椎间动态牵引对退变椎间盘自我修复影响的研究

合集下载
  1. 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性,平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
  2. 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
  3. 3、如文档侵犯您的权益,请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间:9:00-18:30)。

椎间动态牵引对退变椎间盘自我修复影响的研究
阮建伟;宫小康;王海宝;陈明
【摘要】目的通过新西兰兔制作椎间盘过载负荷后不同退变程度的动物模型,然后分别将椎间盘继续过载负荷、无额外负荷和弹性牵引固定.按不同时段从影像学、组织学等角度观察不同的椎间盘载荷环境下,不同退变程度的椎间盘自我修复情况.方法 30只新西兰兔随机分为5组,分别进行过载与动态牵引,实验结束后所有新西兰兔进行解剖,测量椎间盘高度、形态结构及活动度等.结果经过28d的过载负荷成功制作了椎间盘退变模型,纤维环结构被破坏,纤维环和软骨终板的死亡细胞数量显著增加.经过28d的动态牵引,相关退变指标均发生了逆转.与未进行动态牵引组相比较,动态牵引组的椎间盘厚度明显增加,椎间盘组织有明显的再生征象,死亡细胞数量显著减少,且椎间盘弹性优于未牵引组.结论在椎间盘退变的早期进行干预是保持椎间盘活力和促进组织修复的关键.
【期刊名称】《现代诊断与治疗》
【年(卷),期】2012(023)004
【总页数】3页(P220-222)
【关键词】动物模型;椎间盘退变;椎间动态牵引;椎间盘修复
【作者】阮建伟;宫小康;王海宝;陈明
【作者单位】台州市立医院,浙江台州 318000;台州市立医院,浙江台州 318000;台州市立医院,浙江台州 318000;台州市立医院,浙江台州 318000
【正文语种】中文
【中图分类】R454.4
椎间动态牵引固定是针对慢性椎间盘退变或退变不稳的新兴治疗方案,可以缓冲、吸收非正常生理的负荷,从而为椎间盘的自我修复提供适宜的环境。

国外多中心的临床研究表明,动态牵引固定是治疗腰椎退行性疾病的有效手段,尤其在椎间盘退变的早期,可以有效缓解疼痛、改善神经功能的缺失、纠正脊椎的不稳定。

但是,对于椎间盘动态牵引是如何在细胞水平上改变椎间盘的生物力学和成分结构,目前仍知之甚少。

本实验的目的是通过建立动物模型,在利用动态牵引降低椎间盘负荷的情况下,探索椎间盘的自我修复能力,探寻在这个重塑过程中究竟发生了哪些细胞层面、分子层面的变化,希望能够在椎间盘退变的研究方面找到新发现,形成一种类似“鸡尾酒”样的模式,为椎间盘退变性疾病寻找到一个新的治疗途径。

1 材料与方法
1.1 动物模型 30只新西兰白兔,平均体重3.6kg。

随机分为5组:12只通过连续28d的过载负荷制作椎间盘退变模型,其中6只进行持续7d的动态牵引(组1)、另6只进行持续28d的动态牵引(组2);6只不进行过载负荷,仅持续28d的动态牵引(组3);6只连续过载负荷28d后去除,不动态牵引也不继续过载(组4);6只为对照组(组5)。

静脉麻醉后,通过背侧入路将特制的加压牵引装置经皮置入新西兰兔的腰4、5椎体(见图1),缝合伤口,通过外部连接的校准弹簧精确测量所施加的轴向压力及牵引力。

组1、2、4通过施加200N的轴向压力刺激椎间盘退变、制作退变椎间盘模型。

组3在手术结束后立即行120N的轴向牵引力。

组5作为对照组仅行手术,既不施加压力也不行动态牵引,同时观察手术及动态牵引装置本身对动物的不良影响。

手术后所有动物不被限制活动和负重,同时每日动态监测。

图1
1.2 标本处理试验结束后所有处死动物,立即取出实验腰4/5椎间盘及其相邻椎
间盘进行组织病理学、生物力学等研究,将加压牵引装置固定的相邻椎体进行影像学测量。

