Methods for serum qPCR 血清实时荧光定量PCR方法
实时荧光定量PCR原理与分析方法
实时荧光定量PCR原理与分析方法实时荧光定量PCR（qPCR）是一种基于PCR技术的DNA定量方法，可以在实时反应过程中实时监测PCR产物的累积情况。
与传统的终点PCR相比，qPCR具有更高的灵敏度和准确性，可以定量检测非常低浓度的目标DNA。
实时荧光定量PCR的原理是利用荧光染料与PCR产物结合发出荧光信号，通过监测荧光信号的强度来测定PCR产物的数量。
qPCR有两种常用的检测方法：SYBR Green I染料法和探针法（如TaqMan探针法）。
SYBR Green I染料法是一种简单而常用的qPCR检测方法。
SYBR Green I是一种DNA结合荧光染料，在PCR反应过程中会与PCR产物的DNA结合，从而产生荧光信号。
这种方法的优点是简便、经济，但缺点是非特异性，可能产生假阳性结果。
探针法是一种更为特异和准确的定量PCR方法。
在这种方法中，需要设计一对特异性引物和一个包含荧光探针的引物。
在PCR反应过程中，引物与目标DNA特异性结合，探针结合在引物的靶区上，当PCR反应进行到延伸阶段时，Taq聚合酶会切割探针上的荧光标记，导致断裂，这样就分离出信号的发射荧光信号。
探针法具有高特异性和准确性，能够避免假阳性结果。
无论是SYBR Green I染料法还是探针法，实时荧光定量PCR的分析方法都是通过构建标准曲线并计算目标DNA的模板数量来定量分析样品中的目标物质。
首先，需要用已知浓度的目标DNA制备标准品，根据不同浓度标准品的CT值（荧光信号阈值）绘制标准曲线。
然后，将样品DNA与引物一起进行PCR扩增反应，监测荧光信号强度并记录CT值。
利用标准曲线可以计算出样品中目标物质的浓度。
实时荧光定量PCR详细操作步骤
实时荧光定量PCR
组织RNA提取：
一般认为100mg肝组织提取RNA 500ng，100mg肺提取RNA 200ng，脑内的RNA丰度适中，100mg脑组织，提取RNA 5-200ng。
所以一个10mg的海马可匀出RNA约为20ng。
反转录反应
反转录反应参照TaKaRa RT-PCR说明书。
反转录反应条件如下。
37°C 15 min（反转录反应）
85°C 5 sec（反转录酶的失活反应）
Real Time PCR反应
选用脑源神经营养因子（BDNF）为目标基因，核糖体18S rRNA(18S rRNA)做为内参。
1）按下列组份配制PCR反应液（反应液配制请在冰上进行）。
全班40人，分为5组，每组做8管。
4管做BDNF，4管做18S rRNA。
4管BDNF 或者18S rRNA，采用相应的正反PCR引物。
每种基因做两个模板，一个模板采用原液浓度，一个模板采用稀释一倍浓度，体积均为0.5 μl。
2）三步法PCR
首先95°C 作用3 min。
PCR进行35个循环。
步骤温度时间
变性95°C 30 秒
退火58°C 30 秒
延伸72°C 30 秒
融解曲线
温度时间变温速度
95°C 0秒20°C/秒
55°C 15秒20°C/秒
95°C 0秒0.1°C/秒。
实时荧光定量PCR的原理、操作及其应用PPT课件
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它利用荧光染料或荧光探针标记特异性引物，在PCR反应过 程中，随着DNA或RNA的扩增，荧光信号被逐渐释放，通过 检测荧光信号的强度，可以实时监测DNA或RNA的扩增量。
实时荧光定量PCR的原理概述
实时荧光定量PCR的基本原理是在PCR反应体系中加入荧光染料或荧光探针，这些荧光物质 与DNA或RNA结合后，在特定波长光的激发下产生荧光信号。
环介导等温扩增技术
在恒温条件下进行核酸扩增，具有快速、特异性强和灵敏度高等优 点。
纳米材料与PCR的结合
利用纳米材料的特性，提高PCR的检测效率和灵敏度。
提高检测灵敏度与特异性
信号放大技术
通过使用信号放大系统，提高检测信号，从而提高检测灵 敏度。
特异性引物和探针的设计
针对目标基因设计特异性引物和探针，降低非特异性扩增 和交叉污染的风险。
选择合适的内参基因
选择稳定的内参基因
01
内参基因应具有稳定的表达水平，不受实验处理的影响。
验证内参基因的稳定性
02
通过实时荧光定量PCR技术，对候选内参基因进行稳定性评估。
使用多个内参基因参基因进行数据校正。
数据解读与报告
标准化处理
对原始数据进行标准化处理，消 除不同样本间的差异。
样本处理
对样本进行破碎、离心、 提取核酸等处理，以获得 待测的DNA或RNA。
浓度和纯度测定
使用紫外分光光度计等设 备测定核酸浓度和纯度， 确保符合实验要求。
引物设计与选择
引物设计
根据目标基因序列，利用 引物设计软件进行引物设 计。
引物筛选
根据实验需求，筛选出特 异性好、扩增效率高的引 物。
实时荧光定量PCR的数据分析方法
实时荧光定量PCR的数据分析方法
作者：易健明， 屈武斌， 张成岗， YI Jian-Ming， QU Wu-Bin， ZHANG Cheng-Gang
作者单位：易健明,张成岗,YI Jian-Ming,ZHANG Cheng-Gang(军事医学科学院放射与辐射医学研究所,蛋白质组学国家重点实验室,全军军事认知与心理卫生研究中心,北京100850;安徽医科大学研究生院,安徽合肥230032)
， 屈武斌,QU Wu-Bin(军事医学科学院放射与辐射医学研究所,蛋白质组学国家重点实验室,全军军事认知
与心理卫生研究中心,北京100850)
刊名：
生物技术通讯
英文刊名：Letters in Biotechnology
年，卷(期)：2015,26(1)
引用本文格式：易健明.屈武斌.张成岗.YI Jian-Ming.QU Wu-Bin.ZHANG Cheng-Gang实时荧光定量PCR的数据分析方法[期刊论文]-生物技术通讯 2015(1)。
