花青苷(花色苷)种类、提取及检测(2020年10月整理).pdf
花色苷
药理研性
花色苷的结构中有多个酚羟基，属于羟基供体，它在植物组织中的主要作用是保护植物中易氧化的成分。相 关科研工作者们一般都从评价其清除自由基能力、还原力、抑制脂质体过氧化能力、生物抗氧化效应等几个体系 或动物体试验来检测抗氧化性.研究表明．花色苷类色素对羟自由基、超氧自由基、DPPH、ABTS等均有很好的清 除作用，可防止大分子物质的氧化损伤，同时能激活抗氧化防御体系，对超氧化物歧化酶、谷胱甘肽酶等的活性 有明显的促进作用.
所以，大多偏红色、紫色的蔬果都含有花青素。
花色变化
花色苷和花青素的稳定性均不高，它们在食品加工和储藏中经常因化学反应而变色。影响其稳定性的因素包 括pH值、氧浓度、亲核试剂、酶、金属离子、温度和光照等。
不同花色苷和花青素的结构与其稳定性之间的关系有一定规律性。花色苷和花青素结构中羟基多的稳定性不 如甲氧基多的高，花青素不如花色苷稳定，糖基不同，稳定性也不同。例如，天竺葵色苷、矢车菊色苷和飞燕草 色苷含量高的植物的颜色，不如牵牛花色苷和锦葵色苷含量高的植物的颜色稳定 。
花色苷作为一种天然色素，安全、无毒，且对人体具有许多保健功能，已被应用于食品、保健品、化妆品、 医药等行业。
简介
1）花色苷的结构 C6-C3-C6骨架 2-苯基色原烯 (花色素母核) 2）花色苷的基本性质 花色苷(6张)溶解性：溶于水；颜色随着PH的改变而发生变化，酸性条件下为红色，中性为紫色，在碱性条 件下呈蓝色 ；有研究认为具有抗氧化、清除自由基作用，减少低密度脂蛋白（LDL），抗突变、抗肿瘤，改善 视力作用。 3）花色苷的主要来源 据初步统计，27个科，7 分子式：C16H16O6分子量：3043个属植物中含有花色苷。已经有超过250种花色苷从植物中分离得到。
花青素
一种山茶花中多种花青苷的含量检测方法[发明专利]
![一种山茶花中多种花青苷的含量检测方法[发明专利]](https://img.taocdn.com/s3/m/d54223d8fbb069dc5022aaea998fcc22bcd1431f.png)
专利名称：一种山茶花中多种花青苷的含量检测方法专利类型：发明专利
发明人：李辛雷,张莹,杨美英,范梦龙,吴思
申请号：CN202111352064.4
申请日：20211116
公开号：CN114062547B
公开日：
20220520
专利内容由知识产权出版社提供
摘要：一种山茶花中多种花青苷含量的检测方法包括供试品溶液的制备，对照品溶液的制备，高效液相色谱法检测；其中，所述供试品溶液的制备是取山茶花花瓣进行前处理，然后至于回流提取装置中提取，提取结束，离心，离心结束取上清液，定容，以微孔滤膜滤过，即得供试品溶液。
本发明同时检测14中花青苷含量分离度高，相邻两成分峰间可达到基线分离，准确度高，回收率满足含量检测要求，精密度良好，6次检测同一样品，RSD均小于3%，满足精密度要求，供试品溶液稳定性好，常温放置，12小时内样品溶液稳定，本发明方法操作简单，大大提高了工作效率与检测精度，对山茶花中花青苷的质量评估具有积极的意义。
申请人：中国林业科学研究院亚热带林业研究所
地址：311400 浙江省杭州市富阳区富春街道大桥路73号
国籍：CN
代理机构：重庆晶智汇知识产权代理事务所(普通合伙)
代理人：李靖
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花青素检测方法（花色素苷）
花青素检测方法（花色素苷）
A1 花青素的测定方法
A1.1 方法来源：企业内控方法
A1.2 方法原理：
A1.3 试剂：
A1.3.1 甲醇（AR）
A1.3.2 盐酸（AR）
A1.3.3 2%盐酸甲醇：盐酸：甲醇=2：100（V/V）A1.4 仪器和用具：
A1.4.1 电子天平（1/100000）
A1.4.2 玻璃仪器：容量瓶
A1.4.3 超声波清洗器
A1.4.4 紫外分光光度计
A1.4.5 比色皿（1cm）
A1.5 步骤
精密称取样品20mg，加60ml 2%盐酸甲醇超声溶解，取出冷却，定容至100ml，摇匀，过滤，待测。
A1.6 测定
用1cm 玻璃比色皿在540nm 波长下测定其吸光度A，用2％盐酸甲醇溶液作空白对照。
（吸光度应控制在0.3～0.7之间，否则应调整试样液浓度，再重新测定吸光度。
）
A1.7 计算
A × V
X = × 100%
1020 × W × 100
其中： X：花青素含量，%；
A：样品在波长为540nm处的吸光度值；
V：样品稀释体积，mL；
W：样品的称样量，g；
1020：飞燕草素的比吸光值。
草莓果实花色苷成分组成鉴定及分析_罗赟
３．Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｗａｔｅｒ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ａｎｄ Ｃｉｖｉｌ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ，Ｃｈｉｎａ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００８３，Ｃｈｉｎａ）
Ａｂｓｔｒａｃｔ Ｔｈｉｓ ｐａｐｅｒ ｉｓ ｃｏｎｃｅｒｎｅｄ ｏｎ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ ｖａｒｉｅｔｙ．Ｌｉｑｕｉｄ ｃｈｒｏｍａｔｏｇｒａｐｈｙ－ｍａｓｓ ｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｙ （ＨＰＬＣ－ＭＳ）ａｎｄ ｈｉｇｈ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｌｉｑｕｉｄ ｃｈｒｏｍａｔｏｇｒａｐｈｙ （ＨＰＬＣ－ＤＡＤ）ｗｅｒｅ ａｐｐｌｉｅｄ ｔｏ ｑｕａｌｉｔａｔｉｖｅ ａｎｄ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ ｉｎ １７ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ．Ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ ｆｉｖｅ ｍａｉｎ ｐｉｇｍｅｎｔｓ ｏｆ ｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ ３－ｇｌｕｃｏｓｉｄｅ，ｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ ３－ｒｕｔｉｎｏｓｉｄｅ，ｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ－ｍａｌｏｎｙｌｇｌｕｃｏｓｉｄｅ，ｃｙａｎｉｄｉｎ ３－ｇｌｕｃｏｓｉｄｅ ａｎｄ ｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ ３－ｍｅｔｈｙｌｍａｌｏｎｙｌｇｌｕｃｏｓｉｄｅ ａｎｄ ４ ｔｒａｃｅ ｐｉｇｍｅｎｔｓ ｏｆ ｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ ３，５－ｄｉｇｌｕｃｏｓｉｄｅ，５－ｃａｒｂｏｘｙｐｙ－ ｒａｎｏｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ－３－ｇｌｕｃｏｓｉｄｅ，ｃｙａｎｉｄｉｎ－ｍａｌｏｎｙｌｇｌｕｃｏｓｉｄｅ，ｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ－ａｃｅｔｙｌｇｌｕｃｏｓｉｄｅ ｉｎ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ ｆｒｕｉｔｓ．Ｂｕｔ ｔｈｅ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ ｔｙｐｅｓ，ｃｏｎｔｅｎｔｓ ａｎｄ ｐｒｏｐｏｒｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｉｎ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ．Ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｐｅｌａｒｇｏｎｉｄｉｎ ３－ｇｌｕｃｏｓｉｄｅ ｗａｓ ｈｉｇｈｅｓｔ．Ｔｈｒｏｕｇｈ ｐｒｉｎｃｉｐａｌ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ ｔｙｐｅｓ ａｎｄ ｃｌｕｓｔｅｒ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ，ｔｈｅ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｗｅｒｅ ｄｉｖｉｄｅｄ ｉｎｔｏ ３ｒｉｃｈ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ ｔｙｐｅ（ＲＡ），６ｈｉｇｈ ｃｙａｎｉｎｓ ｔｙｐｅ （ＨＣ），６ ｍｏｄｅｒａｔｅ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ ｔｙｐｅ （ＭＡ）ａｎｄ ２ｌｏｗ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ ｔｙｐｅ （ＬＣ）ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｏｔａｌ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ ｃｏｎｔｅｎｔ，ｖａｒｉｅｔｙ ｏｆ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ ａｎｄ ｃｙａｎｉｎｓ ｃｏｎｔｅｎｔ．Ｉｎ ｓｕｍｍａｒｙ，‘ＣＡＵ １９－３２’ｈａｄ ｔｈｅ ｒｉｃｈｅｓｔ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ．，ｉｎｄｉｃａｔｉｎｇ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｗｉｔｈ Ｔｈｅ ｎｅｗ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ ｓｔｒａｉｎｓ ｗｉｔｈａｂｕｎｄａｎｔ ａｎｄ ｒｉｃｈ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ ｃｏｕｌｄ ｂｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ｂｒｅｅｄｉｎｇ ａｎｄ ｓｅｌｅｃｔｉｏｎ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅｓ． Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ；ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ；ＨＰＬＣ－ＭＳ；ＨＰＬＣ－ＤＡＤ；ｃｌｕｓｔｅｒ ａｎａｌｙｓｉｓ
花色苷的测定
4.1.4 材料处理
4.1.4.1 草莓果实中花色苷的提取
按照Orak（2007）的方法，并略作修改，选取多个具有代表性的草莓果实，在液氮保护下迅速研成粉状，从中准确称取1.00g转入10mL离心管，加入5mL甲醇-HCl（95:5）提取剂，超声30min (功率为100w，温度为30℃)，静置30min，12000g离心10min，倾上清液留存，同上再加入5mL提取液，超声30min，静置，离心，倾上清液留存，最后用提取剂再洗涤残渣2次，离心，最后将提取液合并定容至25mL。
提取液于-20℃冰箱中保存待液相分析用，液相测定前提取液样品经0.45μm微孔滤膜过滤。
4.1.5 HPLC色谱条件
LiChrospher 100RP-18e 色谱柱（250×4.0 mm I.D.，5 μm，Merck），保护柱为RP-18（10 mm×4mm，Merck），紫外检测波长为520 nm，柱温40℃，进样量为20 μl。
根据保留时间（RT）及吸收光谱与标准品对照定性，以峰面积外标法定量。
