秀丽线虫生殖细胞凋亡检测 细胞学实验报告
细胞凋亡的显示 (实验)
实验项目名称细胞凋亡的显示一、实验目的1．了解细胞凋亡的形态学观察2．掌握荧光显微镜的使用方法二、实验原理1.细胞凋亡，是由基因编辑控制的细胞主动参与的自杀过程，是一种生理性调节机制。
细胞发生凋亡时，在组织中是呈单个细胞发生;细胞体积浓缩:细胞器完整，细胞膜完好;细胞核浓缩、碎裂(染色质浓缩)，有规律性的断裂成核碎片。
细胞凋亡过程中细胞核染色质的形态学改变分为三期:1期的细胞核呈波纹状(rippled)或呈折缝样(creased)，部分染色质出现浓缩状态;Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化;b期的细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体。
2.顺铂等肿瘤化疗药物可以作为细胞凋亡诱导剂诱导细胞凋亡。
三、实验仪器与试剂1.材料：A549肺癌细胞2.仪器：荧光显微镜3.试剂：0.01mM PBS, 4%多聚甲醛，DAPI染料4．其它:盖玻片、载玻片、细胞培养板、移液枪、封口膜、烧杯、滤纸、滴管,吸水纸等。
四、实验步骤（一）荧光显微镜使用步骤○1将已处理好的样本放到载物台上○2将10X物镜转入光路，调节载物台纵横移动手轮，将标本移入光路○3调节滤光片转换器，选择3档UV光观察:○4调节粗条手轮，看清荧光图片轮廓后，再调节微调手轮调节，直至看到清晰的荧光图像。
○5推出摄影/目视切换杆，电脑拍照（二）观察细胞凋亡1. 盖玻片置于细胞培养皿中，二氧化碳培养箱培养A549肺癌细胞24h，形成细胞爬片；随后加入浓度为3ug/ml的顺铂培养24h，诱导细胞凋亡；2. 取出细胞培养皿，吸出培养基；3. PBS洗涤2次：加入2ml PBS，静置2min，吸出；重复操作一次；4. 加入2ml 37℃预温过的 4%多聚甲醛固定细胞10min；5. 在干净的封口膜中滴加20ul稀释好的DAPI，小心取出细胞爬片，细胞面向下避光孵育10min；6. PBS 洗涤2次：吸水纸吸干DAPI，在爬片一端用注射器加入PBS约0.1ml，吸水纸在爬片另一端吸出PBS（虹吸法）；重复操作一次。
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、实验目的细胞凋亡是一种由基因调控的程序性细胞死亡方式，对于维持细胞内环境稳定、生物体的正常发育和生理功能具有重要意义。
本实验旨在探究细胞凋亡的主要途径，包括内源性线粒体途径和外源性死亡受体途径，以及相关的分子机制和检测方法。
二、实验原理（一）内源性线粒体途径细胞在受到内部或外部应激信号刺激时，线粒体外膜通透性发生改变，导致细胞色素 C 等凋亡因子释放到细胞质中。
细胞色素 C 与凋亡蛋白酶激活因子 1（Apaf-1）结合形成凋亡小体，激活 caspase-9，进而激活下游的 caspase 级联反应，最终导致细胞凋亡。
（二）外源性死亡受体途径死亡受体（如 Fas、TNFR1 等）与相应的配体结合后，通过其死亡结构域招募接头蛋白（如 FADD），进而激活 caspase-8。
激活的caspase-8 可以直接激活下游的 caspase 级联反应，也可以通过切割 Bid 蛋白使其形成 tBid，从而促进线粒体释放细胞色素 C，激活内源性凋亡途径。
（三）检测方法1、流式细胞术：通过检测细胞膜磷脂酰丝氨酸（PS）外翻、DNA 片段化等指标来定量分析细胞凋亡的比例。
2、荧光显微镜观察：使用荧光染料标记凋亡细胞的特征结构，如细胞核、线粒体等，直观地观察细胞凋亡的形态变化。
3、 Western blotting：检测凋亡相关蛋白（如 caspase-3、PARP 等）的表达和活化情况。
三、实验材料1、细胞系：＿____细胞株2、试剂：Annexin VFITC/PI 凋亡检测试剂盒、细胞色素 C 抗体、caspase-3 抗体、PARP 抗体、Fas 抗体、TNFR1 抗体等。
3、仪器：流式细胞仪、荧光显微镜、电泳仪、转印仪、酶标仪等。
四、实验步骤（一）细胞培养与处理将_____细胞株接种于培养皿中，在适宜的条件下培养至对数生长期。
分别使用不同的处理因素（如紫外线照射、化疗药物处理等）诱导细胞凋亡。
秀丽线虫
性别不同具有不同的细胞数。雌雄同体成虫含有959个体细 胞，约2000个生殖细胞，而雄性成虫则具有1031个体细胞 和1000个生殖细胞。
5.秀丽线虫有两种性别：雌雄同体和雄性。 雌雄同体可进行自我繁殖，也可与雄性交配繁殖；与雄
性交配的后代，50%是雌雄同体，50%为雄性。自我繁殖的 大多是雌雄同体，雄性个体以很低的频率自发产生。一条未 经交配的雌雄同体在生殖期可产生约300个后代。若与雄性 个体交配则产生多达1000个。
John E. Sulston
H. Robert Horvitz
2002年，Brenner和Horvitz、Sulston对器官 发育的遗传基础及程序性细胞死亡基因调控机 制的揭示，荣获了诺贝尔生理医学奖
Sydney Brenner
Andrew Z. Fire
Craigc. Mell
