实验动物学实验报告图文

实验动物学课程
实验报告
实验内容:
1. 小鼠的基本实验操作
2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术
3. 豚鼠和兔的一般操作技术
4. 大鼠实验的基本操作
5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立
6. 小鼠无菌取胎术
7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性
实验一小鼠的基本实验操作
一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。

二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄
三、实验步骤
1、抓取和固定
2、性别鉴定
3、编号(染色法
4、去毛(脱毛剂法
5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射
6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法
7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉
8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉
9、解剖:
9.1 生殖系统:
9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明
9.1.2雌性:双角子宫、卵巢
9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺
四、实验结果
1、抓取和固定:
抓取:抓小鼠的尾根部
固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。

2、性别鉴定:
观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。

雄性:距离长,毛发密(和其
他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。

3、编号:
3.1染色法:
3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色
3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始
3.1.3可编1-10号(10号为不编号
3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹
3.3 给药:
3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml
3.3.2 注射给药:
3.3.2.1腹腔注射:
3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针
3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。

进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物
3.3.2.2尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指和拇指将尾拉直,食
指托住尾部,消毒后右手持带4号针头的注射器在图示A(背面,实为动脉
位置进针注射0.5ml生理盐水。

注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。

尾动脉细小,且贴近皮肤,未注射成功。

小鼠尾静脉切面图
3.4 采血
3.4.1 :从眼角内侧0.5cm处
进针。

(右图
3.4.2 眼球摘除法:左手抓取
用固定小鼠,右手持弯头镊在
眼球根部将眼球摘除,头朝下,
眼眶内血迅速流出。

3.5 麻醉:
0.5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重25g,按100mg/kg的药量给药,8分钟麻醉成功
3.6 处死:
3.6.1 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死3.6.2 过量麻醉:追加0.5%氯胺酮过量(5ml腹腔麻醉
3.7 解剖:
3.7.1生殖系统:
3.7.1.1 雄性:寻
找到睾丸、附睾、
输精管、鼠蹊腺
3.7.1.2 雌性:双
角子宫、卵巢
3.7.2 肾上腺:米粒大
小
3.7.3 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状
3.7.4 胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明
3.7.5 甲状腺:紧贴环状软骨
五、实验讨论
1、小鼠抓取的感受:
小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

2、小鼠尾静脉注射感受:
首先,注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟,有利于注射;其次,先远后尽,不要一开始就从尾根部,那样失败了不好办;再次,进血管后注意保持稳定,针尖很容易刺穿血管的。

尾静脉就在尾巴的正左右两边,先用酒精用力擦,可以去掉部分角质,然后按住近心端让充血,就很容易看到了。

进针大概1~2厘米是最合适的。

尾静脉注射时,可用45~50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭,可使血管扩张,同时也可软化表皮角质。

以左手拇指和食指夹住鼠尾,使静脉充盈,中指帮助无名指和小指捏住鼠尾末梢,右手持注射器(连5号细针头,针头与静脉夹角一般小于30度,从距尾尖2 - 3厘米处进针,此处皮薄易进入,先抽回血,见到血后再缓慢注入少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。

一般推注速度为0.05 - 0.10ml/秒,一次注入量为0.05 -
0.25ml/10g体重。

如反复注入,应尽可能从尾末端开始,以后向尾根部方向移动注射。

实验二小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术
一、实验目的
1.掌握近交系小鼠常用的皮肤移植试验(尾~背植皮法,尾~尾植皮法。

2.掌握小鼠卵巢摘除术和大鼠睾丸摘除术
二、实验步骤
1、近交系小鼠常用的皮肤移植试验
1.1 尾~背植皮法
1.2尾~尾植皮法
2、小鼠卵巢摘除术
2.1 固定体位、麻醉
2.2 卵巢摘除
三、实验结果
1、近交系小鼠常用的皮肤移植试验
1.1尾~背植皮法:
1.1.1 将近交系小鼠(受体固定后(已
麻醉,背部剪毛(约1.5cm×1.5cm大小, 75%酒精常规消毒。