流动相A：水—甲酸，体积比100:1.5；
流动相B：水—甲醇体积比25:75，然后用甲酸调整pH值到2.35
把流动相按照比例配好，配好之后过流动相滤膜，然后超声20分钟。
洗脱程序：
0min:90%A，10%B；
0min-10min：90%A，10%B；
10-50min：90%A-40%A；10%B-60%B；
50-55min：40%A-10%A；60%B-90%B；
55-60min：10%A-90%A；90%B-10%B
天竺葵素-3-葡萄糖苷标准曲线。
花青甙和花青苷
花青甙和花青苷花青甙和花青苷是一种常见的植物化合物，它们属于一类称为花色素的天然色素。
花青甙和花青苷在植物界广泛存在，并且赋予了许多植物鲜艳的色彩。
本文将介绍花青甙和花青苷的定义、分类、特性以及其在植物中的生理功能。
一、花青甙的定义和分类花青甙，又称花青素苷，是一类含有花青素基团和糖基结构的天然产物。
它们通常以苷键连接花青素基团和糖基，形成稳定的结构。
根据花青素基团的结构和糖基的不同，花青甙可以进一步分为苷型、酯型和糖苷型三类。
1. 苷型花青甙：花青素基团与糖基之间是通过苷键连接的。
常见的苷型花青甙有花色苷（anthocyanins）、胡萝卜苷（carotinoids）等。
2. 酯型花青甙：花青素基团与糖基之间是通过酯键连接的。
典型的酯型花青甙是花青素苷酸（anthocyanins acids）。
3. 糖苷型花青甙：花青素基团通过苷键与一个或多个糖基连接的。
例如，葡萄糖苷、鼠李糖苷等。
二、花青苷的定义和分类花青苷是指花青素基团与糖基通过苷键连接的化合物。
与花青甙类似，花青苷也可以根据花青素基团和糖基的不同分为苷型、酯型和糖苷型。
1. 苷型花青苷：花青素基团与糖基之间通过苷键连接。
常见的苷型花青苷有大藤黄苷（rutin）、芦丁（hesperidin）等。
2. 酯型花青苷：花青素基团与糖基之间通过酯键连接。
典型的酯型花青苷是花青素苷酸（anthocyanin acids）。
3. 糖苷型花青苷：花青素基团通过苷键与一个或多个糖基连接。
例如，花青质苷（cyanidin 3-glucoside）。
三、花青甙和花青苷的特性1. 色彩丰富：花青甙和花青苷是植物中赋予花朵、果实等部分鲜艳色彩的主要原因。
它们可以呈现出红色、蓝色、紫色等不同的色调。
2. 抗氧化活性：花青甙和花青苷具有较强的抗氧化能力，可以中和自由基，减轻身体细胞的氧化损伤。
3. 生理活性：花青甙和花青苷在植物中也扮演着重要的生理功能。
例如，它们能够吸引传粉昆虫，参与花粉管的发育和花粉萌发。
花色苷的功能活性及提取方法概述
花色苷的功能活性及提取方法概述付辉战;胡腾根;邹宇晓;廖森泰;王思远;沈维治;刘凡;李倩;穆利霞【期刊名称】《农产品加工·学刊》【年(卷),期】2017(000)008【摘要】花色苷是一类大量存在于植物细胞液中的类黄酮类化合物,对人体有非常重要的生理功能和医疗保健价值,越来越符合现代人的养生保健需求,具有十分重要的开发价值和广阔的应用前景.系统地综述了花色苷的抗氧化、抗癌抗突变、减肥、改善视力、延缓衰老等功能特性,以及有机溶剂提取、水提取、酶法提取、微波辅助提取、双水相萃取、超临界流体萃取、高压脉冲电场辅助提取等一系列提取技术,旨在为花色苷类食品的生产与研发起到积极的促进和指导作用.%Anthocyanins,a kind of flavonoids which are abundant in plant cell sap.As a family of natural and green compounds,possessed important physiological functions and health care value to human body,they are becoming more and more conformable to modem peoples' health care needs,and have very important development value and broad application prospects.This paper systematically reviews the functional properties of A nthocyanins,such as anti-cancer,weight loss,improving visual acuity,anti-aging and so on,as well as the extraction methods included organic solvent extraction,water extraction,enzymatic extraction,microwave-assisted extraction,and high pressure pulsed electric field assisted extraction,which aim to expand the application of anthocyanins,and play a certain role in promoting and guiding of its use.【总页数】7页(P48-54)【作者】付辉战;胡腾根;邹宇晓;廖森泰;王思远;沈维治;刘凡;李倩;穆利霞【作者单位】广东海洋大学食品科技学院,广东湛江524088;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610;广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所,农业部功能食品重点实验室,广东省农产品加工重点实验室,广东广州510610【正文语种】中文【中图分类】R285【相关文献】1.蓝莓多酚提取方法及功能活性研究进展 [J], 伍鹤;王远亮;赵琳;刘安然;陈绸薇2.莲主要部位功能活性成分概述 [J], 王晓娜;王晓梅;杨素珍3.不同提取方法对万寿菊花中总多酚和总花色苷动力学模型对比研究 [J], 薛宏坤; 戴宁; 谭佳琪; 刘成海4.桂彩薯1号马铃薯花色苷提取方法的比较及降解影响因子研究 [J], 刘国敏;吴玉;郑虚;叶亦心;韦兰刚;石达金;闫飞燕;邓英毅5.花色苷的功能活性及提取方法概述 [J], 付辉战[1,2];胡腾根[2];邹宇晓[2];廖森泰[2];王思远[2];沈维治[2];刘凡[2];李倩[2];穆利霞[2]因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。
食品中花色苷物质的提取与评价分析方法研究
食品中花色苷物质的提取与评价分析方法研究食品是人类生活中不可或缺的重要组成部分，而食品的质量与营养价值与我们的健康息息相关。
其中，花色苷作为一类重要的生物活性物质，在食品中的含量和质量评价上具有重要意义。
本文将探讨食品中花色苷物质的提取与评价分析方法的研究进展。
首先，花色苷是一类在植物中广泛存在的化合物，其具有抗氧化、抗炎、抗癌等多种生物活性。
因此，研究食品中花色苷的含量和活性对于评估食品的营养价值和功能性具有重要意义。
目前，常用的花色苷提取方法主要包括传统浸提法、超声波浸提法、微波辅助浸提法等。
这些方法均能有效提取食品中的花色苷物质，但其提取效率和稳定性仍然是需要改进的方面。
其次，针对花色苷物质的评价分析方法也日益多样化。
最常见的评价方法是高效液相色谱法（HPLC），该方法通过对待测样品进行分离和检测，能够准确测定花色苷的含量，并且具有灵敏度高、分辨率好等优点。
此外，近年来还涌现出一些新的评价方法，如基于荧光、红外光谱等技术的分析方法。
这些新方法能够提高测定效率，减少样品前处理步骤，并且能够对多个成分进行同时测定，从而更好地满足食品分析的需求。
另外，花色苷的评价分析方法也面临一些挑战和问题。
首先，不同食品样品中花色苷的组成和含量可能存在较大差异，因此，开发适用于不同食品的标准分析方法是亟待解决的问题。
其次，一些食品中的花色苷物质含量较低，对于灵敏度要求较高的分析方法仍然有待改进。
此外，花色苷物质的结构多样化，导致不同花色苷物质之间的相互转化和互相影响，使得分析方法的选择和分析结果的解释变得更加复杂。
综上所述，食品中花色苷物质的提取与评价分析方法的研究是一个具有挑战性和重要意义的课题。
当前，虽然已经有许多方法被提出和应用于花色苷的提取和评价，但仍然需要进一步完善和改进。
相信随着科学技术的不断发展和进步，我们能够找到更加高效、灵敏和准确的方法，为评估食品的营养价值和功能性提供更有力的支持。
食品科学领域的专家和研究者们将继续努力，推动食品分析方法的创新和改进，为人类提供更加健康和有益的食品。
花色苷的生物活性及提取、分离纯化研究
花色苷的生物活性及提取、分离纯化研究作者：李京城张唐伟兰小中张国强来源：《安徽农学通报》2020年第13期摘要：花色苷是一种天然色素，具有抗氧化、降血脂、抗衰老等生物活性，在食品、医药行业具有广大的应用前景。
该文综述了花色苷提取工艺、分离纯化技术和生物活性的最新研究成果，并总结了花色苷发展需要解决的问题，旨在为花色苷进一步研究提供参考。
关键词：花色苷;提取;纯化;生物活性中图分类号 TS264.4 文献标识码 A 文章编号 1007-7731（2020）13-0140-05Abstract： Anthocyanins ，a kind of natural pigments with biological activities such as antioxidant， hypolipidemic， and anti-aging， and has broad application prospects in the food and pharmaceutical industries. The article summarizes the latest research results of anthocyanin extraction technology， separation and purification technology and biological activity， and summarizes the problems that need to be solved in the development of anthocyanins，and aims to provide a reference for the further research of anthocyanins.Key words： Anthocaynins;Extraction;Purification;Biological activities花色苷（Anthocaynins）是一种存在于茎、叶、花、果实、种子等植物器官的水溶性天然色素[1]，属于多酚类化合物，由花色素和糖分子通过糖苷键缩合形成[2]。
花青素(花青苷)简介
花青苷是极性化合物，易溶于水和乙醇、甲醇等极性化合物，不溶于氯仿、正己烷、乙
醚等非极性有机溶剂。在 pH 小于或等于 3 的酸性条件下稳定，其颜色随 pH 值的变化而变
化，pH<7 时为红色，pH 在 7-8 时呈紫色，pH>11 时呈蓝色。因此，很多植物的色素可以作
为酸碱指示剂，例如：紫甘蓝、心里美萝卜、玫瑰茄子、牵牛花、紫草、苏木等的色素。花
花青素（花青苷）简介
天然色素应用技术推广实验室
花青苷的分布、结构和分类
花青苷是一类广泛存在于自然界植物的花、果、茎、叶和种子中的水溶性天然色素，属
于黄酮多酚类化合物。最初使用花青苷名称的人是 Marguart(1835)，1905 年 Molish 首次获
得了花青苷晶体。此后在致力于花青苷研究的人士中，贡献最大是 Harbone 等人。花青苷是
通过糖苷键形成一般的花青苷，由于与花色素成苷的糖的种类、位置、数量的不同，形成的
花色苷种类也不同。只结合一个糖时，一般结合于花色素骨架的 3 位羟基上；与两个糖结合
时，一般分别结合于 3 位和 5 位的羟基处，有时也发生 3 位和 7 位的结合。有的花青苷中糖
分子的羟基还可以与一个或几个分子的对香豆酸、阿魏酸、咖啡酸、丙二酸、芥子酸和琥珀
见表 1-1。
表 1-1 常见的花色素、糖类和参与酰化的有机酸的分子量
Table 1-1 Molecular weight common anthocyanidins,sugars,and acylated groups found in
anthocyanins
化合物
英文名称
摩尔质量（MW）
MW-H2O
花色素
R1
R2
花青苷(花色苷)种类、提取及检测