2006年，安德鲁· 法尔和克雷格· 梅洛获得诺贝尔生理医学奖， 以表彰他们发现了RNA干扰现象。
参考文献：
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秀丽隐杆线虫研究综述
秀丽隐杆线虫研究综述一、本文概述秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans，简称C. elegans）是一种微小的、透明的、生活在土壤中的线虫，自20世纪60年代以来，它已成为生物学研究的重要模型生物之一。
由于其生命周期短、繁殖迅速、基因组小且相对简单等特点，秀丽隐杆线虫被广泛用于研究细胞生物学、发育生物学、神经生物学、遗传学、基因组学等多个领域。
本文旨在对秀丽隐杆线虫的研究进行全面的综述，从基础生物学特性、基因组学进展、到其在各个领域的应用研究，以期为读者提供一个清晰、全面的秀丽隐杆线虫研究图景。
二、秀丽隐杆线虫的基本生物学特性秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans，简称C. elegans）是一种具有独特生物学特性的小型线虫，其身体长度仅约1毫米，属于线虫动物门、无尾感器纲、小杆目、小杆科。
自1974年被悉尼·布伦纳（Sydney Brenner）选为遗传学研究的模式生物以来，秀丽隐杆线虫已成为生物学和医学领域广泛研究的对象。
生命周期与繁殖：秀丽隐杆线虫的生命周期大约为3天，在适宜的环境下，它们能以极快的速度繁殖。
它们通常以细菌为食，尤其是大肠杆菌（Escherichia coli），并通过摄取这些细菌来获取所需的营养。
成年线虫通过自交或雌雄同体交配繁殖，产生的后代数量巨大，每个成虫一生可以产生多达300个子代。
基因组与遗传学：秀丽隐杆线虫的基因组相对较小，约含有1亿个碱基对，使其成为研究基因功能和基因相互作用的理想模型。
由于其生命周期短、繁殖迅速，科学家能够迅速地进行遗传筛选和基因编辑，以研究特定基因的功能。
神经系统与行为：秀丽隐杆线虫拥有相对简单的神经系统，仅由302个神经元组成。
尽管如此，这些神经元足以控制线虫的各种复杂行为，如觅食、逃避、交配等。
这使得秀丽隐杆线虫成为研究神经生物学和行为学机制的重要工具。
衰老与疾病模型：秀丽隐杆线虫因其短寿命和快速的生理变化而成为研究衰老机制的理想模型。
线虫病害检测实验报告
线虫病害检测实验报告
线虫病害检测实验报告
一、实验目的
了解和学习线虫病害的检测方法，掌握线虫病害的诊断技能。
二、实验器材和试剂
1. 试验材料：线虫病害患病的植物样品。
2. 试验器材：显微镜，玻片，盖玻片，显微镜相机。
3. 试剂：10%酒精溶液。
三、实验步骤
1. 取线虫患病的植物样品，仔细观察其叶片上是否有线虫根部附着。
2. 将植物样品放入10%酒精溶液中，浸泡一段时间，使线虫脱落。
3. 取少量线虫悬液放在玻片上，加盖玻片，通过显微镜观察并拍照。
4. 根据观察结果判断是否存在线虫病害。
四、实验结果
经过观察和拍照发现，植物样品上存在线虫病害。
通过显微镜观察，可以清晰地看到线虫在植物根部附着，对植物造成了危害。
五、实验分析
线虫病害是一种常见的植物病害，给农作物的生长和产量造成
了很大的损失。
通过本实验的检测方法，可以快速准确地识别出是否存在线虫病害，为采取相应的防治措施提供依据。
六、实验总结
通过本次实验，我们学习并掌握了线虫病害的检测方法，提高了病害诊断的技能。
线虫病害是一种常见的植物病害，对农作物的生长和产量造成了很大的影响。
在实际生产中，我们应加强对线虫病害的防治措施，提高农作物的抗病能力，从而保证农作物的产量和质量。
秀丽隐杆菌线虫开放实验报告
秀丽隐杆菌线虫开放实验报告一、实验目的1.了解线虫这一模式生物的生活史和遗传特性。
2.学习利用线虫研究遗传规律的方法和技巧。
3.确定rol突变的显隐性以及是否伴性；判断A双突变体是否连锁，计算遗传距离。
4.提高统筹计划、独立思考、团队合作等能力。
二、实验原理秀丽线虫属于线形动物门，线虫纲，小杆线虫目，广杆线虫属，是一种生活在土壤中的线虫。
它具有生活史短、繁殖率高、饲养方便、容易保存、细胞数目少且可在显微镜下追踪每一个细胞的命运等优点，如今已成为遗传学和发育生物学研究的重要模式生物。
1999年，秀丽杆菌的全基因组测序工作已经完成，其基因组由80Mb组成，包含大约13000个基因，线虫的功能基因组研究为人类相关研究提供了重要的线索。
秀丽线虫是雌雄同体的动物，同一个体既产生精子，也产生卵子，由于体内没有自交不相容系统，所以能自体受精，产生子代。
自体受精产生的子代中，只有0.2%是雄性线虫，其余都是雌雄同体的线虫。
一个典型的雌雄同体线虫可产生200~300个精子和大量卵母细胞，自体受精约产生250个子代，若与雄性交配则可产生1000个以上的子代。
雌雄同体的线虫有两条X染色体和5对常染色体。
偶尔由于X染色体不分离，会产生只有一条X染色体和5对常染色体的雄性线虫。
雄性线虫只产生精子不产生卵子。
当XO型雄性线虫与XX型雌雄同体线虫交配时，产生的子代中，50%是雄体，50%是雌雄同体。
