间接免疫荧光法
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活细胞间接免疫荧光法
1 转染细胞4h后,用PBST洗涤三次。
2 固定。
用置于-20℃预冷的甲醇进行固定,500 ul/孔,室温作用10 min。
用PBST洗涤三次。
3 封闭
4 一抗加入1:100倍稀释的阳性血清(用1%的BSA稀释)200 ul/孔,37℃作用1h。
用PBST 洗三次
5 二抗加入1:500稀释的Alexa fluor 488标记的羊抗鸡IgY(用1%的BSA稀释),200uL/孔,37℃作用lh。
用PBST洗涤三次。
6 荧光显微镜下观察结果。
转染Vero 细胞4h后,用PBST洗涤三次,用置于-20℃保存的冷丙酮(丙酮:乙醇=2:3)进行固定,500uL/孔,室温作用10min。
用PBST洗涤三次,加入1:100倍稀释的ARV阳性血清200uL/孔,37℃作用lh。
用PBST洗涤三次,加入1:500稀释的Alexa fluor 488标记的羊抗鸡IgY,200uL/孔,37℃作用lh。
用PBST洗涤三次
一.实验器材:
1.器材:
40孔塑料板、40孔板离心机、微量加样器、振荡器、盖玻片、荧光显微镜等。
2.试剂:
单抗隆抗体(单抗)、荧光标记抗鼠免疫球蛋白、PBS(pH7.2-7.4)、甘油、叠氮钠(NaN3)等。
二.方法(微量法)
1.将分离好的单个核细胞用PBS洗2次,1000rpm每次10分钟。
用含0.1% NaN3PBS调细胞浓度在0.5-1×108/ml(5000万-1亿/ml),加在40孔板上,每孔10ul,含5-10×105细胞,然后加入单抗(第一抗体)50ul(同时加入AB型血清5ul)振荡混匀,置4℃,至少30分钟。
2.用含0.1%NaN3的PBS洗一次,1000rpm离心3-5分钟弃上清。
3.加荧光标记抗鼠抗体(第二抗体)工作液20ul,混匀振荡置4℃/30分钟(时间不能超过)。
4.用含0.1%NaN3的PBS洗2次,方法同上,弃上清,加入含60%甘油的PBS5-10ul(依据所加细胞量而定)振荡均匀,点片,并加盖玻片。
如想次日看结果可在第三步后每孔加入1%多聚甲醛PBS每孔50ul,混匀置4℃过夜,次日离心弃上清按四步做法观察结果(为膜荧光)。
细胞内抗原的检测-间接免疫荧光法
细胞内抗原的检测过程与细胞表面抗原检测过程基本一致,只是在与一抗孵育前,需要预先对细胞用非离子去污剂进行透化处理。
操作方法
1. 取已固定好的细胞爬片或甩片或经过预处理的组织切片(石蜡或冰冻切片);
2. 用含0.2%TritonX-100或NP-40的PBS溶液透化固定后的细胞2min(室温),有些标本可能需要长达15min,时间视抗原而定;
3. 余下步骤接上述“细胞表面抗原的检测-间接免疫荧光法”步骤(2);
注意事项
1. 在使用前,一抗二抗均应测试其合适的稀释度。
2. 多聚甲醛的固定是不稳定的,标本经多聚甲醛固定后,应再用去污剂处理,如果标本在水溶液中浸泡的时间过长,则会使交联结构解体。
因此,应避免固定后的标本在水溶液中浸泡的时间过长。
3. 信号微弱的解决方法:
①提高一抗和二抗的浓度以增强敏感性,这必须测试各种浓度抗体的滴度;
②延长一抗和二抗的孵育时间。
由于细胞染色时抗原吸附在固相载体上,抗原抗体结合时间较在溶液中长。
孵育时间可因实验设计作适当调整,但少于20min抗体和抗原几乎不能有效结合。
在以上两点中,应摸索出一个最佳条件以产生有效信号且保持良好的背景。
这就需要反复试验,因为每组抗体和抗原的情况会有所不同;
③改变检测方法,用共聚焦显微镜观察,可提高敏感性。
4. 背景不好的解决方法
细胞样本进行荧光染色时,背景问题主要来自两个方面,即非特异性染色和特异性交叉反应。
①非特异性吸附:非特异性吸附背景问题的产生与抗原抗体的特异性结合无关。
即一抗或二抗与样品相互作用而发生吸附,而不是与抗原发生特异性结合。
*将所有抗体溶液或含蛋白的检测试剂用100,000′g离心30min以去除蛋白聚合物。
*滴定一抗和所用的检测试剂,以确定能够产生合适信号的最低浓度。
*固定后,用饱和量并不被检测试剂结合的非特异性抗体封闭样品,有效的封闭液包括5%的与标记二抗来源相同的同种血清、3%的BSA和3%的脱脂奶粉。
*用上述封闭液稀释抗体和检测试剂。
*固定后,在所有的缓冲液及洗涤液中加入2%吐温-20。
*缩短一抗或标记试剂的孵育时间。
*充分洗涤(延长洗涤时间,重复次数)。
*改变检测方法。
②特异性背景:造成特异性背景问题的原因有三种因素,即污染抗体所致假阳性、交叉反应和样品中含有能与Ig结合的蛋白质。
*如用多克隆抗体,应滴定抗体(假阳性)。
*如用多克隆抗体,亲和纯化特异性抗体(假阳性)。
*如用多克隆抗体,用适当的丙酮肝脏粉吸收以阻抑假阳性。
*换用其他抗体(交叉反应及假阳性)。