第十章 动物实验的基本技术和方法

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皮下注射 原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细 血管、淋巴管吸收进入血液循环。
器材：5ml注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。
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皮下注射
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皮下注射
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方法步骤： (1) 注射部位：选大鼠的项背部的皮下。 (2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头 取一锐角角度刺入皮下。 (3) 将针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示 已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可 缓慢地将药物注入皮下。 注射量：0.01ml／g体重。
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编号标记
目的：为了分组 要求：清晰、耐久、简便、适用
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颜料标记 颜料标记适应于较大
量的大、小鼠等小动物的编号。常 用的颜料有 5%苦味酸溶液 (黄色) 2%硝酸银溶液 (咖啡色) 0.5%中性品红溶液 (红色) 煤焦油的酒精溶液(黑色)。 编号原则：先左后右，从上而下。
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小鼠和大鼠标号示图
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5、在插管时应将胃管另一端泡在水中 确认没有冒气泡，即可用注射器经 胃管注入药液。
灌胃量： 80-150ml／只／次。 注 意：在灌胃过程中， 避免误插入气管。
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兔灌胃方法
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狗灌胃方法
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猪灌胃方法
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注射给药
注射给药剂量准确,作 用快,是动物实验中常用的给药方法。 给药时应注意针头号码的选择(鼠类 -4#,狗-6#，马-9#)。
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号牌
将不锈钢或铝质号 牌固定在狗或猴的链条或 颈圈上。兔号牌则固定在 耳朵上。少量动物时也可 将号牌挂在笼具上，但应 防止抓取操作后将动物放 错笼具而混淆编号。
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毛色 利用动物的毛色将其编号，用于 少量的狗、马、猫、猴等大动物的编 号。
剪毛 用剪刀在狗背上剪出号码，此方 法简单，字迹清楚、可靠，便于观察。 打孔 用打孔器在兔耳上打孔或剪口。
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小白鼠灌胃方法
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兔灌胃用张口器及胃管
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步骤： 1 、将兔放进保定架内，助手用手轻轻压 住兔的背部，避免兔的挣扎。 2、灌胃者用在手拇指和中指挤压兔两颊， 将下颌挤开使兔被动张口。 3、右手将开口器从一侧口角插入口腔并 固定。 4、用泡在石蜡油中的胃管，经开口器的 孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。
肌肉 肌肉 皮下淋巴结 静脉、腹腔 静脉、腹腔 静脉 腹腔 口服
硫喷妥 钠 巴比妥 钠
犬、猫、兔 大鼠 犬 猫
15～30min，麻醉力强， 宜缓慢注射，维持注射剂 量按情况掌握 4～6h，麻醉诱导期较长， 深度不易控制
兔 鸽 鼠类
腹腔 腹腔、肌肉 皮下 腹腔、静脉 腹腔 肌肉
苯巴比 妥钠
犬、猫 兔 鸽
剂
量（mg/kg） 1.0 1.4～1.7 2.0～2.5 2.5～5.0 0.8～1.0 0.8～1.0 1.0 10 2.5～3.3 5.0 7.0 6.3 2 ～3 1.3～2.5 5.0～10 1～1.2 4.0 4.0 4.0 6.1 2 2.2～3.0 4.3～6.0 6.0
常用浓度% 3 3 2 2 5 10 10 10 30 30 20 2.0 20 2 1 20 5 10 5 3 10 3.5 3.5 5
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皮内注射
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小鼠腹腔注射方法
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小鼠尾静脉注射方法
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小鼠尾静脉注射方法
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狗前肢内侧皮下静脉注射方法
猕猴的固定与后肢静脉血的抽取
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动物实验的基本检查
基本检查的目的是保证实验用动 物均正常。 一般检查 实验前通过对动物的外 观、活动、食欲、体温、脉博和呼吸 等生命体征的观察和检查，对实验动 物进行初步筛选。 特殊检查 实验前对动物进行血象、 生化及血压、心电图、Ｘ射线透视等 检查。
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各种成年 动物的 正常体 温 ( 直肠温度 ， ℃ ) 动物名称 体温(℃)
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家兔的兔台固定方法
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猫的抓取与固定方法
