TUDCA改善肥胖患者胰岛素抵抗

《糖尿病杂志》先行版，2010年6月3日在线发表
牛磺熊去氧胆酸可改善肥胖男性和女性肝脏和肌肉而非脂肪组织胰岛素敏感性
Marleen Kars1, Ling Yang2, Margaret F. Gregor2,B. Selma Mohammed1, Terri A. Pietka1, Brian N.
Finck1, Bruce W. Patterson1, Jay D. Horton3, Bettina Mittendorfer1,Gökhan S. Hotamisligil2,
Samuel Klein1
1美国密苏里州圣路易斯华盛顿大学医学院肥胖医学系人类营养中心暨Atkins学术中心，邮
政编码63110
2麻塞诸塞州波士顿哈佛大学公共卫生学院遗传学与复杂疾病医学系，邮政编码02115
3得克萨斯州达拉斯UT西南医学中心内科学系，邮政编码75390
页眉标题：TUDCA与胰岛素活性
通讯作者：
Samuel Kein，医学博士
电子邮件：sklein@
Clinical trial 注册编号：NCT00771901，
投稿日期：2010年3月2日，收录日期：2010年5月21日
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版权所有美国糖尿病协会 2010年
研究目的：胰岛素抵抗常与肥胖有关。

肥胖小鼠模型研究发现内质网（ER）应激反应参予了胰岛素抵抗的形成。

而胆酸衍生物牛磺熊去氧胆酸（TUDCA）治疗可作为化学分子伴侣，增强蛋白质折叠，削弱ER应激反应，并提高胰岛素敏感性。

本研究的目的为在肥胖男性和女性中确定TUDCA治疗对多器官胰岛素活性以及与胰岛素抵抗有关代谢因素的作用。

研究设计与方法：20例肥胖受试者（年龄：18 ±11岁，体质量指数：37 ±4kg/m2，平均数±标准差）随机分组后，分别接受TUDCA（1750 mg/日）或安慰剂治疗4周。

用两阶段高血胰岛素－正血葡萄糖钳法联合稳定性同位素标记示踪输注及肌肉和脂肪组织活检技术对体内胰岛素敏感性、参与胰岛素信号传导通路细胞因子以及ER应激反应细胞标记物进行评估。

研究结果：TUDCA治疗后，肝脏和肌肉的胰岛素敏感性升高了大约30%，但在安慰剂治疗后并未发生变化（P值<0.05）。

另外，TUDCA治疗而非安慰剂可提高肌肉胰岛素信号传导（磷酸化IRS Tyr和Akt Ser473）水平（P值<0.05）。

肌肉或脂肪组织中的ER应激反应标记物在TUDCA或安慰剂治疗后并未发生变化。

结论：以上数据表明，TUDCA可能是一种治疗胰岛素抵抗的有效药理学方法。

需进一步研究，对相关靶细胞和机制进行评估。

胰岛素可降低肝脏葡萄糖的合成，抑制脂肪组织脂肪分解率，并促进骨骼肌对葡萄糖的摄取。

这对于维持正常代谢功能具有重要意义。

肥胖是造成多器官胰岛素抵抗的一项重要原因（1-3），并且胰岛素敏感性随着体质量指数升高呈线性降低（4;5）。

胰岛素抵抗具有重要的临床意义，因为胰岛素抵抗参与了许多肥胖相关性代谢性并发症的病理过程。

造成肥胖相关性胰岛素抵抗的具体机制尚不清楚，但是很可能涉及了脂肪酸代谢改变、肝脏和肌肉甘油三酯过度堆积（6-11）以及全身性低度炎症反应（12-14）。

最近，内质网（ER）应激反应在试验模型中被认定为肥胖相关性胰岛素抵抗的一种原因（15;16）。

ER的功能是合成、折叠并运输分泌性蛋白和膜蛋白。

ER稳态破坏可导致适应性未折叠蛋白反应（UPR），进而恢复ER折叠功能并减弱应激反应。

ER还可抑制胰岛素信号传导，至少部分通过激活c-Jun NH(2)末端激酶（JNK）信号传导通路，并经肌醇依赖性酶－1（IRE-1）（15;17-20）或RNA依赖性蛋白激酶（PKR）机制介导（21）。