实时荧光定量PCR具体实验步骤
实时荧光定量PCR具体实验步骤
实时荧光定量（Real Time quantitative PCR）是检测RNA或DNA的一种常用技术，通过检测特定目标的增加（或减少），可以用来测定RNA 或DNA的表达水平，或者基因等的转录水平。
下面我们就对实时荧光定量PCR(RT-qPCR)的实验步骤进行具体介绍。
1.搭建实验
第一步是搭建实验，即准备实验所需的干燥试剂，第二步是准备RNA 样本，第三步是准备标准曲线，最后是根据实验需要准备实验板和实验试管。
2、RNA样品提取
在实验中，会使用到多种RNAs，一般情况下使用TRIzol或Phenol 抽提方法进行RNA抽提，不同的细胞、组织中RNA的杂质含量不一样，因此需要根据实验需求进行适当调整抽提浓度。
3、RT-qPCR反转录
在RT-qPCR反转录之前，首先要准备反转录试剂，一般采用qPCR反转录试剂盒，这种试剂盒含有足够的反转录荧光探针以及反转录引物，它可以有效帮助反转录过程。
反转录过程通过复制DNA片段的过程完成，最终转录出的cDNA存在细胞核中。
4、qPCR扩增实验
qPCR扩增实验是在反转录完成后进行，一般来说，这个步骤可以采用qPCR扩增试剂盒，该试剂盒中包含所需的扩增物质如DNA聚合酶、前驱核苷酸、dNTPs，检测细胞核中的cDNA。
qPCR实时荧光定量PCR可编辑全文
1.1 基本原理
在实时荧光定量PCR中,对整个PCR反应扩增过程进行 了实时的监测和连续地分析扩增相关的荧光信号,随着反应时 间的进行,监测到的荧光信号的变化可以绘制成一条曲线。
在PCR反应早期,产生荧光的水平不能与背景明显地区别 ,而后荧光的产生进入指数期、线性期和最终的平台期。FQPCR可行性定量是在PCR扩增的指数期进行的。首先需设定 一定荧光信号的域值,一般这个域值是以PCR反应的前15个 循环的荧光信号作为荧光本底信号,荧光域值的缺省设置是 3~15个循环的荧光信号的标准偏差的10倍。
1.2 化学反应原理
依据反应中所选荧光物质的不同,实时荧光定量PCR的 化学反应原理通常分为荧光染料和荧光探针两种:
(1) SYBR荧光染料:SYBR是一种与双链DNA小沟结合的染料 。在PCR反应体系中,加入过量SYBR荧光染料, SYBR荧光 染料特异性掺入DNA双链后,发射荧光信号,而不掺入链中的 SYBR染料分子不会发射任何荧光信号,从而保证荧光信号 的增加与PCR产物的增加完全同步。
(1)特异性好。使用针对靶序列设计的特异性探针对定量分子 进行识别,具有很高的准确性。同时,靶序列由引物和探针 双重控制,特异性好、假阳性低。
(2)灵敏度高。荧光定量PCR检测技术是综合了PCR测灵敏度。
(3)线性关系好、线性范围宽。由于荧光信号的产生和每次扩 增产物成一一对应的关系,通过荧光信号的检测可以直接 对产物进行定量。
1.实时荧光定量PCR技术原理及特点
实时荧光定量PCR是将荧光能量传递技术 (fluorescenceresonanceenergytransfer,FRET)应用于常规 PCR仪中,指在PCR反应体系中加入荧光基团或荧光染料,利用 荧光信号积累,从而实时监测整个PCR过程,最后通过标准曲线 对未知模板浓度进行定量分析的方法 。
实时荧光定量PCR操作指南
实时荧光定量PCR操作指南实时荧光定量聚合酶链反应（quantitative real-time PCR，qRT-PCR）是一种常用的分子生物学技术，广泛应用于基因表达、病毒检测、疾病诊断等领域。
本文将为您提供一份详细的实时荧光定量PCR操作指南，以帮助您正确高效地进行实验。
一、前期准备1.仪器准备确保实时荧光定量PCR仪的工作状态正常，能够提供稳定的温控和荧光检测功能。
2.试剂准备准备好使用的引物和探针、反转录酶、核酸模板、PCR酶、荧光探针等试剂，并按照相关说明进行稀释和储存。
3.实验室操作保持实验室环境清洁整洁，确保试剂和样品不受外界污染。
佩戴实验手套和口罩，避免DNA污染。
二、PCR体系设置根据您的实验目的和试剂系统的要求，设置PCR反应的体积和组分。
1.配置PCR体系a.将反向转录试剂盒中的试剂按照说明书中的比例进行配置，包括引物、探针、反转录酶、核酸模板等。
b.添加核酸模板到体系中，确保模板的质量和浓度适合实验要求。
c.添加合适的PCR酶，如Taq DNA聚合酶、Platinum Taq DNA聚合酶等。
d.添加稀释的胶原酶。
2.装管设置a.在无菌条件下，将PCR反应体系分装至PCR管中。
b.避免气泡的产生，确保体系均匀混合。
三、PCR参数设置根据实验需求和试剂系统的建议，设置PCR反应的温度和时间参数。
1.反转录步骤a.按照试剂盒说明书的建议，设置反转录温度和时间。
常见的反转录参数为42℃，60分钟。
2.PCR扩增步骤a.设置初始变性温度和时间。
常见的初始变性参数为95℃，5分钟。
b.设置PCR循环数和每个循环的温度和时间。
常见的PCR循环参数为95℃，15秒；60℃，1分钟，共40个循环。
c.设置荧光检测温度和时间。
根据荧光探针的特性，设置合适的温度和时间窗口。
四、数据分析和结果解读1.数据采集实时荧光定量PCR仪会自动记录荧光信号和温度变化数据，确保您保存这些数据供后续分析和结果解读使用。
实时荧光定量PCR(qPCR)技术简介
实时荧光定量 PCR 技术简介实时荧光定量PCR（Quantitative Real-time PCR）是一项以PCR 反应为基础的DNA定量技术，通过对目标基因在扩增过程中产生的拷贝数进行实时的定量，从而达到对目的基因的定性和定量分析。
现有两种常用的方法对PCR 产物进行荧光定量：一种是利用荧光染料与双链DNA 结合，通过荧光强度进行定量；另一种是利用携带了荧光报告基团的特异DNA探针对目标基因进行定量。