1.3 影像学测量实验节段在负载前后及动态牵引前后均行侧位X线片检查(见图2),使用计算机数字画板测量L4、L5终板之间的直线距离为椎间盘高度。

图2
1.4 大体形态观察使用20倍光学显微镜进行椎间盘的组织和结构观察,分别对对照组、负荷组及弹性牵引的椎间盘进行分级,分级的标准参考Boos等2002年发表的椎间盘组织分级。

根据分级的标准,试验的椎间盘可分成4级。

1.5 生物力学测试对L4/5进行生物力学测试。

去除附着的韧带、肌肉组织,保留小关节、横突及后方的结构,将其嵌入聚甲基丙烯酸甲酯中固定,安防红外线光标,进行屈曲活动度的测定,测试记录及分析由Elite运动分析系统自动完成。

2 结果
2.1 实验动物所有动物均完成实验,均能耐受外置的加压牵引装置,无伤口感染
和其他并发症的发生。

实验开始时动物的平均体重为3550g,4w后平均体重为3750g,实验结束时为3650g,加压牵引装置的重量为25g,不影响动物的正常
活动。

2.2 影像学测量椎间盘高度与其轴向负荷有关。

无轴向负荷(5)组的椎间盘平均厚度为1.87mm,过载负荷28d(4)组的椎间盘厚度明显减少(P=0.005)。

过载负荷
28d然后动态牵引28d(2)组的椎间盘盘厚度与未进行动态牵引(4)组相比显著增加、与对照手术(5)组厚度相当。

相邻椎间盘的高度无变化。

2.3 大体形态观察(动态牵引后髓核、纤维环和软骨终板的组织结构变化) 正常的椎间盘由富含蛋白多糖的髓核细胞、环形分层的纤维环和软骨终板构成。

经28d相
当于其自身体重5倍(200N)的过载负荷后,椎间盘组织结构发生了显著的退变
(2~3级),而再经28d的动态牵引,椎间盘发生了明显的修复再生迹象,在显微
镜下观察,髓核的纤维组织减少、体积增加,组织萎缩明显改善,髓核细胞排列更加紧密,形状也更加规整,退变无序的纤维环结构在动态牵引后变得更加有序、接近正常的纤维环结构。

纤维环中软骨组织的增生减少。

随着牵引时间的增加,椎间盘突出、组织纤维化、骨赘形成等椎间盘退变的改善愈加明显。

相邻椎间盘的组织结构与对照组无明显差异。

2.4 生物力学差异对照组的平均屈曲角度为35.69°,过载负荷组的平均屈曲角度为24.87°,过载负荷后动态牵引组的平均屈曲角度为31.72°。

3 讨论
在日常生活中,外在压力使椎间盘压缩,椎间盘通过“失水化”引起基质内静水压的升高,随着力学负荷的持续,水分逐渐从基质中被驱逐,而在负荷解除后,会引起相反的变化,水分重新渗入椎间盘,即“再水化”,在这个过程中完成椎间盘细胞的新陈代谢。

当椎间盘处于长期或超负荷的应力环境中,“再水化”和“失水化”不平衡可造成椎间盘成分丢失,进而导致组织架构的重塑、椎间盘退变,最终导致不稳定、疼痛和神经症状。

本实验通过新西兰白兔建立了与人类似的椎间盘退变模型,都是通过轴向负荷产生椎间盘退变,轴向负荷导致了细胞水平的变化,进而使椎间盘的结构和组成发生改变[1]。

由于机械应力的变化或不良的生物环境导致了椎间盘“失水化”,细胞形态结构发生了一系列复杂的病理变化。

在过载负荷导致的退变过程中,早期纤维环内细胞增殖[2,3],继而由纤维样细胞化生为软骨细胞。

而随着退变的进展,滋养细胞的养分和氧气含量下降,无氧酵解增加,紧接着椎间盘内细胞密度降低,并因此影响细胞外基质的合成及修复。

细胞外基质合成的减少降低了椎间盘的水合能力[4],细胞基质含量的下降导致细胞内大分子的堆积、影响了组织代谢。

渗透是成年椎间盘髓核细胞获得营养的主要途径,因此不仅影响椎间盘髓核细胞内外
废物的排除,还增加了细胞外基质中废物的沉积,髓核纤维化和含水量下降进一步影响细胞的营养供给,加速了髓核细胞功能的减退,当细胞营养下降后,细胞代谢进一步发生紊乱,如蛋白多糖合成障碍等[5],形成恶性循环。