花青苷种类、提取及检测一.种类花色素均具有类黄酮的基本结构，由两个苯环和一个含氧杂环组成的(C6-C3-C6)C15化合物(如图)，根据B环羟基化和甲基化位置和数目的不同而将花色素主要分为六类:天竺葵色素((Pelargonidin)、矢车菊色素((cyanidin)、芍药色素(peonidin)(3＇-甲基矢车菊色素)、飞燕草色素(delphinidin)、矮牵牛色素(petunidin)(3＇,5＇-甲基飞燕草色素)和锦葵色素(malvidin)( 3＇,5＇-二甲基飞燕草色素)。
不同植物中花色素发生糖苷化的位点(C3、C5和C7位等)和数目的差异，及酞化程度的不同使植物中存在着不同的花色素普，其结构复杂，但都以这六种花色素为基本结构(Grotewold，2006)。
二.提取国内外学者对花青苷的提取做了大量研究，提取目的及目标花青苷不同，提取方法略有差异。
花青苷易溶于水、甲醇、乙醇等极性溶液，花青苷的稳定性受酶、温度、氧气、光、pH值、金属离子等理化性质的影响，在中性和碱性条件下不稳定。
提取过程常采用酸性溶液，酸能够破坏植物细胞膜并溶解水溶性色素，甲醇溶液提取效率高于乙醇及水溶液。
花青苷一般用于食品着色，考虑到甲醇的不安全因素，一般选用体积分数为1%的乙醇溶液。
采用盐酸酸化可保持提取液pH值较低，阻止无酰基花青苷的降解。
随着盐酸被浓缩，pH 值升高，导致花青苷的降解。
为获得更接近于天然状态的花青苷，采用弱有机酸或中性溶剂做初步提取，弱有机酸多用甲酸、乙酸、丙酸、柠檬酸和酒石酸，中性溶剂一般采用丙酮作提取剂。
粗提后的花青苷提取液浓度很低，浓缩时一般不超过40℃，时间也不宜太长。
1.2.花青苷含量的测定：用0.1%的盐酸甲醇浸提叶片2 h后,测657nm、530nm处的吸光度。
3.4.5.6.7.8.9.三.检测紫外—可见光谱是花青苷结构鉴定的经典方法，其鉴定方法为：①花青苷有2个最大吸收波长,500~540nm附近及27nm附近，据此可判定是否为花青苷色素；②若B环有邻位酚羟基，则向体积分数0.01%盐酸-甲醇溶液中滴加3~5 滴AlCl3，甲醇或乙醇溶液时会出现蓝移；③糖苷位置可据花青苷吸光度比值A440/A max判定；④在波长300~330nm间有吸收峰，表明存在酰基；⑤若在波长440n处有肩峰，则5号位羟基没被取代；⑥若在紫外光下有荧光，表明在5号位有取代基。
花色苷检测
花色苷检测
花色苷是一种广泛存在于植物中的水溶性天然色素，属于黄酮类化合物，具有多种生理功能，包括抗氧化、抗炎及调节血脂等功能。
迪信泰检测平台采用高效液相色谱(HPLC)、液质联用(LC-MS/MS)、生化法，可高效、精准的检测花色苷的含量变化。
此外，我们还提供花青素检测服务，以满足您的不同需求。
花色苷类检测项目
矢车菊素-3-O-葡萄糖苷（C3G）检测
矢车菊素-3-O-半乳糖苷检测
飞燕草素-3-O-葡萄糖苷检测
飞燕草素-3-O-半乳糖苷检测
锦葵色素-3-O-葡萄糖苷检测
锦葵色素-3-O-半乳糖苷检测
植物花色苷检测
HPLC和LC-MS/MS测定花色苷样本要求：
1. 请确保样本量大于0.2g或者0.2mL。
周期：2~3周
项目结束后迪信泰检测平台将会提供详细中英文双语技术报告，报告包括：
1. 实验步骤（中英文）
2. 相关质谱参数（中英文）
3. 质谱图片
4. 原始数据
5. 花色苷含量信息。
花色苷的检测方法
花色苷的检测方法我前几天又试了个新方法检测花色苷，这次总算成功了，可把我之前折腾的劲儿都补回来了。
我一开始也是瞎摸索。
先尝试了一种比较基础的方法，就是比色法。
这就好比看颜色猜东西一样。
你得先把样品处理好，这步可不能马虎。
就像做菜得把菜洗干净切好才能下锅似的。
要从植物组织里提取出花色苷来，我当时就是直接研磨植物样本，可这么做有点粗糙，有时候提取得不完全，这就是我的一个教训。
提取出来以后要先调pH值，这个很关键，就像调收音机的频道一样，得调到合适的位置，才能有清晰的反应。
但比色法有个问题就是不太精确，容易受其他物质干扰。
后来我又试过高效液相色谱法（HPLC）。
这个可复杂多了。
这个方法就像警察破案一样，一个一个把里面的成分都分离开，然后识别出来。
首先样品的准备就得特别精细，我那时候为了把样品处理成适合进柱子检测的状态，弄了好久。
要过滤除掉杂质，就像过滤咖啡渣一样，滤不干净柱子就会堵住。
一开始我不知道这个重要性，进去了一些杂质，结果仪器就出问题了，检测结果乱七八糟的。
流动相的选择也很麻烦，就相当于不同的交通工具，得选合适的流动相才能把花色苷这种“乘客”稳稳当当送到目的地给检测出来。
紫外- 可见分光光度法我也捣鼓过。
这方法听起来挺简单的，但是实际操作起来也是有不少坑的。
这个方法是基于花色苷在紫外和可见光谱区有特征吸收峰。
我当时以为只要把样品放进去测就行了，但是发现吸收峰老是对不上标准的值。
后来才意识到样本的浓度还有纯度也是相当会影响检测结果的。
就好比同样一杯果汁，浓的和稀的看起来颜色就不一样，检测出来的值也会不一样。
要说现在觉得哪个最好用，我还不太确定，反正不同的情况可能要用不同的方法。
如果只是初步检测，比色法简单快捷。
但是想要精确检测到花色苷的具体含量和结构，HPLC就比较靠谱了。
要是有大量样本需要粗略判断一下，紫外- 可见分光光度法还是可以试试的，只是得更仔细控制样本的条件罢了。
哦对了，还有纸层析法，这就像小朋友画画用的颜料晕染法差不多。
211245563_两个八仙花品种花色苷的提取、鉴定和理化稳定性
㊀Ｇｕｉｈａｉａ㊀Ａｐｒ.２０２３ꎬ４３(４):７６５－７７６ｈｔｔｐ://ｗｗｗ.ｇｕｉｈａｉａ－ｊｏｕｒｎａｌ.ｃｏｍＤＯＩ:１０.１１９３１/ｇｕｉｈａｉａ.ｇｘｚｗ２０２１０７０１１李清韵ꎬ唐倩雯ꎬ陈冠群ꎬ等ꎬ２０２３.两个八仙花品种花色苷的提取㊁鉴定和理化稳定性[Ｊ].广西植物ꎬ４３(４):７６５－７７６.ＬＩＱＹꎬＴＡＮＧＱＷꎬＣＨＥＮＧＱꎬｅｔａｌ.ꎬ２０２３.Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎꎬｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎａｎｄｐｈｙｓｉｃａｌ￣ｃｈｅｍｉｃａｌｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｆｒｏｍｔｗｏＨｙｄｒａｎｇｅａｖａｒｉｅｔｉｅｓ[Ｊ].Ｇｕｉｈａｉａꎬ４３(４):７６５－７７６.两个八仙花品种花色苷的提取㊁鉴定和理化稳定性李清韵ꎬ唐倩雯ꎬ陈冠群ꎬ申晓辉∗(上海交通大学设计学院ꎬ上海２００２４０)摘㊀要:为优化八仙花花色苷提取条件ꎬ探究具有不同花色可调性的八仙花花色苷组分和理化稳定性差异ꎬ初步解释八仙花花色可调性存在差异的原因ꎬ该文以花色不可调的 蒂亚娜(Ｔｉｊａｎａ) 和花色可调的 拉维布兰(ＲａｖｉＢｒｅｎｔ) 八仙花(Ｈｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ)为材料ꎬ通过Ｌ９(３３)正交试验确定超声波法提取花色苷的最优条件ꎬ利用ＵＰＬＣ￣Ｑ￣ＴＯＦ￣ＭＳ法进行花色苷组分的鉴定ꎬ分析离体条件下温度㊁光照㊁金属离子和糖类对八仙花花色苷理化稳定性的影响ꎮ结果表明:(１)花色苷提取的最优条件是 蒂亚娜 和 拉维布兰 的乙醇浓度分别为７０％和８０％ꎬ料液比均为１ʒ２０ꎬ提取时间均为２０ｍｉｎꎮ(２)二者的主要花色苷组分均为飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷ꎮ(３)八仙花花色苷在温度ɤ７０ħ暗处保存效果更好ꎮ(４)花色不可调的 蒂亚娜 八仙花花色苷对光照㊁糖类和大多金属离子更稳定ꎻ只有花色可调的 拉维布兰 八仙花花色苷加入中低浓度(１０~３０ｍｍｏｌ Ｌ￣１)Ａｌ３＋后由粉色变为蓝色且稳定性提高ꎬ而 蒂亚娜 无此颜色变化ꎬ表明八仙花花色可调性的差异与其理化稳定性有关ꎮ该研究结果为八仙花花色苷提取㊁保存㊁花色改良以及干燥花护色等提供了理论依据ꎮ关键词:八仙花ꎬ花色苷ꎬ超声提取ꎬ鉴定ꎬ理化稳定性中图分类号:Ｑ９４５㊀㊀文献标识码:Ａ㊀㊀文章编号:１０００￣３１４２(２０２３)０４￣０７６５￣１２Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎꎬｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎａｎｄｐｈｙｓｉｃａｌ￣ｃｈｅｍｉｃａｌｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｆｒｏｍｔｗｏＨｙｄｒａｎｇｅａｖａｒｉｅｔｉｅｓＬＩＱｉｎｇｙｕｎꎬＴＡＮＧＱｉａｎｗｅｎꎬＣＨＥＮＧｕａｎｑｕｎꎬＳＨＥＮＸｉａｏｈｕｉ∗(ＳｃｈｏｏｌｏｆＤｅｓｉｇｎꎬＳｈａｎｇｈａｉＪｉａｏＴｏｎｇＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬＳｈａｎｇｈａｉ２００２４０ꎬＣｈｉｎａ)Ａｂｓｔｒａｃｔ:ＴｏｅｘｐｌａｉｎｔｈｅｒｅａｓｏｎｆｏｒｄｉｆｆｅｒｅｎｔｆｌｏｗｅｒｃｏｌｏｒａｄｊｕｓｔａｂｉｌｉｔｉｅｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａꎬｎｏｎ￣ａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ Ｔｉｊａｎａ ａｎｄａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ ｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｗｅｒｅｕｓｅｄａｓｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌｍａｔｅｒｉａｌｓ.ＴｈｅｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓｗｅｒｅｏｐｔｉｍｉｚｅｄａｎｄｔｈｅｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓｏｆＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｗｅｒｅｍｅａｓｕｒｅｄ.Ｔｈｅｉｒｐｈｙｓｉｃａｌ￣ｃｈｅｍｉｃａｌｓｔａｂｉｌｉｔｉｅｓｗｅｒｅａｌｓｏｅｘｐｌｏｒｅｄꎬａｉｍｉｎｇｔｏｅｘｐｌｏｒｅｔｈｅｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｆｌｏｗｅｒｃｏｌｏｒａｄｊｕｓｔａｂｉｌｉｔｙ.ＴｈｅｏｐｔｉｍａｌｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｂｙｔｈｅｕｌｔｒａｓｏｎｉｃｍｅｔｈｏｄｗｅｒｅｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄｔｈｒｏｕｇｈＬ９(３３)ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ收稿日期:２０２２－０１－０２基金项目:国家自然科学基金(３１９０１３５１)ꎻ上海交通大学新进教师启动计划(１９Ｘ１０００４００８８)ꎮ第一作者:李清韵(１９９８－)ꎬ硕士研究生ꎬ主要从事园林植物研究ꎬ(Ｅ￣ｍａｉｌ)ｌｉ￣ｑｉｎｇｙｕｎ＠ｓｊｔｕ.ｅｄｕ.ｃｎꎮ∗通信作者:申晓辉ꎬ教授ꎬ博士生导师ꎬ主要从事园林植物种质资源超低温保存逆境生理及分子生物学研究ꎬ(Ｅ￣ｍａｉｌ)ｓｈｅｎｘｈ６２＠ｓｊｔｕ.ｅｄｕ.ｃｎꎮｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ.ＴｈｅａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓｗｅｒｅｓｅｐａｒａｔｅｄａｎｄｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄｂｙＵＰＬＣ￣Ｑ￣ＴＯＦ￣ＭＳ.Ａｎｄｔｈｅｅｆｆｅｃｔｓｏｆｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅꎬｌｉｇｈｔꎬｍｅｔａｌｉｏｎｓａｎｄｓｕｇａｒｓｏｎｔｈｅｐｈｙｓｉｃａｌ￣ｃｈｅｍｉｃａｌｓｔａｂｉｌｉｔｉｅｓｏｆＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｗｅｒｅａｌｓｏｅｘｐｌｏｒｅｄｉｎｖｉｔｒｏｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ.Ｔｈｅｒｅｓｕｌｔｓｗｅｒｅａｓｆｏｌｌｏｗｓ:(１)ＴｈｅｏｐｔｉｍａｌｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓｆｏｒｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｏｆＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｗｅｒｅｔｈａｔｔｈｅｅｔｈａｎｏｌｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｆｏｒ Ｔｉｊａｎａ ａｎｄ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ ｗｅｒｅ７０％ａｎｄ８０％ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎻｔｈｅｒａｔｉｏｏｆｐｌａｎｔｍａｔｅｒｉａｌｔｏｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｓｏｌｕｔｉｏｎｗａｓｂｏｔｈ１ʒ２０ꎻａｎｄｔｈｅｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｔｉｍｅｗａｓｂｏｔｈ２０ｍ.(２)ＴｈｅｍａｉｎａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｍｐｏｎｅｎｔｏｆｔｈｅｔｗｏｖａｒｉｅｔｉｅｓｗａｓｂｏｔｈＤｅｌｐｈｉｎｉｄｉｎ３￣Ｏ￣ｇｌｕｃｏｓｉｄｅ.(３)Ｈ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｗｅｒｅｍｏｒｅｓｔａｂｌｅｗｈｅｎｓｔｏｒｅｄｂｅｌｏｗ７０ħａｎｄｉｎｔｈｅｄａｒｋ.(４)ＢｏｔｈＣｕ２＋ａｎｄＡｌ３＋ｃｈａｎｇｅｔｈｅｃｏｌｏｒｏｆｔｈｅａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｏｌｕｔｉｏｎꎬａｎｄＣｕ２＋ｓｐｅｃｉｆｉｃａｌｌｙｉｍｐｒｏｖｅｄｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆｔｈｅａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｏｆ Ｔｉｊａｎａ .１０－９０ｍｍｏｌ Ｌ￣１Ｃａ２＋ꎬＡｌ３＋ａｎｄ９０ｍｍｏｌ Ｌ￣１Ｍｇ２＋ｈａｄｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｅｆｆｅｃｔｓｏｎｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｏｆｂｏｔｈｖａｒｉｅｔｉｅｓ.Ｇｌｕｃｏｓｅꎬｍａｌｔｏｓｅꎬｓｕｃｒｏｓｅꎬｇａｌａｃｔｏｓｅａｎｄ８％－１０％ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｏｆｒｈａｍｎｏｓｅｉｎｃｒｅａｓｅｄｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆｔｈｅｎｏｎ￣ａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ Ｔｉｊａｎａ Ｈｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ.Ｗｈｉｌｅ４％－１０％ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｏｆｒｈａｍｎｏｓｅｐｒｏｍｏｔｅｄｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ Ｈｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ.Ｔｈｅｎｏｎ￣ａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ Ｔｉｊａｎａ ｏｆＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｗｅｒｅｍｏｒｅｓｔａｂｌｅｔｏｌｉｇｈｔꎬｓｕｇａｒｓａｎｄｍｏｓｔｍｅｔａｌｉｏｎｓꎬｃｏｍｐａｒｅｄｗｉｔｈｔｈｅａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ .Ｏｎｌｙｔｈｅａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｏｆｔｈｅａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ ｏｆＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｔｕｒｎｅｄｆｒｏｍｐｉｎｋｔｏｂｌｕｅꎬａｎｄｉｔｓｓｔａｂｉｌｉｔｙｉｎｃｒｅａｓｅｄａｆｔｅｒａｄｄｉｎｇｌｏｗｍｅｄｉｕｍｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ(１０－３０ｍｍｏｌ Ｌ￣１)ｏｆＡｌ３＋.Ｈｏｗｅｖｅｒꎬｔｈｅｎｏｎ￣ａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ Ｔｉｊａｎａ ｏｆＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｄｉｄｎｏｔｈａｖｅｔｈｉｓｋｉｎｄｏｆｃｏｌｏｒｃｈａｎｇｅꎬｉｎｄｉｃａｔｉｎｇｔｈａｔｔｈｅｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｉｎｃｏｌｏｒａｄｊｕｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆＨ.ｆｌｏｗｅｒｓｉｓｒｅｌａｔｅｄｔｏｉｔｓｐｈｙｓｉｃａｌ￣ｃｈｅｍｉｃａｌｓｔａｂｉｌｉｔｙ.ＴｈｅｓｅｒｅｓｕｌｔｓｐｒｏｖｉｄｅｔｈｅｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌｒｅｆｅｒｅｎｃｅｆｏｒｔｈｅｅｘｔｒａｃｔｉｏｎａｎｄｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｏｆＨ.ｍａｃｒｏｐｈｌｌａａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓꎬｆｌｏｗｅｒｃｏｌｏｒｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔａｎｄｄｒｙｆｌｏｗｅｒｃｏｌｏｒｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ.Ｋｅｙｗｏｒｄｓ:Ｈｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａꎬａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓꎬｕｌｔｒａｓｏｎｉｃｅｘｔｒａｃｔｉｏｎꎬｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬｐｈｙｓｉｃａｌ￣ｃｈｅｍｉｃａｌｓｔａｂｉｌｉｔｙ㊀㊀八仙花(Ｈｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ)别名绣球ꎬ为虎耳草科(Ｓａｘｉｆｒａｇａｃｅａｅ)八仙花属(Ｈｙｄｒａｎｇｅａ)落叶灌木ꎬ品种繁多且花色丰富ꎬ是切花㊁盆花及园林景观中的重要观赏植物ꎮ目前ꎬ对于八仙花花色的研究多集中于单个品种的花色苷提取(刘晓东等ꎬ２０１１)㊁稳定性分析(贾洪菊ꎬ２０１１)或某些品种间的花色苷组分鉴定(龚仲幸等ꎬ２０１７ꎻＬｉｅｔａｌ.ꎬ２０１９ꎻＹｏｓｈｉｄａｅｔａｌ.ꎬ２０２１)等ꎮ八仙花花色丰富且在人工栽培条件下具有一定的可调性ꎮ蓝色八仙花多由粉色品种转变而成ꎬ此类八仙花称为花色可调(刁春武等ꎬ２０１７ꎻ杨娟等ꎬ２０１９)ꎻ另一部分粉色八仙花的花色始终为粉色ꎬ即花色不可调(邓衍明等ꎬ２０１８)ꎮＯｙａｍａ等(２０１５)和Ｋｏｄａｍａ等(２０１６)均发现ꎬ在ｐＨ４.０条件下ꎬＡｌ３＋㊁１ꎬ５￣Ｏ￣咖啡酰奎宁酸㊁２ꎬ５￣Ｏ￣香豆酰奎宁酸与飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷(Ｄｅｌｐｈｉｎｉｄｉｎ￣３￣Ｏ￣ｇｌｕｃｏｓｉｄｅ)形成蓝色复合物ꎻＬｉ等(２０１９)发现在含铝的酸性土壤中ꎬ这种蓝色复合物的产生使得八仙花由红色变为蓝色ꎻＹｏｓｈｉｄａ等(２０２１)研究发现ꎬ不同花色的八仙花具有相同的花色苷组分ꎬ花色的差异源自液泡内ｐＨ和金属离子等因素的差异ꎮ目前ꎬ已有研究初步揭示了八仙花存在花色可调的现象ꎬ而对其不同品种间花色可调性差异的机制还缺乏较为系统深入的研究ꎮ因此ꎬ本文选择花色不可调的 蒂亚娜(Ｔｉｊａｎａ) 八仙花和花色可调的 拉维布兰(ＲａｖｉＢｒｅｎｔ) 八仙花作为研究材料ꎬ通过Ｌ９(３３)正交试验设计确定超声波法提取花色苷的最优条件ꎬ利用液质联用(ＵＰＬＣ￣Ｑ￣ＴＯＦ￣ＭＳ)法进行花色苷组分的鉴定ꎬ通过分光光度计测定吸光度探究离体条件下温度㊁光照㊁金属离子和糖类对八仙花花色苷理化稳定性的影响ꎬ拟探讨以下问题:(１)超声波法提取八仙花花色苷的最优条件是什么ꎻ(２)花色可调/不可调性的八仙花花色苷组分有何差异ꎻ(３)影响八仙花花色苷稳定性的因素在花色可调/不可调性之间有无差异ꎮ以期为八仙花花色改良㊁花色苷保存应用和干燥花护色提供理论依据ꎮ１㊀材料与方法１.１材料采集与预处理２０２０年１月于上海市闵行区某鲜花店购买花色不可调和可调为蓝色的粉色系八仙花品种 蒂亚娜 (图１:Ａ)和 拉维布兰 (图１:Ｂ)切花作为研究材料ꎮ各选取５支花色相同㊁形态相似且完全盛开的花枝ꎬ随机选取不同花枝上性状相似的萼片ꎬ每份称取鲜重１.０００ｇꎮ６６７广㊀西㊀植㊀物４３卷图１㊀室内自然光照条件下的 蒂亚娜 (Ａ)和 拉维布兰 (Ｂ)八仙花切花Ｆｉｇ.１㊀ＣｕｔｆｌｏｗｅｒｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ Ｔｉｊａｎａ (Ａ)ａｎｄＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ (Ｂ)ｕｎｄｅｒｔｈｅｉｎｄｏｏｒｎａｔｕｒａｌｌｉｇｈｔｉｎｇ１.２方法１.２.１花色苷提取条件的优化㊀利用Ｌ９(３３)正交试验设计乙醇浓度(％)㊁料液比(八仙花萼片样品鲜重与提取液体积的比ꎬｇ ｍＬ￣１)㊁提取时间(超声时间＋间隔时间ꎬ其中每超声１０ｓ间隔１０ｓꎬｍｉｎ)ꎬ在不高于５５ħ的提取温度下优化八仙花花色苷的最佳提取条件(表１)ꎮ表１㊀Ｌ９(３３)正交试验设计优化两个八仙花品种的花色苷提取条件Ｔａｂｌｅ１㊀Ｌ９(３３)ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｆｏｒｏｐｔｉｍｉｚｉｎｇｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｏｆｔｗｏｃｕｌｔｉｖａｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ水平Ｌｅｖｅｌ因素ＦａｃｔｏｒｓＡ乙醇浓度Ｅｔｈａｎｏｌｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ(％)Ｂ料液比Ｍａｔｅｒｉａｌ￣ｔｏ￣ｌｉｑｕｉｄｒａｔｉｏ(ｇ ｍＬ￣１)Ｃ提取时间Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｔｉｍｅ(ｍｉｎ)１６０１ʒ２０２０２７０１ʒ３０３０３８０１ʒ４０４０㊀㊀提取参照孙卫等(２０１０)和Ｐａｒｋ等(２０１４)的方法并略作修改ꎮ将八仙花样品在液氮中研磨成粉末后ꎬ按表１中的提取条件进行超声法提取ꎬ得到花色苷提取液ꎮ采用ｐＨ示差法对八仙花花色苷提取液中花色苷含量进行测定ꎬ参照徐文秀和刘俊(２０２０)的方法并略作修改ꎬ利用Ｆｕｌｅｋｉ公式(１９６８)计算花色苷含量ꎮＡ＝(Ａｘ－Ａ７００)ｐＨ１.０－(Ａｘ－Ａ７００)ｐＨ４.