一、利用荧光染料进行定量一种最为常用的定量方法就是在PCR 反应体系中加入荧光染料，此类荧光染料会与所有的双链DNA 结合，并产生荧光。
游离的荧光分子不会产生荧光信号，只有与双链DNA结合的荧光分子才会释放荧光，随着DNA 拷贝数的增加，测得的荧光强度也会增强。
利用荧光染料进行定量的优势就是成本低廉，只需要一对普通的引物就能完成定量。
然而，常用的诸如SYBR Green 染料会与所有的双链DNA 无差别地结合，包括引物二聚体，因此有可能会导致对目标基因的定量不精确，灵敏度偏低。
二、利用荧光探针进行定量荧光探针只能检测出与自身序列互补的DNA 片段，因此用探针法定量可以有效地避免引物二聚体的干扰，使定量结果更加精确。
此外，通过使用携带不同荧光信号的多种探针，我们可以同时对一个样品中的多个靶序列进行定量。
荧光探针的5’端携带有一个荧光报告基团，3’端则为淬灭基团，在正常情况下两个基团间的距离很近，淬灭基团会抑制报告基团使其无法发出荧光。
在PCR 反应过程中，引物和荧光探针在退火阶段都会与目的片段结合；在延伸阶段，Taq 酶因为具有5’-3’核酸外切酶活性，会将探针，使得报告基团和淬灭基团相互分开，从而释放出荧光。
每增加一条目的基因的拷贝，就会有一个探针被切开并释放荧光信号，因此随着PCR 反应的进行，荧光信号会逐渐增强。
使用探针进行荧光定量的优点就是精确度和灵敏度都要比荧光染料高，且可以做到同时对多个基因进行定量，但是相应的合成探针的成本也要比使用荧光染料高出许多。
实时荧光定量PCR具体实验步骤
实时荧光定量PCR具体实验步骤1.提取样本RNA/DNA：首先，从研究对象中提取出所需的RNA或DNA样本。
可以使用商业化的提取试剂盒来完成这一步骤。
2. 反转录酶链反应（RT）：如果提取的样本为RNA，则需要先进行反转录酶链反应，将RNA转录成cDNA（即DNA拷贝），反转录酶具有多样性（M-MLV逆转录酶）和过程性（RTase）。
3.准备PCR反应体系：根据实验所需的扩增模板和引物，将PCR反应体系按照厂家提供的信息制备，通常需要包括PCR反应缓冲液、dNTPs、引物、酶、模板DNA/cDNA和稀释水。
4. 调整荧光探针的浓度：如果实验中使用到了荧光探针（如TaqMan探针、MGB探针等），需要根据实验要求对荧光探针的浓度进行调整。
5.放置PCR板：将所需的PCR试管或板放置在适当的位置，以便加载反应体系。
6.反应体系加载：按照实验所需的样品数量和模板浓度，依次向PCR反应管或板中加入反应体系。
注意，需要设置相应的阳性对照和阴性对照。
7.封闭PCR反应管/板：闭合PCR反应管或板，以防止反应体系的挥发和样品的交叉污染。
8.准备PCR仪：根据PCR仪的要求，调整PCR仪的温度和时间参数。
9.PCR扩增：将已封闭的PCR反应管或板放置在预热的PCR仪中，开始PCR扩增。
根据实验需要，设置不同的PCR程序（如热启动PCR、两步PCR和三步PCR等）。
10. 实时监测PCR过程：在PCR反应过程中，实时监测PCR反应管或板中产生的荧光信号，并记录下每个周期（cycle）的荧光值。
11. 数据分析：根据荧光信号的变化，结合标准曲线法或相对表达量法，对PCR反应中目标序列的数量进行定量分析。
常见的分析软件包括Stratagene MxPro QPCR软件和Applied Biosystems SDS软件等。
12.结果分析和解释：根据数据分析的结果，对实验结果进行解释和讨论，并在图表中呈现。
13. 结果验证：可以使用其他方法验证RT-qPCR的结果，如Western blotting、细胞免疫化学分析等。
实时荧光定量pcr的方法
实时荧光定量pcr的方法实时荧光定量PCR（Real-time quantitative PCR，qPCR），也称为荧光定量PCR，是一种常用于检测和定量DNA或RNA的分子生物学技术。
相比传统的PCR方法，实时荧光定量PCR具有更高的灵敏度、准确性和特异性，能够量化目标核酸序列的含量。
实时荧光定量PCR的原理主要包括PCR反应的进行和荧光信号的检测与实时监测。
PCR反应是通过逐渐升高的温度循环，使DNA链解链、引物与模板相互结合，合成新的DNA链，不断扩增目标序列的过程。
荧光信号的检测是通过加入特定的荧光探针，在PCR反应过程中的每个循环都量化目标序列的含量，并以荧光信号的强度来表示。
下面将详细介绍实时荧光定量PCR的方法及其一般步骤。
1. 样品处理与提取：首先需要从待测样品中提取出目标DNA或RNA的模板，并进行适当的处理。
比如，可以使用细胞裂解液或提取试剂盒来裂解和纯化细胞或组织中的核酸。
2. 反转录：对于需要检测的RNA目标，需要先将其反转录为cDNA。
这一步骤通常使用反转录酶和适当的引物，在一定的温度条件下合成cDNA。
反转录反应通常在37-42C进行。
3. 扩增反应体系制备：根据实验需要和反应装置的规格，配制好PCR反应的体系。
体系中的成分通常包括模板DNA（cDNA或DNA模板）、引物（前向引物和逆向引物）、荧光标记探针（如TaqMan探针）、聚合酶（如Taq DNA聚合酶）、dNTPs等。
4. PCR扩增条件设置：根据模板DNA的长度和序列特性，设置PCR反应的温度和时间条件。
通常，PCR反应的温度包括初始变性（95C）、扩增（56-72C）和延伸（72C）等多个循环。
5. 荧光信号的检测与实时监测：PCR反应过程中，可以通过专用的实时荧光定量PCR仪器进行检测和监测。
这类仪器常常能够实时记录PCR反应的荧光信号强度，并产生实时的反应曲线图。
根据荧光信号的强度变化，可以推断目标DNA 或RNA的含量。
实时荧光定量PCR详细操作步骤
实时荧光定量PCR详细操作步骤1.准备试剂和样品a.预先准备PCR反应混合溶液包括引物、探针、酶和缓冲液的混合物。
