大鼠侧脑室穿刺给药方法
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术是一种常见的神经外科手术，用于治疗脑脊液积聚
或测量脑脊液压力。
以下是脑室穿刺术的基本操作步骤：
1. 患者准备：
- 患者需要空腹，通常在手术前6小时内停止进食和饮水。
- 患者应该在手术前进行全身检查，并提供血液检查和影像学
检查结果。
2. 麻醉：
- 通常使用局部麻醉，但在某些情况下可能需要全身麻醉。
- 当使用局部麻醉时，医生会在头部表面注射麻醉药物，以确
保患者不会感到痛苦。
3. 确定穿刺点：
- 医生会使用影像学技术，如CT或MRI扫描，来确定最佳的
穿刺点。
- 穿刺点通常选择在头骨的特定位置，以便能够准确进入脑室。
4. 穿刺过程：
- 医生会用消毒剂清洁穿刺点的皮肤，并注射局麻药以减少疼痛。
- 接下来，医生会使用尖锐的穿刺针穿过头皮、颅骨和硬膜，最终进入脑室。
- 一旦进入脑室，医生会取出穿刺针的内芯，以便进行样本采集或脑脊液引流。
- 在操作完成后，医生会在穿刺点处覆盖创口以避免感染，并采取必要的应对措施。
5. 后期护理：
- 穿刺术后，患者需要保持卧床休息，直到麻醉效果消退。
- 医生会定期观察患者的症状和体征，并进行必要的检查。
- 患者需要密切关注任何并发症的迹象，如头痛、发热、出血等。
需要注意的是，脑室穿刺术是一项复杂的手术，操作时需要非常谨慎。
在进行手术之前，患者应该与医生详细讨论手术风险和潜在的并发症。
请注意：以上内容仅供参考，具体操作步骤应根据医生的指示和实际情况进行。
盐酸多奈哌齐对侧脑室注射Aβ25-35大鼠海马脑源性神经营养因子表达的影响
盐酸多奈哌齐对侧脑室注射Aβ25-35大鼠海马脑源性神经营养因子表达的影响王亮亮; 王哲; 高旭红; 李黎黎; 马中子; 孟宪峰【期刊名称】《《中国全科医学》》【年(卷),期】2010(013)002【总页数】3页(P166-168)【关键词】脑源性神经生长因子; 盐酸多奈哌齐; 海马; A25-35【作者】王亮亮; 王哲; 高旭红; 李黎黎; 马中子; 孟宪峰【作者单位】110001 辽宁省沈阳市中国医科大学附属第一医院心理科; 中国医科大学解剖学教研室【正文语种】中文【中图分类】R749.1脑源性神经营养因子 (brain-derivedneurotrophicfactor,BDNF)是神经营养因子家族的一个重要成员,广泛分布于中枢神经系统,具有重要的神经保护作用并对学习记忆功能有重要的作用[1-2]。
同时,研究还发现阿尔茨海默病 (Alzheimer disease,AD)患者海马、皮质、基底前脑神经元中 BDNF和它的受体(tyrosinekinaseB,trkB)表达明显下降,提示BDNF可能与 AD呈一定的相关性[3-5]。
因此探讨 BDNF在 AD患者脑内表达下降的原因,并寻找有效药物以抑制细胞内下调BDNF表达的信号通路或增加细胞内BDNF表达成为治疗AD的措施之一。
盐酸多奈哌齐 (donepezil,DN)作为一种乙酰胆碱酯酶抑制剂广泛用于 AD的治疗,近几年的研究发现除以上的机制外,其对 AD神经元还有保护作用,使神经元免于丢失[6]。
但其是否能通过影响 AD患者脑内 BDNF的表达而发挥神经保护作用的研究还较少,故本研究通过向大鼠侧脑室注射微量Aβ25-35建立 AD动物模型[7],然后予以 DN治疗,通过免疫组化及免疫印迹方法观察大鼠海马区 BDNF的表达变化,以期探讨 DN对 AD脑内神经元保护的作用机制。