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比格狗照射固定架
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钳式长柄捕狗夹
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驯服动物的固定
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猪固定在木制三角架上
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布制猪固定带
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猪的悬吊式固定
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猕猴的抓取
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猕猴的抓取
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猪的强制性固定
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猕猴固定架
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猕猴固定架
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猕猴的固定
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猕猴的固定
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动物外观健康检查主要内容： ①皮毛：有无光泽、出血、干燥； ②眼：有无眼屎、流泪、白内障、角膜损 伤等； ③耳：有无外伤、耳壳曲折、中耳炎等； ④四肢：有无弯曲、脱臼、外伤、关节炎； ⑤肛门：有无下痢、血便、脱肛等。
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二、动物饲养室及饲养器具准备
饲养室面积应根据所购入动物的数量来确定。 饲养动物的器具等，应在动物购入前准备好。 垫料、饲料应按购入动物数量准备。各笼箱的 编号及卡片、饲喂动物所用器材，如给饵器、 粪便托盘、搬运车、台秤、饲料桶、电源插板 等也应准备放好。动物饲养室的环境应根据所 计划使用动物的微生物控制级别来进行准备， 属于屏障系统的应调整好送排风系统、空气净 化系统，控制好温度、湿度、风速、噪声等环 境因素。动物饲养室在启用前，应对设施、笼 具及用具等统一进行彻底消毒。
烙印 用号码烙印钳在兔、豚
鼠的耳朵烙号，然后在烙印部 位涂上溶在酒精中的黑墨或煤 粉。猪等大动物也可用此法在 臀部皮肤烙号标记。也有将实 验分组编号烙在狗脖套的皮带 颈圈上。
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纹身 用刺数钳在局部皮
肤(兔多在耳朵内侧，猴多 在前胸皮肤)刺上号码，再 用棉签蘸上墨汁酒精涂沫 刺号，多用于猴、兔的编 号。
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正常动物每分钟呼吸次数
动物 猪 羊 狗 兔 豚鼠 大鼠 小鼠 脉搏次数 (次/分) 15(12 ～ 18) 30(20 ～ 40) 18(10 ～ 30) 60(50 ～ 80) 120(100 ～ 150) 120(100 ～ 150) 150(140～160)
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实验动物的给药方法
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动物被毛的去除
为了排除动物被毛对实 验操作和观察结果的影响， 实验中需要去除或剪短动 物的被毛。
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剪毛法 拔毛法 剃毛法 脱毛法
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脱毛剂
1) 8%NaS NaS 8g+水至100ml；也可用硫化钠8 克、淀粉7克、甘油4克、硼砂1克，用自来水加 至100ml。 常用于兔及小鼠等小型动物的脱毛。 上述配制好的溶液5～7ml可用于 15×12cm2皮 肤的脱毛。 2) 10%NaS 硫化钠10克、氧化钙15克，自来水 加至100ml。常用于狗、猪等较大动物的皮肤脱 毛。 3) 硫化硷 染土布用硫化硷10克，生石灰15克， 加自来水至100ml溶解后即可应用。常用于实验 狗的皮肤脱毛，涂上脱毛剂2～3分钟狗毛即可 成糊状，迅速用自来水将局部脱毛皮肤冲洗干 净。此方法脱毛干净，脱毛后局部皮肤不充血。 16
维持时间 2～4小时，中途加上1/5 量，可维持1小时以上， 麻醉力强，易抑制呼吸。
大、小鼠、豚鼠 鸟类
腹腔 肌肉 静脉 肌肉、腹腔 直肠
异戊巴 比妥钠
犬、猫、兔
4～6h
鼠类
腹腔 静脉、腹腔 直肠
氨基甲 酸乙酯 （乌拉 坦）
犬、猫、兔
2～4小时，应用安全， 毒性小，主要适用小 动物的麻醉。
大、小鼠、豚鼠 鸟类 蛙类
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大鼠的抓取和固定
1. 戴上防护手套，抓住大鼠的尾中部或根部从 笼具中取出后立即置于笼盖或实验台上。 2. 右手抓住大鼠尾根部，将大鼠置于笼盖或其 它粗糙表面上，其它粗糙表面上，轻轻向后 拉尾。 3. 当大鼠向前爬行时，用左手食指和中指夹住 大鼠颈部，同时拇指和无名指滑向其左右腋 下，分开前肢，拿起动物反转为仰卧位，即 可进行实验操作。
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方法步骤：
1 、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药 液。 2 、左手捉持保定大鼠，右手将灌胃针头尖端放 进大鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针 会顺着食管滑入大鼠的胃内将注灌胃针插入约 5cm。 3 、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中 的生理盐水灌入大鼠的胃中。 剂量：0.01—0.02ml／g体重。 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。
猿、猴 狗 猫 家兔 豚鼠 38.6 39.0 38.7 39.0 38.6
动物名称
大鼠 小鼠 鸡 鸽 猪
体温(℃)
39.0 38.0 41.7 42.0 39.0
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家兔体温检查方法
