临床微生物标本采集、运送及处理

（一）采集指征

凡是发热、咳嗽和咳痰，痰呈脓性、粘稠或血性， 并伴有胸痛、气急，肺部闻及湿罗音，外周白细 胞总数及中性粒细胞比例明显增高，X线检查提 示肺部有炎性浸润或胸腔积液，甚至出现感染性 休克和呼吸衰竭等患者，应采集痰液或下呼吸道 标本。 对可疑烈性呼吸道传染病（如SARS、肺炭疽、肺 鼠疫等）患者采集检验标本时必须注意生物安全 防护。
标本类型
烧伤或伤口拭子 牙周损伤拭子或直肠周围拭子 溃疡拭子或坏疽损伤拭子 压疮拭子 新生儿的胃抽取物 呕吐物或恶露 结肠造口术排出物
一、血、骨髓、静脉导管标本
（一）血培养检测采血指征 临床上疑为败血症、脓毒血症或其他血液感染的 患者
1. 发热（≥38℃）或低温（≤36℃） 2. 寒战 3. 白细胞增多（>10×109/L，特别有“核左移”未成熟的或 杆状核白细胞增多） 4. 粒细胞减少（成熟的多核白细胞<1×109/L） 5. 血小板减少 6．皮肤粘膜出血 7．昏迷，休克、多器官衰竭 8 CRP升高
5.血培养标本的运送 要求：（1）采集后的血培养瓶应在1小时之内 送往实验室。 （2）血培养瓶在接种前和接种后均不 得冷藏和冷冻。
血液标本的处理



1.自动化血培养系统： 立即放入仪器内，直到仪器报警提示阳性瓶后进行下一步操作。 2.传统血培养瓶： 放入35 ℃温箱孵育，每日观察，若有生长情况立即转种，若第7天仍 无菌生长，需要进行末次接种。



标本的采集和选择的基本要求：
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1.选择准确的解剖部位、合适的时间、适当的设备采集标本； 2.采集足够量的标本，以保证检测的阳性率；
标本运送的基本要求：


1.所有常规性细菌学检验的标本需在采集后2h内送至微生物室，若延 迟送检，应放于安全防护盒内；脑脊液应在15分钟内送到； 2.尿液标本置于2-4℃冰箱保存不能超过24h； 3.疑似苛养菌感染的标本立即保温送检。

经胸壁针刺吸引物
偶尔用于原因不明的肺炎或贴近胸壁的病灶。
胃内采痰法
用于结核杆菌感染的婴幼儿患者
小儿取痰法
用压舌板向后压舌，用棉拭子伸入咽部，小儿受刺激后咳出分泌物。


雾化取痰法
无痰或痰量极少时可用，使用5%NaCl雾化导痰。哮喘患者不能用该法。
痰标本的运送、保存




1.标本采集后2小时内送至实验室；否则可导致肺炎链球 菌、流感嗜血杆菌等苛养菌死亡； 2.延迟送检或待处理标本应置于4 ℃冰箱保存（疑似肺炎 链球菌、流感嗜血杆菌等苛养菌的例外），但应在24小时 内处理； 3.对可疑烈性呼吸道传染病（SARS、炭疽、鼠疫等）的 标本，必须全过程注意生物安全； 4.经口腔部污染的标本均不可以做厌氧菌培养。




皮肤凝固酶阴性葡萄球菌定植于输液管

怀疑导管相关性血流感染的患者，可采用培养方法（建议同时进行）：
1.用Maki半定量培养法对血管内导管尖端片段进行培养： 采集： 用75%酒精消毒导管周围皮肤；移动导管，无菌剪刀剪取 尖端末端5cm，直接置入无菌试管中；立即送检，防止干燥，常规培 养不超过15min，4℃保存不超过2h。 接种： 用无菌镊子将5cm导管在血琼脂平皿上交叉滚动4次，然后 弃之，放入5%二氧化碳35 ℃温箱。 处理：若24h后血琼脂平皿生长＞15个菌落，提示有潜在导管相关 性血流感染。 不推荐使用增菌肉汤培养，因为增菌扩大了污染的几率，导致结果 不可靠。
（三）血培养标本采集和运送
1.采集时间
患者出现寒战、体温升高前； 使用抗菌药物前； 患者已使用抗菌药物的情况下，若出现明显的发热前期症状，可在 寒战前或寒战后1h内采血；若无明显的寒战阶段，应在第二次服抗菌药 物前采血； 对于无明显感染病灶或未找到发热原因的发热患者，先在不同部位 采集2-3份血标本，间隔大于或等于1h，24h-36h后再次采集2份以上； 疑似沙门菌感染的患者在病程第1-2周采集静脉血；
4.采血量 要求： 成年患者推荐的采血量为每套不少于10ml，每 瓶不少于5ml。 婴幼儿患者推荐的采血量为每瓶不少于2ml。
说明：血标本采集的量是影响检出率的最重要的因素。成人
血培养采血量在2~30ml之间，病原菌检出率与采血量成正 比例增长。每增加1ml的血液，病原菌的检出率增加3.2%。 儿童患者因为血液中病原菌浓度较高，血培养量无需等同于 成人。对血液病患者或者血容量相对较低的患者建议使用儿 童瓶来减少血液的采集量增加病原菌的检出率。
建议 ：
同时采集2-3瓶； 需氧菌、厌氧菌各一份，采集后同时送检； 在采血后的2-5天无需重复采血培养；
2.采集部位 要求：从两侧上肢静脉采血，“双瓶双侧”采血 培养。至少做到“双侧双瓶”。必要时从下肢静 脉采血做第三套血培养。
不建议采集
（1）动脉血，因其诊断价值没有比静脉血更大； （2）静脉留置导管，因其常伴有高污染率。
双相培养瓶
二.导管相关性血流感染的标本培养