1 材料与方法1.1 实验动物及分组相同环境下饲养的清洁级雄性 Wistar大鼠 24只 (中国医科大学实验动物部,许可证号:SYXK[辽]2003-0013),3月龄,体质量(200±20)g,采用数字表法将大鼠随机分为对照组、模型组和干预组。
侧脑室注射及脑内置管
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢1.脑室内注射液体量并没有绝对的上限,要看注射的时间,如果是微电泳注射,注射量应该大于压力注射法2.直接注射染液,随即断头,速冻,以刀片切至注射位置,观察染液是否在脑室内鉴于侧脑室的容积有限，不推荐注射50ul这么大的量，尤其是一次注射50ul。
个人推荐sd大鼠侧脑室注射药物控制在3－10ul之间，如果注射体积较大，应控制注射速度，不易过快，以免引起脑室压力过大。
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢-----------------------------------------------------------------------------------------------------------你的实验可能较难做，首先侧脑室的定位是个大问题，估计你可能需要摸索较长时间。
一次注射50ul量太大，建议量控制在5---7ul最好。
我做过SD大鼠的侧脑室注射。
1.牙钻钻开颅骨，按照Paxinox& Watson 大鼠脑立体坐标，取AP＝－1.0mm ，ML＝2.0mm，DV＝4.5mm（250g体重）坐标注射药物，即可进入脑室。
在做实验前先预试验，用胎盘蓝代替药物，注射后半小时取脑观察胎盘蓝的分部。
实验大鼠的操作方法有哪些
实验大鼠的操作方法有哪些
实验大鼠的操作方法有以下几种：
1. 静脉注射：通过尾静脉或耳静脉等途径将试验物质注入大鼠体内。
这种方法常用于给药试验或血液样本收集。
2. 腹腔注射：将试验物质注射到大鼠的腹腔。
这种方法常用于给药试验或细胞移植。
3. 皮下注射：将试验物质注射到大鼠的皮下组织中。
这种方法常用于给药试验或细胞移植。
4. 鼻饲灌胃：通过胃插管将试验物质从大鼠的鼻孔或口腔灌入其胃部。
这种方法常用于给药试验或喂养试验。
5. 剖腹手术：通过剖开大鼠的腹部，可进行各种内脏器官的操作，如移植、切除、植入。
6. 经口给药：将试验物质通过灌胃器或针管等工具直接灌入大鼠的口腔中。
7. 麻醉：使用麻药将大鼠镇静或麻醉，以进行无痛操作，常用于手术。
8. 血液采集：通过尾静脉、颈静脉或眼眶窝等途径采集大鼠的血液样本。
以上仅列举了一些常见的实验大鼠操作方法，具体应根据实验目的和所需操作的策略选择合适的方法。
同时，在进行实验动物操作前，应遵循相关伦理规范和动物福利要求。
侧脑室注射
侧脑室注射一、大鼠侧脑室注射（需定位器）SD大鼠，侧脑室的坐标是以前囟点为中心定好坐标，旁开1。
5mm，向后囟方向1。
1mm ，深4。
5mm。
一、实验器具和药品（一)器具小号的注射用针头（外径为0。
7mm，内径为0.5mm，要磨平，磨光滑，长度大概为1cm，中间套有一小的塑料垫片，以便固定）,不锈钢的细铁丝（长度大概为1。
2-1.5cm,要求与小号针头的内径相一致，用作导管外的塞子,外面套有与小号的注射用针头粗细一致的塑料，用作塞帽，便于打开)，小号螺钉（固定用）和螺丝刀,剪毛剪，镊子，眼科剪（镊），手术刀片（柄），小号注射器,注射针头，烧杯，铝饭盒,手术灯，墨水（作标记），棉签,酒精棉球（二)药品生理盐水，青霉素，戊巴比妥钠,H2O2，502胶水，义齿基托树脂，义齿基托树脂液II型二、实验动物健康的成年大鼠，体重在170—200g，动物手术前在实验室条件下适应性饲养1周，并于手术前称重，以确定麻醉剂用量。
