其实啊，只要我们用心去做，掌握好每一个环节，就一定能让细胞们在这个“家”里快乐成长。

总之，细胞培养灌流工艺是一门精细的艺术，需要我们有耐心，有细心，更要有一颗热爱科学的心。

只要我们不断探索，不断改进，就一定能让这门技术为人类带来更多的惊喜和贡献！。

细胞悬浮培养

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3.细胞密实体积
为了测定细胞密实体积（packed cell volume, PCV )，将一已知体积的均匀分散的悬浮液（10~20 mL）放入一个刻度离心管（15~50 mL）中，在2 000~4 000 r/min下离心5 min。细胞密实体积以每毫升培养液中细胞总体积的毫升数表示。
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(4)镁、钾、钙
到目前为止，几个报道已经表明，这些大量元素是绝对必要的。有关这些元素如K＋的最适浓度（胡萝卜为l mmol/L,矮牵牛和烟草为20 mmol/L)的研究认为，不同培养物在吸收能力方面存在差异。例如，在大豆等植物的培养中，在培养期间几乎所有的K＋都被培养细胞所吸收；相反，在烟草的细胞培养中，发现到了培养末期仍有最初浓度（20 mmol/L）的一半的K＋留在培养基中未被利用（Kato等，,1977)。
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为了使分批培养的细胞能不断增殖，必须进行继代，方法是取出培养瓶中一小部分悬浮液，转移到成分相同的新鲜培养基中（大约稀释5倍）。
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滞后期的长短主要取决于在继代时原种培养细胞所处的生长期和转入细胞数量的多少。
当转入的细胞数量较少时，不但滞后期较长，而且在一个培养周期中细胞增殖的数量也少。
如果转入的细胞密度很低，则在加入培养单细胞或小群体细胞所必需的营养物质之前，细胞将不能生长。
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（二）抑制法
使用DNA合成抑制剂如5-氨基尿嘧啶、羟基脲和胸腺嘧啶脱氧核苷等，也可使培养细胞同步化。当细胞受到这些化学药物的处理之后，细胞周期只能进行到G1期为止，细胞都滞留在G1期和S期的边界上。当把这些抑制剂去掉之后，细胞即进入同步分裂。应用这种方法取得的细胞同步性只限于一个细胞周期。
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化学方法的原理是使细胞遭受某种营养饥饿，或是通过加人某种生化抑制剂阻止细胞完成其分裂周期。化学方法中常用的有饥饿法和抑制法两种。