导管相关性血流感染： 最常见的为血管内导管相关性血流感染（CRBSI），发生率与导管种 类、导管相关医疗操作的频率、患者病情等因素有关。 短期留置的血管内导管，皮肤定值菌通过皮下隧道移植到导管尖端， 随后引发感染； 长期留置的血管内导管，导管头被细菌污染，导管腔发生细菌定植， 引发感染； 血行传播的细菌可定值在血管内导管中，引发新的病灶。
正确的微生物学检验 始自正确的标本采取
失误的不同分布
分析后阶段 分析前阶段
41%
55%
4%
分析阶段
标本规范化采集的重要性



正确采集、处理与运送细菌培养的标本直接关系到 致病菌培养的正确性与阳性率的高低，是临床细菌 检验成功的关键。 标本质量的好坏直接影响诊断结果的正误，不当的 标本可导致假阴性、假阳性结果的出现，因此标本 采集与处理的规范化是准确、及时地向临床提供重 要的临床感染信息的基础。 好的微生物检验标本可提升实验室工作效率及病患 照顾质量，降低医疗成本。
。
无论采用何种采血方法，血培养可接受的 污染率通常是≤3%。
1.严格无菌操作，避免被体表或腔道正常菌群污染； 2.不要和血气、血沉的取血同时进行； 3.穿刺点消毒不使用低效消毒剂，切勿在静滴的静脉 处取血； 4.不宜从静脉导管或静脉留置口取血，若从该部位取 血，应在申请单上注明；最好同时静脉取血，以求 进行比对； 5.不推荐静脉血直接入瓶，以免血量控制不好或对患 者不利； 6.不主张换针头入瓶，以免增加污染的机会。 7.采血前把血培养瓶从冰箱拿出后，待恢复至室温后 采集，采集后切勿放回冰箱。
（三）采集方法 1. 自然咳痰法
以晨痰为佳。用清水反复漱口，用力 咳出呼吸道深部的痰，痰液直接吐入无菌 容器中，尽快送检。否则有的细菌（如肺 炎链球菌、流感嗜血杆菌）在外界可能死 亡。不能及时送检的标本，室温保存≤2h。 要求采到肺深部的痰液，不要唾液。



2.创伤性取痰方法（均由医生操作）：

2.采集外周静脉血培养： 采集至少2份血培养，至少1份经外周静脉血穿刺采血，至少1份从 导管中心或静脉留置口隔膜取血，两者之间采血时间应≤5min。
Maki 滚动法
二 、 呼吸道标本
咳痰途经口咽部 不可避免地受到污染
唾液中口咽部定植菌的浓度可达108 ～ 109/ml。 研究显示，国内常规痰标本中约半数存在 唾液严重污染现象。
无临床意义的标本

在有正常菌群出现的感染部位（皮肤、粘膜、消化道和上呼吸 道），可能会出现正常菌群过杂、过度生长，掩盖真正的病原菌， 这类标本建议临床重取替代标本或说明不处理的原因。
替代标本及建议
可重取组织或抽取物 可重取组织或抽取物 可重取组织或抽取物 可重取组织或抽取物 不处理 不处理 不处理
微生物样本采样基本原则
1.及时采集微生物标本作病原学检查 2.在抗菌药物使用前采集标本 3.采样时严格执行无菌操作 4.采样后立即送检甚至床旁接种尤其是厌氧培养 5.棉拭子标本宜用运送培养基 6.混有正常菌群污染标本，不可置肉汤培养 7.标本容器须灭菌处理，但不得使用消毒剂 8.送检标本应注明来源和检验目的
在评估可疑新生儿败血症时，除发热或低烧外， 很少培养出细菌，应该补充尿液和脑脊液培养。 对入院危重感染患者未进行系统性抗菌药物治疗之 前，应及时采集血培养。 骨髓炎或长期使用抗菌药物者骨髓培养阳性率高于 血培养。
（二）血培养检测消毒程序
1.皮肤消毒程序：严格执行三步法（防止皮肤寄生菌污染） （1）用75%酒精擦拭静脉穿刺部位待30s以上； （2）然后用1%-2%碘酊作用30秒或10%碘伏作用60秒， 从穿刺点向外画圈消毒，至消毒区域直径达3cm以上； （3）最后用75%酒精脱碘，待酒精挥发干燥后采血。 新生儿及对碘过敏的患者，只能用75%酒精消毒60s， 待穿刺部位酒精挥发干燥后穿刺采血。 2.培养瓶消毒程序： （1）用75%酒精消毒血培养瓶橡皮塞，作用60秒。 （2）用无菌纱布或无菌棉签清除橡皮塞表面剩余的酒 精，然后注入血液。
经支气管镜抽吸法（支气管肺泡灌洗液、防污染样本毛刷等）
直接从肺部感染病灶采集高浓度的病原菌，较为安全，但不能避免咽喉部正 常菌群污染。

经人工气道吸引分泌物（导管吸痰、防污染灌洗等）
较为采用，但人工气道常有致病菌或定值菌存在，建议采集前先做细胞血筛 查。


经气管穿刺吸引物
采集到的下呼吸道标本不受上呼吸道污染，常用于厌氧菌培养，但患者不易 接受。

（二）采集时间




在抗生素应用前采集痰标本; 标本采集后1～2h内必须立即进行实验室处理； 咳痰标本应用最早且广泛，但也是最受争议的标本 ; 取标本前应摘去牙托，清洁口腔如刷牙和漱口; 深咳，采集标本过程中要有专业的医务人员指导; 对于细菌性肺炎，痰标本送检每天1次，连续2～3天； 不建议24h内多次采集，除非痰液外观性状改变； 怀疑分枝杆菌感染者，应连续收集3天清晨痰液送检。