ER应激反应增强与肥胖小鼠的胰岛素活性受损有关（15），通过化学或遗传学方法削弱此种反应可改善胰岛素敏感性以及葡萄糖稳态（18）。

肝脏和脂肪组织中ER应激反应增强以及胰岛素抵抗均与人体肥胖有关（22;23），而体重减轻可降低ER应激反应，并可改善胰岛素敏感性（22）。

牛磺熊去氧胆酸（TUDCA）是一种胆酸衍生物，已经在欧洲国家获准用于治疗胆石症和胆汁淤积性肝病。

TUDCA也可作为一种化学分子伴侣增强蛋白质折叠，并保护细胞抵抗ER应激反应（18）。

在肥胖小鼠中，胃肠外TUDCA预处理可降低ER应激反应，改善全身性胰岛素抵抗，并降低肝内甘油三酯（IHTG）含量（18）。

尽管动物模型和细胞系的既往研究数据表明TUDCA可产生有益的代谢性效应，但是TUDCA对胰岛素活性的影响还未在人类受试者进行研究。

本研究的目的在于确定针对ER应激反应通路的化学干预能否给患者带来代谢学收益。

研究者相应地在胰岛素抵抗肥胖受试者中进行了一项随机化、对照临床试验，以评估TUDCA治疗对肝脏（葡萄糖合成）、肌肉（葡萄糖摄取）以及脂肪组织（脂肪分解）中的胰岛素敏感性的影响。

研究者假设TUDCA治疗可改善多器官胰岛素信号传导和敏感性以及其他与胰岛素抵抗相关的代谢性因素。

高血胰岛素－正血葡萄糖钳技术联合稳定性同位素标记示踪输注检测可确定体内的胰岛素敏感性，同时获取脂肪组织和骨骼肌活检组织以评估TUDCA或安慰剂治疗前后的ER应激反应标记物、JNK磷酸化以及胰岛素信号传导通路组件水平。

研究设计与方法
研究受试者20例肥胖受试者（男性8例，女性12例；年龄：18 ±11岁，体质量指数[BMI]：37 ±4kg/m2，平均数±标准差）参与了此项单盲、随机化、安慰剂对照临床试验（注册编号NCT00771901）。

所有受试者均存在胰岛素抵抗，胰岛素稳态模型评估值≥3.0（24）。

受试者完成了综合性医学评估，包括详细病史、体格检查、血液检测以及2小时口服糖耐量试验。

罹患糖尿病、除非酒精性脂肪肝（NAFLD）外的慢性肝病、重度高甘油三酯血症（空腹血清甘油三酯浓度>400 mg/dl），以及吸烟或正在服用已知可改变葡萄糖或脂质代谢药物患者将被排除在外。

研究者有意对存在胰岛素抵抗但未发生糖尿病患者进行研究，以便有最佳机会发现TUDCA治疗改善胰岛素敏感性，而避免糖尿病治疗药物以及研究受试者间血糖控制水平差异所造成的潜在混淆因素影响。

所有受试者均在本研究开始前3个月内惯于静坐（平常运动量<1小时/周，并≤1次/周），并保持体重稳定（体重变化<2%）。

受试者在参与本研究前均提交了书面知情同意书。

并且，本研究得到了密苏里州圣路易斯华盛顿大学医学院人类研究保护办公室的批准。

试验方案：体成分体成分分析在进行高血胰岛素－正血葡萄糖钳检测前大约1周进行。

以双能X线吸收法（DEXA，QDR 4500；美国麻塞诸塞州Waltman Histologic公司）测定体脂肪质量（FM）及无脂肪质量（FFM）。

用磁共振成像技术确定腹部皮下脂肪组织以及腹内脂肪组织体积；用10层1cm厚轴向图像（起自L4-L5交界处，并向近端延伸）确定各脂肪蓄积部位的体积。

用磁共振光谱仪（德国Erlanger西门子公司3T 西门子Magnetom Trio Scanner）；各例受试者的检测体素为15×15×15-mm，取均数以估计甘油三酯占肝脏总体积的百分比（25）。