细胞分批培养的名词解释

细胞分批培养的名词解释引言：探索细胞的奥秘一直是生物学研究的重要领域之一。

细胞分批培养是一种常用的实验技术，用于研究细胞的特性、功能和生理机制。

本文将对细胞分批培养进行详细解释，从定义、过程、相关技术等多个层面来探讨其重要性与应用。

一、定义1.1 细胞分批培养的概念细胞分批培养是一种实验室技术，通过将细胞种子分离并分别培养，在一段时间内使其生长和繁殖。

这种技术常用于研究细胞生长、细胞周期、调控信号途径等。

分批培养可以精确控制培养条件，使细胞在各个生长阶段得到最适宜的环境，从而更好地适应实验需求。

1.2 细胞分批培养的流程细胞分批培养的一般流程包括：（1）取得待培养的细胞：细胞可以来源于细胞库或其他细胞培养实验的前期工作。

（2）种植细胞：将待培养的细胞按照特定比例分离并均匀地种植在培养皿或培养瓶中。

（3）培养处理：为了保证细胞的正常生长，需要提供适宜的培养基、补充物质和培养温度等条件。

（4）观察和记录：定期观察和记录细胞的生长情况，包括细胞数量、形态变化、细胞周期等。

（5）采集细胞样本：根据实验需要，在特定时间点收集细胞样本进行后续分析。

二、重要性与应用2.1 研究细胞生物学的基础细胞分批培养是探索细胞生物学的基础技术之一。

通过这种方法，研究者可以对细胞的生长、增殖和功能变化等进行精确控制和观察。

分批培养也为其他细胞生物学实验提供了可靠的基础，并对解析细胞周期、基因表达、蛋白质合成等过程提供了重要线索。

2.2 药物筛选与毒理学评估细胞分批培养在药物筛选和毒理学评估中具有广泛应用。

通过培养细胞并暴露于待测试的药物或毒素，研究者可以评估其对细胞的影响，包括细胞毒性、抑制生长效果等。

这种高通量筛选方法不仅能够加速候选药物筛选过程，还能在早期发现潜在的毒理学问题，为药物研发提供重要参考。

2.3 生产细胞系的建立细胞分批培养也被广泛应用于生产细胞系的建立。

许多生物制药产品，如重组蛋白、抗体等，需要通过细胞系进行大规模生产。

细胞培养反应器的操作模式

细胞培养反应器的操作模式动物细胞大规模培养的生物反应器操作模式，一般分为分批式操作（batch）、流加式操作（Fed-batch）、半连续式操作（semi-continuous）、连续式操作（continuous）和灌流式操作（perfusion）五种操作模式。

1.批式操作（batchculture）批式操作是动物细胞规模培养进程中较早期采用的方式，也是其它操作方式的基础。

该方式采用机械搅拌式生物反应器，将细胞扩大培养后，一次性转入生物反应器内进行培养，在培养过程中其体积不变，不添加其它成分，待细胞增长和产物形成积累到适当的时间，一次性收获细胞、产物、培养基的操作方式。

该方式的特点:(1)操作简单。

培养周期短，染菌和细胞突变的风险小。

反应器系统属于封闭式，培养过程中与外部环境没有物料交换，除了控制温度、pH值和通气外，不进行其他任何控制，因此操作简单，容易掌握；(2)直观的反应细胞生长代谢的过程。

由于培养期间细胞的生长代谢是在一个相对固定的营养环境，不添加任何营养成分，因此可直观的反应细胞生长代谢的过程，是动物细胞工艺基础条件或"小试"研究常用的手段；(3)可直接放大。

由于培养过程工艺简单，对设备和控制的要求较低，设备的通用性强，反应器参数的放大原理和过程控制，比较其它培养系统较易理解和掌握，在工业化生产中分批式操作是传统的、常用的方法，其工业反应器(Genetech)规模可达12000L。

分批培养过程中，细胞的生长分为五个阶段：延滞期、对数生长期、减速期、平稳期和衰退期。

分批培养的周期时间多在3~5天，细胞生长动力学表现为细胞先经历对数生长期（48~72h）细胞密度达到最高值后，由于营养物质耗劫或代谢毒副产物的累积细胞生长进入衰退期进而死亡，表现出典型的生长周期。