５(１)Ｃ＝Ａ/ε/ＬˑＭˑＤＦˑＶ/Ｗ(２)式中:Ａ为吸光度ꎬＡｘ㊁Ａ７００分别为最大吸收波长和７００ｎｍ处的吸光度ꎻＣ为花色苷含量(ｍｇ ｇ￣１ＦＷ)ꎻε为矢车菊素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷的摩尔消光系数(２６９００)ꎻＬ为光程(１ｃｍ)ꎻＭ为花色苷分子质量(４４９.２)ꎻＤＦ为稀释倍数ꎻＶ为体积(ｍＬ)ꎻＷ为样品质量(ｇ)ꎮ１.２.２花色苷组分分离鉴定㊀花色苷组分的分离鉴定参照郁晶晶等(２０２０)的方法并略作修改ꎮ采用超高效液相色谱－离子淌度－四极杆飞行时间质谱联用仪(ＡＣＱＵＩＴＹＩｃｌａｓｓＵＰＬＣ/２ＤＨｃｌａｓｓ＆ＶｉｏｎＩＭＳＱＴＯＦＭＳꎬ上海沃特世科技有限公司)对八仙花花色苷组分进行鉴定分析ꎮ含有矢车菊素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷(Ｃｙａｎｉｄｉｎ￣３￣Ｏ￣ｇｌｕｃｏｓｉｄｅ)和飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷等１３种花色苷的混合标准品(ＥｕｒｏｐｅａｎＰｈａｒｍａｃｏｐｏｅｉａＲｅｆｅｒｅｎｃｅＳｔａｎｄａｒｄ)购自法国ＥＤＱＭ公司ꎮＵＰＬＣ分析条件:柱温４５ħꎬ流速０.４ｍＬ ｍｉｎ￣１ꎬ进样体积３μＬꎻ流动相Ａ液:０.１％甲酸溶液(Ｖ甲酸ʒＶ水＝０.１ʒ９９.９)ꎻ流动相Ｂ液:含０.１％甲酸乙腈(Ｖ甲酸ʒＶ乙腈＝０.１ʒ９９.９)ꎮ梯度洗脱程序:７６７４期李清韵等:两个八仙花品种花色苷的提取㊁鉴定和理化稳定性０ｍｉｎꎬ９５％Ａꎬ５％Ｂꎻ３ｍｉｎꎬ８０％Ａꎬ２０％Ｂꎻ１０ｍｉｎꎬ０％Ａꎬ１００％Ｂꎻ１２ｍｉｎꎬ０％Ａꎬ１００％Ｂꎻ１５ｍｉｎꎬ５％Ａꎬ９５％Ｂꎻ１９ｍｉｎꎬ５％Ａꎬ９５％Ｂꎮ质谱分析条件:电喷雾电离ꎬ正离子检测模式ꎬ扫描范围为５０~１０００ｍ ｚ￣１ꎬ扫描速度为０.２ｓꎻ毛细管电压２０００Ｖꎬ锥孔电压４０Ｖꎬ雾化气温度４５０ħꎬ雾化气流量９００Ｌ ｈ￣１ꎬ锥孔反吹气５０Ｌ ｈ￣１ꎬ离子源温度１１５ħꎮ１.２.３花色苷稳定性的影响因素分析㊀基于１.２.１的优化条件进行两个八仙花品种花色苷的提取ꎻ花色苷的理化稳定性分析参照贾洪菊(２０１１)和昝立峰等(２０１７)的方法并略作修改ꎮ为排除金属离子和糖类改变花色苷结构而影响最大吸收波长ꎬ先在５００~６００ｎｍ波长范围内进行各处理组扫描ꎬ根据吸光度Ａ确定最大吸收波长ꎮ１.２.３.１温度对花色苷稳定性的影响㊀利用紫外－可见分光光度计测定室温条件下花色苷提取液的吸光度Ａ０ꎻ将花色苷提取液分别置于３０~１００ħ水浴锅中加热１ｈꎬ测定最大吸收波长处的吸光度ＡＴꎬ计算保存率并绘制成图ꎮ保存率(％)＝(ＡＴ/Ａ０)ˑ１００(３)式中:ＡＴ为在温度Ｔ下处理１ｈ后的吸光度ꎻＡ０为室温下的吸光度ꎮ１.２.３.２光照对花色苷稳定性的影响㊀将花色苷提取液置于室内自然光(光照强度为１０００Ｌｘ)和黑暗(黑布包裹)环境下ꎬ于０㊁１㊁２㊁４㊁８㊁１６ｄ后测定最大吸收波长处的吸光度ꎬ计算保存率并绘制成图ꎮ保存率(％)＝(Ａｔ/Ａ０)ˑ１００(４)式中:Ａｔ为在时间ｔ时的吸光度ꎻＡ０为在时间０时的吸光度ꎮ１.２.３.３金属离子对花色苷稳定性的影响㊀向花色苷提取液中加入等体积的４个浓度(０㊁１０㊁３０㊁９０ｍｍｏｌ Ｌ￣１)ＭｇＣｌ２㊁ＣａＣｌ２㊁ＡｌＣｌ３㊁ＣｕＣｌ２溶液ꎬ观察溶液颜色变化并测定最大吸收波长处的吸光度ꎬ计算保存率并绘制成图ꎮ保存率(％)＝(Ａｃ/Ａ０)ˑ１００(５)式中:Ａｃ为加入浓度为ｃ的金属离子溶液后的吸光度ꎻＡ０为等体积纯水后的吸光度ꎮ１.２.３.４糖类对花色苷稳定性的影响㊀向花色苷提取液中加入等体积的不同质量分数(０㊁２％㊁４％㊁６％㊁８％和１０％)葡萄糖㊁麦芽糖㊁蔗糖㊁半乳糖和鼠李糖溶液ꎬ观察溶液颜色变化并测定最大吸收波长处的吸光度ꎬ计算保存率并绘制成图ꎮ保存率(％)＝(Ａｃ/Ａ０)ˑ１００(６)式中:Ａｃ为加入质量分数为ｃ的糖类溶液后的吸光度ꎻＡ０为加入等体积纯水后的吸光度ꎮ１.３数据分析每个处理进行３次生物学重复ꎮ采用ＭｉｃｒｏｓｏｆｔＯｆｆｉｃｅＥｘｃｅｌ２０１６软件进行数据整理㊁分析ꎬ采用ＩＢＭＳＰＳＳＳｔａｔｉｓｔｉｃｓ２５软件进行正交试验极差分析㊁方差分析和估算边际平均值计算ꎬ采用ＧｒａｐｈＰａｄＰｒｉｓｍ８软件绘图ꎮ２㊀结果与分析２.１两个八仙花品种花色苷超声波法最佳提取条件的优化表２－４结果表明ꎬ处理组合１(６０％乙醇＋１ʒ２０料液比＋２０ｍｉｎ提取时间)为正交试验中的最佳提取条件ꎬ 蒂亚娜 和 拉维布兰 八仙花花色苷含量最高可达６３.６７８μｇ ｇ￣１ＦＷ和１４９.１７７μｇ ｇ￣１ＦＷꎻ３个提取条件对花色苷提取量的影响顺序依次是料液比>提取时间>乙醇浓度ꎮ其中ꎬ料液比对花色苷含量的影响最大ꎬ达到极显著差异ꎻ提取时间的影响达到显著或极显著差异ꎻ乙醇浓度对 蒂亚娜 八仙花花色苷含量影响不显著ꎮ由表２和表３可知ꎬ 蒂亚娜 八仙花花色苷的最优提取条件组合是Ａ２Ｂ１Ｃ１ꎬ即乙醇浓度为７０％ꎬ料液比为１ʒ２０ꎬ提取时间为２０ｍｉｎꎻ而 拉维布兰 八仙花花色苷提取的最优条件则是Ａ３Ｂ１Ｃ１ꎬ即乙醇浓度为８０％ꎬ料液比为１ʒ２０ꎬ提取时间为２０ｍｉｎꎻ与表２的差异在于乙醇浓度由６０％提高至８０％ꎮ依据图２估算的最优组合条件进行３次重复性验证并取平均值ꎬ测得 蒂亚娜 的花色苷含量为７０.１３５μｇ ｇ￣１ＦＷꎬ 拉维布兰 的花色苷含量高达１５３.６３０μｇ ｇ￣１ＦＷꎬ均超过了表２中已知的最佳组合Ａ１Ｂ１Ｃ１ꎬ验证了估算结果的正确性ꎮ２.２两个八仙花品种花色苷的组分鉴定根据紫外－可见光谱吸收特征ꎬ在５２０ｎｍ处检测得１种花色苷类物质ꎻ利用花色苷混合标准品和ＵＰＬＣ￣Ｑ￣ＴＯＦ￣ＭＳ鉴定为飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷(图３)ꎮ说明这两种八仙花的花色苷组分无差异ꎬ均只含飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷ꎮ２.３离体条件下４种因素对两个八仙花品种花色苷理化稳定性的影响基于２.１正交试验筛选出的最佳提取条件(７０％８６７广㊀西㊀植㊀物４３卷表２㊀超声波法提取 蒂亚娜 八仙花花色苷的含量及极差分析Ｔａｂｌｅ２㊀ＣｏｎｔｅｎｔｓｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓａｎｄｒａｎｇｅａｎａｌｙｓｉｓｆｒｏｍＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ Ｔｉｊａｎａ编号Ｎｏ.Ａ乙醇浓度Ｅｔｈａｎｏｌｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ(％)Ｂ料液比Ｍａｔｅｒｉａｌ￣ｔｏ￣ｌｉｑｕｉｄｒａｔｉｏ(ｇ ｍＬ￣１)Ｃ提取时间Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｔｉｍｅ(ｍｉｎ)花色苷含量ＡｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｎｔｅｎｔＡＣＹ(μｇ ｇ￣１ＦＷ)１１(６０)１(１ʒ２０)１(２０)６３.６７８２１２(１ʒ３０)２(３０)４５.０８７３１３(１ʒ４０)３(４０)３７.８５１４２(７０)１２６１.２２９５２２３４５.０８７６２３１４４.５３０７３(８０)１３５３.４３６８３２１５０.０９７９３３２３１.１７１ｋ１４８.８７２５９.４４８５２.７６８ｋ２５０.２８２４６.７５７４５.８２９ｋ３４４.９０１３７.８５１４５.４５８Ｒ５.３８１２１.５９７７.３１０表３㊀超声波法提取 拉维布兰 八仙花花色苷含量及极差分析Ｔａｂｌｅ３㊀ＣｏｎｔｅｎｔｓｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓａｎｄｒａｎｇｅａｎａｌｙｓｉｓｆｒｏｍＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ编号Ｎｏ.Ａ乙醇浓度Ｅｔｈａｎｏｌｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ(％)Ｂ料液比Ｍａｔｅｒｉａｌ￣ｔｏ￣ｌｉｑｕｉｄｒａｔｉｏ(ｇ ｍＬ￣１)Ｃ提取时间Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｔｉｍｅ(ｍｉｎ)花色苷含量ＡｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｎｔｅｎｔＡＣＹ(μｇ ｇ￣１ＦＷ)１１(６０)１(１ʒ２０)１(２０)１４９.１７７２１２(１ʒ３０)２(３０)１１６.８９２３１３(１ʒ４０)３(４０)１２２.４５８４２(７０)１２１４８.０６３５２２３１０６.８７３６２３１１４２.４９７７３(８０)１３１４８.０６３８３２１１３８.６０１９３３２１４９.１７７ｋ１１２９.５０９１４８.４３４１４３.４２５ｋ２１３２.４７８１２０.７８９１３８.０４４ｋ３１４５.２８０１３８.０４４１２５.７９８Ｒ１５.７７１２７.６４６１７.６２７和８０％乙醇浓度ꎬ１ʒ２０料液比ꎬ２０ｍｉｎ提取时间)ꎬ获得 蒂亚娜 和 拉维布兰 八仙花花色苷提取液ꎻ利用单因素随机区组实验设计研究４种因素(温度㊁光照和添加金属离子㊁糖分)对花色苷理化稳定性的影响ꎮ２.３.１温度㊀以室温下的八仙花提取液中的花色苷保存率为１００％(对照)ꎬ 蒂亚娜 和 拉维布兰 八仙花提取液中的花色苷在３０~１００ħ保存率变化趋势基本相同ꎬ如图４所示ꎮ在ɤ４０ħ水浴中放置１ｈ时保持稳定ꎬ在４０~７０ħ范围内略有下降ꎬ当温度ȡ８０ħ时则迅速下降至１００ħ差异不显著ꎬ表明两个品种八仙花的花色苷热稳定性相近ꎬ并随着温度的升高稳定性下降ꎬ其中以７０ħ以下保存最为适宜ꎮ２.３.２光照条件㊀如图５所示ꎬ不论是光照还是避光条件下ꎬ两个八仙花品种的花色苷保存率均随时间延长呈下降趋势ꎬ而 蒂亚娜 明显高于 拉维布兰 ꎬ表明花色不可调的 蒂亚娜 的花色苷较花色可调的 拉维布兰 更稳定ꎮ两个八仙花品种的花色苷避光保存时的保存率显著高于自然光照ꎬ其中 蒂亚娜 花色苷避光保存１６ｄ时的保存率比室内自然光照下高出１６.９２％ꎬ而 拉维布兰 则高出４４.１１％ꎬ表明花色可调的 拉维布兰 较花色不可调的 蒂亚娜 花色苷对光照更敏感ꎮ２.３.３金属离子㊀向两个八仙花品种的花色苷提取液中加入等体积９０ｍｍｏｌ Ｌ￣１ＭｇＣｌ２㊁ＣａＣｌ２㊁ＡｌＣｌ３和ＣｕＣｌ２溶液ꎬ观察金属离子对花色苷颜色的影响ꎮ只有加入Ｃｕ２＋后才会由粉色变为绿色ꎻ加入Ａｌ３＋会使 蒂亚娜 提取液由浅粉色变为黄色ꎬ 拉维布兰 提取液由深粉色变为蓝紫色(表５)ꎮ由于花色苷类物质的最大吸收波长一般在５００~６００ｎｍ范围内ꎬ因此在５００~６００ｎｍ波长范围内对处理后的两种八仙花花色苷提取液进行全波长扫描ꎬ以确定最大吸收波长并测量吸光度ꎬ结果如图６所示ꎬ 蒂亚娜 (花色不可调)提取液加入Ｍｇ２＋后最大吸收波长仍为５６０ｎｍꎻ而加入Ｃａ２＋㊁Ｃｕ２＋和Ａｌ３＋后ꎬ最大吸收波长均为５６５ｎｍꎮ花色可调的 拉维布兰 八仙花提取液中的花色苷在加入Ｍｇ２＋和Ｃａ２＋后最大吸收波长没有改变ꎬ仍为５４０ｎｍꎬ但加入Ｃｕ２＋后吸光度维持在一个较低的水平且无明显的吸收峰ꎬ表明花色苷与Ｃｕ２＋螯合使其共轭体系发生了改变ꎬ吸收波长也发生了改变ꎬ从而使颜色发生改变ꎻ加入Ａｌ３＋后长波方向的吸收范围增大导致提取液呈蓝色(图７)ꎬ这一结果与表５的观察结果相一致ꎮ９６７４期李清韵等:两个八仙花品种花色苷的提取㊁鉴定和理化稳定性表４㊀ 蒂亚娜 和 拉维布兰 八仙花正交试验结果的方差分析Ｔａｂｌｅ４㊀ＶａｒｉａｎｃｅａｎａｌｙｓｉｓｏｆｏｒｔｈｏｇｏｎａｌｔｅｓｔｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ ａｎｄＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ Ｔｉｊａｎａ品种Ｃｕｌｔｉｖａｒ变异来源Ｓｏｕｒｃｅｏｆｖａｒｉａｔｉｏｎ离均差平方和Ｓｕｍｏｆｓｑｕａｒｅｄｄｅｖｉａｔｉｏｎｓ自由度Ｄｅｇｒｅｅｏｆｆｒｅｅｄｏｍ均方ＭｅａｎｓｑｕａｒｅＦ值Ｆｖａｌｕｅ显著水平Ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｅｖｅｌ蒂亚娜 Ｔｉｊａｎａ乙醇浓度Ｅｔｈａｎｏｌｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ(％)４６.