可溶性糖测定

可溶性糖测定

作物可溶性糖的测定(蒽酮比色法)

测定意义 可溶性糖主要是单糖，即葡萄糖和果糖(也称还原糖)和双糖即蔗糖(也称非还原糖)组成，它是植物体内一种重要的碳水化合物，在一般植物及植物产品中，测定其含量多少，不仅能反映作物的生长状况，而且还能反映其品质。因此在植物分析中进行可溶性糖的测定颇为重要。

测定原理

糖类遇硫酸即脱水成为羟醛类：

H H

HOC COH CH—CH

脱水

H2C CH—CH HC C—CHO + 3H2O

O

OH OH

然后，蒽酮与糖醛脱水、缩合，形成糖醛衍生物，呈蓝色，蓝色的深浅，可做为定量的标准。

H H

O C —C O

+ HC C—CHO

O

CH—

CH2OH

O

试剂配制

(1)准确称取1.000g葡萄糖溶于1升容量瓶中，此清液为1000mg/L，从此液中吸取0、1、2、4、6、8、10毫升注入100毫升容量瓶中，用蒸馏水稀释至刻度，摇匀，此溶液即0、10、20、40、60、80、100mg/L糖溶液，分别吸取系列标准糖液各2ml分别注入7个比色管中，按照试样测定的方法进行处理并比色，以横坐标表示不同的糖浓度，纵坐标表示光度计的相应光密度。绘出葡萄糖的标准曲线。

(2)蒽酮溶液 称取0 1克蒽酮溶于100毫升72%的硫酸中，(每100毫升0 1%蒽酮溶液硫酸含量为比重1 84的浓硫酸74毫升)此试剂需新鲜配制，若在100毫升蒽酮试剂中加1克硫脲，则可以延长保存时间至一个月。 测定步骤

1提取：精确称取经磨细的干样品100毫克，置于一个15毫升的离心管中，加入10毫升80%酒精，在管口上盖一个塞子，保持在80～85℃热水浴内，30分钟，取出离心，把上层清液轻轻移至一个50毫升烧杯中，照此法对残渣重复提取2次，以使可溶性糖提取完全。 把上述酒精提取液置于80～85℃水浴上，使酒精蒸发，直到剩下3毫升液体为止。而后用蒸馏水定容至25毫升。作为可溶性糖的提取液。

2 测定：吸取5毫升的糖提取液至一个25毫升容量瓶中，用蒸馏水定容，取2毫升此稀释的糖提取液至一个具有塞的比色管中，然后，沿管壁缓缓注入蒽酮试剂10毫升，加

完后立即摇动半分钟，放入沸水浴中加热10分钟，取出后放入冷水中迅速冷却，待10分钟后，使之显色稳定，于620nm波长光源下进行比色，测得光密度。

结果计算

根据光密度读数，自标准曲线上查出含糖量(mg/L)，然后，代入下列公式中计算： 可溶性糖%(克/100克干样)= mg/L×25×25/5×10-6/样品重×100

注意：

(1)不经分离而分别测定葡萄糖、果糖和蔗糖的蒽酮比色法基于以下两点：1.在50℃下葡萄糖与蒽酮不显色，在此温度下果糖显色3分钟的消光度与果糖在100℃显色3 5分钟的消光度几乎相等；2.稀碱与糖溶液共热时，可破坏葡萄糖和果糖，蔗糖不被破坏，因此，在不同温度不同条件下不同糖标准工作液的操作下，可以分别测出水溶性总糖、蔗糖、果糖和葡萄糖的含量。 2 反应温度、显色时间、试剂和溶液初始温度均影响其显色状况，操作欠慎易引起误差。