b.从样品中提取RNA或DNA，并在低温下保存以避免降解。
c.根据需要进行RNA或DNA的定量和纯化。
2.设计引物和探针a.根据目标序列设计引物和探针。
b.引物应具有适当的长度、GC含量和熔点。
c. 控制探针以与目标序列选择相应的荧光染料，如SYBR Green或TaqMan探针。
3.准备反应混合物a.在无菌条件下将PCR反应混合物配制到适当的反应管中，每个反应管中包含适当浓度的引物、探针和模板DNA。
b.避免反应管中引物和探针暴露在光下。
c.快速离心反应管以使反应物沉入管底。
4.设置PCR程序a.启动PCR仪，设置反应条件，包括温度、时间和周期数。
b.通常，PCR程序包括初始化步骤，如酶激活和DNA解链，随后进行多个循环，每个循环包括DNA扩增和荧光信号检测步骤。
5.进行PCR扩增a.将反应管置于PCR仪中，在适当的温度下进行PCR扩增。
温度通常在95°C和60°C之间变化。
b.扩增过程中会产生新的DNA分子，PCR仪的热循环可使目标序列按指数方式扩增。
6.监测荧光信号a.在每个循环的特定温度下，荧光信号被激活，并通过PCR仪的探测系统检测。
b.荧光信号的大小与含有荧光标记分子的DNA分子数量成正比。
7.分析数据a.在扩增过程中记录每个循环的荧光信号。
b.使用PCR仪的软件分析数据，生成标准曲线，计算目标序列的相对丰度。
8.结果解释a.使用阈值循环数（Ct）来表示目标序列在每个样本中的相对丰度。
b.相对丰度可以通过与参照基因进行相对定量或通过绝对定量法计算获得。
总结：实时荧光定量PCR是一种准确量化DNA、RNA和蛋白质的方法，它包括准备试剂和样品、设计引物和探针、准备反应混合物、设置PCR程序、进行PCR扩增、监测荧光信号、分析数据和结果解释等步骤。
通过qPCR，我们可以准确测量目标序列的相对丰度，并在许多生物学研究和诊断领域中发挥重要作用。
实时荧光定量PCR方法简介
实时荧光定量PCR方法简介一．实时荧光定量PCR的基本原理理论上，PCR过程是按照2n（n代表PCR循环的次数）指数的方式进行模板的扩增。
但在实际的PCR反应过程中，随着反应的进行由于体系中各成分的消耗（主要是由于聚合酶活力的衰减）使得靶序列并非按指数方式扩增，而是按线性的方式增长进入平台期。
因此在起始模板量与终点的荧光信号强度间没有可靠的相关性。
如采用常规的终点检测法（利用EB染色来判断扩增产物的多少，从而间接的判断起始拷贝量），即使起始模板量相同经PCR扩增、EB染色后也完全有可能得到不同的终点荧光信号强度。
为了能准确判断样品中某基因转录产物（mRNA）的起始拷贝数，实时荧光定量PCR采用新的参数——Ct值，定量的根本原理是Ct值与样品中起始模板的拷贝数的对数成线性反比关系。
Ct值是如何得到的在实时荧光定量PCR的过程中，靶序列的扩增与荧光信号的检测同时进行，定量PCR 仪全程采集荧光信号，实验结束后分析软件自动按数学算法扣除荧光本底信号并设定阈值从而得到每个样品的Ct值。
Ct值的定义Ct值中的“C”代表Cycle（循环），“t”代表检测threshhold（阈值），其含义是PCR扩增过程中荧光信号强度达到阈值所需要的循环数；也可以理解为扩增曲线与阈值线交点所对应的横坐标。
Ct值与样品中模板的对应关系Ct值与样品中起始模板的拷贝数的对数成线性反比关系（y=ax+b，x代表起始模板拷贝数的对数，y代表Ct值）。
与终点法相比利用Ct值的优势由于Ct值是反映实际PCR反应过程中扩增即将进入指数期的参数，该参数几乎不受试剂消耗等因素的影响，因此利用Ct值判断的起始模板拷贝数更加精确，重复性也更好。
传统的终点检测法是在PCR扩增经历了指数扩增期进入平台期后利用EB等染料染色来判断扩增产物的多少，从而间接的判断起始拷贝量，这种方法的精确度不高、重复性也不好。
下图中是96个复孔的实时扩增曲线（完全相同的反应体系、相同的反应protocol、相同的样品起始浓度），可以看到Ct值具有很好的重复性，而终点的荧光信号强度差异达到300个单位。
实时荧光定量PCR
实时荧光定量PCR聚合酶链式反应(Polymerase Chain Reaction，PCR)可对特定核苷酸片断进行指数级的扩增。
在扩增反应结束之后，我们可以通过凝胶电泳的方法对扩增产物进行定性的分析，也可以通过放射性核素掺入标记后的光密度扫描来进行定量的分析。
无论定性还是定量分析，分析的都是PCR终产物。
但是在许多情况下，我们所感兴趣的是未经PCR信号放大之前的起始模板量。
例如我们想知道某一转基因动植物转基因的拷贝数或者某一特定基因在特定组织中的表达量。
在这种需求下荧光定量PCR技术应运而生。
实时荧光定量PCR技术（Real-time quantitative Polymerase Chain Reaction简称Real Time PCR）是在定性PCR技术基础上发展起来的核酸定量技术。
实时荧光定量PCR技术于1996年由美国Applied biosystems公司推出，在PCR反应体系中加入荧光基团，利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程，使每一个循环变得“可见”，最后通过Ct值和标准曲线对样品中的DNA(orcDNA)的起始浓度进行定量的方法。
实时荧光定量PCR是目前确定样品中DNA(或cDNA)拷贝数最敏感、最准确的方法。
如果用于RNA检测，这被称为逆转录实时PCR即（Real-time RT-PCR）是实时PCR法，它是指对DNA或经过反转入（RT-PCR）的RNA通过聚合酶链式反应并实时监测DNA的放大过程，在扩增的指数增长期就测量扩增产物，因为扩增指数增长期测量值与特异DNA（RNA）起始量存在相关性，从而实现定量检测。