三、实验步骤（一)、麻醉麻醉剂为戊巴比妥钠溶液，浓度为20mg/ml，腹腔注射.体重在170—200g的成年大鼠，注射剂量为0.65ml/只，即可保证整个实验过程动物一直安静。
（二）、固定1、在一水平桌面上，水平调整好立体定向器（江弯I型C），包括水平上的左右2根钢针、前面的牙齿固定针以及上方的钢针部分.要求左右2根钢针在一水平线上，左右距离一致，牙齿固定针部位水平，与左右2根钢针在一水平面上,并且与左右2根钢针的尖端连接处形成一个等边三角形.上方钢针保持垂直，其尖端处与牙齿固定处以及2耳蜗连线的中点在同一个竖直平面上。
立体定向器的中空部分用一个空的形状适宜柔软的纸盒垫平，位置与底座左右2根坐杆齐平。
2、将已麻醉的动物（大鼠）水平并以俯卧的姿势置于盒子的上方，并使水平上的左右2根钢针的尖端刚好对准耳蜗，先将牙齿卡好，然后慢慢的旋紧水平钢针，使之尖端缓缓的伸进耳蜗（一边一边进行），直至松紧适宜，整个头颅水平固定，不能摇动为止（可从定向器前方察看）。
小鼠侧脑室重复给药
小鼠侧脑室重复给药
小鼠侧脑室重复给药是一种将药物注入小鼠侧脑室内，随后多次重复给药的实验方法。
侧脑室是大脑内一个含有脑脊液的腔体，可以通过脑室内注射给药，使药物迅速分布到整个大脑。
重复给药可以模拟临床上连续给药的情况，观察药物效果在时间上的演变。
小鼠侧脑室重复给药可以用于研究药物在大脑中的分布、药物对神经系统的影响以及疾病模型中药物治疗的效果。
例如，在神经科学研究中，可以通过侧脑室给小鼠注射神经递质激动剂或抑制剂，以研究神经递质对行为和认知功能的调控机制。
在实验中，需要将药物通过微注射泵或手动注射器注入小鼠侧脑室。
为了确保注射准确和安全，可以通过显微镜引导下将注射针精确地插入小鼠的侧脑室。
注射完成后，可以在特定时间点观察药物效果，并进行行为测试或取脑组织进行进一步的分析。
总之，小鼠侧脑室重复给药是一种常用的实验方法，可以用于研究药物在大脑中的作用机制和治疗效果，有助于进一步了解神经系统的功能和疾病的治疗策略。
实验动物的给药方法【范本模板】
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一）注射给药法1。
皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射;④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻，防药液逸出。
2。
皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0。
5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感，回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多.5。
静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
大鼠清醒无麻醉状态下的侧脑室给药方法的研究
［ 关键词 ］ 大鼠 ； 清醒 ； 侧脑室注射 ［ 中图分类号 ］ Ｒ ７ ４ ２ ； Ｒ ３ ３ ８ ［ 文献标 识码 ］ Ａ ［ 文章 编号］ １ ０ ０ ９— ０ ９ ５ ９ （ ２ ０ １ ７ ） ０ ８— ０ ７ ９ ７— ０ ３
Ｓｔ ｕ ｄｙ ｏ ｎ Ｉ ｎ ｔ ｒ ａ ｃ ｅ ｒ ｅ ｂｒ ｏ ｖ ｅ ｎｔ ｒ ｉ ｃ ｕｌ ａ ｒ Ａｄｍ ｉ ｎ ｉ ｓ ｔ ｒ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ｏ ｆ Ｒａ ｔ ｓ ｗｉ ｔ ｈｏ ｕｔ Ａｎｅ ｓ ｔ ｈ ｅ ｓ ｉ ａ
ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ， １ ０ ｐ Ｌ Ｌ ｐ ｈ ｙ ｓ ｉ ｏ ｌ ｏ ｇ ｉ ｃ ａ ｌ ｓ ｌｉ ａ ｎ ｅ Ｗ ｓ ａ ｉ ｎ ｊ ｅ ｃ ｔ ｅ ｄ ｉ ｎ ｔ ｏ ｔ ｈ ｅ ｌ ａ ｔ ｅ ｒ ａ ｌ ｖ ｅ ｎ ｔ ｒ ｉ ｃ ｌ ｅ ｅ ｖ ｅ ｙ ｒ ｄ ａ ｙ ｉｔ ｗ ｈ ｏ ｕ ｔ ａ ｎ ｅ ｓ ｔ ｈ ｅ ｓ ｉ ａ ．Ｏ ｎ ｔ ｈ ｅ １ ｌ ｔ ｈ ｄ ａ ｙ ｒ ａ ｔ ｓ ｗ ｅ ｒ ｅ ｎｅ ａ ｓ ｔ ｈ ｅ ｔ ｉ ｚ ｅ ｄ ａ ｆ ｔ ｅ ｒ １ ０ Ｉ ｘ Ｌ ｉ ｎ ｔ ｒ ａ ｃ ｅ ｒ ｅ ｂ ｒ ｏ ｖ ｅ ｎ ｔ ｉ ｒ ｃ ｕ ｌ ａ ｒ ｉ ｎ ｊ ｅ ｃ ｔ ｉ ｏ ｎ ｏ ｆ ｍ ｅ ｔ ｈ ｙ ｌ ｅ ｎ ｅ ｂ ｌ ｕ ｅ ， ｏ ｐ ｅ ｎ ｌ ａ ｌ ｃ ｈ ｅ ｓ ｔ ｎｄ ａ ｔ ｈ ｅ ｒ ａ ｔ ｓ ｗ ｅ ｒ ｅ ｓ ａ ｃ ｒ ｉ ｆ ｉ ｃ ｅ ｄ ｂ ｙ ｆ ｏ ｒ ｍａ ｌ ｄ ｅ ｈ ｙ ｄ ｅ ｐ ｅ ｒ ｆ ｕ ｓ ｉ ｏ ｎ ｔ ｈ ｏ ｕ ｇ ｈ
灌注取脑
大鼠灌注取脑流程一、麻醉10%水合氯醛（0.4ml/100g）腹腔注射二、开胸1、沿两侧肋弓剪开皮肤，打开腹腔，用一血管钳夹持剑突并向上提拉。
2、用弯剪在膈肌与胸骨柄相连处剪一小口，造成人工气胸，然后向两侧顺延，剪断膈肌及肋骨，夹持剑突的血管钳将剑突连带胸廓上翻固定，充分暴露心脏。
三、穿刺将灌注针插入主动脉内是灌注固定的关键，也是难点。
1、首先准确找到主动脉，这是此步骤的要点。
可用温生理盐水将胸腔内的血液冲洗干净，用眼科镊子轻轻夹住心外膜（夹的越少越好，以免影响取材）将心脏向左上方提起（剪开心包壁层的前壁，暴露升主动脉和肺动脉干的根部）。
2、穿刺之前要用适当大小的血管钳夹住心室以固定心脏，但不要夹得过紧，要让心腔内留有一定的间隙。
用小剪刀在心尖处先剪开一个小口，再插入穿刺针。
3、插入时动作要慢，针尖方向不要偏向右侧，以免刺入右心房，如果感到有阻力，则将针退后、调整方向重新进针，直到进入主动脉，灌注针进入主动脉后可在心脏的上方看到其位置，灌注针进入主动脉的长度最好为3~5毫米，然后用丝线扎紧。
4、灌注针插入成功后，用小剪刀剪开右心耳。
四、灌注1、用量（夹闭腹主动脉）4℃生理盐水（50-100ml/只），4℃的4%多聚甲醛（50-100ml/只）2、速度先快后慢，共用30分钟左右3、成功标志生理盐水：右心耳流出液体血色较浅基本澄清，肺脏、眼珠、爪子迅速变白是排出血液的有效观察指标。
多聚甲醛：刚开始灌注时老鼠前肢剧烈抽动（下肢不抽动证明腹主动脉夹闭完全）；前肢及颈部僵硬；所灌注的脑组织白而硬。
五、取脑1、枕骨大孔处用剪刀横断，小心地于枕骨大孔斜插入剪刀剪开顶骨。
2、用止血钳掰断两边地顶骨，注意嗅球上地顶骨也要仔细去掉。
3、用剪刀于一侧剪断视神经并探到颅底，就可以将整块的脑组织翘起。
六、保存取出的整个脑组织块再置于4%多聚甲醛4℃保存。
病毒脑区注射实验操作方法
病毒脑区注射实验操作方法对于动物体内实验，想要达到预期实验效果，所需病毒量一般都比较大。
不同的注射部位，不同的感染方式，所需要的病毒注射量和体积都不一样。
一般而言，用于动物在体注射的病毒，慢病毒小鼠一般需要5x108PFU的病毒，而大鼠一般要1x109PFU，腺病毒则需要达到1x1011PFU。
