植物生理学实验指导

植物生理学实验指导周祖富黎兆安主编
广西大学实验规则
1. 做好实验前的预习及准备。

每次实验前务必将指定项目的实验指导仔细阅读，熟悉每项实验的目的、原理、方法和操作程序，并复习教材或笔记中有关部分，使实验进行时能独立操作及分析实验结果
2. 保特室内安静，在实验中不得随意走动或谈话，以免影响他人实验。

3. 要爱惜国家财物。

每一位同学应本着爱护国家资财及节约的精神，对器具谨慎使用，如有损坏，应立即报告指导教师，并进行登记。

4.遵守仪器、器具使用规定。

贵重仪器使用时，应有教师在旁指导，未明了正确使用方法前，切勿乱动，以免损坏仪器。

凡属公用器具及药品，不得拿到自己桌上，用后应放回原处，以便他人使用。

5. 保特室内的清洁卫生。

实验室不准随地吐痰或乱掷废纸屑。

每次实验结束后，每组负责清洗并整理本组的实验器具及桌面，以养成良好的工作习惯；值日生应负责扫地、抹桌、倒污水等工作，以保特实验室的整洁。

6. 认真做好实验观察及实验报告。

当实验有继续观察必要时，应按时观察。

凡需同学负责照管的实验，必须按规定管理。

7. 实验完毕后，应按规定格式书写实验报告，并按指定日期交给指导教师批阅。

实验报告内容应包括：实验日期；实验题目；实验目的；实验基本原理；实验材料、仪器设备、药品；实验方法与步骤；实验结果与分析。

8. 实验结果应根据自己实验所得如实记录，不得擅自修改。

如因不严格按实验操作规程进行实验，而导致实验失败时，必须重做。

前言
《植物生理学》是农学、园艺、植保、农业资源与环境和生物技术等专业必修的专业基础课程，植物生理学实验是该课程重要的实践性教学环节。

通过实验，进一步加深学生对基础理论的认识和理解，加强对学生基本实验技能的训练和动手能力的培养，使学生初步掌握植物生理的基本测定方法和技术，提高学生分析问题和解决问题的能力，为今后参与科学研究奠定基础。

本教材根据《植物生理学》的各章节内容编写，目的在于让学生较全面接触和了解植物生理学各个过程的实验技术方法。

在编写过程中，参阅了大量相关资料，并结合我们长期以来从事植物生理学实验教学的实践经验，对原有的实验项目、内容及部分实验方法作了修订和完善，增添了新的实验项目，吸收了新的实验技术和方法。

在实验内容上体现了科学性、实用性。

全书编入实验项目46项，共66项，附录4项。

本教材既满足了农类、生物类本科各专业植物生理学实验教学的需要，也可作为本科生、研究生毕业论文实验及相关科研人员科学研究的参考书。

这本《植物生理学实验指导》教材是广西大学实验教学改革、更新立项项目，由周祖富、黎兆安主持立项建设，在立项过程中，得到了学校设备处的大力支持；在编写过程中，得到了林炎坤教授的关心、指导和帮助，并审阅了全书，同时也得到了本教研室老师们的支持和帮助，在此一并表示诚挚的感谢。

由于编者水平有限，错漏在所难免，书中有不当之处，敬请使用者给子批评指正。

编者
2005年3月
实验规则
1. 做好实验前的预习及准备。

每次实验前务必将指定项目的实验指导仔细阅读，熟悉每项实验的目的、原理、方法和操作程序，并复习教材或笔记中有关部分，使实验进行时能独立操作及分析实验结果
2. 保特室内安静，在实验中不得随意走动或谈话，以免影响他人实验。