７０６２２３.３５３３.１７０料液比Ｍａｔｅｒｉａｌ￣ｔｏ￣ｌｉｑｕｉｄｒａｔｉｏ７０６.８０６２３５３.４０３４７.９６８ 提取时间Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｔｉｍｅ(ｍｉｎ)１０１.７３３２５０.８６６６.９０４∗误差Ｅｒｒｏｒ１４.７３５２７.３６８总和Ｓｕｍ８６９.９８８ 拉维布兰 ＲａｖｉＢｒｅｎｔ乙醇浓度Ｅｔｈａｎｏｌｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ(％)４２１.４５６２２１０.７２８１６５.５６２ 料液比Ｍａｔｅｒｉａｌ￣ｔｏ￣ｌｉｑｕｉｄｒａｔｉｏ１１６９.９８８２５８４.９９４４５９.６０９ 提取时间Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｔｉｍｅ(ｍｉｎ)４８９.６３１２２４４.８１５１９２.３４３误差Ｅｒｒｏｒ２.５４６２１.２７３总和Ｓｕｍ２０８３.６２１８㊀注: 表示影响因素差异显著(Ｐ<０.０５)ꎻ 表示影响因素差异极显著(Ｐ<０.０１)ꎮ㊀Ｎｏｔｅ: ｉｎｄｉｃａｔｅｓｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓｉｎｉｎｆｌｕｅｎｃｉｎｇｆａｃｔｏｒｓ(Ｐ<０.０５)ꎻ ｉｎｄｉｃａｔｅｓｅｘｔｒｅｍｅｌｙｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓｉｎｉｎｆｌｕｅｎｃｉｎｇｆａｃｔｏｒｓ(Ｐ<０.０１).图２㊀基于正交试验结果估算三个因素对八仙花 蒂亚娜 (上)和八仙花 拉维布兰 (下)花色苷含量的影响Ｆｉｇ.２㊀ＥｓｔｉｍａｔｅｄｅｆｆｅｃｔｓｏｆｔｈｒｅｅｆａｃｔｏｒｓｉｎｏｒｔｈｏｇｏｎａｌｔｅｓｔｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｎｔｅｎｔｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ Ｔｉｊａｎａ (Ａｂｏｖｅ)ａｎｄＨ.ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ (Ｂｅｌｏｗ)㊀㊀由图８可知ꎬ４种金属离子对两种八仙花花色苷稳定性的影响具有差异性ꎮ高浓度(９０ｍｍｏｌ Ｌ￣１)Ｍｇ２＋和Ｃａ２＋均有助于提高两者的稳定性ꎻＡｌ３＋对 蒂亚娜 花色苷稳定性的影响呈现先降低㊁后升高的变化趋势ꎬ显著提升了 拉维布兰 八仙花花色苷的稳定性ꎮＣｕ２＋对两者的影响效果恰恰相反ꎬ其中高浓度时可显著提高 蒂亚娜 的花色苷稳定性ꎬ而使 拉维布兰 八仙花花色苷的稳定性降至最低ꎬ表明Ｃｕ２＋可特异性地提升 蒂亚娜 花色苷的稳定性ꎮ２.３.４糖类㊀加入５种糖类后两个八仙花品种的花色苷溶液颜色均不变ꎻ对其进行５００~６００ｎｍ波长０７７广㊀西㊀植㊀物４３卷(ａ) 蒂亚娜 (花色不可调) Ｔｉｊｉｎａ (ｎｏｎ￣ａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ)(ｂ) 拉维布兰 (花色可调) ＲａｖｉＢｒｅｎｔ (ａｄｊｕｓｔａｂｌｅｃｏｌｏｒ)图３㊀ＵＰＬＣ￣Ｑ￣ＴＯＦ￣ＭＳ法鉴定两个八仙花品种的花色苷组分Ｆｉｇ.３㊀ＩｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓｉｎｔｗｏｃｕｌｔｉｖａｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｗｉｔｈＵＰＬＣ￣Ｑ￣ＴＯＦ￣ＭＳ范围内的全波长扫描发现ꎬ只有加入葡萄糖溶液才使 蒂亚娜 提取液的最大吸收波长变为５６５ｎｍꎻ其他条件下的最大吸收波长仍保持在５４０ｎｍꎮ添加５种糖类对 蒂亚娜 八仙花花色苷的稳定性整体优于 拉维布兰 八仙花ꎻ葡萄糖㊁麦芽糖㊁蔗糖㊁半乳糖和高浓度(８％~１０％)鼠李糖均可以增加花色不可调的 蒂亚娜 八仙花花色苷的稳定性ꎻ除中高浓度(４％~１０％)鼠李糖促进花色可调的 拉维布兰 八仙花花色苷的稳定性㊁高浓度(１０％)半乳糖破坏其稳定性外ꎬ其他３种糖类对此均无影响(图９)ꎮ３㊀讨论与结论本研究首先利用正交试验设计优化了八仙花花色苷提取条件ꎬ确定了超声波法提取花色苷的最优条件是 蒂亚娜 为乙醇(ｐＨ２.０)浓度７０％ꎬ料液比１ʒ２０ꎬ提取时间２０ｍｉｎꎻ 拉维布兰 为乙醇(ｐＨ２.０)浓度８０％ꎬ料液比１ʒ２０ꎬ提取时间２０ｍｉｎꎬ这与刘晓东等(２０１１)同类研究相比耗时更短ꎬ效率更高ꎮ此外ꎬ提取温度㊁ｐＨ值和提取方法等均会影响花色苷含量ꎬ后续可以通过增加多因１７７４期李清韵等:两个八仙花品种花色苷的提取㊁鉴定和理化稳定性小写字母相同者表示在０.０５水平下差异不显著ꎮ下同ꎮＴｈｅｓａｍｅｌｏｗｅｒｃａｓｅｌｅｔｔｅｒｓｉｎｄｉｃａｔｅｎｏｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓａｔｔｈｅ０.０５ｌｅｖｅｌ.Ｔｈｅｓａｍｅｂｅｌｏｗ.图４㊀水浴温度对两个八仙花品种提取液中花色苷稳定性的影响Ｆｉｇ.４㊀ＥｆｆｅｃｔｓｏｆｗａｔｅｒｂａｔｈｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓｏｎｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｉｎｔｗｏｃｕｌｔｉｖａｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ图５㊀室内避光与自然光照下两个八仙花品种提取液中花色苷稳定性的影响Ｆｉｇ.５㊀ＥｆｆｅｃｔｓｏｆｉｎｄｏｏｒｌｉｇｈｔｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓｏｎｔｈｅａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆｔｗｏｃｕｌｔｉｖａｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ素㊁多水平正交试验设计进一步优化提取方法ꎮ本研究利用液－质联用法从两个八仙花品种的花色苷提取液中只鉴定出飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷ꎬ而龚仲幸等(２０１７)以矢车菊￣３ꎬ５￣双葡萄糖苷为外标ꎬ通过液－质联用法在 蓝色妈妈 八仙花中检测到了芍药花素￣３￣葡萄糖苷㊁飞燕草素￣３￣葡萄糖苷㊁飞燕草素￣３￣戊糖￣５￣葡萄糖苷等１２种花色苷ꎬ推测这一结果差异除了受设备检测条件㊁添加表５㊀金属离子对两个八仙花品种花色苷提取液颜色的影响Ｔａｂｌｅ５㊀ＥｆｆｅｃｔｓｏｆｍｅｔａｌｉｏｎｓｏｎｔｈｅｃｏｌｏｒｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｓｏｌｕｔｉｏｎｉｎｔｗｏｃｕｌｔｉｖａｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ品种Ｃｕｌｔｉｖａｒ金属离子Ｍｅｔａｌｉｏｎ(９０ｍｍｏｌ Ｌ￣１)溶液颜色Ｓｏｌｕｔｉｏｎｃｏｌｏｒ蒂亚娜Ｔｉｊａｎａ 无Ｎｏｎｅ粉色ＰｉｎｋＭｇ２＋粉色ＰｉｎｋＣａ２＋粉色ＰｉｎｋＣｕ２＋绿色ＧｒｅｅｎＡｌ３＋黄色Ｙｅｌｌｏｗ拉维布兰ＲａｖｉＢｒｅｎｔ 无Ｎｏｎｅ粉色ＰｉｎｋＭｇ２＋粉色ＰｉｎｋＣａ２＋粉色ＰｉｎｋＣｕ２＋绿色ＧｒｅｅｎＡｌ３＋蓝紫色Ｂｌｕｅｐｕｒｐｌｅ花色苷混合标样的最低检出限影响以外ꎬ还可能与采集的八仙花品种㊁生境与发育阶段有关ꎮ两个八仙花品种具有相同的花色苷主组分ꎬ由此判定花色可调性不仅与花色苷种类有关ꎬ更重要的是受其结构㊁稳定性及呈色条件影响ꎮ本研究中ꎬ两个八仙花品种的花色苷在７０ħ以下均具有较好的热稳定性ꎬ在温度ɤ７０ħ保存效果更好ꎬ这与贾洪菊(２０１１)的研究结论一致ꎮ这是因为高温会促进花色苷结构中糖苷的水解ꎬ使其失去对花色素的保护作用ꎬ从而加速花色素的降解(Ｌａｌｅｈｅｔａｌ.ꎬ２００６)ꎮ本研究中ꎬ八仙花花色苷在避光条件下保存率更高ꎮ在粗梗稠李(Ｐａｄｕｓｎａｐａｕｌｅｎｓｉｓ)(李晓娇等ꎬ２０２０)㊁白杜(Ｅｕｏｎｙｍｕｓｍａａｃｋｉｉ)(宋鹏等ꎬ２０１９)等花色苷中也有类似的发现ꎮ这是由于光照下花色苷降解符合一级动力学反应ꎬ因此比避光条件下的降解显著加快(Ｏｃｈｏａｅｔａｌ.ꎬ２００１)ꎮ但是ꎬ花色可调的 拉维布兰 八仙花花色苷较花色不可调的 蒂亚娜 对光照更敏感ꎬ可见花色可调的八仙花花色苷结构更不稳定ꎮ本研究中ꎬ葡萄糖㊁麦芽糖㊁蔗糖㊁半乳糖和高浓度(８％~１０％)鼠李糖均可以增加花色不可调的 蒂亚娜 八仙花花色苷的稳定性ꎬ只有中高浓度(４％~１０％)鼠李糖才促进花色可调的 拉维布兰 八仙花花色苷的稳定性ꎮ这表明花色可调的八仙花花色苷较花色不可调者更不稳定ꎮ２７７广㊀西㊀植㊀物４３卷竖向虚线表示为最大吸收波长ꎮ下同ꎮＶｅｒｔｉｃａｌｄｏｔｔｅｄｌｉｎｅｉｓｔｈｅｍａｘｉｍｕｍａｂｓｏｒｐｔｉｏｎｗａｖｅｌｅｎｇｔｈ.Ｔｈｅｓａｍｅｂｅｌｏｗ.图６㊀金属离子对 蒂亚娜 八仙花提取液中花色苷最大吸收波长的影响Ｆｉｇ.６㊀ＥｆｆｅｃｔｓｏｆｍｅｔａｌｉｏｎｓｏｎｔｈｅｍａｘｉｍｕｍａｂｓｏｒｐｔｉｏｎｗａｖｅｌｅｎｇｔｈｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａＴｉｊａｎａ图７㊀金属离子对 拉维布兰 八仙花品种提取液中花色苷最大吸收波长的影响Ｆｉｇ.７㊀ＥｆｆｅｃｔｓｏｆｍｅｔａｌｉｏｎｓｏｎｔｈｅｍａｘｉｍｕｍａｂｓｏｒｐｔｉｏｎｗａｖｅｌｅｎｇｔｈｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ ＲａｖｉＢｒｅｎｔ３７７４期李清韵等:两个八仙花品种花色苷的提取㊁鉴定和理化稳定性同一品种的小写字母相同者表示在０.０５水平下差异不显著ꎮ下同ꎮＴｈｏｓｅｗｉｔｈｔｈｅｓａｍｅｌｏｗｅｒｃａｓｅｌｅｔｔｅｒｓｏｆｔｈｅｓａｍｅｖａｒｉｅｔｉｅｓｈａｖｅｎｏｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓａｔｔｈｅ０.０５ｌｅｖｅｌ.Ｔｈｅｓａｍｅｂｅｌｏｗ.图８ 金属离子对两个八仙花品种提取液中花色苷稳定性的影响Ｆｉｇ.８㊀ＥｆｆｅｃｔｓｏｆｍｅｔａｌｉｏｎｓｏｎｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｏｆｔｗｏｃｕｌｔｉｖａｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ㊀㊀当 拉维布兰 八仙花花色苷加入中低浓度(１０~３０ｍｍｏｌ Ｌ￣１)Ａｌ３＋后ꎬ花色苷稳定性显著提高ꎬ颜色由粉色变为蓝色ꎻ而 蒂亚娜 无此颜色变化ꎬ这可能是导致两个八仙花品种花色可调性存在差异的根本原因ꎮＫｏｓａｋｕ等(１９８５ꎬ１９９０)早期研究发现ꎬ３￣咖啡酰奎尼酸或３￣对￣香豆酰基奎宁酸能够与Ａｌ３＋和飞燕草素￣３￣葡萄糖苷在体外形成蓝色络合物ꎻＯｙａｍａ等(２０１５)的研究也佐证了这一推测ꎬ飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷与Ａｌ３＋形成了蓝色的复合物ꎬ使得部分八仙花萼片由粉色转变为蓝色ꎮ在花色不可调的 蒂亚娜 八仙花中ꎬ飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷可能更稳定且不易与Ａｌ３＋结合ꎬ使花色始终保持粉色ꎻ而在花色可调的 拉维布兰 八仙花中ꎬ飞燕草素￣３￣Ｏ￣葡萄糖苷可能更易与Ａｌ３＋螯合形成更稳定的蓝色络合物ꎬ使花色由粉色转变为蓝色ꎮ由于本研究仅局限于体外花色苷提取液的部分稳定性影响因素的单一实验ꎬ因此研究还有待于通过多因素正交试验设计验证各因素间的交互作用ꎬ以及在室外盆栽试验或园林景观绿化工程中开展环境条件与花色苷形成㊁稳定性及花色可调性机制的研究ꎬ才能为开发八仙花花色可调性提供更加坚实的科学依据ꎮ参考文献:ＤＥＮＧＹＭꎬＨＡＮＹꎬＱＩＸＹꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１８.ＡｎａｌｙｓｉｓｏｎｇｅｒｍｐｌａｓｍｒｅｓｏｕｒｃｅｓｏｆｓｐｅｃｉｅｓｉｎＨｙｄｒａｎｇｅａＬｉｎｎ.