不同的种属，不同的注射部位，需要注射不同的病毒总量以达到效果，因此，根据病毒的大致使用量，除以滴度，可以得到需要注射的病毒体积。
然而，更多的时候，动物目的部位所能容纳的体积有较高的要求，而这也是注射的时候往往容易被忽略的问题。
不同的注射部位和方式，注射体积不一样。
比如脑区只能接收极小体积（1-5ul）的注射体积，尾静脉为100-500ul，而腹腔则可以接受ml级别的病毒注射量。
下面我们将大小鼠不同部位的病毒注射操作方法和所能注射的体积进行总结一下。
脑部注射注射体积：小鼠不超过2ul，大鼠不超过5ul[1,2,3]病毒脑区注射实验操作方法：1、脑室注射大鼠:经腹腔注射10%的水合氯醛（0.4g/kg体重）麻醉后，固定于脑立体定位仪上[4]，头顶部去毛，消毒皮肤，头顶部正中切口，暴露前囟，按大鼠脑立位图谱，向实验组大鼠第三脑室注射病毒，脑室立体定向坐标为：AP=-1mm,VD=4.5mm;微量注射器自脑表面垂直进针2.6mm。
小鼠: 用0.2ｍＬ0.4%戊巴比妥钠麻醉小鼠,将小鼠固定在定位仪上[5],剪开头顶部皮肤,酒精棉擦拭,暴露出前囟。
采用右侧脑室定位,自前囟向后2ｍｍ,矢状缝旁开1.5ｍｍ处,即为侧脑室的体表部位。
用微量注射器在此位置穿一小孔,深度为颅骨表面向下2.5ｍｍ处[1],快速恒速注射。
2、海马注射大鼠：1%戊巴比妥钠麻醉，固定于脑立体定位仪上，头顶部去毛，消毒皮肤，头顶部正中切口，暴露前囟，按大鼠脑立位图谱，于前囟后3.0mm，中线右侧2.0mm处，微量注射器自脑表面垂直进针2.8mm[1]，向双侧海马缓慢注入，-20度保存，，每侧注射时间5min, 留针2min，缓慢退针[6]。
侧脑室穿刺
各位老师，学长好我是麻醉学的学生，导师给我的课题是，侧脑室以预处理的方式，给吗啡，观察其对心肌缺血再灌注的影响现在我遇到的问题是：侧脑室置管模型和心肌缺血再灌注模型的联合建立，对大鼠的影响很大，动辄就死了，心肌Ｉ／Ｒ模型在我已经基本能掌握其精髓，但侧脑室置管模型，依然存在隐患，我给大家说下我的操作步骤，恳请各位老师，学长能我提出宝贵的意见，谢谢麻醉后的大鼠（Ｓ－Ｄ，２５０～３５０克）固定于立体定位仪（振华，蓝星Ｂ）上，暴露前囟，坐标是向后１.０毫米，旁开１.５毫米，自硬脑膜面向下３.５毫米．材料是我们麻醉科用于硬膜外麻醉置管的ＰＥ管，内芯插有细软铁丝，在定位仪的指导下穿刺，５０２胶和牙托粉固定，术后青霉素３０万单位抗感染．单笼饲养三天，再做心脏模型．还有想请教一下各位老师，关于侧脑室给吗啡（剂量？容积？）的问题及其阻断剂CTOP，NTD，nor-BNI,的剂量怎么给? 我查了文献大多数文献报道，脑室注射的剂量是有限的1-5ul药物或抑制剂只能是0.1--0.6ug，是腹腔注射或静脉注射的1/100--1/1000但是遗憾的是术后大鼠死亡率很高即模型的成功率很低要多练习，很浪费钱和动物的，初学这一定要用心掌握侧脑室注射的定位和模型的成功率！要熟悉术前术中常规及应对措施，由于术后创伤至脑室压力太高易出现脑疝，导致窒息死亡，再者术后一定要注射大剂量的抗生素防止大鼠感染脑膜炎致死，要求术后大鼠要温度保持在37°C左右这一点很重要，再者术后要注射一定剂量的胰岛素来抵抗术后血糖的升高【高糖导致大鼠昏迷】请在侧脑室注射方面有战绩的战友来支持一下！你的定位没有问题，关键的是导管太粗了，硬膜外导管直径过大，你可以使用4号或是6号头皮针作为外套管，用胰岛素针（29G）作为内针，这样损伤会小多了，成功率自然就提高了。
置管后让动物休息一周再做其他手术比较好，因为颅脑损伤恢复期也要一周的。
手术注意无菌，保温，术后注意营养就可以了。
侧脑室注射肾上腺髓质素对实验性高血压大鼠血压和心率的影响.