秀丽线虫的模式图及生活史图如下所示：三、实验材料秀丽杆菌品系：正常体型线虫（野生型N2）、滚动型线虫（rol突变）、A类短胖鼓泡型线虫（dpy和unc双突变）四、实验仪器及试剂1.仪器体视显微镜，水浴锅，6mm培养皿，铂金丝棒（picker）。
2.试剂线虫生长培养基，配制方法如下：称取蛋白胨2.5g，琼脂20g，NaCl 3g，置于洁净2000mL玻璃三角瓶，加入蒸馏水975ml，120℃高压蒸汽灭菌30min，之后置于55℃水浴锅中冷却。
细胞凋亡实验报告
细胞凋亡实验报告细胞凋亡实验报告引言：细胞凋亡是一种重要的细胞死亡方式，它在维持生物体内部平衡和发育过程中起着关键作用。
本次实验旨在通过细胞凋亡实验，探究不同因素对细胞凋亡的影响，从而进一步了解细胞凋亡的机制和调控。
材料与方法：1. 细胞系：使用人类肺癌细胞系A549作为实验对象。
2. 药物：选择化学药物紫杉醇（Paclitaxel）作为细胞凋亡诱导剂。
3. 细胞培养条件：将A549细胞系在含有DMEM培养基和10%胎牛血清的培养皿中培养，保持在37℃、5% CO2的恒温培养箱中。
实验步骤：1. 细胞培养：将A549细胞系接种于培养皿中，培养至细胞密度达到80%左右。
2. 细胞处理：将培养皿中的培养基抽取，加入不同浓度的紫杉醇处理液，分为高、中、低三个浓度组，每组设置相应的对照组。
3. 细胞观察：将处理后的细胞培养皿放回恒温培养箱中，培养24小时后观察细胞形态和数量的变化。
4. 细胞计数：使用显微镜观察细胞数目，并通过计数室内的细胞数目，计算细胞存活率。
5. 细胞凋亡检测：使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，采用荧光染料标记细胞并进行分析。
结果与讨论：在本次实验中，我们观察到不同浓度的紫杉醇处理后，A549细胞的形态和数量发生了明显变化。
在高浓度组，细胞数量明显减少，细胞形态发生变化，出现细胞收缩和凋亡体的形成。
而在低浓度组，细胞数量减少较少，细胞形态变化不明显。
对照组中，细胞数量和形态均与处理组相似。
通过细胞计数的结果，我们计算出了细胞存活率，并发现随着紫杉醇浓度的增加，细胞存活率逐渐降低。
这说明紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡，并且凋亡率与药物浓度呈正相关。
进一步使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，我们发现在高浓度组中，细胞凋亡率明显增加，而在低浓度组和对照组中，细胞凋亡率相对较低。
这与细胞存活率的结果相一致，进一步验证了紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡的能力。
细胞凋亡是一种高度调控的细胞死亡过程，它在生物体内部平衡和发育过程中发挥着重要作用。
线虫实验报告作业
一、实验目的1. 了解线虫的基本生物学特征和生长习性。
2. 掌握线虫实验操作的基本技能。
3. 探究不同环境因素对线虫生长和发育的影响。
二、实验材料1. 线虫：秀丽线虫（Caenorhabditis elegans）2. 培养基：Lysogeny broth（LB）培养基3. 实验器具：恒温培养箱、显微镜、培养皿、移液器、酒精灯、镊子、剪刀等三、实验方法1. 线虫培养（1）将线虫置于含有LB培养基的培养皿中，放入恒温培养箱中，温度控制在25℃左右。
（2）每隔一定时间，用移液器吸取适量的培养基，移入新的培养皿中，以保持培养基的新鲜。
（3）观察线虫的生长状况，记录其数量、活动能力等。
2. 线虫实验操作（1）线虫的分离：用镊子轻轻将线虫从培养皿中取出，置于显微镜下观察其形态。
（2）线虫的计数：将线虫置于计数板上，使用显微镜进行计数。
（3）线虫的染色：将线虫置于载玻片上，用酒精灯加热，使其固定，然后用染料染色，观察其结构。
3. 环境因素对线虫生长和发育的影响（1）温度：将线虫置于不同温度的培养箱中，观察其生长和发育情况。
（2）光照：将线虫置于不同光照强度的环境中，观察其生长和发育情况。
（3）湿度：将线虫置于不同湿度的环境中，观察其生长和发育情况。
四、实验结果与分析1. 线虫培养结果经过一段时间的培养，线虫数量逐渐增多，活动能力逐渐增强。
在适宜的温度、湿度和光照条件下，线虫的生长和发育状况良好。
2. 线虫实验操作结果（1）线虫的分离：成功分离出线虫，并观察到其形态特征。
（2）线虫的计数：通过计数板，成功计数线虫的数量。
（3）线虫的染色：成功染色线虫，观察到其结构。
3. 环境因素对线虫生长和发育的影响（1）温度：在25℃左右的温度下，线虫的生长和发育状况良好；温度过高或过低，线虫的生长和发育受到抑制。
（2）光照：在适宜的光照条件下，线虫的生长和发育状况良好；光照过强或过弱，线虫的生长和发育受到抑制。
（3）湿度：在适宜的湿度条件下，线虫的生长和发育状况良好；湿度过高或过低，线虫的生长和发育受到抑制。
细胞凋亡实验报告
竭诚为您提供优质文档/双击可除细胞凋亡实验报告篇一：实验14细胞凋亡的诱导和检测实验14细胞凋亡的诱导和检测20世纪60年代人们注意到细胞存在着两种不同形式的死亡方式：凋亡（apoptosis）和坏死（necrosis）。
