植物如何感知乙烯受体

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海南大学研究生
课程论文(设计)
题目:受体感知乙烯信号的研究(综述)
作者:张浩(14071010210021)
所在学院:农学院
专业年级:2014级生物化学与分子生物学
指导教师:周海龙
职称:
2014 年12 月25 日
受体感知乙烯信号研究(综述)
张浩
摘要:乙烯是一种气体激素,它影响植物生长,发育,响应等许多重要过程。

乙烯信号转导的第一步是结合其受体. 乙烯受体功能的研究比较透彻,但乙烯受体的生化输出机制,但是与此相关的蛋白激酶CTR1的含量减少。

据此提出了一个模型:铜辅因子结合乙烯,使受体通过一种过渡状态,减少CTR1的含量,最终引起下游转录的变化。

关键词:乙烯受体铜过渡金属
Receptors sense ethylene gas
zhanghao
Abstract:Ethylene is a hormone that affects many processes important for plant growth, development, and responses tostresses. The first step in ethylene signal transduction is when ethylene binds to its receptors. Numerous studieshave examined how these receptors function. In this review we summarize many of these studies and presentour current understanding about how ethylene binds to the receptors. The biochemical output of the receptorsis not known but current models predict that when ethylene binds to the receptors, the activity of the associatedprotein kinase, CTR1 (constitutive triple
response1), is reduced. This results in downstream transcriptionalchanges leading to ethylene responses. We present a model where a copper cofactor is required and the bindingof ethylene causes the receptor to pass through a transition state to become
non-signaling leading to lower CTR1activity.
Key words:Ethylene Receptors Copper Transition meta
一.说明
乙烯是第一个被发现的气态生物信号分子。