3. 要爱惜国家财物。

每一位同学应本着爱护国家资财及节约的精神，对器具谨慎使用，如有损坏，应立即报告指导教师，并进行登记。

4.遵守仪器、器具使用规定。

贵重仪器使用时，应有教师在旁指导，未明了正确使用方法前，切勿乱动，以免损坏仪器。

凡属公用器具及药品，不得拿到自己桌上，用后应放回原处，以便他人使用。

5. 保特室内的清洁卫生。

实验室不准随地吐痰或乱掷废纸屑。

每次实验结束后，每组负责清洗并整理本组的实验器具及桌面，以养成良好的工作习惯；值日生应负责扫地、抹桌、倒污水等工作，以保特实验室的整洁。

6. 认真做好实验观察及实验报告。

当实验有继续观察必要时，应按时观察。

凡需同学负责照管的实验，必须按规定管理。

7. 实验完毕后，应按规定格式书写实验报告，并按指定日期交给指导教师批阅。

实验报告内容应包括：实验日期；实验题目；实验目的；实验基本原理；实验材料、仪器设备、药品；实验方法与步骤；实验结果与分析。

8. 实验结果应根据自己实验所得如实记录，不得擅自修改。

如因不严格按实验操作规程进行实验，而导致实验失败时，必须重做。

实验一植物细胞的活体染色和死活的鉴定
一、目的
练习以碱性染料中性红进行活体染色的方法。

通过活体染色及质壁分离，进行细胞死活的鉴定。

二、原理
用某种对植物无害的染料稀溶液对活细胞进行染色称活体染色。

中性红是常用的活体染料之一。

在中性或微碱性环境下，植物的活细胞能大量吸收中性红并向液泡排泄，液泡一般呈酸性，进入液泡的中性红解离出大量阳离子而呈樱桃红色, 原生质及壁不染色。

死细胞的液泡已消失因而不产生液泡着色现象，中性红阳离子却与带一定负电荷的原生质及细胞核结合而使原生质及细胞核染色。

成长的细胞是一个渗透系统，活的原生质具有选择透性，原生质内部包含着一个大液泡，具有一定的溶质势。

当细胞与外界低水势溶液接触时，细胞内的水分外渗，原生质随着液泡一起收缩而发生质壁分离；其后，当与清水（或高水势溶液）接触，细胞又因液泡的吸水膨胀而发生质壁分离复原。

死细胞因其原生质的选择透性已遭破坏，故与低水势溶液接触时不产生质壁分离。

三、材料、仪器设备及试剂
1. 材料：洋葱鳞茎；玉葱鳞茎。

2. 仪器设备：刀片；镊子；吸水纸；酒精灯；载玻片；盖玻片；胶头滴管；显微镜。

3. 试剂：0.8mol · L－1蔗糖液；0.03％中性红溶液。

四、实验步骤
1.制片染色
用尖头镊子撕取洋葱（玉葱）鳞片内表皮薄片，浸到0.03％中性红溶液中10～15min进行染色。

2. 观察
2.1 将染色后的植物材料放到载玻片上，盖好盖玻片，在盖玻片的一侧滴加无离子水（或pH略高于7.0的自来水），另一侧放吸水纸吸干，以洗净撕片外粘附的中性红溶液，然后在显微镜下观察，可以看出液泡染成樱桃红色；原生质层（细胞质和细胞）则无色透明紧贴细胞壁（在细胞的角隅上可以看见）。

2.2 在第1项观察后，接着从盖玻片的一边滴2滴0.8mol·L－1蔗糖液, 在盖玻片的另一边用吸水纸吸盖玻片下的水，将蔗糖液引入盖玻片下浸渍植物材料，并立即镜检，可以看到细胞很快发生质壁分离。

先是凹形质壁分离，而后变为凸形质壁分离。

2.3在第2项观察后，接着在盖玻片的一边加入2～3滴无离子水，在另一边用吸水纸吸去糖液，将无离子水引入盖玻片底，立即镜检可以看到带有液泡的原生质体重新吸水膨大，最后充满整个细胞腔，即质壁分离复原（复原缓慢进行时，细胞仍可正常存活；如果进行很快，则会因原生质机械破坏而死亡）。

2.4 将一片经中性红染色的植物材料放在载玻片上，加一滴无离子水后加盖玻片，在酒精灯火焰上微微加热，然后在显微镜下观察，可以看到细胞质凝结成不均匀的凝胶状，与细胞核一起染成红色。