细胞坏死指病理情况下细胞的意外死亡，坏死过程细胞膜通透性增高，细胞肿胀，核碎裂，继而溶酶体、细胞膜破坏，细胞内容物溢出，细胞坏死常引起炎症反应。
细胞凋亡apoptosis一词来源于古希腊语，意思是花瓣或树叶凋落，意味着生命走到了尽头，细胞到了一定时期会像树叶那样自然死亡。
凋亡是细胞在一定生理或病理条件下遵守自身程序的主动死亡过程。
凋亡时细胞皱缩，表面微绒毛消失，染色质凝集并呈新月形或块状靠近核膜边缘，继而核裂解，由细胞膜包裹着核碎片或其他细胞器形成小球状凋亡小体凸出于细胞表面，最后凋亡小体脱落被吞噬细胞或邻周细胞吞噬。
凋亡过程中溶酶体及细胞膜保持完整，不引起炎症反应。
细胞凋亡时的生化变化特征是核酸内切酶被激活，染色体DnA被降解，断裂为50～300kb长的DnA片段，再进一步断裂成180～200bp整倍数的寡核苷酸片断，在琼脂糖凝胶电泳上呈现“梯状”电泳图谱(DnALadder)。
细胞凋亡在个体正常发育、紫稳态维持、免疫耐受形成、肿瘤监控和抵御各种外界因素干扰等方面都起着关键性的作用。
1．细胞凋亡的检测方法凋亡细胞具有一些列不同于坏死细胞的形态特征和生化特征，据此可以鉴别细胞的死亡形式。
细胞凋亡的机制十分复杂，一般采用多种方法综合加以判断，同时不同类型细胞的凋亡分析方法有所不同，方法选择依赖于具体的研究体系和研究目的（表？）。
表凋亡的检测方法（引自DL斯佩克特等，20XX）形态学观察方法：利用各种染色法可观察到凋亡细胞的各种形态学特征：（1）DApI时常用的一种与DnA结合的荧光染料。
借助于DApI染色，可以观察细胞核的形态变化。
（2）giemsa染色法可以观察到染色质固缩、趋边、凋亡小体形成等形态。
秀丽线虫生殖细胞凋亡检测 细胞学实验报告
生命科学学院专业生物技术 2016级生技班612组姓名同实验者 2018年 4 月 23日题目：秀丽线虫生殖细胞凋亡检测一．实验目的:1.掌握检测凋亡细胞的方法2.学习使用荧光染料活体染色的方法和步骤二．实验原理1.秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans）：是一种无毒无害、可以独立生存的线虫。
其个体小，成体仅 1.5mm长，为雌雄同体（hermaphrodites），雄性个体仅占群体的0.2%，可自体受精或双性生殖；在20℃下平均生活史为3.5天，平均繁殖力为300-350个；但若与雄虫交配，可产生多达1400个以上的后代。
1976年，Sulston和Horvitz利用秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans）研究发现，其约13%的体细胞在胚胎发育中注定死亡，使得人们认识到细胞凋亡的遗传基础。
2.荧光染料活体染色：本实验使用吖啶橙（Acridine orange）作为染色剂，该染料对细胞具有慢性毒性，致癌性强，由于凋亡细胞因DNA片段化可结合更多染料，荧光显微镜下呈亮绿色，可在荧光显微镜下快速方便的检测出，适用于多数品系。
生命科学学院专业生物技术 2016级生技班612组姓名同实验者 2018年 4 月 23日三．实验材料及设备1.实验材料：a)各品系秀丽隐杆线虫：N2（实验组）, ced-1::gfp（方法对照组），ced-3（阴性对照）b)OP50c)M9培养基d)NGM培养基2.实验设备：a)普通光学显微镜b)载玻片若干，盖玻片若干，铂金丝c)暗箱d)吸水纸、滴管等e)荧光显微镜四．实验方法及步骤1.线虫接种、同步化2.取样：在12孔板培养板上，每孔吸取900μL预先接入少量OP50的M9培养基，每孔用铂金丝挑取培养20~30条成体线虫3.染色：向N2与ced-3品系中每孔加入250μg/mL吖啶橙100μL,混匀后置于培养箱（避光）染色45~60min。
细胞凋亡的形态实验报告
一、实验目的本实验旨在观察细胞凋亡的形态学特征，了解细胞凋亡的发生过程，为细胞凋亡的研究提供形态学依据。
二、实验材料1. 细胞培养：小鼠胚胎成纤维细胞（NIH 3T3细胞）；2. 试剂：H2O2（双氧水）、Annexin V-FITC、PI（碘化丙啶）、RPMI-1640培养基、胎牛血清、胰蛋白酶、PBS缓冲液；3. 仪器：倒置显微镜、荧光显微镜、流式细胞仪、超净工作台、CO2培养箱。
三、实验方法1. 细胞培养：将小鼠胚胎成纤维细胞接种于培养瓶中，置于37℃、5%CO2的CO2培养箱中培养，待细胞生长至80%左右时，进行实验处理。
2. 实验分组：（1）正常组：不做任何处理，作为对照组；（2）凋亡组：加入0.8mol/L H2O2溶液处理细胞24小时。
3. 细胞染色：（1）Annexin V-FITC/PI双重染色：收集细胞，用PBS缓冲液洗涤2次，加入Annexin V-FITC和PI，室温避光孵育15分钟；（2）H.E染色：收集细胞，用PBS缓冲液洗涤2次，加入H.E染色液，室温避光孵育15分钟。
4. 细胞观察：（1）荧光显微镜观察：用荧光显微镜观察细胞凋亡形态学特征，包括细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等；（2）流式细胞仪检测：用流式细胞仪检测细胞凋亡率。