收获产物通常是在细胞快要死亡前或已经死亡后进行。

经过改进的搅拌式生物反应器，目前仍是大规模培养动物细胞用以生产各种药物的主要设备，也是早期用以生产单抗的主要途径。

连续灌流工艺技术

连续灌流工艺技术连续灌流工艺技术是一种在一定的工作范围内，通过灌流设备的连续运作，不间断地完成产品灌装的工艺技术。

它可以大幅提高生产效率，减少劳动力投入，同时保证产品质量的稳定和一致性。

首先，连续灌流工艺技术在设备设计上有独特之处。

与传统的间歇式灌装工艺不同，连续灌流工艺技术通过特殊的输送装置，将要灌装的产品进行连续供料，然后通过灌流设备的不断运转，实现产品的连续灌装。

这种设备设计的特点使得生产过程中不需要停机换料，大大提高了生产效率，适用于大规模生产的场景。

其次，连续灌流工艺技术在操作上具有一定的复杂性。

连续灌流系统由输送装置和灌流设备组成，需要对这两个部分进行精准调试和配合。

输送装置需要根据产品特性和生产需求进行合理设计，确保产品的连续供应和输送的稳定性。

灌流设备则需要根据产品的灌装要求进行参数调整，包括灌装量、速度、压力等，以保证产品的灌装精度和一致性。

操作人员需要经过专门的培训，熟悉设备的操作和维护，确保连续灌流系统的正常运行。

另外，连续灌流工艺技术对于产品质量的控制有着重要的意义。

由于连续灌流工艺技术可以实现连续不断地进行产品灌装，可以减少人为因素的干扰，确保产品灌装量的准确性和一致性。

同时，连续灌流设备还可以加入一些自动化的功能，例如检测设备、计量设备等，对产品进行实时的监控和控制，及时发现并纠正任何质量问题。

这些控制手段使得连续灌流工艺技术在生产过程中能够更好地保证产品质量的稳定性，提高产品的竞争力。

最后，连续灌流工艺技术在环境保护方面也具有一定的优势。

传统的间歇式灌装工艺中，由于需要频繁地停机换料，会产生大量的废弃物和能源浪费。

而连续灌流工艺技术通过连续供料和运行，减少了停机换料的次数，降低了废弃物的产生和能源的消耗，有利于实现生产过程的绿色环保。

综上所述，连续灌流工艺技术在现代生产中起着越来越重要的作用。

它通过设备设计的创新、操作的规范和质量的控制，为生产企业提供了一种高效、精确和环保的灌装工艺，有助于提高生产效率和产品质量，降低生产成本，提升企业的竞争力。

细胞灌流培养

构建生物经济体系
打造生物经济旗舰
t：培养时间（h）； X0：细胞的初始浓度； X：t时刻的细胞浓度； μ：细胞的比生长速率。细胞通过对数生长期迅速生长繁殖后，由于营养物质的不断消耗、抑制物等的积累、细胞生长空间的减少等原因导致生长环境条件不断变化，细胞经过减速期后逐渐进入平稳期，此时，细胞的生长、代谢速度减慢，细胞数量基本维持不变。在经过平稳期之后，由于生长环境的恶化，有时也有可能由于细胞遗传特性的改变，细胞逐渐进入衰退期而不断死亡，或由于细胞内某些酶的作用而使细胞发生自溶现象。
式中 μ：细胞的比生长速率： S：底物浓度 QS：基质比消耗速率； P：产物浓度； QP：产物比生产速率。由于分批式培养过程的环境随时间变化很大，而且在培养的后期往往会出现营养成分缺乏或抑制性代谢物的积累使细胞难以生存，不能使细胞自始至终处于最优的条件下生长、代谢，因此在动物细胞培养过程中采用此法的效果不佳。
构建生物经济体系
打造生物经济旗舰
构建生物经济体系
打造生物经济旗舰
在分批培养过程中，与细胞的生长、代谢相关的主要参数有限制性营养物质浓度及其比消耗速率、细胞密度及其比生长速率、产物浓度及其生成速率、抑制物的浓度等。根据比速率的定义，分批式培养过程有下述方程：
构建生物经济体系
打造生物经济旗舰
Production biocreator
构建生物经济体系
打造生物经济旗舰
Fed-batch process profile Feed
Concentration Harvest Time Cell density Waste products Product of interest Nutrients
The discussion of cell culture method