然后按(2.2)法加0.8mol·L－1蔗糖液也不发生质壁分离。

实验二环境条件对淀粉酶活性的影响
一、目的
植物组织中存在有淀粉酶（分α—、β—两种），能将贮藏淀粉水解成麦芽糖。

从而影响种子的萌发或植物的生长。

本实验的目的在于测定淀粉酶活性并观察环境条件（如温度、pH）及某些化学物质对淀粉酶活性的影响。

二、原理
淀粉酶的活性和其他酶一样，受环境条件的影响，尤其是对温度及pH的变化非常敏感，表现有最适温度和最适pH的现象。

在最适温度及最适pH的环境中，酶的活性最强，酶促反应速度最高；低于或高于最适温度和最适pH，酶活性变弱，酶促反应速度降低。

除温度及pH外，某些化学物质可抑制或促进酶的活性。

可抑制酶活性的化学物质，称为酶的抑制剂，可促进酶活性的化学物质，称为酶的活化剂。

受环境条件影响后，淀粉酶活性的强弱可用碘试法来检查。

三、材料、仪器设备及试剂
1. 材料：小麦种子；水稻种子。

2. 仪器设备：恒温水浴；恒温培养箱；试管；150ml三角瓶；研钵；烧杯；移液管；胶头滴管；试管架；温度计。

3. 试剂：系列磷酸盐－柠檬酸缓冲液；pH5.0醋酸缓冲液（按附录二配制）。

I－KI溶液：称取2g KI溶于蒸馏水中，然后加入1g I2，待全部溶解后，用蒸馏水定容至300ml，贮存于棕色瓶备用。

0.5％淀粉溶液。

1％CuSO4溶液。

1％KI溶液。

0.1％HgCl2溶液。

1％NaCl溶液。

0.1%AgNO3溶液。

四、实验步骤
1. 淀粉酶的提取
取已发芽的水稻或小麦种子（幼芽长3～4cm）20粒，放在研钵中研磨，匀浆用100ml水分多次冲洗，集中于150ml三角瓶并充分搅拌、静置1小时后，过滤入另一三角瓶，滤液中即含有淀粉酶，若要短期保存时，可加甲苯数滴防腐，并放入冰箱中。

2. 温度对活性的影响淀粉酶
取试管5支，分别作15、30、45、60、75℃温度标记，并注明“酶液管”,各加入酶提取液5ml；另取5支试管，也分别作15、30、45、60、75℃温度标记，并注明“淀粉液管”，各加入0.5﹪淀粉液5ml；然后各管分别置于相对应温度的水浴中，约5min后，待管内外温度一致，将酶液倒入相同温度的淀粉液管中，摇匀并记下时间，10min后取出（不同处理之间，时间要一致），放入冰水中冷却1min后，往每管加入I－KI溶液5滴，摇匀。

观察颜色有何不同，比较不同温度对淀粉酶活性的影响，判断最适宜的酶促作用温度。

3. pH对淀粉酶活性的影响：
取4支中型试管，分别加入下列系列pH的磷酸盐－柠檬酸盐缓冲液3ml，并作标记：pH 3.6、4.8、6.0、7.2。

每管加入淀粉液3ml和淀粉酶提取液2ml，充分摇匀，记下时间，放置30℃左右温度下20min后，向每管加入I－KI溶液5滴，摇匀，根据生成的颜色，比较淀粉酶的活性。

4. 化学物质对淀粉酶活性的影响
取6支试管，编上1～6号，每管加入淀粉酶提取液1ml及pH5.0醋酸盐缓冲液1ml，然后往1号管加蒸馏水1ml（对照）。

2号管加1％NaCl 1ml，3号管加1％碘化钾1ml，4号管中加1％CuSO41ml，5号管加0.1％AgNO31ml，6号管加入0.1％HgCl2（注意，有毒！）1ml，各管再加0.5％淀粉液2ml，摇匀后置于40℃恒温水浴中，并记录开始时间，保温8～10min,取出试管，冷却后向各管加入I－KI溶液5滴，摇匀，观察各管颜色的差异。

五、实验结果记录及分析
1. 用文字说明经不同温度，pH及各种化学物质处理后各试管所显示的颜色。

2. 用文字简要分析环境条件对淀粉酶活性的影响。

实验三植物组织中自由水和束缚水含量的测定
一、目的
植物组织中的水分以两种不同的状态存在；一种是与原生质胶体紧密结合着的束缚水，另一种是不与原生质胶体紧密结合而可以自由移动的自由水。