用眼科剪在此部位剪开一个0.3cm×0.3cm大小的方形洞备用。

1.1.2将近交系小鼠(供体固定后(已
麻醉,75%酒精常规消毒鼠尾。

用眼科剪
沿尾静脉剪开一条缝,用止血钳将皮肤剥
下,剪成0.5cm×0.5cm大小,刮掉皮片
上的结缔组织。

1.1.3将供体皮片(0.5cm×0.5cm大小覆盖在受体背部的方形洞(0.3cm×0.3cm 大小内,铺平,用棉球吸去渗出的血液,使植皮紧贴受体的创面,并与宿主的
边缘密切吻合。

1.1.4无菌纱布覆盖植皮区,胶布包扎(此步骤本实验中省略。

1.1.5 1~3周后观察结果
1.2 尾~尾植皮法(本实验中为自体尾~尾移植:
1.2.1 将近交系小鼠固定后(已麻醉,75%酒精常规消毒尾部皮肤。

1.2.2 固定鼠尾的根部,用4号手术刀在鼠尾背部切开一0.5cm×0.5cm大小的皮片,尽量不损伤局部血管,用止血钳将皮肤剥下。

1.2.3 将皮片旋转180°,镶嵌在创面上,棉球吸去局部渗出的血液和组织液,使
其尽可能紧贴,可以不包扎。

1.2.4 1~3周后观察结果(100天
2、小鼠卵巢摘除术
2.1 固定体位、麻醉:
选雌性小鼠,取左侧卧位,以左腹外侧区(左肋弓下缘为手术区,局部剪毛,75%酒精消毒两遍后,用0.5%氯胺酮以100mg/kg的剂量(本实验:0.5ml进行腹腔麻醉, 5分钟后小鼠静卧于手术台上,呼吸深大而有节律,频率略快,四肢肌肉松弛,麻醉成功。

2.2 卵巢摘除:
用手术刀在左肋缘下,取腹正中线平行方向切开皮肤1cm,暴露腹腔内容物。

拨开肠管,找到右肾。

在右肾下方找到右侧卵巢和右侧子宫角。

游离右侧卵巢并摘除。

局部消毒,缝合腹膜、腹壁肌肉和皮肤。

按上述方法摘除左侧卵巢(另一位同学操作。

四、实验讨论
1、近交系小鼠常用的皮肤移植试验
1.1 皮肤移植实验是用于鉴定近交系动物组织相容性基因是否一致的简单而可靠的方
法。

1.2 尾~背植皮法:将小鼠尾部皮肤移植到同品系的异体小鼠的背部,通过观察移植皮
片和背部其他区域的毛发稀疏和皮肤光泽异同来鉴定二者的组织相容性。

如果组织相容性好,植皮色泽与周围一致,没有充血或炎症,移植皮片毛少而光泽。

若组织相容性基因不纯合,尾皮在术后1~3周内被排斥,,植皮脱落,背部留下一块伤痕。

另外,供体皮片应略大于受体创面以充分吻合,以免因皮片边缘缺血坏死而导致愈合后创面周边皮肤不连续。

1.3 自体尾~尾植皮法:可以鉴定植皮的脱落是否是手术失败而造成。

移植时应将皮片
旋转180°,以利于术后通过毛发生长的方向观察植皮是否存活。

2、小鼠卵巢摘除术、大鼠睾丸摘除术
2.1 小鼠卵巢摘除术:进入腹腔后,可以先找到肾脏。

然后在肾脏下方查找卵巢并摘除。

2.2 行卵巢或睾丸摘除术时应将两侧的卵巢或睾丸均摘除。

实验三豚鼠和兔的一般操作技术
1.实验目的
通过实际操作,掌握豚鼠和兔的一般操作方法和尸体解剖及病理取材方法,包括豚鼠和兔的抓取和固定、编号、性别鉴定、灌胃、给药途径、麻醉、采血和处死等方法。