侧脑室注射肾上腺髓质素对实验性高血压大鼠血压和心率的影响肾上腺髓质素(abrenomedullin,AM)最先是从肾上腺髓质嗜铬细胞瘤组织中发现的含52个氨基酸的生物活性多肽。
AM广泛分布于肾上腺髓质、肺、肾、小肠、心脏、血管等外周组织和血液中。
静脉注射AM可引起正常大鼠强而持久的降低血压作用。
中枢途径的AM对高血压时心血管活动的影响尚未见报道，本实验旨在观察侧脑室注射AM对腹主动脉狭窄-高盐摄入型高血压大鼠血压和心率的影响，并探讨其可能的中枢作用机制。
1 材料和方法动物分组：本实验制成功高血压大鼠40只，假手术大鼠6只。
在高血压大鼠中随机抽取9只测血压，取心，证明已形成高血压后将其余31只高血压大鼠分成生理盐水(NS)组5只、AM组6只；心得安(propanolol)组和心得安+AM 组各5只；酚妥拉明(phentolamine)组和酚妥拉明+A M组各5只。
高血压大鼠病理模型的制备：实验选用体重200～250 g雄性SD大鼠(购自第四军医大学动物中心)，参考Anderson及Mertces的方法，为了减轻对大鼠腹腔的刺激，减少腹腔感染所致的术后高死亡率，本实验采用改进的新手术方法制备高血压模型。
氨基甲酸乙酯麻醉(1 000 m g/kg ip)，在无菌条件下作左腰椎旁切口，经后腹膜于左肾动脉上方用4号丝线将腹主动脉与8号针头一起结扎，然后抽去针头，造成腹主动脉狭窄，缝合腹壁。
术后饮用1%食盐水，常规饲料喂养，饲养30 d，随机抽取另一组动物为假手术组，只做腰椎旁后腹壁切开缝合，不结扎腹主动脉，常规饲料，饮自来水。
侧脑室套管的固定：手术大鼠30 d后，用20%氨基甲酸乙酯麻醉，固定于定位仪上切开头顶皮肤，暴露颅骨，按Kǒnig&k lippel谱，用牙科钻于前囟点向后1.5 mm,向左或右旁开15 mm 交点处钻孔，向侧脑室植入不锈钢同心套管，外管插入深度3.5 mm，用牙托粉和502胶固定。
大鼠灌注取脑
大鼠灌注取脑用途：1.用于常规HE染色，免疫组化分析。
2。
冰冻切片可以不做脑组织固定。
3.不可用于western blot和PCR.4。
如果观察脑组织的缺血、损伤或其它病变时,不作灌注固定，而是在取出脑组织后作固定，将大大影响效果.原理：心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定，避免了组织的自溶现象，是脑组织切片观察的常用方法.多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变，从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。
必要性:1.脑组织较软，且细胞成分不易保留，脑组织是较易软化的组织之一,血供也较为丰富，所以最好是在取脑组织前用4％多聚甲醛灌注固。
2.经前固定后，取脑操作时，可减少脑组织损伤.3.脑内血液都在，HE染色后，可去除红细胞背景影响.大鼠灌注取脑标准操作规程（SOP):流程：1)麻醉 2)开胸 3)心脏左心室穿针,剪开右心耳 4）生理盐水冲水 5)4％多基甲醛固定 6)取脑 7)保存或切片。
具体过程：大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上，置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏，经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳，先灌注冰冻无菌生理盐水（4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃）4％多聚甲醛XmL，断头取脑，多聚甲醛浸泡固定24小时。
Tips:1。
多聚甲醛的配置：一般方法为：4％多聚甲醛PBS缓冲液配法：称取40g PFA溶于装有500mlDEPC水的玻璃容器（烧杯或烧瓶)中，持续加热磁力搅拌至60～65℃,使成乳白色悬液。
用1。
0mol/L的NaOH 值至7.4，使呈清亮状（滴加），再加入约500ml PBS,充分混匀（在冰浴或冷水浴中），可再检测一下pH，过滤后定容至1000ml,室温或4℃保存备用。