流加培养工艺

流加培养工艺一、引言流加培养工艺是一种常用的微生物培养方法，广泛应用于生物工程、食品工业、制药工业等领域。

本文将介绍流加培养工艺的基本原理、步骤和应用。

二、基本原理流加培养工艺是通过不断向培养基中添加新的培养基液，实现微生物持续生长和代谢产物积累的过程。

其基本原理是利用流加培养基液中的养分提供微生物生长所需的营养物质，并通过控制流加速率和培养基液的稀释来维持微生物生长的平衡状态。

三、步骤流加培养工艺主要包括以下几个步骤：1. 准备培养基：根据所需培养的微生物种类和要求，选择合适的培养基，并按照配方制备培养基液。

2. 培养基预处理：对培养基液进行预处理，如调节pH值、灭菌等，确保培养基的适宜性。

3. 培养基液的流加：将培养基液通过适当的流加装置加入培养容器中，如摇床培养瓶、发酵罐等。

4. 控制流加速率：根据微生物的生长特性和代谢需求，合理控制培养基液的流加速率，以维持微生物的生长平衡。

5. 监测微生物生长：通过取样，采用适当的方法监测微生物的生长情况，如测量细胞密度、代谢产物浓度等。

6. 调控培养条件：根据监测结果，调节培养条件，如温度、pH值、氧气供应等，以优化微生物的生长和代谢产物的积累。

7. 收获与分离：根据培养的目的，收获微生物菌体或代谢产物，并进行分离纯化等后续处理。

四、应用流加培养工艺在生物工程、食品工业、制药工业等领域有着广泛的应用。

1. 生物工程：在基因工程中，流加培养工艺可以用于大规模表达目的蛋白、生产重组蛋白等。

通过优化培养条件，可以提高目的蛋白的表达水平和纯度。

2. 食品工业：在食品工业中，流加培养工艺可以用于制作发酵食品，如酸奶、豆豉等。

通过控制培养条件，可以促进菌群的生长和代谢过程，产生特定的风味和口感。

3. 制药工业：在制药工业中，流加培养工艺可以用于生产抗生素、生物药物等。

通过优化培养条件和菌株选择，可以提高产量和产品质量。

五、结论流加培养工艺是一种常用的微生物培养方法，具有较高的灵活性和可控性。

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KEYWORDS: biopharmaceutical manufacture; antibody production; cell culture; fed-batch; perfusion; process economics; stochastic discrete-event simulation; MySQL database
Correspondence to: S. S. Farid Received 2 April 2012; Revision received 5 July 2012; Accepted 5 July 2012 Accepted manuscript online xx Month 2012; Article ﬁrst published online in Wiley Online Library (). DOI 10.1002/bit.24608
ß 2012 Wiley Inc.
Biotechnology and Bioengineering, Vol. xxx, No. xxx, 2012
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Table I.
Current perfusion cell culture manufacturing strategies. First approved
Introduction
Perfusion culture manufacturing strategies for cell-culturederived biopharmaceuticals offer the potential of greater daily productivities and hence smaller facility footprints than batch and fed-batch culture manufacturing strategies. However, their use has been hampered historically by perceived greater logistical and validation complexity as well as higher likelihoods of technical failures. More recent perfusion culture systems aim to overcome some of these obstacles with the promise of higher productivities and lower failure rates. This combined with the introduction of single-use technologies for cell culture operations has triggered renewed interest in the potential of bioprocesses based on perfusion culture systems. It is also important to consider less tangible operational factors such as ease of development and ﬂexibility as well as the environmental burden of these strategies. This article focuses on the application of a dynamic decision-support software tool to evaluate how the potential of alternative perfusion culture systems varies across a range of scales and productivities from economic, environmental, and operational perspectives. This is illustrated with a case study that focuses on the impact of different culture strategies on whole bioprocesses, from fermentation through puriﬁcation, used in the commercial production of monoclonal antibodies (mAbs). Table I highlights 10 commercial therapeutic biologics that utilize perfusion culture systems for their manufacture. These include recombinant blood factors, enzymes, and mAbs. The choice of perfusion culture has sometimes been
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ABSTRACT: This article evaluates the current and future potential of batch and continuous cell culture technologies via a case study based on the commercial manufacture of monoclonal antibodies. The case study compares fed-batch culture to two perfusion technologies: spin-ﬁlter perfusion and an emerging perfusion technology utilizing alternating tangential ﬂow (ATF) perfusion. The operational, economic, and environmental feasibility of whole bioprocesses based on these systems was evaluated using a prototype dynamic decision-support tool built at UCL encompassing process economics, discrete-event simulation and uncertainty analysis, and combined with a multi-attribute decision-making technique so as to enable a holistic assessment. The strategies were compared across a range of scales and titres so as to visualize how their ranking changes in different industry scenarios. The deterministic analysis indicated that the ATF perfusion strategy has the potential to offer cost of goods savings of 20% when compared to conventional fed-batch manufacturing processes when a ﬁvefold increase in maximum viable cell densities was assumed. Savings were also seen when the ATF cell density dropped to a threefold increase over the fed-batch strategy for most combinations of titres and production scales. In contrast, the fed-batch strategy performed better in terms of environmental sustainability with a lower water and consumable usage proﬁle. The impact of uncertainty and failure rates on the feasibility of the strategies was explored using Monte Carlo simulation. The risk analysis results demonstrated the enhanced robustness of the fed-batch process but also highlighted that the ATF process was still the most cost-effective option even under uncertainty. The multi-attribute decision-making analysis provided insight into the limited use of spin-ﬁlter perfusion strategies in industry. The resulting sensitivity spider plots enabled identiﬁcation of the critical ratio of weightings of economic and operational beneﬁts that affect the choice between ATF perfusion and fed-batch strategies. Biotechnol. Bioeng. 2012;xxx: xxx–xxx. ß 2012 Wiley Periodicals, Inc.