为了干预和修复椎间盘退变,国内外学者尝试了诸如细胞因子、细胞移植、基因治疗等多种方法,效果均不理想,需要进一步探索刺激组织自我修复的方法。

本实验制作了活体动物模型,可在宏观和微观水平研究退变椎间盘在动态牵引下的自我修复。

我们通过一个特制的外固定装置产生轴向的加压及动态牵引力,通过外部连接的校准弹簧可以精确测量所施加的力的大小及持续时间,实验动物对手术及外固定装置均能良好耐受,同时其日常活动及习性不受限制。

实验结果表明,动态牵引可以刺激退变的椎间盘纤维环结构重塑、自我修复,促进已死亡的椎间盘细胞再生。

这种持续的动态牵引状态可使纤维环的结构更加有序、死亡细胞数量减少、成软骨样纤维细胞增生,进而引起椎间盘厚度增加。

生物力学测试结果显示,轴向负荷组的椎间盘屈曲活动度要小于动态牵引组,同时两组的屈曲活动度均低于对照组,这提示经过28d的轴向负荷使椎间盘发生退变,进而使该节段的活动度减小,再经过动态牵引后,椎间盘的高度增加,节段活动度有所增加,但无法完全恢复正常。

在椎间盘退变的早期进行干预是保持椎间盘活力和促进组织修复的关键,同时椎间盘组织的自我修复能力是有限度的[6~8],当退变达到一定程度后,在目前的技术条件下将无法逆转和阻止。

治疗椎间盘疾病一种可行的方法是在其早期进行动态牵引,这可以增加椎间盘的高度、改善椎间盘代谢,使椎间盘水分和营养物质增加,实现“再水化”,动态牵引装置可能在椎间盘疾病的治疗中扮演越来越重要的角色。

总之,退变椎间盘的氧气、营养物质以及废物的代谢进行性紊乱,造成了细胞死亡的增加和细胞外基质合成的减少,进而加速椎间盘退变,形成了恶性循环。

动态牵引可引起已退变的椎间盘纤维环结构重塑、自我修复,同时可促进已死亡的椎间盘
细胞再生。

在椎间盘退变的早期进行干预是保持椎间盘活力和促进组织修复的关键。

参考文献:
[1]Colliou OK,Chin JR,Liebenberg EC,et al.Matrix disorganisation,apoptosis,and gene expression in the intervertebral disc are modulated
by compressive loading:a mouse model for disc degeneration[J].Trans Orthop Res Soc,1998,23:189.
[2]Yamada K.Experimental study of intervertebral disk herniation in bipedal animals[J].Clin Orthop,1962,25:20-31.
[3]Okuma M,Mochida J,Nishimura K,et al.Reinsertion of stimulated nucleus pulposus cells retards intervertebral disc degeneration:an in vitro and in vivo experimental study[J].J Orthop Res,2000,18:988-997. [4]Krag M.Animal models for human disc degeneration series
[A].Weinstein JN,Gordon SL.Low Back Pain:A Scientific and Clinical Overview.Rosemont[M].American Academy of Orthopaedic Surgeons,1996.479-492.
[5]Neufeld JH.Induced narrowing and back adaptation of lumbar intervertebral discs in biomechanically stressed rats[J].Spine,1992,17:811-816.
[6]Bradford DS,Cooper KM,Oegema TR Jr.Chymopapain,chemonucleolysis,and nucleus pulposus regeneration[J].J Bone Joint Surg Am,1983,65:1220-1231.
[7]Lipson SJ,Muir H.1980 Volvo Award in basic science:proteoglycans
in experimental intervertebral disc degeneration[J].Spine,1981,6:194-210.
[8]Chen CS,Mrksich M,Huang S,et al.Geometric control of cell life and death[J].Science,1997,276:1425-1428.。

相关文档
最新文档