2.实验动物:新西兰兔,豚鼠(各1只
3.实验步骤
3.1豚鼠的抓取和固定
抓取豚鼠应先用手掌抓住背部,将手张开,用拇指和食指握住颈部,再拿起来。

3.2豚鼠的性别鉴定
将豚鼠抓取后,观察肛门与生殖器之间的距离,距离近者为雌性,距离远者为雄性。

3.3豚鼠的给药
腹腔注射:自下腹部两侧进针,可避免刺伤肝、脾或膀胱。

3.4豚鼠的采血
心脏采血法:由助手抓取豚鼠,左手固定头部和两前肢,右手固定两后肢和尾部,
使胸部突出。

操作者用酒精消毒皮肤,在左侧第3~4肋间用左手食指触摸心脏搏动。

右手持连有4~5号针头的注射器,选择心脏搏动最强处穿刺。

当针头刺入心脏内时,血液回流进注射器,即可进行采血。

3.5豚鼠的解剖
观察器官:脾脏、小肠和大肠、肝脏、胆囊、胃、十二指肠和胰腺、肾上腺、肾脏、膀胱、睾丸、附睾或子宫、卵巢、肝脏、心脏、甲状腺、脑、垂体。

3.6兔的抓取和固定
右手抓住颈部的被毛与皮肤,提起兔,然后用左手托住它的臀部。

3.7兔的性别鉴定
左手抓去兔子的背部皮肤,右手拇指和食指把生殖器附近的皮肤扒开,雄兔可见有
一圆孔,里面露出阴茎;雌兔此处为一条朝向尾巴的长缝,呈椭圆形间歇,下端有阴道开口处。

雌兔有8~12个乳头。

3.8兔的给药
3.8.1经口灌胃法:灌胃时用一木制张口器横放于上下腭之间,用绳固定。

这时
可用左手抓住动物的嘴,右手将一适当粗细的导尿管由张口器中央小孔插
入,进入食管和胃。

将装有药液的注射器接上导尿管,即可慢慢灌入胃内。

3.8.2注射给药:耳缘静脉注射法:将兔固定好。

把去耳缘部被毛,用二甲苯擦
拭耳缘,促使静脉充盈。

用左手拇指和食指压住耳根部,右手持连有4号
针头的注射器,顺血管平行方向刺入静脉,进针约1cm,如有血液回流,
即可进行注射。

注射完毕,拔出针头,用棉球压迫止血。

3.9兔的采血:耳缘静脉采血法:采血方法同兔耳缘静脉注射法。

3.10兔的处死:
空气栓塞法:从兔的静脉内注入一定量的空气,使之发生空气栓塞。

3.11兔的解剖:观察器官:脾脏、小肠和大肠、肝脏、胆囊、胃、十二指肠和胰
腺、肾上腺、肾脏、膀胱、睾丸、附睾或子宫、卵巢、肝脏、心脏、甲状腺、脑、
垂体。

4.实验讨论
4.1豚鼠生性胆小,不咬人,抓时不能太粗野,更不能用力抓腰腹,否则容易造成肝破
裂而引起死亡。

4.2家兔比较驯服,不咬人,但爪尖利,不正确的抓取容易被其抓伤。

抓取时不要抓其
两耳,也不要托拉四肢或提握腰部。

根据实验需要进行固定,如需耳静脉采血、注
射时,可用兔盒固定;如要测量血压、呼吸等实验和手术时,可将兔固定在兔手术
固定台上。

4.3室温较高时,雄性豚鼠的睾丸会从腹腔降到阴囊内,此时易于区别。

4.4兔耳缘静脉采血法,每次采血量为1.0~
5.0mL。

由于兔的体型较大,心脏采血较豚
鼠容易,一次采取全血量的1/6~1/5,一周后可重复采血。

如采血致死,可采
50~100mL。

4.5使用空气栓塞法,兔需要20~40mL空气。

本法方法简单、迅速,但由于动物死于急
性循环衰竭,各脏器凝血十分明显。

4.6解剖时可发现,豚鼠的肠道长度为体长的10倍,盲肠特别发达,占腹腔容积的1/3。

兔的盲肠比例亦大,回肠和盲肠相接处膨大形成一个厚壁的圆囊,称为圆小囊,实
质为淋巴球囊,为兔所特有。

雌兔有2个完全分离的子宫。

兔颈部有减压神经独力
分支。

左图为豚鼠翻开肠道后暴露腹膜后器官,可见双条形的子宫。

右图为兔圆小囊结构,位于回结肠交界处。

5.实验感受:
实验动物的基本操作是科研操作的基本技术,熟练掌握各种动物手术对于完成科研任务有重要的作用。

实验四大鼠实验的基本操作
一、实验目的
通过实际操作,掌握大鼠的一般操作方法,包括大鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死。

二、实验步骤
1、抓取和固定
2、性别鉴定
3、编号(染色法
4、去毛(剪毛
5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射
6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法
7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉
8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉
9、解剖:
9.1生殖系统:
9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明
9.1.2雌性:双角子宫、卵巢
9.2肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺
三、实验结果
1、抓取和固定:左手抓住大鼠的尾根部,右手的食指和无名指卡住大鼠头部两侧,右手的拇指和食指同时捏住大鼠的左上肢。