自由水与束缚水含量高低与植物的生长及抗性有着密切的关系。

自由水/束缚水比值较高时，植物组织或器官的代谢活动一般比较旺盛，生长也较快；反之则较慢，但抗性常较强。

因此，自由水和束缚水的相对含量可以作为植物组织代谢活动及抗逆性强弱的重要生理指标，故在植物生理的研究上常需测定。

本实验的目的在于掌握自由水与束缚水含量的测定原理及方法。

二、原理
植物组织在与高浓度的糖液接触时，束缚水因被原生质胶体颗粒吸附而留在组织中；自由水则因未被原生质胶体颗粒吸附而顺着水势梯度外渗到糖液中，使糖液的浓度降低。

组织浸泡在糖液中一定时间后，根据糖液浓度降低的情况可算出组织中自由水的含量，而束缚水含量则可通过烘干植物组织计算出总含水量，再减去自由水含量而求得。

三、材料、仪器设备及试剂
1. 材料：马铃薯；田间生长的任何植物。

2. 仪器设备：称量瓶；打孔器（直径0.5cm）；阿贝折射仪；手持糖量计；电子分析天平；快速水分分析仪；恒温烘箱。

3．试剂及配制：蔗糖溶液（60～65﹪）。

称取蔗糖60～65g, 溶于40～35ml蒸馏水，搅拌均匀即可。

四、实验步骤
1. 植物组织中自由水含量的测定
1.1 取称量瓶3个（三次重复），依次编号并分别称取瓶重。

1.2选取生长一致的植物数株，并取部位、长势、叶龄一致的有代表性的叶子数片，用直径为0.5cm打孔器钻取圆片（注意避开粗大的叶脉），每瓶随机装入50片，立即加盖，并称取被测样品鲜重。

如果被测植物是块茎（马铃薯），则先用打孔器钻取圆条，然后切成约1㎜厚度的圆片，每处理称取1～1.2 g圆片(按实际称重记录)。

1.3 各瓶迅速加入60—65％的蔗糖溶液5ml左右（注意摇匀，不能让圆片重叠在一起），并称取每瓶糖液重。

1.4把瓶放在暗处4—6 h（若实验用植物块茎如马铃薯则处理1 h左右，不需放在暗处），其间经常轻轻摇动。

1.5到预定时间后，充分摇动糖液。

然后用手持糖量计或阿贝折射仪（使用方法见附录）测定各瓶糖液的浓度（％）及原来糖液的浓度（％）。

所测得的糖浓度按表1或表2进行校正，再按公式（2）计算植物组织自由水含量。

2. 植物组织总含水量的测定（介绍两种方法）
2.1 烘干称重法
2.1.1取称量瓶3个，依次编号，分别称取空瓶重。

2.1.2取上述相同的植物材料，用打孔器钻取圆片。

立即放入称量瓶中（每瓶随机取样放50片），加盖，准确称出被测样品鲜重（如果被测植物是块茎，切成约1㎜厚度圆片，准确称取1 g样品测定）。

2.1.3把3瓶称重后的样品放入烘箱100—105℃烘干后，再置于干燥器冷却恒重后称取干重。

并按公式（1）求出植物组织总含水量（﹪）。

2.2 快速水分分析仪测定法
2.2.1取上述相同的植物叶片，用打孔器钻取圆片，立即称取被测样品1～1.5g（如果被测植物是块茎，先用打孔器钻取圆条，取约2 cm长 (1～1.5g )，然后用刀片切成约1mm厚度圆片）。

用快速水分分析仪直接测定植物组织总含水量（％）。

五、植物组织中自由水和束缚水含量的计算
W1－W2
组织总含水量（﹪）=—————×100 (1)
W1
公式中：W1—样品鲜重（g）
W2—样品干重（g）
糖液原来浓度（﹪）－浸叶后糖液浓度（﹪）
糖液重（g）×————————————————————
浸叶后糖液浓度（﹪）
自由水含量（﹪）= ———————————————————————————— 100 (2)
植物组织鲜重（g）
束缚水含量（﹪）= 组织总含水量（﹪）－自由水含量（﹪） (3)
六、记录结果
按下表记录实验数据及实验结果
植物组织中自由水和束缚水含量测定记录表
注：表中第4项记录组织鲜重为测定自由水的材料重量
实验四植物组织水势的测定
植物体内的生理生化活动与其水分状况密切相关，而植物组织的水势是表示植物水分状况的一个重要生理指标。