RealTime PCR的基本目标是精确测量和鉴别非常微量的特异性核酸，从而可通过监测CT值而实现对原始目标基因的含量定量。
实时荧光定量PCR法最大的优点是克服了终点PCR法进入平台期或叫饱和期后定量的较大误差，实现DNA/RNA的精确定量。
该技术不仅实现了对DNA/RNA模板的定量，而且具有灵敏度和特异性高、能实现多重反应、自动化程度高、无污染、实时和准确等特点，该技术在医学临床检验及临床医学研究方面有着重要的意义。
实时荧光定量pcr的原理和方法
实时荧光定量pcr的原理和方法实时荧光定量PCR（qPCR）是一种分子生物学技术，用于检测和定量特定DNA或RNA序列的存在和相对丰度。
它可以在短时间内快速、准确地测量目标序列的数量，并在许多领域中被广泛应用，包括基因表达分析、病原体检测和基因突变分析等。
实时荧光定量PCR的主要原理是通过放大DNA模板，并使用荧光探针或染料进行实时监测。
这些荧光探针通常是DNA寡核苷酸序列，带有一个共振能量转移对（RET pair），由一个荧光引物（donor）和另一个荧光引物（acceptor）组成。
在初始的PCR循环中，通过在高温下使DNA变性，使两个引物和DNA分离。
在下一个低温的退火步骤中，这两个引物会与DNA互补结合。
当两个引物结合到DNA模板上时，它们的荧光引物也会接近彼此，从而使共振能量转移发生，导致荧光信号减弱或消失。
这种现象被称为荧光淬灭。
当PCR循环继续进行时，每个复制周期会以指数级增加DNA模板的数量。
由于引物的结合会导致荧光淬灭，因此在每个PCR循环的末尾，荧光信号将与DNA模板的数量成正比。
实时荧光定量PCR中常用的荧光探针有探针PCR和SYBR Green。
探针PCR使用两个引物和一个荧光探针，该探针带有一个荧光团和一个辅助荧光团。
在荧光探针与DNA模板结合时，两个荧光团之间的共振能量转移会发生，导致荧光信号的减弱。
SYBR Green则是一种将DNA结合的染料，在PCR循环中，SYBR Green会与所有DNA结合，并发出荧光信号。
使用探针PCR时，可以通过测量荧光信号的减弱来确定目标DNA的存在量。
而使用SYBR Green时，可以通过测量荧光信号的增加来判断目标DNA的数量。
实时荧光定量PCR的操作过程如下：1. DNA提取和纯化：从样品中提取所需的DNA或RNA，并经过纯化处理，以去除可能干扰PCR反应的杂质。
2. 引物设计：设计适合的引物和荧光探针，以在PCR反应中特异性地扩增目标序列。
实时荧光定量PCR —一科学准确的定量方法
实时荧光定量PCR —一科学准确的定量方法实时荧光定量PCR技术于1996年由美国Applied Biosystems公司推出，由于该技术不仅实现了PCR从定性到定量的飞跃，而且与常规PCR相比，它具有特异性更强、有效解决PCR污染问题、自动化程度高等特点，目前已得到广泛应用。
一. 实时荧光定量PCR原理所谓实时荧光定量PCR技术，是指在PCR反应体系中加入荧光基团，利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析的方法。
1.在荧光定量PCR技术中，有一个很重要的概念—— Ct值。
C代表Cycle，t代表threshold，Ct值的含义是：每个反应管内的荧光信号到达设定的域值时所经历的循环数（如图1所示）。
图1. Ct值的确定2. 荧光域值（threshold）的设定PCR反应的前15个循环的荧光信号作为荧光本底信号，荧光域值的缺省设置是3-15个循环的荧光信号的标准偏差的10倍，即：threshold = 10 ′ SD cycle6-153. Ct值与起始模板的关系研究表明，每个模板的Ct值与该模板的起始拷贝数的对数存在线性关系〔1〕，起始拷贝数越多，Ct值越小。
利用已知起始拷贝数的标准品可作出标准曲线，其中横坐标代表起始拷贝数的对数，纵坐标代表Ct值（如图2所示）。
因此，只要获得未知样品的Ct值，即可从标准曲线上计算出该样品的起始拷贝数。
图2. 荧光定量标准曲线4. 荧光化学荧光定量PCR所使用的荧光化学可分为两种：荧光探针和荧光染料〔2〕。
现将其原理简述如下：1）TaqMan荧光探针：PCR扩增时在加入一对引物的同时加入一个特异性的荧光探针，该探针为一寡核苷酸，两端分别标记一个报告荧光基团和一个淬灭荧光基团。
探针完整时，报告基团发射的荧光信号被淬灭基团吸收；PCR扩增时，Taq酶的5’－3’外切酶活性将探针酶切降解，使报告荧光基团和淬灭荧光基团分离，从而荧光监测系统可接收到荧光信号，即每扩增一条DNA链，就有一个荧光分子形成，实现了荧光信号的累积与PCR 产物形成完全同步。
实时荧光定量PCR详细操作步骤
实时荧光定量PCR详细操作步骤1.实验前准备a.首先，准备所需的引物和探针。
引物是用于扩增待测DNA或RNA序列的短链DNA片段，而探针是荧光标记的DNA分子，用于标记和检测扩增产物。
可以使用商业引物和探针，或者设计自定义的引物和探针。
b.准备样品。
样品可以是DNA或RNA提取物，也可以是cDNA反应产物。
确保样品的质量和纯度，避免污染和降解。
c. 准备Master Mix。
Master Mix是一个预混合的反应液，包含引物、探针、核酸酶、逆转录酶、聚合酶和其他所需的试剂。
根据实验设计确定Master Mix的配方和浓度。
2.反应管设定a. 将适量的Master Mix加入每个反应管中。
根据实验设计，确定每个反应管中所需Master Mix的体积。
b.加入适量的模板DNA或RNA溶液。
根据实验设计，确定每个反应管中所需模板溶液的体积。
c.加入适量的引物和探针。
根据实验设计，确定每个反应管中所需引物和探针的体积。
d.加入适量的缓冲溶液和其他试剂。
根据实验设计，确定每个反应管中所需缓冲溶液和其他试剂的体积。
3.PCR程序设定a.设定PCR程序。