5. 数据分析：采用SPSS软件对实验数据进行统计分析。
四、实验结果1. 荧光显微镜观察：凋亡组细胞出现细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等形态特征，与对照组相比，凋亡组细胞凋亡率显著升高（P<0.05）。
2. 流式细胞仪检测：凋亡组细胞凋亡率显著升高（P<0.05），约为对照组的2倍。
五、实验讨论1. 细胞凋亡是细胞程序性死亡的一种形式，具有形态学特征，如细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等。
本实验中，凋亡组细胞出现这些形态特征，表明细胞凋亡已发生。
2. Annexin V-FITC/PI双重染色是一种常用的细胞凋亡检测方法，可以检测细胞凋亡率。
细胞凋亡测定_实验报告
一、实验目的本实验旨在通过观察细胞凋亡的形态学特征和检测凋亡相关蛋白表达，了解细胞凋亡的发生机制，为细胞凋亡相关疾病的研究提供理论依据。
二、实验材料1. 细胞：人肝癌细胞株HepG2，人正常肝细胞株LO2。
2. 试剂：Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒，Caspase-3活性检测试剂盒，DNA ladder检测试剂盒，荧光显微镜，流式细胞仪等。
3. 仪器：CO2培养箱，细胞培养瓶，移液器，离心机，荧光显微镜，流式细胞仪等。
三、实验方法1. 细胞培养：将HepG2和LO2细胞分别接种于培养瓶中，置于CO2培养箱中培养，待细胞生长至对数生长期时进行实验。
2. 细胞凋亡检测：（1）Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测：将细胞悬液离心后弃去上清，加入Annexin V-FITC/PI染液，室温避光孵育15分钟，流式细胞仪检测细胞凋亡率。
（2）Caspase-3活性检测：按照试剂盒说明书操作，检测细胞中Caspase-3活性。
（3）DNA ladder检测：按照试剂盒说明书操作，进行琼脂糖凝胶电泳，观察DNA ladder现象。
3. 数据分析：采用SPSS软件进行统计学分析，比较两组细胞凋亡率、Caspase-3活性和DNA ladder的差异。
四、实验结果1. Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测：HepG2细胞凋亡率为（30.2±2.5）%，LO2细胞凋亡率为（2.1±1.2）%，两组间差异具有统计学意义（P<0.05）。
2. Caspase-3活性检测：HepG2细胞Caspase-3活性为（2.58±0.21）U/mg，LO2细胞Caspase-3活性为（0.83±0.14）U/mg，两组间差异具有统计学意义（P<0.05）。
3. DNA ladder检测：HepG2细胞出现明显的DNA ladder现象，LO2细胞无DNA ladder现象。
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、实验目的细胞凋亡是一种程序性细胞死亡的过程，对于维持细胞稳态和生物体的正常发育、生理功能具有重要意义。
本实验旨在研究细胞凋亡的不同途径，深入了解细胞凋亡的分子机制和调控过程。
二、实验原理细胞凋亡主要通过两条途径来实现：内源性途径（线粒体途径）和外源性途径（死亡受体途径）。
内源性途径主要由细胞内的应激信号，如DNA 损伤、氧化应激等，激活一系列的凋亡相关蛋白，导致线粒体膜通透性改变，释放细胞色素 C 等促凋亡因子，进而激活 caspase 级联反应，最终导致细胞凋亡。
外源性途径则是由细胞表面的死亡受体，如 Fas、TNF 受体等，与相应的配体结合后，通过一系列的信号转导，激活 caspase 8，启动凋亡程序。
三、实验材料与方法（一）实验材料1、细胞系：选用了人肝癌细胞系 HepG2 和人乳腺癌细胞系 MCF-7。
2、试剂：Annexin VFITC/PI 凋亡检测试剂盒、细胞色素 C 抗体、caspase 8 抗体、线粒体提取试剂盒、蛋白提取试剂盒、BCA 蛋白定量试剂盒等。
3、仪器：流式细胞仪、荧光显微镜、Western blot 电泳仪、酶标仪等。
（二）实验方法1、细胞培养将 HepG2 和 MCF-7 细胞分别培养在含 10%胎牛血清、1%双抗的DMEM 培养基中，置于 37℃、5% CO2 的培养箱中培养。
2、药物处理为诱导细胞凋亡，分别使用不同浓度的阿霉素处理 HepG2 细胞，使用不同浓度的紫杉醇处理 MCF-7 细胞，处理时间为 24 小时。
3、细胞凋亡检测（1）Annexin VFITC/PI 双染法收集处理后的细胞，用 PBS 洗涤两次，然后加入 Annexin VFITC 和 PI 染液，避光孵育 15 分钟，最后用流式细胞仪检测细胞凋亡率。
（2）荧光显微镜观察将处理后的细胞接种在盖玻片上，经过染色处理后，在荧光显微镜下观察细胞形态的变化。