高血胰岛素－正血葡萄糖钳检测. 受试者在接受钳检测前一日下午收住圣路易斯华盛顿大学临床研究所（CRU）。

受试者于18:00点进食一份标准餐，含12kcal/kg FFM，55%的总能量由碳水化合物提供，30%由脂肪，15%由蛋白质。

然后患者禁食，但不禁水，直到次日完成钳检测。

于次日早晨05:00，置入前臂静脉导管输注稳定性同位素标记示踪物（购自美国麻塞诸塞州Andover剑桥同位素实验室）、葡萄糖以及胰岛素。

另从对侧桡动脉置入导管，用于采集血样。

有4例受试者的桡动脉置管未能成功，所以另外经手静脉置管，用恒温调节箱加热到55°C，以获取动脉化血样（26）。

于06:00时，开始强化连续输注[6,6-2H2]葡萄糖（强化剂量为22.5 μmol/kg体重；输注速率为0.25 μmol/kg体重/分钟），维持9.5小时。

于08:00时，开始连续输注结合于25％人白蛋白的[2,2-2H2]棕榈酸盐（输注速率为0.035 μmol/kg体重/分钟），维持7.5小时。

于09:30时，即开始输注葡萄糖示踪剂后3.5小时，开始两阶段高血胰岛素－正血葡萄糖钳检测，持续6小时。

在钳检测第一阶段（3.5-6.5小时）中，
以7 mU/m2体表面积[BSA]/分钟的速率输注胰岛素（起始强化剂量为28 mU/m2 BSA/分钟，共5分钟，而后为14 mU/m2 BSA/分钟，共5分钟），持续3小时。

在钳检测第二阶段（6.5-9.5小时）中，胰岛素输注速率提高到50 mU/m2 BSA/分钟（起始强化剂量为200 mU/m2 BSA/分钟，共5分钟，而后为100 mU/m2 BSA/分钟，共5分钟）。

之所以选择以上这些胰岛素输注速率是为了评估脂肪组织胰岛素敏感性（输注低剂量胰岛素以亚最大水平抑制脂肪组织甘油三酯的脂肪分解）以及骨骼肌胰岛素敏感性（输注高剂量胰岛素促进肌肉葡萄糖摄取）（27）。

通过输注20%葡萄糖（以[6,6-2H2]葡萄糖稀释到2.5%）将血糖浓度维持在大约5.6mM（100 mg/dl），实现正血糖。

[6,6-2H2]葡萄糖的输注速率在钳检测的第一阶段降低到基线值的50%，在第二阶段降低到基线值的75%，以应对内源性葡萄糖合成的预期下降。

[2,2-2H2]棕榈酸盐在第一阶段中降低到基线值的50%，以应对内源性脂肪分解的预期下降。

在开始输注示踪剂前，采集血样以确定背景血浆示葡萄糖和棕榈酸盐的示踪剂－示踪对象比值（TTRs），在基线期最后30分钟、钳检测第一阶段和第二阶段，每10分钟检测一次，以确定葡萄糖、游离脂肪酸（FFA）和胰岛素浓度，以及底物动力学。

用预冷肝素化试管收集血样，以检测葡萄糖和胰岛素浓度。

其他所有血样收集于含有EDTA的预冷试管中。

血样置于冰上，在收集后30分钟内离心分离血浆。

血浆样本保存于－80°C直到最终进行分析。

在基线期获取腹部皮下脂肪组织和肌肉组织（股四头肌股外侧肌部分），以评估ER应激反应标记物的表达和调节。

另外，在开始钳检测第二阶段后大约30分钟获取肌肉组织，以确定JNK磷酸化以及胰岛素信号传导通路的水平和程度。

活检部位消毒、铺巾后，以利多卡因麻醉皮肤以及皮下组织。

用解剖刀取小皮肤切口（大约0.5 cm）；用4毫米脂肪吸引管吸取脂肪组织，并用Tilley-Henkel镊（美国科罗拉多州Contennial Sontec Instruments有限公司）获取肌肉组织。