这个初步的证据是在1901年时,俄罗斯科学家neljubov报道。

外源性乙烯改变豌豆幼苗的生长。

[1]三十年后,gane实验发现苹果释放了乙烯。

[2]随后通过大量的研究,阐明了植物合成乙烯的途径以及乙烯影响植物许多重要的生长过程,包括种子发芽,开花,衰老,果实成熟。

[3,4]
尽管早期有初步的研究进展,但此后几十年间对于乙烯信号转导机制都没有突破性进展。

直到20世纪70年代末80年代早期在植物细胞的提取物中找到植物乙烯结合位点,才有了突破性进展。

[5–10].用拟南芥确定植物乙烯信号转导受体,取得显著进步。

乙烯存在时,黑暗中生长的拟南芥幼苗出现三重反应:抑制茎的伸长生长;促进上胚轴的横向加粗;茎失去负向地性而产生横向生长。

这种简单又可量化的试验用于筛选和鉴定乙烯反应及乙烯信号LED基因。

乙烯信号转导的模型:丝氨酸/苏氨酸激酶激活乙烯CTR1受体,进而抑制下游信号。

在这个模型中,对乙烯抑制作用,减少了受体CTR1活动。

低CTR1活动导致下游信号转录的变化从而抑制了乙烯释放。

本文综述了已知乙烯与受体的结合,提出了一种受体输出模型。

[11–17]
二.乙烯受体概述
乙烯(乙烯受体1)是第一个从拟南芥确定的植物激素。

[11,18]证据表明ETR1乙烯受体是一个主要来自两个方面的观察。

[11,19]首先,在跨膜特定错义突变域的LED对乙烯
不敏感。

第二,发现ETR1乙烯结合活性在酵母中表达。

[20]后来的研究表明,除了ETR1受体,还有ETR2,ERS1(乙烯响应传感器1),ERS2,和在拟南芥中结合具有高亲和力的EIN4四种受体。

不同亚型有一些共同的结构特征,如图1所示,跨膜α-端有三个乙烯-结合结构域的螺旋。

拟南芥受体中有三个在其C-末端,这类似于细菌的双组分的受体域的接收机域。

对比乙烯受体序列,植物乙烯受体分为两个亚科。

亚科1:拟南芥ETR1、ERS1,它们都包括组氨酸激酶活性和体外组氨酸激酶活性。

亚科2包括ETR2,EIN4,和ERS2,ERS2包含组氨酸酶域和丝氨酸/苏氨酸激酶。

ETR1具有组氨酸和体外丝氨酸/苏氨酸激酶活性。

磷酸化活性的研究,还不清楚是否有除此以外的受体激酶。

[21–26] 亚科2受体N-末端的氨基酸可能作为一个信号序列。

受体同源,稳定在由两个二硫键组成的N-末端。

ETR1突变体缺乏时,这些二硫键仍然结合乙烯。

此外,虽然缺乏二硫键的半胱氨酸,但蓝藻的同源乙烯受体还结合乙烯。

这就有疑问了,这些二硫键是不是在植物ETR1受体的功能要求?[27-30]
使用[14C] -乙烯在豌豆ER膜(内质网)乙烯结合位点定位。

对拟南芥,甜瓜的特定受体亚型和烟草的后续研究,证实这些受体主要定位于内质网。

乙烯是亲脂性的,可以分散在水和脂环境,受体的内膜并没有阻止定位。

GAF,激酶,和接收机域可能也是输出该受体的结构域。

双组分的受体通过组氨酸,天冬氨酸转移机制,乙烯和细菌受体同源性。

[35]此外,在番茄乙烯受体的磷酸化水平降低乙烯含量。

然而对于磷酸化的定位还不明确。

在对比的生化研究,遗传实验表明,乙烯ETR1绑定激活组氨酸激酶。

乙烯信号突变的研究表明,组氨酸激酶活性的调节在植物乙烯反应是一个小角色。

这个活动可以精细调节受体信号传导的下游组件。

[36]根据上述研究,这种活动似乎不需要乙烯反应,这很可能是乙烯受体信号转导的调节作用。

CTR1是乙烯信号转导和受体的直接互的主要组成部分。

去除CTR1突变体后,CTR1无信号转导作用。

同时,乙烯的应用使以CTR1和受体依赖性的ER膜相联系。

ETR1组氨酸激酶活性调制作用相互发生。

[38]研究表明,乙烯诱导的构象变化抑制受体CTR1(图2)。

其他受体蛋白的相互作用也可能调节受体,但CTR1与乙烯首先作用。

[39]
三.乙烯受体的结合
、乙烯感知的第一步,是与受体结合。

通过在酵母细胞表达的受体,发现,[40]乙烯结合发生在拟南芥和番茄的受体的跨膜结构域N-末端。

[42]
3.1辅因子作用
乙烯信号转导的核心问题之一,蛋白结合具有高亲和,特异的受体。

首先,基于对烯烃的化学分析,推测钴,铜,铁,镍和锌等过渡金属作为辅助因子。

通过ETR1外源表达,酵母中,发现铜离子作为辅因子结合乙烯。

后来的研究,铜离子,也结合其他四个受体亚型。

[43--46]另外,铜辅因子,etr1 - 1受体突变体不能与铜和乙烯结合。

此外,一些研究已经确定,铜转运蛋白,响应angagonist1,受体的上游,乙烯受体的生物合成也需要铜转运蛋白。

受体的跨膜也需要铜离子的协助。

在金属–烯烃配合物,如铜(I),非铜(II),参与乙烯和铜之间的相互作用。

由于Cu(I)在受体跨膜部分,这可能疏水性的环境,有助于乙烯与受体蛋白结合。

[46-50]
通过对11种过渡金属的实验,只有两种过渡金属(银,金)支持的乙烯结合ETR1,有趣的是,银离子抑制与乙烯的感知。

[51]而金离子与之相反。

Au(I)和Au(Ⅲ)与烯烃形成复合物。

[52]最初LED模型中,Ag(I)取代铜(I)作用下游信号的受体。

然而,最近的一个研究表明,只有银离子可以替代铜离子,结合受体。

[54]因此,即使乙烯结合结构域
受体亚型之间是高度保守的,还有有这功能的差异[55],ETR1既可以抑制银,也可以响应银离子。

然而,除了ETR2,其他所有的受体亚型,可以补充这种反应的ETR1损失。

[56]
这表明,有多个金属结合位点在受体介导的乙烯和另一银离子的抑制相互作用。

[57] 银离子只有约30–50%与铜离子的ETR1乙烯结合。

这种较低的结合,改变KD乙烯或乙烯一半释放。

[58]这表明银离子比铜结合位点少。