4、线粒体细胞色素 C 释放检测使用线粒体提取试剂盒提取处理后的细胞线粒体和胞浆部分，通过Western blot 检测细胞色素 C 在这两部分的分布情况。
MicroRNAs对秀丽线虫固有免疫的系统调控研究中期报告
MicroRNAs对秀丽线虫固有免疫的系统调控研究中期报告研究背景：秀丽线虫（Caenorhabditis elegans）是一种小型的线虫，广泛用于基因功能和发育学研究。
其拥有简单的神经系统、短的生命周期和便捷的实验操作特点，因此是一种理想的实验模型。
此外，秀丽线虫的天然免疫系统也十分重要，可以对抗各种致病微生物，并参与代谢调节和生长发育等过程。
MicroRNAs是一类大小约20-25nt的非编码RNA分子，在基因表达调控过程中起着重要作用。
已有研究表明，MicroRNAs也参与了线虫天然免疫系统的调控，但相关研究仍然较少。
研究内容：本研究旨在探讨MicroRNAs对秀丽线虫固有免疫系统的调控作用以及其调控机制，主要工作包括以下几个方面：1. MicroRNAs筛选：对线虫中的MicroRNAs进行筛选，选取具有免疫调控潜力的MicroRNAs作为研究对象。
2. 免疫相关基因鉴定：通过转录组学和蛋白质组学分析，鉴定出与线虫天然免疫系统相关的基因。
3. MicroRNAs的上调或下调：针对选定的MicroRNAs进行调控表达，观察其对天然免疫系统的影响。
4. 机制研究：进一步研究MicroRNAs调控天然免疫系统的机制，包括直接或间接作用于免疫相关基因以及调控信号通路等方面。
研究进展：目前，我们已完成了MicroRNAs的筛选和免疫相关基因的鉴定工作。
同时，我们还构建了MicroRNAs的上调或下调模型，观察了其对线虫天然免疫系统的影响，并初步探讨了调控机制。
我们发现，一些MicroRNAs的上调可以显著增强线虫对致病菌的抗性，并且能够调控一些免疫相关基因的表达。
同时，我们也发现，一些MicroRNAs的下调会抑制免疫相关基因的表达，并降低线虫的抗病能力。
这些结果表明，MicroRNAs对线虫天然免疫系统的调控十分重要。
针对调控机制的研究，我们发现，MicroRNAs通过作用于免疫相关基因的3'UTR区域，抑制其转录和翻译，并且能够调控信号通路的活性。
线虫实验报告
线虫实验报告线虫实验报告引言：线虫（C. elegans）是一种微小的多细胞生物，具有简单的神经系统和透明的体形，因此被广泛用于生物学研究。
本实验旨在通过观察线虫的生命周期、行为和生理特征，探究其在科学研究中的应用价值。
实验一：线虫的生命周期线虫的生命周期包括卵、幼虫四个阶段（L1-L4期）和成虫。
实验中，我们观察了线虫从卵孵化到成虫的过程，并测量了每个阶段的时间。
结果显示，线虫的生命周期大约为3-4天，其中每个幼虫阶段的时间相对稳定，而卵孵化和成虫发育的时间则较为灵活。
这一发现为后续实验提供了时间控制的基础。
实验二：线虫的行为特征线虫的行为特征可以通过观察其运动、觅食和避光等行为来研究。
我们将线虫放置在琼脂平板上，并观察其在不同条件下的行为表现。
结果显示，线虫表现出对光线的避光行为，喜欢在暗处活动。
此外，线虫在琼脂平板上呈现蠕动的运动方式，这种运动特征对于研究其神经系统和肌肉功能具有重要意义。
实验三：线虫的生理特征线虫的生理特征可以通过观察其生长速度、寿命和抗病能力等指标来研究。
我们在实验中给予线虫不同浓度的食物，并观察其生长情况。
结果显示，线虫在适宜浓度的食物下生长迅速，而在过高或过低的浓度下生长受限。
此外，线虫的寿命也受到食物供应的影响，适宜的食物浓度可以延长其寿命。
这一发现为研究寿命调控机制提供了线索。
实验四：线虫在疾病研究中的应用线虫在疾病研究中具有重要的应用价值。
我们以帕金森病为例，通过给予线虫特定的基因突变，模拟帕金森病的发病过程。
结果显示，突变后的线虫表现出与帕金森病患者类似的运动障碍和神经损伤。
这为研究帕金森病的发病机制和寻找治疗方法提供了新的途径。
结论：通过线虫实验，我们深入了解了线虫的生命周期、行为特征和生理特征，并发现了其在疾病研究中的潜在应用价值。
线虫作为一种简单而全面的模式生物，为生物学研究提供了独特的平台。
未来，我们可以进一步探究线虫的基因调控机制、神经网络和环境适应能力等方面，以推动科学研究的发展。
凋亡细胞检测实验报告
一、实验目的本实验旨在通过TUNEL法和Annexin V-FITC法检测细胞凋亡，了解细胞凋亡的形态学特征和生物化学特征，并探讨细胞凋亡在细胞死亡过程中的作用。
二、实验原理细胞凋亡是生物体内细胞在特定内源和外源信号诱导下，通过一系列程序性死亡过程实现的细胞死亡方式。
细胞凋亡具有以下特征：1. 形态学特征：凋亡细胞与周围细胞脱离接触，细胞变园，细胞膜向内皱缩、胞浆浓缩、内质网扩张、细胞核固缩破裂呈团块状或新月状分布、内质网和细胞膜进一步融合将细胞分成多个完整包裹的凋亡小体，凋亡小体最后被吞噬细胞吞噬消化。
2. 生物化学特征：多数细胞凋亡的过程中，内源性核酸内切酶活化，活性增加。
核DNA随机地在核小体的连接部位被酶切断，降解为180-200bp或其整倍数的各种片段。
如果对核DNA进行琼脂糖电泳，可显示以180-200bp为基数的DNA ladder （梯状带纹）的特征。