目前，植物组织水势的测定主要有几种方法：小液流法、折射仪法、压力室法、露点法、热电偶法。

前两种方法虽然简便，但精确性差。

压力室法较适于测定枝条或叶柄导管的水势。

露点法、热电偶法较适宜测定柔软叶片的水势，且精确度高，可在一定范围内重复测定叶片的水势，是较好的水势测定方法。

植物的水势可作为制定灌溉的生理指标。

Ⅰ、小液流法
一、目的
通过实验，掌握用小液流法测定植物组织水势的原理和方法。

二、原理
水势代表水的能量水平，水总是从水势高处流向低处。

水进入植物体内并分布到各组织器官中的快慢或难易由水势差来决定，水势越高，植物组织的吸水能力越差，而供给水能力越强。

当植物组织与一系列浓度递增的溶液接触后，如果植物组织水势大于（或小于）外液的水势，则组织失水（或吸水），使外液浓度变低（或变高），密度变小（或变大）。

如果植物组织的水势等于外液的水势时，植物组织既不失水也不吸水，外液浓度不变。

当取浸泡过植物组织的溶液的小滴（亦称小液流，为便于观察应先染色），分别放入原来浓度相同而未浸泡植物组织的溶液中部时，小液流就会因密度不同而发生上升或下沉或不动的情况。

小液流在其中不动的溶液的水势（该溶液为等渗浓度），即等于植物组织的水势。

三、材料、设备及试剂
1. 材料：植物叶片；马铃薯块茎等。

2. 仪器设备：试管；小瓶；小塞子；打孔器(直径0.5㎝)；尖头镊子；移液管（1ml、5ml、
10ml）；注射针钩头滴管；刀片。

3. 试剂：1mol·L－1蔗糖液；甲烯蓝粉。

四、实验步骤
1. 系列糖浓度配制
1.1 取干燥洁净试管6支，贴上标签，编号，用1mol·L－1蔗糖母液配成0.05、0.1、0.15、0.2、0.25、0.30 mol·L－1浓度的糖液，各管总量为10ml，并塞上塞子（防止浓度改变），作为甲组。

1.2 另取干燥洁净的小瓶6个，标明0.05、0.10、0.15、0.20、0.25、0.30mol·L－1浓度,分别从甲组取相应浓度糖液1ml盛于小瓶中，随即塞上塞子，作为乙组。

2. 取样及测定
2.1选取生长一致的叶片，用直径为0.5cm的打孔器钻取圆片，在玻璃皿内混匀，然后用镊子把圆片放进乙组小瓶中，每瓶放15～20片，（若采用植物块茎如马铃薯，先用打孔器钻取圆条，然后切成约1mm厚圆片，每瓶放5片），立即塞紧塞子，放置40min左右，其间轻轻摇动几次，以加速平衡。

2.2到预定时间后，各小瓶加入几粒甲烯蓝粉染色，摇匀，取6支干燥洁净的注射针钩头滴管，分别从乙组中取出溶液，插入甲组原相应浓度蔗糖溶液的中部，轻轻挤出钩头滴管内的溶液，使成小液滴，并小心地抽出钩头滴管（注意勿搅动溶液），注意观察那些管的小液滴往上移动，那些管的小液滴往下移动，那一管的小液滴静止不动。

如果某一管中的小液滴悬浮不动，则说明该管溶液与小液流的密度相等，也即植物组织与该浓度糖液间未发生水分净交换，植物组织的水势等于该糖液的水势，根据公式算出该糖液水势也即得出植物组织水势。

若前一浓度溶液小液流下沉，而后一浓度溶液中上浮，则组织的水势值介于两糖液水势之间，可取平均值计算。

2.3 结果记录
按下表记录实验结果
系列浓度糖液的配置和实验结果记录表
需配糖液浓度（mol·L－1）1 mol·L－1糖液
（ml）
蒸馏水
(ml)
小液流移动方向
（上、下或不动）
0.05 0.5 9.5
0.10 1.0 9.0
0.15 1.5 8.5
0.20 2.0 8.0
0.25 2.5 7.5
0.30 3.0 7.0
五、植物组织水势值计算
将测得的等渗浓度值代入以下公式计算出植物组织的水势：
公式中：ψW=ψл=－iCRT（MPa）
ψW—植物组织水势,单位：Mpa（兆帕）
ψл—溶液的渗透势（即溶液的水势）
C —等渗浓度（mol·L－1）
R —气体常数（0.0083 L·MPa·mol－1·K－1）
T —热力学温度（273 + t℃）
i —解离系数（蔗糖 =1；CaCl2 =2.60）
六、注意事项
1.配制糖液浓度要准确，并充分摇匀。