简便方法：先配好PBS，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或温箱密封放置2天，就能全溶。
若是很急,55℃水浴一天,期间不时震荡。
两种采集SD大鼠脑脊液方法的比较_cropped
疡的发生10 。
胃缺血- 再灌注引起急性胃黏膜损伤的机制, 主要与细胞内钙超载、氧自由基过量生成、白细胞浸润等因素有关。
已有研究报道SS 对胃黏膜损伤具有保护作用,可能与对抗自由基引起的损伤有关2 。
胃缺血- 再灌注后胃窦黏膜内D 细胞通过分泌SS ,一方面抑制胃酸的分泌, 减轻溃疡的程度;另一方面, SS 可通过增强细胞对抗自由基引起的损伤而对胃黏膜起保护作用。
SS 的增多,可能是机体自然抗病的一种局部反应。
综上所述, 本实验结果提示: 胃窦黏膜D 细胞通过分泌SS 参与了大鼠GI - RI 的过程。
duced by ischemia - re perf usion in the rat : r ole of leukocytes on ulcer2 ation in rat stomachJ . Lif e Sci ,1996 ,59 (19) :295 - 301 .周吕主编. 胃肠生理学基础与临床M. 北京:科学出版社, 1998 . 73 - 97 .詹静海,石爱荣. 大鼠实验性肠系膜上动脉闭塞性休克时胃窦粘膜D 和G 细胞免疫组织化学研究J . 解剖学报, 1990 , 21(2) :200 - 204 .Park SM , Park H S. G -and D -cell populations , serum and tissu ec oncentrations of gastrin and somatostatin in patients w ith pe ptic ulcerdiseasesJ . K orean J I ntern Med ,1993 ,8 (1) :1 - 7 .K armeli F , Eliakim R , Okon E , et al . S omatastatin e f fectivly prevents ethanol - and NSAI D - induced gastric muc osal damage in rats J .D ig D is Sci ,1994 ,39 (3) :617 - 625 .卢十一,石爱荣. 大鼠实验性胃溃疡自愈期间胃窦黏膜G、D 细胞变化的免疫组织化学研究J . 解剖学报,1990 ,21 ( 3) : 302 -306 .Low M J . Clinical endocrinology and metabolism. The somatostatin neu2r oendocrine system :physiology and clinical relevance in gastr oint esti2nal and pancreatic disorders J . Best Pract Res Clin EndocrinolMetab ,2004 ,18 (4) :607 - 622 .收稿日期:2005 - 06 - 26 修回日期:2005 - 07 - 10 56789参考文献:1 Mythen MG ,Webb AR. I ntra - operative gut muc osal hypoperfusion isassociated w ith increased post - operative c omplications and c ost J .I ntensive Care Med ,1994 ,20 (2) :99 - 104 .李铁,张席锦. 生长抑素对胃黏膜的保护作用可能与清除自由基有关J . 