或一手一把抓住头部两侧及双上肢根部
2、性别鉴定(同小鼠:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发:
2.1雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样
2.2雌性:距离短,毛发稀疏
3、编号:
3.1染色法(最常用:
3.1.1用苦味酸(黄色在大鼠背面染色
3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始
3.1.3因为大鼠体形大,一般一笼内养1~5只,1~5号编号同小鼠(实验一所示,
3.2 同时结合笼子的编号加以区别
4、去毛:
4.1剃毛:可用电动剃须刀剔除大鼠毛发
4.2剪毛:剪毛之前先用酒精湿润
5、给药:
采用灌胃法:左手抓取小鼠固定后,双下肢及尾部另请一人协助。

右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,顺利进针后灌生理盐水0.5ml
6、注射:
6.1腹腔注射:
6.1.1妥善固定大鼠后,从下腹部的两侧进针
6.1.2进针时针与腹部成45°,进针后稍微晃动针并回抽,如无粘滞感且没有回血
则可注射药物
6.2肌肉注射:大鼠下肢肌肉发达,可在大腿外侧进行肌肉注射
6.3尾静脉注射:一人固定大鼠,另一人用左手中指和拇指将尾拉直,食指托住尾部,
消毒后右手持带4号针头的注射器在图示A(背面,实为动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。

注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。

尾动脉细小,且贴近皮肤,注射难度较大。

大鼠尾静脉切面图
7、采血:
7.1眼眶后静脉丛:从眼角外下方或前下方进针,然后立即拔针,用自制毛细管取血。

7.2眼球摘除法:未尝试
7.3尾静脉采血:按摩大鼠尾部使静脉充盈,用注射针头刺破血管后,挤压尾部取血,
血量较少,仅采集到一滴。

8、麻醉:
0.5%氯胺酮腹腔麻醉:本雌性大鼠重350g,按100mg/kg的药量给药,10分钟麻醉成功9、处死:
9.1脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的较大的力量拉即可致死
9.2过量麻醉:追加0.5%氯胺酮过量(2ml腹腔麻醉
10、解剖:
10.1颅部:
10.1.1视交叉:将大鼠过量麻醉致死后,剪开颅顶部皮肤,暴露颅骨,用镊子咬
除颅顶部骨,充分暴露大脑半球。

用镊子从额部将脑组织翻至枕后,可见位于颅底
的视交叉、视神经和视束(白色纤维
10.1.2垂体:夹断视神经,充分暴露颅底,可见位于垂体窝中的垂体,色白,米
粒大小。

10.2颈部:
甲状腺:紧贴环状软骨,较小鼠明显。

10.3腹部:
10.3.1肾上腺:米粒大小
10.3.2胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状
10.3.3胆囊:缺如
10.3.4睾丸:大鼠睾丸体积较大
10.3.5子宫:子宫为双角型,双侧卵巢被大量脂肪组织所包裹
11、称重:
四、实验讨论
1、抓取和固定:
(1 大鼠牙齿和爪子锐利,个头大,抓取时要小心,不要被其抓伤或咬伤。

(2 初学者为确保安全,可佩戴棉纱手套。

(3 提尾部时应靠近尾根部提取,以防大鼠身体摇晃,或扭头过来咬人。

(4 一手不容易固定时,可另请另一人协助操作。

2、性别鉴定:同小鼠。

另外健康雄性大鼠的体重明显超过同龄雌性大鼠 4、编号:
(1常用苦味酸染色法,也可用专门打孔器进行耳部打孔编号。

(2大鼠体形大,笼养数量有限,可结合染色和笼子编号以区别,方便实验。

5、给药:采用灌胃法:
(1为最常用的给药方法。

(2待固定稳当后再进针。

(2如进针不顺,须暂停操作,以免激若大鼠,妨碍实验顺利进行。

6、注射:
6.1腹腔注射:注意妥善固定,最好一人固定头部和上肢,另请一人固定双下肢和尾部,以免进针时大鼠挣扎妨碍操作 6.2肌肉注射:要选择肌肉丰满耳无大血管通过的大腿外侧进针
6.3尾静脉注射:尾静脉鳞片厚,虽然肉眼可见血管,但成功率低,一般少用。

