动物生理学实验1 ppt课件

3.2 不同因素对血液凝固时间的影响
表2 血液凝固及其影响因素
试管号 1 2 3 4 5 6 7
实验处理 空白
液体石蜡4滴 棉花少许 冰水环境 肝素4滴 草酸钾4滴
脑组织浸液4滴 5号管加CaCl24滴 6号管加CaCl24滴
凝血时间（秒）
4 分析与探讨 4.1 本次实验家兔Hb测定结果比对照高（或低、或基本一
对生理止血过程的理解。 2 实验原理
血液凝固是一个酶解激活过程，有多种凝血因子 参与。根据凝血过程起动时凝血因子来源不同，可将 凝血分为内源性激活途径和外源性激活途径。
3 实验对象：家兔 4 方法与步骤 4.1 家兔的麻醉、保定与手术
33%乙醇溶液，6mL/kg，耳缘静脉注射。 4.2 颈动脉采血 4.3 试管准备 4.4 记录凝血时间
3 实验对象：动物种类不限 4 方法与步骤 4.1 溶液配置
表2 不同浓度NaCl溶液配制
管号
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
1%NaCl （mL）
ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
9.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5
蒸馏水 (mL)
1.0 3.5 4.0 4.5 5.0 5.5 6.0 6.5 7.0 7.5
2.实验项目
（1）描记正常曲线，观察曲线的收缩相和舒张相。 （2）用中等强度的单个阈上刺激在收缩期刺激心室，
[1] 杨秀平. 动物生理学实验[M]. 北京：高等教育出版社，2004. 85-99. [2] 邹永新，郭予强. 我国鸭病毒性疾病的发生和流行概况[J].中国兽医杂
志，2002（6）：38-40.
实验四 心肌收缩的特点
【实验目的】 学习蟾蜍心脏活动描记的方法，观察心肌收缩的
特点。 【实验原理】
心肌的有效不应期特别长，几乎占据了整个收缩 期和舒张早期。在此期内任何刺激均不能引起心肌收 缩。因此心肌不会产生强直收缩，心脏总是有节律的 舒缩。在心脏舒张早期之后，给心肌一次有效刺激， 会引起心脏一次期前收缩，紧接着出现一次较长的间 歇——代偿间歇。
动物生理学实验1 ppt课件
实验一
动物生理学实验常用仪器 实验基本操作技术
PCLAB-UE生物机能实验系统简介及使用
1 动物生理学实验的地位 本共27学时，属专业基础课程。 成绩计算：报告及修改（红笔）60%， 笔试考试30%，考勤10%。
2 动物生理学实验的目的 掌握基本实验方法； 掌握主要仪器的操作方法； 掌握生理实验基本技能； 分析实验结果、写出规范的实验报告。
6 器械打结
7.1 活结：用于家兔保定。
7.2 死结：用于血管、神经结扎。 要领：钳压线，线压钳。
实验二 计算机生物信号采集处理系统
1 系统组成与工作原理 PCLAB-UE由硬件和软件两部分构成，硬件主要
完成对各种生物电信号（如心电、肌电、脑电）与 非电生物信号（如血压、张力、呼吸）进行调理、 放大，并对信号进行模/数（A/D）转换，使之进入 计算机。软件主要对已经数字化了的生物信号进行 显示、记录、存储、处理及打印输出，同时对系统 各部分进行控制，与操作者进行人机对话。
33%乙醇生理溶液：5～7 mL/kg，耳缘静脉注射。 速眠新（846）：0.1～0.2 mL/kg，皮下注射。 （2）麻醉前核对药名，检查药品有无变质。 （3）狗、猫等呕吐中枢发达的动物在手术前应禁食 12
h，以减轻呕吐反应。 （4）需在全麻下进行手术的动物，可适当给予麻醉
辅 助药，如皮下注射吗啡镇静止痛，注射阿托品
【注意事项】 （1）血红蛋白吸管和比色管要清洁； （2）吸取血液要准确，避免起泡； （3）滴加蒸馏水要准确； （4）酸化时间不能少于10min； （5）在自然光下比色。
实验报告的撰写
1 实验原理 2 材料与方法 2.1 主要器材 2.2 主要药品 2.3 实验动物 2.4 实验方法 2.4.1 Hb测定：按动物生理学实验85页方法进行[1]。 2.4.2 RBC脆性测定：按动物生理学实验90页方法进
实验 管号
处理因素
棉花 肝素 石蜡 冰水 草 脑组织
草+Ca++ 肝素+Ca++ 对照
血凝时间 （S）
参考文献
[1] 陈杰，家畜生理学[M]，第四版，北京：中国家业出版社，23-34.