肌肉和组织标本立即以冷盐水冲洗，冷冻于液氮，并保存于－80°C 直到最终进行分析。

试验干预在完成基线钳检测后，将各受试者随机分组后，分别口服TUDCA（1750 mg/日）或安慰剂，共4周。

TUDCA和安慰剂均由意大利Genova Bruschettini S.r.l惠赠。

在为期4周的干预期内，每周访视受试者一次，回顾任何研究相关性问题，加强治疗依从性，检查体重，并对体征进行评估。

在治疗4周后，重复在基线时进行的身体组分分析以及钳检测。

钳检测的第二阶段未能在10例受试者中的2例得以完成，原因为在获取血样时遇到了技术方面的困难。

继续药物或安慰剂治疗，直到完成所有评估检测。

样本处理及分析. 用自动葡萄糖分析仪（YSI 2300 STAT Plus型；美国俄亥俄州Yellow Springs Yellow Springs Instruments公司）确定血浆葡萄糖浓度。

用气相色谱仪（HP 5890 Series II GC型；美国加利福尼亚州Palo Alto惠普公司）检测血浆FFA（28）。

用化学发光免疫分析仪（Immulite 1000型；美国加利福尼亚州洛杉矶Diagnostic Products公司）检测血浆胰岛素浓度。

用市售高敏感性免疫分析仪（美国密苏里州明尼波立斯R&D Systems公司）。

参考既往文献，用FPLC（GE医疗AKTA FPLC系统）和荧光免疫印迹法（美国内布拉斯卡州林肯LI-COR生物技术公司）测定总脂联素和高分子量（HMW）脂联素的浓度（29）。

参考既往文献，用气相色谱/质谱仪（MSD 5973系统及毛细管；惠普公司）检测血浆葡萄糖和棕榈酸盐TTRs（30）。

为了确定肌肉和脂肪组织中胰岛素和JNK信号传导通路的活化水平，研究者测定了部位特异性IRS-1、Akt和JNK磷酸化水平。

低温研磨组织样本，将粉末状组织转移到含细胞裂解液的试管（美国麻塞诸塞州Beverly Cell Signaling公司），并用polytron（PowerGen 125型；美国宾西法尼亚州匹兹堡Fisher公司）匀浆化。

以2000x g在4°C下离心匀浆物压积不可溶物。

测定上清液中的总蛋白浓度（美国加利福尼亚州Hercules Bio-Rad公司DC Protein Assay试剂盒），取25-50 μg 蛋白行SDS-PAGE电泳，而后转到硝酸纤维膜。

用免疫印迹多克隆抗体探针检测总Akt、Akt Ser473、总JNK以及JNK Thr183（美国麻塞诸塞州Beverly Cell Signaling公司）。

为了确定IRS-1酪氨酸磷酸化水平，同时用兔多克隆抗体和小鼠单克隆磷酸酪氨酸抗体（美国麻塞诸塞州Danvers Cell Signaling公司）检测IRS-1（美国密苏里州圣路易斯华盛顿大学Mike Mueckler惠赠）免疫印迹，并用红色（抗鼠）或绿色（抗兔）荧光素标记第二抗体孵育。

以LiCor双色显色系统（美国内布拉斯卡Li-Cor Biosciences Lincoln公司）。

用LiCor系统和Odyssey 3.0软件显示和量化所有条带强度，磷酸化水平以总蛋白水平函数形式表示。

参考既往文献，对脂肪组织中的ER应激反应标记物mRNA表达水平进行实时（RT）定量PCR检测，包括葡萄糖调节蛋白78（Grp78）、剪切后X盒结合蛋白－1（XBP-1）以及C/EBP同源蛋白（CHOP）（22）。

用TRIzol试剂（美国加利福尼亚州Carlsbard Invitrogen公司）匀浆化冰冻脂肪组织。

取1 μg RNA样本用高效cDNA储存系统（美国加利福尼亚州Foster市Applied Biosystems公司）逆转录合成cDNA；定量RT-PCR采用ABI 7300 RT PCR 系统（美国加利福尼亚州Foster市Applied Biosystems 公司）SybrGreen试剂。