胃脾脏肾脏肺
肝脏睾丸心脏
双角子宫
7、采血
尾静脉采血:对动物损伤小,采血后感染率低,适用于大鼠的血糖监测。

8、麻醉:对于不同个体,由于对麻醉药的耐受性不同,在麻醉过程中应随时检查动物的呼
吸和外周血液循环、心跳等反应,剂量不够时可适当加量
9、处死方法选择原则:
(1尽量避免因处死方法不当而造成病理损害,影响实验结果
(2尽量使动物快速、安静、无痛苦死亡
10、解剖:
(1颅部:大鼠视神经发达,很容易找到视交叉。

(2胆囊:缺如,这是与小鼠的不同之处。

实验五大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立
实验动物:SD大鼠1只(雌
【实验目的】
1.通过实际操作掌握大鼠阴道涂片的制作方法和性周期观察。

2.通过实验掌握大鼠急性肺水肿模型的建立,了解诱发型动物模型的制作方法。

【实验步骤】
一、大鼠性周期观察
1、固定大鼠:左手抓取大鼠,食指和中指卡紧大鼠颈部,拇指和无名指握住胸部,小指固
定腹部,右手拉住尾部和双下肢,稍用力后拉,充分暴露雌鼠的阴部。

2、采集阴道分泌液、涂片:另一人用滴管吸生理盐水2滴,插入大鼠阴道深部,冲洗3次,
吸出冲洗液,分别滴1滴在两个载玻片上,用第3块玻片推片,自然晾干(10分钟。

3、染色和镜检:用姬姆萨染液染色30分钟,细流水小心冲洗,然后在显微镜下观察。

二、大鼠急性肺水肿模型的建立
1、氯化铵腹腔注射:按上述方法固定大鼠后,抽取6%氯化铵3.5ml(本大鼠重量360g,按
1ml/100g药量,从左侧下腹部进针,无粘滞感后注射氯化铵。

8分钟后仅见大鼠活动减少无其他异常改变,又追加6%氯化铵0.5ml
2、尸体解剖:大鼠出现兴奋、肌肉震颤,继而死亡后立即尸体解剖,直接打开胸腔,结扎
气管交叉稍上方,自结扎处上方剪断气管,游离周围组织和心脏,取出肺脏,观察形态学改变,并在台式称上称重。

3、计算肺重量系数=肺脏重量(g/ 大鼠体重(g×100%。

【实验结果】
一、大鼠性周期观察
阴道脱落细胞涂片、染色、镜检:
显微镜下看到大鼠发情间期的部分改变:有核细胞和少量上
皮细胞,也看到少量白细胞。

右图所示为20×显微镜下观察到的
情况。

二、大鼠急性肺水肿模型的建立
1.腹腔注射6%氯化铵3.5ml后大鼠的活动明显减少,呼吸急促,出现肌无力,静俯于桌上。

20分钟后首先出现张口呼吸,点头样呼吸,口唇紫绀,鼻翼煽动,约15秒钟后出现肌肉震颤,持续约30s,然后发生抽搐、昏迷,最后死于呼吸衰竭。

如下图所示。

2.尸体解剖:肺肿胀,包膜紧张,大部分肺表面出现暗红色斑块,切开有少量红色泡沫样
液体流出;胸腔内有液体积聚,如下图。

3.将气管结扎后,称取全肺质量,为
4.3g,实验前称取大鼠质量为385g
则本实验中,
肺重量系数=肺脏重量(g/ 大鼠体重(g×100%=4.3g/385g×100%=1.11%>1% 【实验讨论】
1.大鼠性周期观察
a大鼠性周期为4~5天,由于大鼠有昼伏夜行的习性,一般在下午不能看到大鼠的
发情期。

本大鼠处于发情间期
b大鼠的阴栓一般在24小时后脱落。

所以观察期间笼具必须保持整洁,不能放置刨
木花。

看到阴栓说明交配成功,受孕率为70~80%。

c大鼠春秋两季的受孕率较夏冬两季高。

d大鼠性周期阴道脱落细胞变化情况如下表所示
表1 大鼠性周期阴道脱落细胞变化情况
2.大鼠急性肺水肿模型的建立
2.1 按提供的氯化铵剂量(8ml/kg体重,即3ml腹腔注射后,大鼠未及时出现呼吸
运动改变,可能原因:
2.1.1称重欠准确;
2.1.2药品浓度未达到标准浓度;
2.1.3个体对药物的反应有差异。