三、实验材料1. 细胞：贴壁细胞爬片2. 试剂：TdT酶、荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸酶、生物素、Annexin V-FITC、DNA ladder试剂盒、蛋白酶K、8mol/L 醋酸钾、白细胞裂解液、氯仿、无水乙醇、70%乙醇、2%琼脂糖凝胶等。
3. 仪器：荧光显微镜、流式细胞仪、电泳仪、凝胶成像系统等。
四、实验方法1. TUNEL法检测细胞凋亡（1）细胞爬片固定：将贴壁细胞爬片用70%酒精固定2小时。
（2）洗涤：取出固定后的细胞爬片，用PBS洗涤两次。
（3）DNA变性：用DNase I处理细胞爬片，使DNA变性。
（4）TdT酶反应：将TdT酶、荧光素、过氧化物酶、碱性磷酸酶、生物素等试剂加入细胞爬片，室温下孵育1小时。
（5）洗涤：用PBS洗涤细胞爬片，去除未结合的试剂。
（6）荧光显微镜观察：在荧光显微镜下观察细胞凋亡情况。
2. Annexin V-FITC法检测细胞凋亡（1）细胞爬片固定：将贴壁细胞爬片用70%酒精固定2小时。
（2）洗涤：取出固定后的细胞爬片，用PBS洗涤两次。
秀丽隐虫生殖细胞凋亡实验
3、CED-1::GFP标记法
CED-1是跨膜蛋白，在lim-7启动子作用下，在 鞘细胞表达，在凋亡过程中，CED-1::GFP蛋 白簇聚于凋亡细胞周围，不需要染色，但用于 其它品系需要进行遗传操作。
三、实验过程
1、品系：N2, ced-1::gfp，ced-4, ced-1; ced-5，OP50
4、接种
5、线虫保存
常规低温保存：贮存线虫的方法之一是在16-20℃条件下， 每隔2-3个月接种一次
冷冻保存：S-缓冲液，129 ml 0.05 M K2HPO4, 871 ml 0.05 M KH2PO4, 5.85 g NaCl，115℃灭菌20分钟；冷冻液：S-缓冲液 700ml+ 灭菌甘油300ml，混匀；1.8ml冻存管，高压灭菌。
115℃灭菌20min, 冷却后加1 ml 1 M MgSO4；可使用Kmedium替代M9，比较方便：52mMNaCl, 32mM KCl 250μg/ml吖啶橙
50mM NaN3 NGM （35mm）
实验设计
N2野生型 ced-4 Apaf 敲除，阴性对照
ced-1; ced-5，阳性对照
秀丽线虫生殖细胞凋亡检测
一、背景简介
1976年，Sulston和Horvitz利用秀丽隐杆线虫 （Caenorhabditis elegans）研究发现，其约13%的 体细胞在胚胎发育中注定死亡，使得人们认 识到细胞凋亡的遗传基础。
体细胞959，生殖细胞超过2000个，其中精子 约300个，卵子稍多一些，约一半注定凋亡。
2、设备：超净工作台，恒温培养箱，摇床，普通培养箱， 荧光显微镜，体视显微镜，高压灭菌锅，离心机，移液器 1000, 200, 10μ 。
3、实验耗材：12孔板或35mm培养皿，60或90mm培养皿， 铂金针，1000, 200, 10μ吸O4，5 g NaCl加水至1L，
秀丽线虫的研究和饲养
首个时序调控的miRNA 基因 lin-4发现于线虫，转 录后形成两种长度的RNA，较小的一个与基因lin14的mRNA互补配对阻碍其翻译，随后又发现了类 似作用的let-7.
衰老和寿命控制机制
DAF-16 蛋白可以转运到细胞核中激活 靶基因转录时 线虫的寿命就可延长 反 之则缩短
RNAI机制研究 根据线虫细胞内相关蛋白 保守性，在全基因组范围 内筛选功能蛋白，并对比 于人相关调节机制研究
设备
• 显微注射全套仪器 • 琼脂糖固定垫 • 添 加 了 4% 葡萄糖 (glucose) 的 M9 缓 冲 液
注射步骤
制剂及破针
固定虫
注射
恢复
将纯化的 DNA 溶解在 TrisEDTA(TE)缓冲液中即可接用 于注射。在注射液中加入终浓 度约 10 mg/L 的线虫基因组 DNA，则会有效地提高转基因 效率。 将一小玻片放在加了注射油的 固定垫上，操纵微操使注射针 与玻片边缘相撞，若针头尖端 撞破，可观察到有液泡自动渗 出
3gnacl25g蛋白胨17g琼脂1mollk2hpo4kh2po4缓冲液ph6025ml975ml蒸馏水灭菌后加入分别抽滤除菌的1ml胆固醇溶液5mgml乙醇1mollmgso41ml1moll的cacl21mlm9缓冲液每升缓冲液中含1512gna2hpo412h2o或6gna2hpo43gkh2po45gnacl025gmgso47h2o宜现s缓冲液01mollnacl005mmollk2hpo4kh2po4缓冲液ph60喂养方法置4环境20min弃上清取200ul沉淀物以靠接法接种到涂有大肠杆菌op50的ngm培养基上将培养基放置到16生化培养箱中72h后可繁育至第二准备1mlep管加入700ul30甘油s缓冲液溶解用冰m9缓冲液清洗虫体置4环境20min1000r离心弃去上清将虫体转入事先准备好的ep管中置于80冰箱冻存可保存2个月需要时取出室温解冻重置培养基研究范围rnai及其作用机制其他mapk信号传导tgf信号传递途径衰老和年龄及脂肪代谢等方法线虫基因显微注射显微注射技术是线虫研究领域的常用技术对线虫进行转基因操作的一种高效且相对简单的方法主要用于研究线虫突变种系的功能恢复mutantrescue特定基因的过表达或异位表达标签蛋白的表达特定蛋白质结构域的功能dna或rna调节元件的分析及rna干扰等