以18S亚基核糖体RNA作为内参，标准化ER应激反应标记物mRNA表达水平。

参考既往文献，用免疫印迹兔多克隆抗p-eIF2α（美国加利福尼亚州Carlsbard Invitrogen公司）以及小鼠单克隆抗p-JNK（美国麻塞诸塞州Beverly Cell Signaling 公司）检测脂肪组织中同型半胱氨酸诱导内质网蛋白（HERP）蛋白质表达水平以及第52号丝氨酸磷酸化真核延长启动因子2α（eIF2 α）和第183/185号苏氨酸磷酸化JNK浓度抗HERP抗体由日本东北大学平林泰彦惠赠。

用肌动蛋白作为内参，标准化p-(eIF2α)、p-JNK 以及HERP条带强度。

计算方法. 基线起的最后30分钟、钳检测的第1和第2阶段达到了同位素稳态条件，因此用Steele稳态条件公式计算葡萄糖出现率（Ra）、葡萄糖消失率（Rd）以及棕榈酸盐Ra （31）。

用肝脏胰岛素抵抗指数倒数表示肝脏胰岛素敏感性指数，计算方法为基线肝脏葡萄糖合成速率（单位：μmol/分钟）与基线血浆胰岛素浓度（单位：μU/ml）的乘积（32）。

用钳检测第一阶段内棕榈酸盐Ra自基线起的相对下降值计算脂肪组织胰岛素敏感性。

用钳检测第二阶段内血浆葡萄糖Rd自基线起的相对下降值计算骨骼肌胰岛素敏感性。

HOMA-IR 评分计算方法为空腹血浆胰岛素浓度（单位：mU/l）与葡萄糖浓度（单位：mmol/l）的乘积再除以22.5（24）。

统计学分析. 统计学分析采用SPSS Windows版软件（美国伊利诺伊州芝加哥SPSS公司，16.0版）。

所有结果以平均数±标准差（对于正态分布数据集）或中位数和百分位数（偏斜数据集）。

用双因素重复测量方差分析（ANOVA）确定TUDCA抑或安慰剂治疗反应变化结果是否具有差异。

偏斜数据集用非参数法分析。

P值≤0.05为有统计学意义。

所有结果以平均数±标准差（对于正态分布数据集）或中位数和百分位数（偏斜数据集）。

根据研究者既往在肥胖受试者中所获得的葡萄糖动力学数据（33），研究者估计每组10例受试者的样本量可以在治疗后发现两组间的胰岛素敏感性25%的差异，α水平为0.05，检验效力为80%（β水平＝0.2）。

在这一数量级水平上的胰岛素敏感性差异具有临床意义，因为这代表了当前胰岛素抵抗治疗策略所见效应的下限如中度体重减轻（33）或药物治疗（例如二甲双胍和噻唑烷二酮类药物）（34-41）。

结果
受试者特征、代谢学参数以及体成分. 随机化接受TUDCA和安慰剂治疗的受试者在年龄、性别、BMI和体成分方面是相似的（参见表－1）。

TUDCA组或安慰剂组在治疗4周后体重、总体脂肪量以及脂肪分布（腹内脂肪体积以及IHTG含量）并未发生明显变化。

基线时（治疗前）的血浆葡萄糖、胰岛素、FFA、甘油三酯、天门冬氨酸转氨酶、丙氨酸转氨酶、总脂联素、高分子量脂联素以及炎症反应标记物在两组间并无不同，而且在TUDCA或安慰剂治疗后并未有任何变化（参见表－1）。

HOMA-IR评分在安慰剂治疗后并未发生变化，但是TUDCA治疗后大约下降了20%（参见表－1）；然而，TUDCA治疗后的HOMA-IR下降值不具有统计学意义。

高血胰岛素-正血葡萄糖钳技术测定胰岛素敏感性. 在高血胰岛素-正血葡萄糖钳检测中，正常血糖在所有受试者中大约维持在100mg/dl水平（平均血浆葡萄糖浓度：钳检测第一阶段为100.0 ± 2.1 mg/dl，第二阶段为102.0 ± 2.7 mg/dl），血浆胰岛素水平在第一阶段升高到29 ± 17 μU/ml，在第二阶段升高到81 ± 19 μU/ml。