可结合具体情况适量追加,实验中追加了0.5mlNH4Cl,很快就观察到了呼吸急促、抽搐等现象。

2.2注射氯化铵前大鼠呼吸、运动均正常。

注射足量氯化铵20分钟后大鼠出现典型的
呼吸、运动改变。

尸体解剖后肺脏也出现典型的肺水肿表现,肺重量系数也达到肺水肿的标准,实验成功,对比其它小组的实验结果,总结几点经验:
2.2.1本组大鼠出现呼吸改变反应的时间相对其它小组长,可能是引起肺水肿较显著的原
因,因其呼吸、循环衰竭时间较长,病理改变较为明显;
2.2.2解剖时,本组在气管位置即结扎,减少了一部分如气管的泡沫状液体的丢失;
2.2.3解剖较为及时,在其死亡后第一时间即开胸去肺;另外操作时也未将肺损坏,标本
较为完整。

2.3氯化铵导致大鼠急性肺水肿的机制可能为
2.3.1氯化铵进入体内破坏了体液平衡,使得肺泡比毛细血管通透性增加,致肺泡壁气-
血、气-液屏障破坏,大量浆液渗向肺间质及肺泡
2.3.2氨是神经毒性物质,高浓度的氨与三羧酸循环中间产物结合,导致其无法正常运转,
ATP生成收到严重阻碍,脑功能受损,从而引起大脑皮层功能抑制,皮层中枢兴
奋性增高,引起机体抽搐,同时心肌收缩力加强、心率加快、心肌耗氧量增加,
使得皮肤、黏膜及内脏小血管收缩,导致体循环血管和肺血管剧烈收缩使得心脏
后负荷明显增加,打破Starling定律平衡引起动力性水肿。

实验六小鼠无菌取胎术、
实验动物:KM 小鼠1只(怀孕15天后一、实验目的:
通过示教了解无菌取胎术培育无菌小鼠的基本原理和操作步骤。

二、实验步骤:
1. 无菌待乳鼠准备(省略
2. 剖腹鼠的准备:清洁级小鼠,预产期前1天(本实验估计在预产期前1周内进行手术
3. 无菌取胎术
3.1 用颈椎脱臼法将孕鼠处死。

3.2 将孕鼠仰卧位固定,用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜,用丝线分别结扎子宫颈部和和两侧子宫和卵巢韧带,剪断后取出子宫,浸泡冲洗(本实验省略,剪开子宫,尽快将胎鼠连同胎盘一同取出,棉球擦净口鼻部黏液,按摩胸腔和腹腔促使新生鼠开始呼吸。

然后剪断脐带。

检测体长、尾长、体重。

三、实验结果:
1 按照实验步骤剖开小鼠(图1,可见子宫与胎鼠(→及子宫和卵巢韧带(■。

2 暴露并结扎子宫颈部和两侧韧带后,取出子宫,剪开子宫,将胎鼠和胎盘取出,逐一用棉球擦拭,并进行按摩,12只胎鼠中10只为活胎,2只为死胎。

剪断脐带后于手中保温。

3 存活胎鼠形态如图2,可见呼吸爬动,肝脏特别大,占据大部分腹腔,透过腹壁可清楚看到,为暗红色。

四、实验讨论:
1 由于胎盘屏障的作用,在一般情况下,体内的正常微生物和病原微生物(个别除外不能通过胎盘屏障,所以胎鼠处于无菌状态。

通过无菌剖腹取胎术,并由无菌母鼠代乳、维持在隔离器中可以获得无菌动物。

2 尽量在接近预产期时进行手术,以保证胎鼠的存活。

图1 受孕小鼠子宫形态
图2 胎鼠
3 操作过程严格要求无菌,包括无菌代乳鼠的准备。

4 剪开子宫后应尽快将胎鼠连同胎盘一同取出,以保证胎鼠的存活
5 代乳前应将剖腹产的新生鼠放入原代乳鼠笼中染味,再放入无菌代乳鼠哺乳,以免代乳鼠拒哺。

实验七 Beagle犬的一般操作
沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性
实验动物:Beagle犬,沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠
一、实验目的:
1 观看和了解Beagle犬的一般操作,掌握抓取和固定、静脉采血、心电图检查。