每个受体二聚体与每个铜离子结合乙烯。

[59]相反,当银离子存在,降低乙烯结合活性的结合位点。

然而,也有可能,ETR1二聚体只需输入较少的乙烯。

如果Cu(I)与受体结合按1:1的化学计量计算,铜二聚体与乙烯结合是铜一聚体与之结合的一半。

[60]
3.2。

乙烯-结合和信号转导
由于缺乏结构数据,无法确定乙烯受体结合确切的机制及引起的反应。

然而,结合几个不同的研究有一个LED乙烯受体和信号在乙烯受体转导的构图。

[61]如前所述,乙烯-结合结构域是由三个跨膜a-螺旋,乙烯信号模型(图2)
在这个模型中,第一个乙烯信号的状态:乙烯不受约束,这种受体信号激活CTR1。

中央区域的a-螺旋1和1,七个氨基酸突变体组成了信号,导致不能和乙烯受体结合。

其中Cys65,对铜的辅因子的协调是必须的。

这种氨基酸,对乙烯ETR1-1突变体的突变不敏感。

因此很有可能半胱氨酸是金属配位的一部分。

[62]没有直接的证据证明其他的三种氨基酸(Asp25,try32,His69在ETR1)也可以参与协调铜辅因子,。

第二乙烯信号状态:一个乙烯的受体铜辅因子激活CTR1。

这种过渡状态,13个氨基酸的任何一个在乙烯-结合结构域的产生突变,受体仍能结合乙烯。

受体结合乙烯时,位于螺旋1和3的细胞质侧的氨基酸残基构象变化,[63]
第三信号状态:乙烯受体没有激活CTR1信号。

无论乙烯是否存在,在螺旋3的胞质一侧的两个残基突变导致受体被锁定。

[64]。

这表明,这些氨基酸的需要从受体信号输出。

模型的关键组成部分,有两个乙烯结合的构象均衡存在[65]乙烯结合预测转移的平衡向状态3。

基于该模型,在状态2饱和乙烯,CTR1被激活,由于信号状态2不起作用,受体与CTR1作用低。

虽然乙烯是对称结构,但是乙烯结合位点是不均匀的。

正环辛烯,乙烯受体抑制剂。

最近发现:(R)对映体的正环辛烯比(S)的对映体,在阻止乙烯受体ETR1更有效。

也有数据表明,手性识别的(R):对映异构体(S)为5:1时,乙烯结合发生在一个不对称的环境。

一个清晰的乙烯受体相互作用和对乙烯的模拟图片帮助我们观察和分析乙烯结合位点的特异性。

[66-68]
四.总结
本文对乙烯的敏感性,受体结合构象变化,导致受体CTR1相互作用的改变做阐述。

一个问题是什么结构的变化改变下游信号受体成分?化学,生化,遗传,分子的研究已经开始回答这个问题,乙烯影响的受体来改变它们的生化输出一个想法。

[1] D. Neljubow, Beih. Bot. Zentralbl. 10 (1901) 128–139.
[2] R. Gane, Nature 134 (1934) 1008.
[3] In: A.K. Mattoo, J.C. Suttle (Eds.), The plant hormone ethylene, CRC Press, Inc., BocaRaton, 1991.
[4] F. Abeles, P. Morgan, M.J. Saltveit, Ethylene in plant biology, Second ed. AcademicPress, San Diego, CA, 1992.
[5] E.C. Sisler, Plant Physiol. 64 (1979) 538–542.
[6] E.C. Sisler, Plant Physiol. 66 (1980) 404–406.
[7] D.E. Evans, T. Bengochea, A.J. Cairns, J.H. Dodds, M.A. Hall, Plant Cell Environ. 5(1982) 101–107.
[8] D.E. Evans, J.H. Dodds, P.C. Lloyd, I. apGwynn, M.A. Hall, Planta 154 (1982) 48–52.
[9] P.H. Jerie, A.R. Shaari, M.A. Hall, Planta 144 (1979) 503–507.
[10] C.J.R. Thomas, A.R. Smith, M.A. Hall, Planta 164 (1984) 474–479.
[11] A.B. Bleecker, M.A. Estelle, C. Somerville, H. Kende, Science 241 (1988) 1086–1089.
[12] P. Guzmán, J.R. Ecker, Plant Cell 2 (1990) 513–523.
[13] J.J. Kieber, M. Rothenberg, G. Roman, K.A. Feldman, J.R. Ecker, Cell 72 (1993)427–441.
[14] G. Roman, B. Lubarsky, J.J. Kieber, M. Rothenberg, J.R. Ecker, Genetics 139 (1995)1393–1409.
[15] C. Merchante, J.M. Alonso, A.N. Stepanova, Curr. Opin. Plant Biol. 16 (2013)554–560.
[16] C. Ju, C. Chang, AoB Plants (2012) 1–12, /10.1093/aobpla/pls031.
[17] F. Vandenbussche, I. Vaseva, K. Vissenberg, D. Van Der Straeten, New Phytol.
194(2012) 895–909.