生理学报,1994 ,46 (4) :369 - 374 .M orris JB , G uerrer o NH , F urth EE ,et al . S omatostatin attenuates isch2 emic intestinal injuryJ . A m J Surg ,1993 ,165 (6) :676 - 680 . Wada K , K amisaki Y , K itano M , e t al . A ne w gastric ulcer m odel in2 1023本文编辑:吴进4两种采集SD 大鼠脑脊液方法的比较Ξ曹远东1 ,章龙珍1 ,王梅申2 ,唐天友1 ,苏卫红1(1. 徐州医学院肿瘤防治研究所放射治疗科,江苏徐州221006 ;2. 徐州医学院解剖学实验室,江苏徐州221002)摘要:目的比较实验S D 大鼠脑脊液采集的两种方法。
大鼠脑脊液抽取操作流程
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实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
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• 手术步骤
• 1.用10%的水合氯醛麻醉大鼠（SD，250-350克），使动 物呈俯卧姿势，将大鼠头部固定于脑立体定位仪上，门齿 杆-3.3mm，三个标准检测是否固定成功，鼻对正中，头 部不动，提尾不掉。 • 2.头顶皮肤剃毛，消毒，在头部正中做一长约0.5-1cm切 口，分开头骨上附着的骨膜及肌肉，撕开颅顶筋膜，以棉 球蘸少量双氧水涂擦颅骨表面，清楚暴露前囟点，并用墨 水标记。
Part v: Materials and Methods
• 实验器材
• 1.套管系统：在SD大鼠上进行侧脑室置管给药使用的外管， 相配套的内芯和内针均购自深圳市瑞沃德生命科技有限公 司。并用该公司配套的PE管给药。 • 2.管道系统的直径和长度的选择：应根据需注射的脑区的 坐标进行选择。
• 外管，相配套的内芯和内针如下图所示
• 9.手术固定好大鼠的图片
• 10.术后大鼠刚苏醒的图片
ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
Part III: The disadvantage
• 麻醉，立体定位仪固定时对动物的外耳道 及鼓膜的损伤，颅骨钻孔以及穿刺导管进 入脑实质造成的损伤等，使动物在术后几 天内都处于应激状态，可能干扰甚至掩盖 给药早期动物对药物的反应。
• 针道损伤破坏了血脑屏障的完整性，使血 细胞及血中的各种免疫因子进入脑，干扰 了神经元和胶质细胞周围的微环境，背离 了使结果接近正常生理状态反应的初衷。
• 3.以前囟点为0点寻找进针点，其坐标为：AP:1.0mm， L:1.5mm，H:4.5mm，墨水标记。 • 4.用牙科钻将标记点钻开至硬脑膜，用针尖刺破硬脑膜， 消毒棉签止血，干燥术野。 • 5.将穿刺导管垂直插入约4.5mm，用95%的酒精涂搽，使 颅骨表面干燥。
• 6.将牙托粉粉剂和水剂按比例混合调匀后涂到导管周围， 等待牙托粉完全凝固。 • 7.缝合大鼠头皮切口，保证头皮完整，同时更好地固定导 管。 • 8.术毕，单笼饲养，青霉素8万单位肌肉注射连续3天。一 周后可给大鼠微量泵灌注给药。
大鼠侧脑室穿刺给药方法
李嘉翔 中山大学附属第一医院心内科科研型研究生
Part I: Introduction
• 侧脑室置管穿刺给药是神经生物学研究中 常用的实验手段，多用于观察目的核团或 脑区对某些药物刺激的反应。
Part II: The advantage
• 将药物直接注入脑内可以直接作用于在体 状态下感兴趣的神经元及胶质细胞，比其 他给药途径更直接，得出的结果较体外实 验，如细胞培养等更接近生理状态下的反 应。
Part Iv: The solution
• 目前国际上公认的脑内给药方法为：在立 体定位仪的引导下，将一合适直径和长度 的带内芯的管道埋置于需要的位置，用牙 托粉将管道的外露部分固定于颅骨表面。
• 术后5到10天，手术应激已经基本消失，血 脑屏障基本恢复。此时，可以在动物清醒 状态下把内芯抽出，将一内针插入管道达 目的部位注射给药后将内针抽出，再插入 内芯封闭管道以再次给药。此法基本避免 了应激及血液因素的干扰，可以得到比较 可信的结果。