2.取样时选材要一致。

3.打孔时要避开大叶脉。

4.加甲烯蓝要适量，过多会影响溶液浓度，过少则很难识别小液流移动方向。

目录
实验一植物细胞的活体染色和死活鉴定…………………………………………实验二环境条件对淀粉酶活性的影响……………………………………………实验三植物组织中自由水和束缚水含量的测定（马林契克法）………………实验四植物组织水势的测定………………………………………………………
Ⅰ.小液流法…………………………………………………………………
Ⅱ.压力室法…………………………………………………………………实验五植物组织渗透势的测定（质壁分离法）…………………………………实验六环境因子对植物吐水的影响………………………………………………实验七水在植物体内的运输途径与速度及维管束运输潜力的观察……………实验八植物蒸腾速率的测定（离体快速称重法）………………………………实验九小孔扩散的观察……………………………………………………………实验十气孔状况的观察……………………………………………………………实验十一植物根系对离子的选择吸收（pH测定法）………………………………实验十二植物根系活力的测定………………………………………………………
Ⅰ.α－萘胺法……………………………………………………………
Ⅱ.TTC法……………………………………………………………………实验十三根系体积的测定……………………………………………………………实验十四植物根系伤流量的测定及伤流液中氨基酸的鉴定………………………
Ⅰ.植物根系伤流量的测定（容积法）……………………………………
Ⅱ.植物伤流液中氨基酸总量的的测定（分光光度法）…………………
Ⅲ.植物伤流液中氨基酸成分分析（纸谱分析法）……………………实验十五植物的溶液培养和缺乏必需元素时的症状………………………………实验十六单盐的毒害作用及离子间的对抗作用……………………………………1 3 5 11 11 13 16
18
19
20
22
23
26
27 27 30
32
33
33
34
35 38 40
实验十八植物体内硝态氮含量的测定（分光光度法）……………………………实验十九叶绿体色素的提取、分离及理化性质的测定……………………………实验二十叶绿素含量的测定（分光光度法）………………………………………实验二十一希尔反应的观察……………………………………………………………实验二十二植物光合速率的测定………………………………………………………
Ⅰ.改良半叶测定法………………………………………………………
Ⅱ.TPS－1光合系统测定法………………………………………………
Ⅲ.CB—1101光合、蒸腾作用系统测定法………………………………实验二十三植物呼吸速率的测定………………………………………………………
Ⅰ.小筐子法…………………………………………………………………
Ⅱ.测压法……………………………………………………………………
Ⅲ.气流法……………………………………………………………………实验二十四水稻种子萌发对氧的需要…………………………………………………实验二十五植物体内抗坏血酸氧化酶活性的测定（滴定法）………………………实验二十六植物体内多酚氧化酶活性的测定（分光光度法）………………………实验二十七植物体内过氧化氢酶活性的测定（碘量法）……………………………实验二十八植物组织中糖和淀粉含量的测定…………………………………………
Ⅰ.还原糖的测定（二硝基水杨酸法）……………………………………
Ⅱ.蔗糖含量的测定…………………………………………………………
Ⅲ.淀粉含量的测定………………………………………………………
Ⅳ.植物组织中可溶性总糖含量的测定（蒽酮法）………………………实验二十九植物体内可溶性蛋白和非可溶性蛋白含量的测定（分光光度法）……实验三十植物组织中维生素C含量的测定（滴定法）……………………………实验三十一生长素对绿豆苗发根的影响………………………………………………实验三十二赤霉素对水稻幼苗生长的影响……………………………………………实验三十三细胞分裂素对离体子叶的增重效应………………………………………实验三十四细胞分裂素对离体子叶的保绿效应………………………………………实验三十五乙烯利对果实的催熟作用…………………………………………………实验三十六乙烯利对雌花的诱导作用…………………………………………………实验三十七脱落酸对植物叶柄的脱落效应……………………………………………实验三十八植物生长延缓剂多效唑的壮苗效应………………………………………实验三十九种子生活力的快速测定……………………………………………………
Ⅰ.剥胚法……………………………………………………………………
Ⅱ.染色法……………………………………………………………………
Ⅲ.荧光法……………………………………………………………………实验四十光对植物生长的影响………………………………………………………实验四十一植物光周期现象的观察……………………………………………………实验四十二植物体内丙二醛含量的测定（分光光度法）……………………………45 47 50
53
54 54 56 59 63 63 65 70 73 75 78 80 82
82
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85
86 88 90
93
94 96 98 100 101 103 104 106 106 107 110 112 113 114
实验四十四植物体内过氧化物酶活性的测定（分光光度法）………………………实验四十五植物细胞质膜透性的测定（电导仪率法）………………………………实验四十六植物体内氧自由基含量的测定（分光光度法）…………………………附录一物质的量与物质的量浓度及常用酸碱的密度和浓度的关系…………………
1. 物质的量（n）与物质的量浓度（C）…………………………………………
2.常用酸碱的密度和浓度的关系…………………………………………………
3.常用酸碱指示剂…………………………………………………………………附录二常用缓冲液的配制………………………………………………………………
1.磷酸缓冲液………………………………………………………………………
2. Tris缓冲液……………………………………………………………………
3.醋酸盐缓冲液……………………………………………………………………
4.柠檬酸—磷酸缓冲液……………………………………………………………附录三一些常用计量单位及其换算表…………………………………………………118 119 121 124 124 124 125 125 125 126 126 127 128
实验一植物细胞的活体染色和死活的鉴定
一、目的
练习以碱性染料中性红进行活体染色的方法。