ａｎｄｃｏｍｐａｒｉｓｏｎｓｏｎｔｈｅｉｒｆｌｏｗｅｒｃｏｌｏｒｖａｒｉａｂｉｌｉｔｙａｎｄｒｅｓｉｓｔａｎｃｅｔｏｌｅａｆ￣ｓｐｏｔｄｉｓｅａｓｅ[Ｊ].ＪＰｌａｎｔＲｅｓｏｕｒＥｎｖｉｒｏｎꎬ２７(４):９０－１００.[邓衍明ꎬ韩勇ꎬ齐香玉ꎬ等ꎬ２０１８.绣球属植物种质资源分析及其花色可调性和叶斑病抗性比较[Ｊ].植物资源与环境学报ꎬ２７(４):９０－１００.]ＤＩＡＯＣＷꎬＨＵＢꎬＨＡＮＹꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１７.ＰｒｅｌｉｍｉｎａｒｙｓｔｕｄｙｏｎｔｈｅｅｆｆｅｃｔｏｆＡｌ３＋ｏｎｔｈｅｃｏｌｏｒｏｆｓｅｐａｌｓｏｆｄｉｆｆｅｒｅｎｔＨｙｄｒａｎｇｅａｖａｒｉｅｔｉｅｓ[Ｊ].ＳｈａｎｇｈａｉＶｅｇｅｔꎬ(４):７７－７８.[刁春武ꎬ胡波ꎬ韩勇ꎬ等ꎬ２０１７.Ａｌ３＋对不同八仙花品种萼片颜色的影响初探[Ｊ].上海蔬菜ꎬ(４):７７－７８.]４７７广㊀西㊀植㊀物４３卷图９ 糖类对两个八仙花品种提取液中花色苷稳定性的影响Ｆｉｇ.９㊀ＥｆｆｅｃｔｓｏｆｓｕｇａｒｓｏｎｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｉｎｔｗｏｃｕｌｔｉｖａｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａＦＵＬＥＫＩＴꎬＦＲＡＮＣＩＳＦＪꎬ１９６８.Ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅｍｅｔｈｏｄｓｆｏｒａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ.４.ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎｏｆｉｎｄｉｖｉｄｕａｌａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｉｎｃｒａｎｂｅｒｒｙａｎｄｃｒａｎｂｅｒｒｙｐｒｏｄｕｃｔｓ[Ｊ].ＪＦｏｏｄＳｃｉꎬ３３(５):４７１－４７８.ＧＯＮＧＺＸꎬＨＥＹꎬＹＡＮＧＪꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１７.ＭｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｅｘｏｇｅｎｏｕｓＡｌ２(ＳＯ４)３ｏｎｒｅｇｕｌａｔｉｎｇｔｈｅａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｉｎＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｐｅｔａｌ[Ｊ].ＪＰｌａｎｔＮｕｔｒＦｅｒｔｉｌꎬ２３(３):８２１－８２６.[龚仲幸ꎬ何勇ꎬ杨静ꎬ等ꎬ２０１７.外源硫酸铝调节八仙花花青苷组成和含量变化的分子生物学机制[Ｊ].植物营养与肥料学报ꎬ２３(３):５７７４期李清韵等:两个八仙花品种花色苷的提取㊁鉴定和理化稳定性８２１－８２６.]ＪＩＡＨＪꎬ２０１１.ＡｒｅｓｅａｒｃｈｏｎｒｅｄＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｍｏｌｅｃｕｌａｒｓｔｒｕｃｔｕｒｅａｎｄａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｉｎｐｒｅｓｓｅｄｆｌｏｗｅｒｐｒｏｔｅｃｔｉｎｇ[Ｄ].Ｈａｒｂｉｎ:ＮｏｒｔｈｅａｓｔＦｏｒｅｓｔｒｙＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙ.[贾洪菊ꎬ２０１１.八仙花红色素分子结构分析及在压花上应用[Ｄ].哈尔滨:东北林业大学.]ＫＯＤＡＭＡＭꎬＴＡＮＡＢＥＹꎬＮＡＫＡＹＡＭＡＭꎬ２０１６.Ａｎａｌｙｓｅｓｏｆｃｏｌｏｒａｔｉｏｎ￣ｒｅｌａｔｅｄｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓｉｎＨｙｄｒａｎｇｅａｓｅｐａｌｓｃａｕｓｉｎｇｃｏｌｏｒｖａｒｉａｂｉｌｉｔｙａｃｃｏｒｄｉｎｇｔｏｓｏｉｌｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ[Ｊ].ＨｏｒｔｉｃＪꎬ８５(４):３７２－３７９.ＫＯＳＡＫＵＴꎬＭＩＹＵＫＩＫꎬＨＩＤＥＡＫＩＩꎬ１９８５.ＢｌｕｅｉｎｇｏｆｓｅｐａｌｃｏｌｏｒｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ[Ｊ].Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ２４(１０):２２５１－２２５４.ＫＯＳＡＫＵＴꎬＴＯＭＯＫＯＹꎬＡＫＩＨＩＳＡＴꎬｅｔａｌ.ꎬ１９９０.Ｓｔａｂｌｅｂｌｕｅｃｏｍｐｌｅｘｅｓｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ￣ａｌｕｍｉｎｉｕｍ￣３￣ｐ￣ｃｏｕｍａｒｏｙｌ￣ｏｒ３￣ｃａｆｆｅｏｙｌ￣ｑｕｉｎｉｃａｃｉｄｉｎｖｏｌｖｅｄｉｎｔｈｅｂｌｕｅｉｎｇｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｆｌｏｗｅｒ[Ｊ].Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ２９(４):１０８９－１０９１.ＬＡＬＥＨＧＨꎬＦＲＹＤＯＯＮＦＡＲＨꎬＨＥＩＤＡＲＹＲꎬｅｔａｌ.ꎬ２００６.ＴｈｅＥｆｆｅｃｔｏｆｌｉｇｈｔꎬｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅꎬｐＨａｎｄｓｐｅｃｉｅｓｏｎｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｐｉｇｍｅｎｔｓｉｎｆｏｕｒｂｅｒｂｅｒｉｓｓｐｅｃｉｅｓ[Ｊ].ＰａｋｉＪＮｕｔｒꎬ５:９０－９２.ＬＩＸꎬＳＩＤＤＩＱＵＥＦꎬＳＩＬＶＡＧꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１９.Ｑｕａｎｔｕｍｃｈｅｍｉｃａｌｅｖｉｄｅｎｃｅｆｏｒｔｈｅｏｒｉｇｉｎｏｆｔｈｅｒｅｄ/ｂｌｕｅｃｏｌｏｒｓｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｓｅｐａｌｓ[Ｊ].ＮＪＣｈｅｍꎬ４３:７５３２－７５４０.ＬＩＸＪꎬＨＥＪＭꎬＨＡＮＤＸꎬｅｔａｌ.ꎬ２０２０.ＳｔｕｄｙｏｎｔｈｅｅｘｔｒａｃｔｉｏｎꎬｐｈｙｓｉｃａｌａｎｄｃｈｅｍｉｃａｌｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓａｎｄｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｆｒｏｍＰａｄｕｓｎａｐａｕｌｅｎｓｉｓ[Ｊ].ＦｏｏｄＦｅｒｍｅｎｔＩｎｄꎬ４６(１５):２０８－２１５.[李晓娇ꎬ何健民ꎬ韩德仙ꎬ等ꎬ２０２０.粗梗稠李中花色苷的提取及其理化性质和稳定性研究[Ｊ].食品与发酵工业ꎬ４６(１５):２０８－２１５.]ＬＩＵＸＤꎬＪＩＡＨＪꎬＬＩＵＸＨꎬ２０１１.ＲｅｄｐｉｇｍｅｎｔｅｘｔｒａｃｔｅｄｆｒｏｍＨｙｄｒａｎｇｅａｐａｎｉｃｕｌａｔｅａｎｄｉｔｓｓｔａｂｉｌｉｔｙ[Ｊ].ＪＮＥＦｏｒＵｎｉｖꎬ３９(５):６２－６３.[刘晓东ꎬ贾洪菊ꎬ刘香环ꎬ２０１１.圆锥八仙花红色素提取及稳定性[Ｊ].东北林业大学学报ꎬ３９(５):６２－６３.]ＯＣＨＯＡＭＲꎬＫＥＳＳＥＬＥＲＡＧꎬＤＥＭＡꎬｅｔａｌ.ꎬ２００１.Ｋｉｎｅｔｉｃｓｏｆｃｏｌｏｕｒｃｈａｎｇｅｏｆｒａｓｐｂｅｒｒｙꎬｓｗｅｅｔ(Ｐｒｕｎｕｓａｖｉｕｍ)ａｎｄｓｏｕｒ(Ｐｒｕｎｕｓｃｅｒａｓｕｓ)ｃｈｅｒｒｉｅｓｐｒｅｓｅｒｖｅｓｐａｃｋｅｄｉｎｇｌａｓｓｃｏｎｔａｉｎｅｒｓ:ｌｉｇｈｔａｎｄｒｏｏｍｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｅｆｆｅｃｔｓ[Ｊ].ＪＦｏｏｄＥｎｇꎬ４９(１):５５－６２.ＯＹＡＭＡＫꎬＹＡＭＡＤＡＴꎬＩＴＯＤꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１５.ＭｅｔａｌｃｏｍｐｌｅｘｐｉｇｍｅｎｔｉｎｖｏｌｖｅｄｉｎｔｈｅｂｌｕｅｓｅｐａｌｃｏｌｏｒｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａ[Ｊ].ＪＡｇｒｉｃＦｏｏｄＣｈｅｍꎬ６３:７６３０－７６３５.ＳＣＨＲＥＩＢＥＲＨＤꎬＪＯＮＥＳＡＨꎬＬＡＲＩＶＩＥＲＥＣＭꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１１.Ｒｏｌｅｏｆａｌｕｍｉｎｕｍｉｎｒｅｄ￣ｔｏ￣ｂｌｕｅｃｏｌｏｒｃｈａｎｇｅｓｉｎＨｙｄｒａｎｇｅａｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａｓｅｐａｌｓ[Ｊ].Ｂｉｏｍｅｔａｌｓꎬ２４(６):１００５－１０１５.ＳＯＮＧＰꎬＤＩＮＧＹＦꎬＸＵＺＨꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１９.ＳｔｕｄｉｅｓｏｎｅｘｔｒａｃｔｉｏｎꎬｓｔａｂｉｌｉｔｙａｎｄｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓｆｒｏｍｌｅａｖｅｓｏｆＥｕｏｎｙｍｕｓｍａａｃｋｉｉ[Ｊ].ＮＨｏｒｔｉｃꎬ(２４):８１－８７.[宋鹏ꎬ丁彦芬ꎬ徐子涵ꎬ等ꎬ２０１９.丝棉木叶片花色苷的提取㊁稳定性和成分研究[Ｊ].北方园艺ꎬ(２４):８１－８７.]ＰＡＲＫＳꎬＡＲＡＳＵＭＶꎬＮＡＮＪꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１４.Ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｐｒｏｆｉｌｉｎｇｏｆｐｈｅｎｏｌｉｃｓꎬａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓａｎｄｆｌａｖｏｎｏｌｓｉｎｃａｂｂａｇｅ(Ｂｒａｓｓｉｃａｏｌｅｒａｃｅａｖａｒ.ｃａｐｉｔａｔａ)[Ｊ].ＩｎｄＣｒｏｐｓＰｒｏｄｕｃｔｓꎬ６０:８－１４.ＳＵＮＷꎬＬＩＣＨꎬＷＡＮＧＬＳꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１０.Ａｎａｌｙｓｉｓｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓａｎｄｆｌａｖｏｎｅｓｉｎｄｉｆｆｅｒｅｎｔ￣ｃｏｌｏｒｅｄｆｌｏｗｅｒｓｏｆｃｈｒｙｓａｎｔｈｅｍｕｍ[Ｊ].ＣｈｉｎＢｕｌｌＢｏｔꎬ４５(３):３２７－３３６.[孙卫ꎬ李崇晖ꎬ王亮生ꎬ等ꎬ２０１０.菊花不同花色品种中花青素苷代谢分析[Ｊ].植物学报ꎬ４５(３):３２７－３３６.]ＸＵＷＸꎬＬＩＵＪꎬ２０２０.ＯｐｔｉｍｉｚａｔｉｏｎｏｆＵｌｔｒａｓｏｎｉｃ￣ａｓｓｉｓｔｅｄｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｐｒｏｃｅｓｓｏｆｐｉｇｍｅｎｔｆｒｏｍｆｌｏｗｅｒｓｏｆＲｏｂｉｎｉａｐｓｅｕｄｏａｃａｃｉａＬ.[Ｊ].ＳｃｉＴｅｃｈｎｏｌＦｏｏｄＩｎｄꎬ４１(１０):１５７－１６２.[徐文秀ꎬ刘俊ꎬ２０２０.超声波辅助提取紫槐花色素工艺优化[Ｊ].食品工业科技ꎬ４１(１０):１５７－１６２.]ＹＡＮＧＪꎬＳＨＥＮＷＨꎬＺＨＡＮＧＲＪꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１９.ＳｔｕｄｙｏｎｔｈｅｒｅｇｕｌａｔｉｏｎａｎｄｃｏｎｔｒｏｌｏｆＨｙｄｒａｎｇｅａｆｌｏｗｅｒｃｏｌｏｒｂｙａｌｕｍｉｎｕｍｓｕｌｆａｔｅ[Ｊ].ＳｈａｎｇｈａｉＡｇｒｉｃＳｃｉＴｅｃｈｎｏｌꎬ(３):８２－８３.[杨娟ꎬ沈卫红ꎬ张睿婧ꎬ等ꎬ２０１９.硫酸铝对八仙花花色的调控研究[Ｊ].上海农业科技ꎬ(３):８２－８３.]ＹＯＳＨＩＤＡＫꎬＤＩꎬＭＩＫＩＮꎬｅｔａｌ.ꎬ２０２１.Ｓｉｎｇｌｅ￣ｃｅｌｌａｎａｌｙｓｉｓｃｌａｒｉｆｉｅｓｍｏｓａｉｃｃｏｌｏｒｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｉｎｐｕｒｐｌｅＨｙｄｒａｎｇｅａｓｅｐａｌ[Ｊ].