[18] C. Chang, S.F. Kwok, A.B. Bleecker, E.M. Meyerowitz, Science 262 (1993) 539–544.
[19] Q.H.G. Chen, A.B. Bleecker, Plant Physiol. 108 (1995) 597–607.
[20] G.E. Schaller, A.B. Bleecker, Science 270 (1995) 1809–1811.
[21] J. Hua, C. Chang, Q. Sun, E.M. Meyerowitz, Science 269 (1995) 1712–1714.
[22] J. Hua, H. Sakai, S. Nourizadeh, Q.H.G. Chen, A.B. Bleecker, J.R. Ecker,
E.M.Meyerowitz, Plant Cell 10 (1998) 1321–1332.
[23] H. Sakai, J. Hua, Q.H.G. Chen, C. Chang, L.J. Medrano, A.B. Bleecker, E.M. Meyerowitz,Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95 (1998) 5812–5817.
[24] R.C. O'Malley, F.I. Rodriguez, J.J. Esch, B.M. Binder, P. O'Donnell, H.J. Klee,
A.B.Bleecker, Plant J. 41 (2005) 651–659.
[25] A.E. Hall, J.L. Findell, G.E. Schaller, E.C. Sisler, A.B. Bleecker, Plant Physiol. 123 (2000)1449–1457.
[26] B. McDaniel, B.M. Binder, J. Biol. Chem. 287 (2012) 26094–26103.
[27] H.-J. Müller-Dieckmann, A.A. Grantz, S.-H. Kim, Structure 7 (1999) 1547–1556.
[28] W. Wang, J.E. Esch, S.H. Shiu, H. Agula, B.M. Binder, C. Chang, S.E. Patterson,
A.B.Bleecker, Plant Cell 18 (2006) 3429–3442.
[29] R.L. Gamble, M.L. Coon?eld, G.E. Schaller, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95 (1998)7825–7829.
[30] P. Moussatche, H.J. Klee, J. Biol. Chem. 279 (2004) 48734–48741.
[31] G.E. Schaller, A.N. Ladd, M.B. Lanahan, J.M. Spanbauer, A.B. Bleecker, J. Biol. Chem.270 (1995) 12526–12530.
[32] Y.-F. Chen, Z. Gao, R.J. Kerris III, W. Wang, B.M. Binder, G.E. Schaller, PLoS ONE
[33] F.I. Rodriguez, J.J. Esch, A.E. Hall, B.M. Binder, G.E. Schaller, A.B. Bleecker, Science 283(1999) 996–998.
[34] F. Xie, Q. Liu, C.-K. Wen, Plant Physiol. 142 (2006) 492–508.
[35] Y.-F. Chen, M.D. Randlett, J.L. Findell, G.E. Schaller, J. Biol. Chem. 277 (2002)19861–19866.
[36] Y.-F. Chen, S.N. Shakeel, J. Bowers, X.-C. Zhao, N. Etheridge, G.E. Schaller, J.
Biol.Chem. 282 (2007) 24752–24758.
[37] B. Ma, M.-L. Cui, H.-J. Sun, K. Takada, H. Mori, H. Kamada, H. Ezura, Plant Physiol. 141(2006) 587–597.
[38] S. Zhong, Z. Lin, D. Grierson, J. Exp. Bot. 59 (2008) 965–972.
[39] C.-H. Dong, M. Rivarola, J.S. Resnick, B.D. Maggin, C. Chang, Plant J. 53 (2008)275–286.
[40] C. Grefen, K. St?dele, K. R??i?ka, P. Obrdlik, K. Harter, J. Horák, Mol. Plant 1 (2008)308–320.
[41] A.H. West, A.M. Stock, Trends Biochem. Sci. 26 (2001) 369–376.
[42] J. Voet-van-Vormizeele, G. Groth, Mol. Plant 1 (2008) 380–387.
[43] Y. Kamiyoshihara, D.M. Tieman, D.J. Huber, H.J. Klee, Plant Physiol. 160 (2012)488–497.