根据引物和探针的特性，确定PCR程序的温度和时间参数。
通常包括一个初始变性步骤（95°C，5分钟），40个循环的扩增步骤（95°C，30秒；温度调节，30秒；扩增，30秒-1分钟），以及最终的降温步骤（4°C或25°C）。
b.设定数据采集方式。
实时荧光定量PCR系统可以实时监测PCR反应过程中的荧光信号变化，并实时记录和分析数据。
根据实验设计和PCR程序，选择合适的数据采集方式，在合适的时间点记录荧光信号。
4.实验操作a.将反应管安置在实时荧光定量PCR仪中。
确保反应管正确放置在PCR仪的样品槽中，并密封好。
b.启动PCR程序。
根据PCR仪的操作说明，启动PCR程序并开始反应。
c. 监测PCR反应过程。
实时观察PCR反应过程中的荧光信号变化。
实时荧光定量PCR具体实验步骤
实时荧光定量PCR操作步骤以下实验步骤仅供参考：1 样品RNA的抽提①取冻存已裂解的细胞，室温放置5分钟使其完全溶解。
②两相分离每1ml的TRIZOL试剂裂解的样品中加入0.2ml的氯仿，盖紧管盖。
手动剧烈振荡管体15秒后，15到30℃孵育2到3分钟。
4℃下12000rpm离心15分钟。
离心后混合液体将分为下层的红色酚氯仿相，中间层以及无色水相上层。
RNA全部被分配于水相中。
水相上层的体积大约是匀浆时加入的TRIZOL试剂的60%。
③RNA沉淀将水相上层转移到一干净无RNA酶的离心管中。
加等体积异丙醇混合以沉淀其中的RNA，混匀后15到30℃孵育10分钟后，于4℃下12000rpm 离心10分钟。
此时离心前不可见的RNA沉淀将在管底部和侧壁上形成胶状沉淀块。
④RNA清洗移去上清液，每1mlTRIZOL试剂裂解的样品中加入至少1ml的75%O配制），清洗RNA沉淀。
混匀后，4℃下7000rpm离心乙醇（75%乙醇用DEPCH25分钟。
⑤RNA干燥小心吸去大部分乙醇溶液，使RNA沉淀在室温空气中干燥5-10分钟。
⑥溶解RNA沉淀溶解RNA时，先加入无RNA酶的水40μl用枪反复吹打几次，使其完全溶解，获得的RNA溶液保存于-80℃待用。
2 RNA质量检测1）紫外吸收法测定先用稀释用的TE溶液将分光光度计调零。
然后取少量RNA溶液用TE稀释（1:100）后，读取其在分光光度计260nm和280nm处的吸收值，测定RNA溶液浓度和纯度。
①浓度测定A260下读值为1表示40 µg RNA/ml。
样品RNA浓度(µg/ml)计算公式为：A260 ×稀释倍数× 40 µg/ml。
具体计算如下：RNA溶于40 µl DEPC水中，取5ul，1:100稀释至495µl的TE中，测得A260 = 0.21RNA 浓度= 0.21 ×100 ×40 µg/ml = 840 µg/ml 或 0.84 µg/µl取5ul用来测量以后，剩余样品RNA为35 µl，剩余RNA总量为：35 µl × 0.84 µg/µl = 29.4 µg②纯度检测RNA溶液的A260/A280的比值即为RNA纯度，比值范围1.8到2.1。
实时荧光定量PCR技术可编辑全文
淬灭(荧光)基团 TAMRA,BHQ1,MGB TAMRA,BHQ1,MGB BHQ2,MGB
校准物理误差:参比荧光(ROX)
• Master Mix中ROX浓度固定 • ROX不参与PCR扩增，信号强度只与Master Mix用量有关 • ROX的功能：校准物理误差
–耗材质量、管盖厚度、透光性能
体系稳定性差 原料储存不当；体系配制时间 探针应避光；体系在冰上配制
过长；模板浓度低；模板不 ；使用合格的试剂盒制备模
纯，降解；
板，避免反复冻融；
···
谢谢
• 反应过程
MGB探针
• 新型TaqMan探针，其3`端采用了非荧光性的淬灭基团，吸收报告基团的 能量后并不发光，大大降低本底信号的干扰。此外MGB探针3`端还连接 了一个小沟结合物--二氢环化吲哚卟啉-三肽，可以大大稳定探针与模 板的杂交，提高探针Tm值，使得较短的探针也能达到较高的Tm值，淬灭 效果更好，荧光背景更低。
问题及优号
退火/延伸温度过高，引物未扩 取扩增后的产物5ul，2%琼脂
增或者探针未结合；探针设 糖凝胶电泳，观察电泳结果
计不合理；引物设计不合理 。若无条带或条带较弱，则
；···
降低退火/延伸温度，增加
离子强度，若优化无结果，
则需重新设计引物；若有条
带，则说明探针未结合，则
降低退火/延伸温度，若优
化无结果，则需重新设计探
针。
信号强度低， 基团本身信号弱；探针与引物 增加Mg2+的量；添加K+；增加
可能会导致 量不足；退火/延伸温度过高 探针与引物的量；降低退火
锯齿状曲线 ，探针结合能力弱；模板含 /延伸温度；提高模板浓度
；
有抑制物；离子强度低；
荧光定量pcr操作方法
荧光定量pcr操作方法荧光定量PCR（qPCR）是一种广泛应用于生物学实验室的分子生物学技术，用于定量分析DNA和RNA样本中的特定序列。
本文将详细介绍荧光定量PCR的操作方法。
1. 材料准备荧光定量PCR所需的常见材料包括：PCR试剂盒、模板DNA或RNA样本、引物、探针、荧光染料、DNA聚合酶、缓冲液、dNTPs和PCR管。
2. 引物和探针设计引物和探针的设计是荧光定量PCR的关键步骤。
引物应特异性结合目标序列，并具有相近的Tm（退火温度），以确保同步扩增。
探针通常是一种荧光标记的引物，与扩增产物的靶标序列相完全互补。
可以使用在线工具（如NCBI Primer-BLAST）来设计引物和探针。
3. PCR体系准备根据PCR试剂盒的说明书，准备包含缓冲液、dNTPs、引物、探针、聚合酶和水的PCR体系。
确保在无菌条件下操作，避免污染。
4. DNA模板和RNA样本的制备荧光定量PCR可以用于DNA和RNA的定量分析。
DNA样本可通过提取体液、血样、组织样本等制备。
RNA样本则需要在制备前将RNA转录为cDNA，可通过反转录反应来完成。