ＮｅｗＰｈｙｔｏｌꎬ２２９(６):３５４９－３５５７.ＹＵＪＪꎬＴＡＮＧＤＱꎬＬＩＸꎬ２０２０.ＡｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｓｉｎｐｅｔａｌｓｏｆＦｒｅｅｓｉａｈｙｂｒｉｄａ[Ｊ].Ｇｕｉｈａｉａꎬ４０(５):６８７－６９５.[郁晶晶ꎬ唐东芹ꎬ李欣ꎬ２０２０.香雪兰花瓣的花色苷组成[Ｊ].广西植物ꎬ４０(５):６８７－６９５.]ＺＡＮＬＦꎬＷＡＮＧＧＸꎬＹＥＪꎬｅｔａｌ.ꎬ２０１７.Ｏｐｔｉｍｉｚａｔｉｏｎｏｆｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｐｒｏｃｅｓｓａｎｄｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆｙｅｌｌｏｗｔｈｏｒｎｒｏｓｅａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ[Ｊ].ＪｉａｎｇｓｕＡｇｒｉｃＳｃｉꎬ４５(２２):２２１－２２４.[昝立峰ꎬ王更先ꎬ叶嘉ꎬ等ꎬ２０１７.黄刺玫花色素的提取工艺优化及其稳定性[Ｊ].江苏农业科学ꎬ４５(２２):２２１－２２４.]ＺＵＯＹꎬＴＩＡＮＦꎬ２０１４.Ｔｈｅｄｉｒｅｃｔｉｏｎｏｆｒｅｓｅａｒｃｈａｎｄｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｏｆｔｈｅｓｔａｂｉｌｉｔｙｏｆａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎｓ[Ｊ].ＣｅｒｅａｌｓＯｉｌｓꎬ２７(７):１－５.[左玉ꎬ田芳ꎬ２０１４.花青素稳定性研究进展[Ｊ].粮食与油脂ꎬ２７(７):１－５.](责任编辑㊀李㊀莉)６７７广㊀西㊀植㊀物４３卷。
天然花色苷的采集、测定和筛选
天然花色苷的采集、测定和筛选周宇;闫国华;庞志申;李京寅;张开春;牛爱国【期刊名称】《食品科学》【年(卷),期】2005(026)006【摘要】就北京地区一些栽培作物和分布在松山、百花山、灵山及河北省雾灵山丰富的野生植物资源进行春、夏、秋三季的天然花色苷材料野外采集,共得到24科50种植物的含有花色苷样品.对这些样品进行花色苷提取,并且对这些花色苷稳定性做了1年的测定和筛选,发现了5种植物资源(紫甘兰、蜀葵、红叶小檗、翠雀、沙参)花色苷的颜色稳定性较好.【总页数】4页(P112-115)【作者】周宇;闫国华;庞志申;李京寅;张开春;牛爱国【作者单位】北京市农林科学院林业果树研究所,北京,100093;北京市农林科学院林业果树研究所,北京,100093;北京市农林科学院林业果树研究所,北京,100093;北京市农林科学院林业果树研究所,北京,100093;北京市农林科学院林业果树研究所,北京,100093;北京市农林科学院林业果树研究所,北京,100093【正文语种】中文【中图分类】Q944.58【相关文献】1.HPLC-MS/MS法测定甜樱桃花色苷与非花色苷酚的组成与含量 [J], 孙丹;陈为凯;何非;王军;谷会岩2.一种优质的食用天然色素—萝卜红花色苷的性质研究rnrn一种优质的食用天然色素—萝卜红花色苷的性质研究 [J], 武彦文;吕晓玲;张泽生;徐民良3.提高黑米花色苷颜色稳定性辅色剂的筛选及其作用机制 [J], 赵磊;潘飞;周娜;张雅莉;郝帅;王成涛4.天然花色苷的资源收集及稳定性测定 [J], 周宇;闫国华;庞志申;张开春5.软枣猕猴桃果肉花色苷关键光响应调节因子AaMYB1的筛选 [J], 崔雯;李玉阔;方金豹;乔成奎;黄海雷;齐秀娟因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。
小麦种子花色素苷的提取
小麦种子花色素苷的提取一实验目的掌握花色素提取的方法（溶剂萃取法提取），了解做一个完整的实验需要具备哪些条件，探究小麦种子花色素苷提取的最佳条件。
二实验原理花色素苷多存在于有色果皮和花中，花色素苷是黄酮类物质，是多羟基的化合物，易溶于水等极性溶剂中，在植物细胞中多与糖类结合成花色素苷，花色素苷在偏酸性溶液中偏红，碱性溶液中偏蓝，花色素苷不稳定，易分解，具有还原性。
三实验试剂与器材器材：水浴锅，电炉，冷冻干燥机，天平，研钵，分光光度计，旋转蒸发仪，离心机，移液管等玻璃仪器试剂：75%乙醇,1.0mol/LH2S04溶液，1.0mol/LNaOH溶液实验材料：不同品种小麦种子四实验步骤1.花色素苷的提取称取小麦种子3 g,加入浓度位75%的乙醇溶液 30 ml,70℃水浴30 min，抽滤,定容至 200 ml。
1.1.酸、碱条件对花青素苷的影响分别配制1.0mol/L、0.5mol/L、0.1mol/L浓度的H2S04溶液和NaOH 溶液,然后取适量且等量加入相同量的不同品种小麦的花青素苷的提取液当中，处理4h,然后测定530nm处的Abs值。
1.2.温度对花青素苷的影响将装有不同品种小麦花青素苷提取液的试管放在在50℃、70℃、90℃的水浴锅中处理10min,测定 530nm处的Abs值。
1.3.光照对花青素苷的影响取3个不同品种的花青素苷提取液50ml于透明的带盖玻璃瓶中，分别放置1天、5天、10天、15天后测定530nm处的Abs值。
2.正交实验方案利用单因素轮换试验虽然也能确定小麦花色素苷提取的最佳温度、pH值、光照，但不能确定其最佳条件。
因为单因素轮换试验的结果不能充分反映出各种因子和水平处于变化状态时对小麦花色素苷提取的影响。
因此利用单因素轮换试验所获得的小麦花色素苷提取条件有重要影响的许多因素和水平等信息的基础上，采用更科学的正交试验法，才能确定对于小麦花色素苷提取的最优条件。
花色苷提取及纯化研究进展
三、纯化技术研究进展
花色苷的纯化技术主要包括凝胶过滤、重结晶、液相色谱等。随着科技的不 断进步，这些技术在花色苷纯化过程中得到了广泛应用，并取得了良好的效果。
1、凝胶过滤
凝胶过滤是一种常用的分离技术，具有高分辨率和高纯度分离的特点。研究 者们利用凝胶过滤介质上的孔径大小，将花色苷与其他杂质有效分离，得到高纯 度的花色苷。
参考内容
引言
蓝莓是一种具有丰富营养价值的水果，富含花色苷、维生素、矿物质等多种 生物活性物质。其中，蓝莓花色苷具有抗氧化、抗炎、抗疲劳、抗癌等多种生理 功能。因此，对蓝莓花色苷的提取纯化及生理功能进行研究，对于开发蓝莓相关 食品、保健品和药品具有重要意义。
文献综述
蓝莓花色苷的提取纯化方法主要包括有机溶剂萃取法、水提取法、超临界流 体萃取法、酶解法等。其中，有机溶剂萃取法具有较高的提取效率，但存在有机 溶剂残留等问题；水提取法安全无毒，但提取效率较低；超临界流体萃取法具有 高提取效率和良好的选择性，但设备成本较高；酶解法可破坏植物细胞壁，提高 提取效率，但可能会影响花色苷的结构和稳定性。
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关键词：花色苷；提取；纯化； 研究进展
一、引言
花色苷是一种水溶性色素，广泛存在于各种植物中，如蓝莓、黑加仑、红葡 萄等。花色苷具有抗氧化、抗炎、抗肿瘤等多种生物活性，对人体健康有着重要 的保护作用。近年来，随着人们对花色苷的认识不断加深，越来越多的研究者开 始花色苷的提取及纯化技术，以期实现其在保健品、化妆品等领域的高效利用。
在生理功能方面，蓝莓花色苷对血管健康、血糖控制、抗炎等方面均具有一 定的作用。然而，关于蓝莓花色苷对其他生理功能的研究尚不充分，如对氧化应 激、免疫力等方面的作用仍需进一步探讨。
研究方法
本研究采用有机溶剂萃取法提取蓝莓花色苷，利用高速离心机进行固液分离， 通过硅胶柱色谱分离纯化得到纯度较高的蓝莓花色苷。在提取纯化过程中，考察 了不同因素对提取效率的影响，如温度、时间、溶剂浓度等，并利用液相色谱质谱联用技术对提取得到的蓝莓花色苷进行定性和定量分析。
植物花色苷的提取和鉴定研究
植物花色苷的提取和鉴定研究张地林;刘催萍;吕静茹;褚珏;陈强红;沈波【期刊名称】《杭州师范大学学报（自然科学版）》【年(卷),期】2014(13)4【摘要】As a kind of natural pigments in plants ,anthocyanin has important biological activities .This paper reviewed recent research progresses in anthocyanin varieties ,extraction ,identification and stability .%植物中的花色苷作为一种天然色素，具有重要的生物活性。
文章对花色苷种类、提取分离和鉴定及其稳定性等方面的研究进行综述。
【总页数】5页(P391-395)【作者】张地林;刘催萍;吕静茹;褚珏;陈强红;沈波【作者单位】杭州师范大学生命与环境科学学院，浙江杭州 310036;杭州师范大学生命与环境科学学院，浙江杭州 310036;杭州师范大学生命与环境科学学院，浙江杭州 310036;杭州师范大学生命与环境科学学院，浙江杭州 310036;杭州师范大学生命与环境科学学院，浙江杭州 310036;杭州师范大学生命与环境科学学院，浙江杭州 310036【正文语种】中文【中图分类】Q946【相关文献】1.花色苷提取、分离纯化及鉴定的研究进展 [J], 于东;陈桂星;方忠祥;叶兴乾;许荷法2.植物花色苷的提取技术研究进展 [J], 巩僖;马丁;崔娜3.植物花色苷的提取技术研究进展 [J], 巩僖;马丁;崔娜4.植物多糖提取、分离纯化及鉴定方法的研究进展 [J], 陈红;杨许花;查勇;宋礼;高丹丹5.禾本科植物内生真菌研究13:禾本科植物内生真菌的分离鉴定及基因组DNA的快速提取 [J], 王永;纪燕玲;王晗;陈永敢;王志伟因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。
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花青苷种类、提取及检测
一.种类
花色素均具有类黄酮的基本结构，由两个苯环和一个含氧杂环组成的(C6-C3-C6)C15化合物(如图)，根据B环羟基化和甲基化位置和数目的不同而将花色素主要分为六类:天竺葵色素((Pelargonidin)、矢车菊色素((cyanidin)、芍药色素(peonidin)(3＇-甲基矢车菊色素)、飞燕草色素(delphinidin)、矮牵牛色素(petunidin)(3＇,5＇-甲基飞燕草色素)和锦葵色素(malvidin)( 3＇,5＇-二甲基飞燕草色素)。
不同植物中花色素发生糖苷化的位点(C3、C5和C7位等)和数目的差异，及酞化程度的不同使植物中存在着不同的花色素普，其结构复杂，但都以这六种花色素为基本结构(Grotewold，2006)。
二.提取
国内外学者对花青苷的提取做了大量研究，提取目的及目标花青苷不同，提取方法略有差异。
花青苷易溶于水、甲醇、乙醇等极性溶液，花青苷的稳定性受酶、温度、氧气、光、pH值、金属离子等理化性质的影响，在中性和碱性条件下不稳定。
提取过程常采用酸性溶液，酸能够破坏植物细胞膜并溶解水溶性色素，甲醇溶液提取效率高于乙醇及水溶液。
花青苷一般用于食品着色，考虑到甲醇的不安全因素，一般选用体积分数为1%的乙醇溶液。
采用盐酸酸化可保持提取液pH值较低，阻止无酰基花青苷的降解。
随着盐酸被浓缩，pH 值升高，导致花青苷的降解。
为获得更接近于天然状态的花青苷，采用弱有机酸或中性溶剂做初步提取，弱有机酸多用甲酸、乙酸、丙酸、柠檬酸和酒石酸，中性溶剂一般采用丙酮作提取剂。
粗提后的花青苷提取液浓度很低，浓缩时一般不超过40℃，时间也不宜太长。
1.
2.
花青苷含量的测定：用0.1%的盐酸甲醇浸提叶片2 h后,测657nm、530nm处的吸光度。
3.
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三.检测
紫外—可见光谱是花青苷结构鉴定的经典方法，其鉴定方法为：①花青苷有2个最大吸收波长,500~540nm附近及27nm附近，据此可判定是否为花青苷色素；②若B环有邻位酚羟基，则向体积分数0.01%盐酸-甲醇溶液中滴加3~5 滴AlCl3，甲醇或乙醇溶液时会出现蓝移；
③糖苷位置可据花青苷吸光度比值A440/A max判定；④在波长300~330nm间有吸收峰，表明存在酰基；⑤若在波长440n处有肩峰，则5号位羟基没被取代；⑥若在紫外光下有荧光，表明在5号位有取代基。
（取代基位置参考下图）。