[44] B.P. Hall, S.N. Shakeel, M. Amir, N.U. Haq, X. Qu, G.E. Schaller, Plant Physiol.
159(2012) 682–695.
[45] X. Qu, G.E. Schaller, Plant Physiol. 136 (2004) 2961–2970.
[46] W. Wang, A.E. Hall, R. O'Malley, A.B. Bleecker, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.
100(2003) 352–357.
[47] B.M. Binder, R.C. O'Malley, W. Wang, J.M. Moore, B.M. Parks, E.P. Spalding,
A.B.Bleecker, Plant Physiol. 136 (2004) 2913–2920.
[48] T. Chen, J. Liu, G. Lei, Y.-F. Liu, Z.-G. Li, J.-J. Tao, Y.-J. Hao, Y.-R. Cao, Q. Lin, W.-K. Zhang,B. Ma, S.-Y. Chen, J.-S. Zhang, Plant Cell Physiol. 50 (2009) 1636–1650.
[49] M.M.A. Bisson, G. Groth, Mol. Plant 3 (2010) 882–889.
[50] J.D. Cancel, P.B. Larsen, Plant Physiol. 129 (2002) 1557–1567.
[51] K.L. Clark, P.B. Larsen, X.X. Wang, C. Chang, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95 (1998)5401–5406.
[52] Z.Y. Gao, Y.F. Chen, M.D. Randlett, X.C. Zhao, J.L. Findell, J.J. Kieber, G.E. Schaller,J. Biol. Chem. 278 (2003) 34725–34732.
[53] B. Scharein, J. Voet-van-Vormizeele, K. Harter, G. Groth, Anal. Biochem. 377 (2008)72–76.
[54] T. Urao, S. Miyata, K. Yamaguchi-Shinozaki, K. Shinozaki, FEBS Lett. 478 (2000)227–232.
[55] Z. Lin, L. Arciga-Reyes, S. Zhong, L. Alexander, R. Hackett, I. Wilson, D. Grierson,J. Exp. Bot. 59 (2008) 4271–4287.
[56] Z. Lin, C.W. Ho, D. Grierson, J. Exp. Bot. 60 (2009) 3697–3714.
[57] C.-H. Dong, M. Jang, B. Scharein, A. Malach, M. Rivarola, J. Liesch, G. Groth, I. Hwang,C. Chang, J. Biol. Chem. 285 (2010) 40706–40713.
[58] Y.F. Huang, H. Li, C.E. Hutchison, J. Laskey, J.J. Kieber, Plant J. 33 (2003) 221–233.
[59] S.N. Shakeel, X. Wang, B.M. Binder, G.E. Schaller, AoB Plants (2013),
/10.1093/aobpla/plt010.
[60] B. Esser, T.M. Swager, Angew. Chem. Int. Ed. 49 (2010) 8872–8875.
[61] B. Esser, J.M. Schnorr, T.M. Swager, Angew. Chem. Int. Ed. 51 (2012) 5752–5756.
[62] M. Ding, A. Star, Angew. Chem. Int. Ed. 51 (2012) 7637–7638.
[63] R. Zhang, M.I. Tejedor, M.A. Anderson, M. Paulose, G.A. Grimes, Sensors 2 (2002).
[64] O. Green, N.A. Smith, A.B. Ellis, J.N. Burstyn, J. Am. Chem. Soc. 126 (2004) 5952–
5953.
[65] M. Santiago Cintrón, O. Green, J.N. Burstyn, Inorg. Chem. 51 (2012) 2737–2746.
[66] J. Thompson, R. Harlow, J. Whitney, J. Am. Chem. Soc. 105 (1983) 3522–3527.
[67] S.P. Burg, E.A. Burg, Plant Physiol. 42 (1967) 144–152.
[68] E.C. Sisler, Tob. Sci. 21 (1976) 43–45.。

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