通过活体染色及质壁分离，进行细胞死活的鉴定。

二、原理
用某种对植物无害的染料稀溶液对活细胞进行染色称活体染色。

中性红是常用的活体染料之一。

在中性或微碱性环境下，植物的活细胞能大量吸收中性红并向液泡排泄，液泡一般呈酸性，进入液泡的中性红解离出大量阳离子而呈樱桃红色, 原生质及壁不染色。

死细胞的液泡已消失因而不产生液泡着色现象，中性红阳离子却与带一定负电荷的原生质及细胞核结合而使原生质及细胞核染色。

成长的细胞是一个渗透系统，活的原生质具有选择透性，原生质内部包含着一个大液泡，具有一定的溶质势。

当细胞与外界低水势溶液接触时，细胞内的水分外渗，原生质随着液泡一起收缩而发生质壁分离；其后，当与清水（或高水势溶液）接触，细胞又因液泡的吸水膨胀而发生质壁分离复原。

死细胞因其原生质的选择透性已遭破坏，故与低水势溶液接触时不产生质壁分离。

三、材料、仪器设备及试剂
1. 材料：洋葱鳞茎；玉葱鳞茎。

2. 仪器设备：刀片；镊子；吸水纸；酒精灯；载玻片；盖玻片；胶头滴管；显微镜。

3. 试剂：0.8mol · L－1蔗糖液；0.03％中性红溶液。

四、实验步骤
1.制片染色
用尖头镊子撕取洋葱（玉葱）鳞片内表皮薄片，浸到0.03％中性红溶液中10～15min进行染色。

2. 观察
2.1 将染色后的植物材料放到载玻片上，盖好盖玻片，在盖玻片的一侧滴加无离子水（或pH略高于7.0的自来水），另一侧放吸水纸吸干，以洗净撕片外粘附的中性红溶液，然后在显微镜下观察，可以看出液泡染成樱桃红色；原生质层（细胞质和细胞）则无色透明紧贴细胞壁（在细胞的角隅上可以看见）。

2.2 在第1项观察后，接着从盖玻片的一边滴2滴0.8mol·L－1蔗糖液, 在盖玻片的另一边用吸水纸吸盖玻片下的水，将蔗糖液引入盖玻片下浸渍植物材料，并立即镜检，可以看到细胞很快发生质壁分离。

先是凹形质壁分离，而后变为凸形质壁分离。

2.3在第2项观察后，接着在盖玻片的一边加入2～3滴无离子水，在另一边用吸水纸吸去糖液，将无离子水引入盖玻片底，立即镜检可以看到带有液泡的原生质体重新吸水膨大，最后。