肝脏胰岛素敏感性指数在TUDCA治疗后升高了大约30%，但并未受到安慰剂治疗的影响（参见图－1A）。

在TUDCA治疗组和安慰剂治疗组中，葡萄糖Rd在治疗前的钳检测第二阶段自基线值升高了大约150%（P值<0.001）。

与基线（治疗前）值相比，TUDCA治疗后，葡萄糖Rd较基线值的升高值在第二阶段增加了34 ±23 %（P值<0.05），但是安慰剂治疗后却未发生变化（参见图－1B）。

在治疗前，输注胰岛素可降低TUDCA治疗组和安慰剂组棕榈酸盐Ra大约50%，TUDCA或安慰剂治疗仍然保持一致（参见图－1C）。

与研究者动力学数据一致的是，TUDCA治疗增强了肌肉而非脂肪组织的胰岛素信号传导通路活性。

与安慰剂治疗相比，TUDCA治疗升高了肌肉中的胰岛素诱导性IRS Tyr和AktSer473水平（两P值均<0.05；参见图－2）。

与之相比，TUDCA治疗并未改变脂肪组织中的胰岛素诱导性IRS Tyr和AktSer473水平（数据暂略）。

安慰剂治疗组和TUDCA治疗组受试者的骨骼肌JNK Thr183磷酸化水平未见任何差异（参见图－2）。

肌肉和脂肪组织中的内质网应激反应标记物. 脂肪组织中剪切后XBP-1、Grp78和CHOP mRNA表达水平（参见图－3A）以及HERP、eIF2αSer52和JNKThr183/183（图－3B）蛋白质表达水平未受安慰剂或TUDCA治疗的影响。