实验三
影响血液凝固的因素 红细胞脆性的测定 血红蛋白的测定
影响血液凝固的因素
1 实验目的 以凝血时间为指标，了解影响凝血的因素，加深
不可相差太大。 6.3 判断凝血的标准要一致，一般以倾斜试管
达45°时试管内血液不见流动为准。
红细胞脆性的测定
1 实验目的 学习测定红细胞渗透脆性的方法，理解细胞外液
渗透张力对维持细胞正常形态与功能的重要性。 2 实验原理
正常红细胞悬浮于等渗的血浆中，著置于高渗溶 液内，则红细胞会因失水而皱缩；反之，置于低渗溶 液内，则水进入红细胞，使红细胞膨胀。如环境渗透 压继续下降，红细胞会因继续膨胀而破裂，释放血红 蛋白，称之为溶血。红细胞膜对低渗溶液有一定的抵 抗力，这一特征称为红细胞的渗透脆性。
表1 家兔Hb含量及RBC脆性测定
表2 不同因素对家兔血凝时间的影响
分组
Hb
（g/1000mL）
实验组
对照组
8-15
RBC脆性（NaCL%）
最小抵抗
最大抵抗
0.6～ 0.55 0.4～ 0.35
5 讨论 5.1 家兔Hb测定结果与对照比较，其值偏高，原因： 5.2 家兔RBC脆性测定结果与对照比较，其值，原因： 5.3 家兔血凝时间测定结果表明，时间长短，原因：
3 实验对象：动物种类不限 4 方法与步骤：使用沙里氏血红蛋白计测定。
比色法是用HCl使血红蛋白酸化形成粽色的高铁 血红蛋白，然后和标准比色板进行比色。 （1）血红蛋白计由标准比色箱和测定管组成。测定管 两侧有刻度，一侧为血红蛋白量的绝对值，以每100 mL血液中所含血红蛋白的克数表示；另一侧为相对 值，以％（即相当于正常平均值的百分数）来表示。
【实验对象】蛙或蟾蜍
【实验药品】任氏液
【实验方法与步骤】
1.实验准备 （1）在体蛙心制备：取蛙一只，破坏脑、脊髓，仰卧
固定于蛙板上。左手持镊子提起胸骨后端的皮肤剪 一小口，然后向左、右两侧锁骨外侧剪开皮肤、肌 肉，剪断左右锁骨，使创口呈一倒三角形，充分暴 露心脏部位，并用眼科剪剪开心包膜，彻底暴露心 脏。
刀：姿势有指压式、执笔式及反挑式等。 剪：外科剪、眼科剪、毛剪、骨剪、普通剪。 镊：眼科镊、外科镊。 钳：止血钳、持针钳、创巾钳。 其他：探针、玻璃分针、蛙板、锌铜弓、蛙心夹、
动脉导管、气管插管、蛙肌槽等。 5.2 动物选择：健康动物。
5.3 动物的麻醉 麻醉前准备：P34。
（1）药物选择：熟悉药品特点，根据实验内容合 理选用麻醉药。
现透明淡红色，表明部分红细胞已经破裂，称为不 完全溶血。 ②完全溶血试管：液体完全变成透明红色，管底无红 细胞下沉。
5 实验结果 表2 家兔Hb含量及RBC脆性测定
分组
Hb测定 （g/L）
RBC脆性测定（NaCl%） 最小抵抗力 最大抵抗力
实验组
对照组
123
0.60～0.55 0.40～0.35
6 注意事项 6.1 试管要干净； 6.2 配液要准确； 6.3 加血量要一致； 6.4 轻轻混匀，减少溶血机会； 6.5 静置时间不少于30min。
行[1]。 2.4.3 影响血液凝固因素：按动物生理学实验97页方
法进行[1]。
3 实验结果 3.1 家兔Hb含量及RBC脆性测定：见表1。
表1 家兔Hb含量及RBC脆性测定
分组
Hb测定 含量（g/L）
RBC脆性测定（NaCl%）
最小抵抗
最大抵抗
实验组
对照组
123
0.60～0.55 0.40～0.35
4.3 放大系统（信号调节） 放大器：可将生物电信号放大1000倍以上。
4.4 显示、记录系统 生理记录仪：常用有二道、四道及八道生理记 录仪等，一个通道可记录一个信号。 计算机生物信号采集处理系统：PCLAB-UE计算 机生物信号采集处理系统。
5 动物生理实验基本操作技术 5.1 手术器械
NaCl浓度 0.90 0.65 0.60 0.55 0.50 0.45 0.40 0.35 0.30 0.25 （%）
4.2 制备抗凝血：柠檬酸钠作抗凝剂。 4.3 加抗凝血：每只试管加1滴。 4.4 观察结果 ①未溶血试管：液体下层有大量红细胞下沉，上层为
无色透明，表明无红细胞破裂。 ②不完全溶血试管：液体下层有红细胞下沉，上层出
（2）观察心脏的结构 识别蛙心脏。自心脏腹面可观察到心室、
心房、动脉球和主动脉。用玻璃分针向前翻转 蛙心，暴露心脏背面可观察到静脉窦和心房。 （3）连接实验装置
将蛙心夹上的细线与张力换能器相连，让 心脏搏动信号传入计算机生物信号采集处理系 统。将铜丝与心室接触良好并固定稳妥后，与 刺激器的输出连接。
5 实验结果
表1 血液凝固及其影响因素
试管号 1 2 3 4 5 6 7
实验处理 空白
液体石蜡4滴 棉花少许 冰水环境 肝素4滴 草酸钾4滴
脑组织浸液4滴 5号管加CaCl24滴 6号管加CaCl24滴
凝血时间（秒）
6 注意事项 6.1 采血过程要尽量快，以减少计时误差，对
比实验的采血时间要紧接着进行。 6.2 每支试管口径大小及采血量要相对一致，
减
麻醉效果观察 呼吸：呼吸加快且不规则，麻醉过浅；呼吸规则且平
稳，已达麻醉深度；呼吸变慢，且以腹式呼吸 为主，麻醉过深，动物有生命危险。 反射：角膜反射灵敏，麻醉过浅；角膜反射迟钝，麻 醉程度适宜；角膜反射消失，伴瞳孔散大，则 麻醉过深。 肌张力：肌张力亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻 醉合适。 皮肤夹捏：用止血钳夹捏动物皮肤，观察皮肤的反应。