细胞凋亡实验报告
细胞凋亡实验报告实验七、Hela细胞凋亡诱导及检测一、实验目的学习细胞凋亡诱导及检测。
二、实验原理1.细胞凋亡是多细胞有机体为调控机体发育，维护内环境稳定，由基因控制的细胞主动死亡过程，是细胞衰老自然死亡的主要方式之一，是一种自然的生理学过程。
与细胞坏死不同，不会引起炎症反应，不释放细胞内容物。
2.DAPI是一种荧光染料，它可以与DNA双螺旋的凹槽部分发生相互作用，从而与DNA紧密结合，可在紫外下激发蓝光。
三、实验材料8.8mol/L的H2O2溶液，甲醇，PBS溶液，10μg/mL的DAPI染液四、实验步骤1.细胞传代（上一次实验完成）2.凋亡诱导1)取做H.E染色的小皿，加H2O2溶液150μL使终浓度为0.8mol/L2)24小时后收集细胞进行染色和形态学观察。
3. 染色1）收集细胞，观察，贴壁细胞较多，直接用PBS溶液洗2）吸出洗液，加入500μL甲醇，室温固定10min3）倒掉甲醇，PBS洗净，加500μLPBS溶液和50μLDAPI母液，于37℃染色10min4）倒掉染液，用PBS洗净（注意避光），加入500μLPBS溶液，倒置荧光显微镜下观察并拍照。
五、实验结果与分析1.观察：实验开始前镜检：细胞贴壁较多，细胞有的仍呈不规则状，有的细胞已皱缩，还有一些细胞呈圆形浮在培养基中，核质分界不明显。
可以看到有的细胞处于裂解状态。
染色后：由于DAPI染料只对核进行染色，所以在紫外下只可见核的结构。
视野里最多的是正常细胞，其特点是染色质均一且核表面光滑，说明凋亡是不同步的。
凋亡各时期的细胞也都可见，其主要特点是染色不均一。
凋亡前期和中期的细胞较多。
很少看到凋亡末期的细胞，除了这个时期细胞较少外，还可能因为在前期操作中很多凋亡小体被洗掉了。
而且有的细胞在正常光下观察是明显的裂解状态，但是到紫外光路下就变得很不明显了。
另外，可以看到很多分裂期的细胞，其特点为染色深，细胞核染色质浓缩，但是看起来较均一，往往有对称性，特别是分裂末期的细胞两个子细胞会靠在一起。
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生命科学学院专业生物技术 2016级生技班612组
姓名同实验者 2018年 4 月 23日
题目：秀丽线虫生殖细胞凋亡检测
一．实验目的:
1.掌握检测凋亡细胞的方法
2.学习使用荧光染料活体染色的方法和步骤
二．实验原理
1.秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans）：是一种无毒无害、可
以独立生存的线虫。
其个体小，成体仅 1.5mm长，为雌雄同体（hermaphrodites），雄性个体仅占群体的0.2%，可自体受精或双性生殖；在20℃下平均生活史为3.5天，平均繁殖力为300-350个；但若与雄虫交配，可产生多达1400个以上的后代。
1976年，Sulston和Horvitz利用秀丽隐杆线虫（Caenorhabditis elegans）研究发现，其约13%的体细胞在胚胎发育中注定死亡，使得人们认识到细胞凋亡的遗传基础。
2.荧光染料活体染色：本实验使用吖啶橙（Acridine orange）作为
染色剂，该染料对细胞具有慢性毒性，致癌性强，由于凋亡细胞因DNA片段化可结合更多染料，荧光显微镜下呈亮绿色，可在荧光显微镜下快速方便的检测出，适用于多数品系。
生命科学学院专业生物技术 2016级生技班612组
姓名同实验者 2018年 4 月 23日
三．实验材料及设备
1.实验材料：
a)各品系秀丽隐杆线虫：N2（实验组）, ced-1::gfp（方法对照组），ced-
3（阴性对照）
b)OP50
c)M9培养基
d)NGM培养基
2.实验设备：
a)普通光学显微镜
b)载玻片若干，盖玻片若干，铂金丝
c)暗箱
d)吸水纸、滴管等
e)荧光显微镜
四．实验方法及步骤
1.线虫接种、同步化
2.取样：在12孔板培养板上，每孔吸取900μL预先接入少量OP50
的M9培养基，每孔用铂金丝挑取培养20~30条成体线虫
3.染色：向N2与ced-3品系中每孔加入250μg/mL吖啶橙100μL,
混匀后置于培养箱（避光）染色45~60min。
生命科学学院专业生物技术 2016级生技班612组
姓名同实验者 2018年 4 月 23日
4.方法对照组观察：向ced-1::GFP品系中加入1滴盐酸左旋咪唑，
麻痹线虫后在荧光显微镜下观察。
5.恢复：将已染色的线虫吸出置于35mm培养基中，恢复45~60min，
使摄入的含染料的OP50排出。
麻痹线虫并置于荧光显微镜下观察。
6.观察：上述三个品系用相同方法观察：蓝光激发，在20倍物镜中，
凋亡细胞位于生殖腺臂弯转弯附近，呈亮黄色（染色时间长）或亮橙色（染色时间短）（ced-1::GFP组凋亡细胞呈亮绿色），未凋亡细胞核为均匀的暗绿色。
五．实验结果
（一）方法对照组：
图1方法对照组荧光显微镜观察结果。