骨骼肌中的剪切后XBP-1、Grp78和CHOP mRNA表达水平很低（低于剪切后XBP-1检测水平下限），而且在TUDCA治疗后并未发生任何变化（数据略去）。

讨论
最近在鼠模型和人类受试者中获得的研究数据已经表明，肥胖与肝脏和脂肪组织而非肌肉的ER应激反应有关（15;18;22;23）。

以TUDCA治疗肥胖小鼠，而TUDCA可作为化学分子伴侣降低肝脏和脂肪组织的ER应激反应，可改善肝脏、肌肉和脂肪组织的胰岛素敏感性（18）。

然而，使用可降低ER应激反应药物治疗肥胖相关性胰岛素抵抗尚未在人类受试者中进行评估。

因此，研究者进行了一项随机化对照临床试验，以确定在合并胰岛素抵抗的肥胖受试者中TUDCA治疗4周对多器官胰岛素敏感性以及调节胰岛素活性相关因素的影响。

本研究数据表明，TUDCA治疗可提高体内肝脏和肌肉胰岛素活性，同时增强肌肉胰岛素信号传导通路组件的磷酸化水平。

另外，肝脏和肌肉胰岛素敏感性改善的数量级（均大约为30%）与当前所使用的糖尿病药物胰岛素增敏效果相似，例如噻唑烷二酮类药物和二甲双胍（35-41）。

然而，研究者并未发生TUDCA对脂肪组织胰岛素敏感性或ER应激水平有任何影响。

因此，脂肪细胞ER应激反应降低不大可能是本研究中造成胰岛素活性变化的原因。

这些数据提示，TUDCA表示可能提供了一种改善胰岛素抵抗肥胖者葡萄糖稳态的药理学新方法。

TUDCA治疗改善肝脏胰岛素敏感性的确切细胞机制尚不清楚。

来自人肝细胞培养的研究数据已经显示，TUDCA通过G蛋白耦联受体依赖性机制激活Akt及其下游靶点（42;43）。

另外，胆酸或核法尼酯X受体（FXR）拮抗剂活化FXR可改善体外细胞系和在体动物模型的胰岛素敏感性（44;45）。

然而，TUDCA与其他一些胆酸不同，是一种相对较差的FXR底物（46）。

在动物和体外培养肝细胞中，
TUDCA治疗可抑制ER应激反应，并能增强胰岛素信号传导通路的活性（18）。

因此，在本研究中，可能是TUDCA治疗影响了肝脏ER应激反应，但是研究者在受试者中未能获得肝脏组织直接对这种可能性进行评估。

在研究受试者中以及先前小鼠研究（18）中，TUDCA诱导改善骨骼肌胰岛素敏感性和胰岛素信号传导通路的相关机制仍不清楚。

与脂肪组织和肝脏相比，ER应激反应标记物未在肥胖小鼠（15;18）或肥胖受试者（23）的骨骼肌中升高。

TUDCA治疗并未升高受试者的肌肉ER应激反应标记物。

另外，肌肉并未表达FXR（46），这排除了FXR介导改善肌肉胰岛素活性的可能性。

然而，G蛋白受体普遍表达，因此TUDCA对于肌肉的部分效应可能是由Akt激活G蛋白受体介导的。

尽管研究者发现TUDCA治疗改善了肝脏和肌肉胰岛素敏感性，但是研究者未能发现TUDCA治疗对HOMA-IR以及多种与胰岛素抵抗有关的代谢学变量（例如，血浆葡萄糖、胰岛素以及FFA浓度）有任何明显影响。

这些评价指标可能不足以检测出TUDCA效应，需要通过稳定性同位素标记示踪物联合高血胰岛素－正血糖钳技术对胰岛素活性进行更为敏感的评估。

与自小鼠模型获得的数据不同（18），研究者未发现TUDCA治疗对脂肪组织胰岛素敏感性或信号传导通路或脂肪组织ER应激反应标记物表达水平有任何影响。

多种因素可能造成了TUDCA治疗在小鼠与本研究人类受试者之间的所观察到的显著差异。

首先，可能是本研究给予受试者的TUDCA剂量为治疗胆道疾病的最大剂量，但尚不足以造成脂肪组织ER 应激反应发生明显变化；在先前的研究中，给予小鼠的TUDCA体重相对剂量大约高出了本研究受试者大约30倍。

其次，TUDCA是以腹腔注射途径给予小鼠的，而在本研究中则是口服给药的。

可能是由于这种给药途径上的差异限制了本研究受试者的TUDCA组织利用度，因为TUDCA可被肝脏有效代谢，极少有胆酸共价物脱离肝脏消除进入体循环（47）。

最后，负责TUDCA组织摄取的转运物在大多数肝外组织中的表达是非常低的（48;49），因此需要高血浆浓度达到足够的组织摄取以影响细胞内的功能。

这些药物代谢动力学因素增加了这样一种可能性：脂肪组织并不能在口服TUDCA受试者体内达到足够的暴露度，因而无法改变受试者的ER应激反应。

需要在进一步的研究增加不同给药方案来解决这一问题。

总而言之，胰岛素抵抗参与了肥胖相关性关键代谢性疾病的发病过程（1-3;6-14）。

本研究的结果表明，TUDCA治疗增强了肥胖性胰岛素抵抗受试者的肝脏和肌肉胰岛素敏感性。

但是还需要进一步研究来确定造成此种胰岛素增敏效应的确切细胞机制，并确定此类化合物对于肥胖性胰岛素抵抗者的潜在治疗作用。

作者贡献. MK、BM、GSH以及SK参与了输注试验的设计以及执行过程、研究样本的处理、数据收集、进行最终数据分析以及撰写论文。

BSM参与了输注试验的执行过程。

MFG、LY、TAP、BNF、BWP以及JDH参与了样本处理以及样本分析。

致谢
本文作者希望感谢Adewole Okunade、Freida Custodio、以及Jennifer Shew提供技术协助，感谢Ken Schechtman提供统计学分析协助，感谢Melisa Moore及临床研究单位的工作人员在本研究执行过程中所提供的帮助，并感谢研究受试者参与本研究。

本研究得到“国立卫生研究院”DK37948号、DK52539号、DK56341号研究基金（营养肥胖研究中心）、RR00954号基金（生物医学质谱分析资源所）、UL1 RR024992号（临床与转化科学研究所）、T32 ES007155-24号基金（环境卫生培训基金）以及来自Syndexa制药公司纽崔来研究基金会（2009-26）的支持，另外本研究还获得了美国糖尿病协会的一项导师主导博士后奖学金以及Donald与Sue Pritzker学术奖的支持。

利益冲突申明：GSH为Syndexa制药公司的持股人和该公司“科学顾问委员会”的委员。

参考文献。