5. PCR反应条件设定根据所用PCR试剂盒的要求和具体实验需求，设定PCR反应条件，包括退火温度、扩增周期数等。
合适的PCR程序是保证扩增反应成功和准确性的重要因素。
6. PCR反应体系配制根据上述准备的PCR体系和模板DNA或RNA样本的需要量，将所需试剂添加到PCR管中。
轻轻混合液体，避免气泡的产生。
7. 荧光定量PCR反应将PCR管放入PCR仪中，启动PCR程序。
PCR程序通常包括初始变性步骤，退火和延伸步骤，以及一些可选的温度变化步骤。
8. 数据分析与结果解读在PCR仪运行期间，荧光定量PCR会持续记录发光信号。
PCR结束后，可以利用相关软件对数据进行分析，如绝对定量法、相对定量法和标准曲线法。
这些分析方法可用于计算样本中目标序列的浓度。
需要注意的是，在进行荧光定量PCR实验时要注意以下几点：- 严格按照操作规程进行操作，确保实验的准确性和可重复性。
MethodsforserumqPCR血清实时荧光定量PCR方法
MethodsforserumqPCR血清实时荧光定量PCR方法Animal administrationTotally 32 rats including 16 female rats and 16 male rats were grouped in four groups. 8 male animals in group 1 and 8 female animals in group 2 were administered I.C. vehicle. 8 male animals in group 3 and 8 female animals in group 4 were administered I.C. 100 mg/kg GV1001 (Lonza).Serum PreparationAfter dose 4 hours, 150 μl whole blood samples were collected, and centrifuged f or 10 min at 1900 g and 4°C using a swinging bucket rotor. The upper serum phase was centrifuged for 10 min at 16,000 g and 4°C in a fixed-angle rotor. Then, the cleared supernatants were frozen at –80°C.Real-Time Quantitative RT-PCRThe external control, miRNeasy Serum/Plasma Spike-In Control was added in each serum sample prior to extraction. Total RNA were extracted and purified from serum samples of post-dose 4 hours Rats by miRNeasy Serum/Plasma Kit (Qiagen)according to the manufacturer’s instructions. First-strand cDNAs were synthesized from total RNAs using the Reverse Transcription System (Promega). To determine the relationship between cycle number (Ct) and mRNA levels, primers were calibrated using serial dilutions of cDNA and genomic DNA. Quantitative RT-PCRs were performed with an CFX96 Real-Time System (Bio-Rad) using the RT2 SYBR Green qPCR Mastermix kit (Qiagen) as described by the manufacturer in a total volume of 25 μl. The relative expressions were analyzed by CFX Manager? Software V3.0 usi ng the ΔΔCt method, and an average of the expression of the reference gene, the externalcontrol was used to control for template levels. Each experiment was performed in triplicate and eight animals were used in a group. For detailed information about primer sequences please see Supplemental Table S1.Table S1.Primers used for qRT-PCR analysis. Gene Name DNA sequencegnrhr (forward) 5’- CCCTCTTCTCA TCA TGCTAATCT -3’(reverse) 5’- TGATTGACTGGCTCTGACAC -3’gnrh1 (forward) 5’-GTTCTGTTGACTGTGTGTTTGG -3’(reverse) 5’-ATCTTCTTCTGCCCAGCTTC -3’lhb (forward) 5’-GGTCAGGGATAGAA TGAGACAC -3’(reverse) 5’- CGAACCATGCTAGGACAGTAG -3’fsh (forward) 5’-CACCAGGGATCTGGTGTA TAAG -3’(reverse) 5’-ATTTCACCGAAGGAGCAGTAG -3’The list of Real-Time qRT-PCR primers, which have used in procedure of mRNA expression.。