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用家兔进行热原检测
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气温与家兔体温的关系
气温 (℃) 5 10 20 35 40 家兔体温 (℃) 37.5 38.0 38.7 40.5 41.6
为了观察药物对机体功能、代 谢、形态的影响，需要将药物注入实 验动物体内。由于实验目的、动物种 类、药物剂型不同，给药途径和方法 也多种多样。
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实验动物的给药剂量
D2=D1×K2/K1 ×3 W1/W2
D:药物剂量(μg•kg-1•d-1) W:动物体重(kg) K:常数
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不同种类动物的K值
第十章 动物实验的基本技术和方法
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动物实验
在医学教学、科研和医疗工作中，不 论是从事基础医学还是临床医学或预防医 学，都需要用实验动物来进行各种实验。 通过对动物实验的观察、分析，来研究需 要解决的问题，动物实验方法已成为研究 工作中必不可少的重要手段。
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动物实验
整体实验:LD50、活存时间、活存率 离体实验:器官灌注、组织切片、细胞培养
麻醉
目的：防止动物挣扎，保持安静 防止意外损伤，便于操作
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全身麻醉
1%硫喷妥钠:15mg/kg，iv/ip 2%戊巴比妥:40mg/kg，iv/ip 盐酸氯胺酮:40mg/kg，sc/im 复方氯胺酮:0.01ml/kg，sc/im
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麻醉剂 戊巴比 妥纳
动物
犬、猫、兔
给药方法
静脉 腹腔、皮下
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豚鼠的实验方法
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家兔的抓取方法
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兔的抓取保定：
(一) 方法1： 步骤： 1、用右手把兔的两耳拿 在手心并抓住颈后部皮肤， 把兔提起。 2、然后用左手托住兔 的臀部。
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方法2：
器材：兔保定架1个。 步骤： 1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓，将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎，可用手 在它的背上轻轻抚摸， 使其安静。
4～6h，麻醉诱导期较长， 深度不易控制
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局部麻醉
1%盐酸普鲁卡因，局部注射 2%盐酸可卡因，粘膜表面麻醉
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急救
原因：麻醉过量、大失血、窒息 措施：人工呼吸 强心剂：0.1%肾上腺素 呼吸兴奋剂：尼可杀米 山梗菜碱 快速输血、输液
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动物的抓取与固定方法
目的：限制动物的活动，持安静状态 以便正确操作和记录 要求：不损伤实验动物 不影响观察指标 实验者不被动物咬伤 保证实验顺利进行 小心细致、大胆敏捷，切忌粗暴。
名称 K值 人 10.6 猴 11.8 狗 11.2 猫 9.8 名称 家兔 大鼠 豚鼠 小鼠 K值 10.1 9.1 9.8 9.1
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口服给药
经口给药剂量准确，对动物安全， 是动物实验中常用的给药方法，尤其 是移植实验中受体动物的肠道灭菌处 理，必须口服肠道不吸收的抗生素。
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大白鼠灌胃方法
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实验用动物的体重要求
动物 狗 猴 兔 豚鼠 大鼠 小鼠 体 重 (kg) 10 ～ 15 3～5 2 ～ 2.5 0.45 ～ 0.70 0.18 ～ 0.25 0.02～0.03
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正常动物每分钟脉搏次数
动物 猪 羊 狗 兔 豚鼠 大鼠 小鼠 脉搏次数 (次/分) 60 ～ 80 70 ～ 80 80 ～ 120 120 ～ 150 230 ～ 350 200 ～ 360 520～780
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小鼠的抓取
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小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+盒盖1套。 方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养盒盖上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后、 颈背部的皮肤，将小鼠提起。
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3 、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。
急性实验：急毒，1～2天 亚急性实验：药效，1～4周 慢性或长期实验：长毒、“三致”、转基 因 动物, >3～6个月
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动物实验前的准备
一、动物的购入 购入或领取实验动物时，实验人员应向供 应部门索取所用动物相应等级的由国家主管 部门所颁发的质量合格证书，动物的遗传背 景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和 健康等方面的资料。 若是购入或领取清洁级以上实验动物，应 采用带有空气过滤膜的无菌运输罐或带过滤 帽的笼盒运输，并严格检查其密封状况。