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Animal administration
Totally 32 rats including 16 female rats and 16 male rats were grouped in four groups. 8 male animals in group 1 and 8 female animals in group 2 were administered I.C. vehicle. 8 male animals in group 3 and 8 female animals in group 4 were administered I.C. 100 mg/kg GV1001 (Lonza).
Serum Preparation
After dose 4 hours, 150 μl whole blood samples were collected, and centrifuged for 10 min at 1900 g and 4°C using a swinging bucket rotor. The upper serum phase was centrifuged for 10 min at 16,000 g and 4°C in a fixed-angle rotor. Then, the cleared supernatants were frozen at –80°C.
Real-Time Quantitative RT-PCR
The external control, miRNeasy Serum/Plasma Spike-In Control was added in each serum sample prior to extraction. Total RNA were extracted and purified from serum samples of post-dose 4 hours Rats by miRNeasy Serum/Plasma Kit (Qiagen)according to the manufacturer’s instructions. First-strand cDNAs were synthesized from total RNAs using the Reverse Transcription System (Promega). To determine the relationship between cycle number (Ct) and mRNA levels, primers were calibrated using serial dilutions of cDNA and genomic DNA. Quantitative RT-PCRs were performed with an CFX96 Real-Time System (Bio-Rad) using the RT2 SYBR Green qPCR Mastermix kit (Qiagen) as described by the manufacturer in a total volume of 25 μl. The relative expressions were analyzed by CFX Manager™ Software V3.0 using the ΔΔCt method, and an average of the expression of the reference gene, the external control was used to control for template levels. Each experiment was performed in triplicate and eight animals were used in a group. For detailed information about primer sequences please see Supplemental Table S1.
Table S1.Primers used for qRT-PCR analysis. Gene Name DNA sequence
gnrhr (forward) 5’- CCCTCTTCTCA TCA TGCTAATCT -3’(reverse) 5’- TGATTGACTGGCTCTGACAC -3’
gnrh1 (forward) 5’-GTTCTGTTGACTGTGTGTTTGG -3’(reverse) 5’-ATCTTCTTCTGCCCAGCTTC -3’
lhb (forward) 5’-GGTCAGGGATAGAA TGAGACAC -3’(reverse) 5’- CGAACCATGCTAGGACAGTAG -3’
fsh (forward) 5’-CACCAGGGATCTGGTGTA TAAG -3’(reverse) 5’-ATTTCACCGAAGGAGCAGTAG -3’
The list of Real-Time qRT-PCR primers, which have used in procedure of mRNA expression.。