TSPAN8参与小鼠非酒精性脂肪性肝病的脂质代谢

非酒精性脂肪性肝病（NAFLD ）是与脂代谢异常有关的世界范围内最常见的慢性肝病［1］。

据估计全球NAFLD 患病率约为25%，近几十年来其患病率日益增长［2,3］。

NAFLD 疾病谱广泛，从轻度脂肪变性（即肝细胞内的脂滴沉积）到以脂肪变性、炎症和肝细胞气球样
变性为特征的非酒精性脂肪性肝炎（NASH ）［4］。

单纯性肝脂肪变性是良性和可逆的；然而，NASH 是一种潜在的严重疾病，可进一步发展为肝硬化和肝细胞癌
（HCC ）［5,6］。

目前该病的发病机制还未完全阐明，多种理论的提出如：二次打击学说、多次打击学说、脂质异位
沉积、肠道菌群失调等都只是冰山一角［7］。

尽管其发病机制复杂，但NAFLD/NASH 的一个不变特征是它总是在肝脂肪变性的背景下发展，即肝细胞中异常脂滴的积累。

当各种细胞内和细胞外应激事件与脂肪变性相结合时，肝细胞会经历应激/损伤反应，最终导致细胞损伤
和死亡，这是NAFLD 的关键特征［8］。

因此，探索脂质代谢的相关机制对于了解NAFLD 的病理生理学至关重要。

四跨膜蛋白8（TSPAN8）是一种具有四次跨膜结构的小相对分子质量的膜蛋白，其通过与自身和其他各种细胞信号分子相互作用形成TSPAN8介导的蛋白质复合物。

这些蛋白质复合物有助于构建富含四跨膜蛋白
TSPAN8is involved in lipid metabolism in non-alcoholic fatty liver disease in mice
ZHANG Jia,XUE Wei,ZHANG Shujun,ZHU Yali,YANG Cheng,GAO Yue,SHI Lingfeng,HUANG Wenxiang
Department of Infectious Diseases,First Affiliated Hospital of Chongqing Medical University,Chongqing 400016,China
摘要：目的探讨四跨膜蛋白8（TSPAN8）在非酒精性脂肪性肝病（NAFLD ）发生发展中的变化及其在脂质代谢中的作用。

方法
将30只C57BL/6J 雄性小鼠随机分为普通饲料组（ND ，n =15）和高脂饲料组（HFD ，n =15）。

Western blot 检测1、3、6月末各组小鼠肝脏组织中TSPAN8的表达水平。

HepG2细胞分成6组：完全培养基培养，无其他处理的命名为对照组（CON ）；游离脂肪酸（FFA ）处理以构建NAFLD 细胞模型的命名为FFA 组；TSPAN8过表达细胞命名为PCDNA-TSPAN8组，其对照为PCDNA3.1组；FFA 处理后的PCDNA-TSPAN8命名为PCDNA-TSPAN8+FFA 组，其对照为PCDNA3.1+FFA 组；qRT-PCR 及Western blot 检测CON 组和FFA 组细胞中TSPAN8表达水平；油红O 染色法和全自动生化仪检测PCDNA-TSPAN8+FFA 和PCDNA3.1+FFA 组细胞内脂质蓄积情况。

qRT-PCR 检测与脂质代谢相关基因mRNA 的表达情况。

结果Western blot 显示，与同喂养时间ND 组相比，HFD 喂养3、6月的小鼠肝组织中TSPAN8的表达下降（P <0.05）。

qRT-PCR 与Western blot 显示，与CON 组比较，TSPAN8在FFA 组中的表达下降（P <0.01）。

与PCDNA3.1+FFA 组相比，PCDNA-TSPAN8+FFA 组中细胞内甘油三酯（TG ）水平下降（P <0.001）。

qRT-PCR 示，与PCDNA3.1组比较，脂肪酸转运蛋白5（FATP5）在PCDNA-TSPAN8组中表达降低（P <0.01），与CON 组相比，FATP5在FFA 组表达上调（P <0.001）。

结论TSPAN8参与NAFLD 的脂质代谢，细胞过表达TSPAN8可能通过降低FATP5的表达来抑制细胞内脂质的沉积，可能具有潜在的临床价值。

关键词：非酒精性脂肪性肝病；四跨膜蛋白8；脂代谢
Abstract:Objective To investigate the changes of tetraspanin 8(TSPAN8)expression levels and its role in lipid metabolism during the development of non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD).Methods Thirty male C57BL/6J mice were randomly divided into normal diet group and high-fat diet (HFD)group (n =15),and after feeding for 1,3,and 6months,the expression levels of TSPAN8in the liver tissues of the mice were detected with Western blotting.In a HepG2cell model of NAFLD induced by free fatty acids (FFA),the effect of TSPAN8overexpression on lipid accumulation was examined using Oil Red O staining and an automated biochemical analyzer,and the mRNA expressions of the key genes involved in lipid metabolism were detected using qRT-PCR.Results Western blotting showed that compared with that in mice with normal feeding,the expression of TSPAN8was significantly decreased in the liver tissues of mice with HFD feeding for 3and 6months (P <0.05).In HepG2cells,treatment with FFA significantly decreased the expression of TSPAN8at both the mRNA and protein levels (P <0.01).TSPAN8overexpression in FFA-treated cells showed significantly lowered intracellular triglyceride levels (P <0.001)and obviously reduced mRNA expression of fatty acid transport protein 5(FATP5)(P <0.01).The expression of FATP5was significantly increased in FFA-treated cells as compared with the control cells (P <0.001).Conclusion TSPAN8is involved in lipid metabolism in NAFLD,and overexpression of TSPAN8may inhibit cellular lipid deposition by reducing the expression of FATP5.
Keywords:non-alcoholic fatty liver disease;tetraspanin 8;lipid metabolism
收稿日期：2022-01-11
基金项目：重庆市渝中区基础研究与前沿探索项目（203011320190012）；重庆市科委基础科学与前沿技术研究重点项目（csct2015jcyjBX0097）作者简介：张佳，硕士，E-mail:****************通信作者：黄文祥，教授，E-mail:wenxianghuang@
J South Med Univ,2022,42(5):705-711doi 10.12122/j.issn.1673-4254.2022.05.11
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的微域，可有效介导细胞内信号转导。

生理条件下，TSPAN8在调节生物功能方面起着至关重要的作用，包
括白细胞运输、血管生成和伤口修复［9］。

以往的研究表明TSPAN8与2型糖尿病（T2D ）和肥胖相关［10-13］。

流行病
学研究表明，NAFLD 与包括T2D ［14-17］和肥胖［18-20］
在内的代谢紊乱高度相关。

临床上，NAFLD 患者往往伴有肥胖、胰岛素抵抗和/或T2D ，据报道，超过76%的T2D 患者患有NAFLD 。

此外，超过90%的接受减肥手术的重度肥胖患者患有NAFLD ［21］。

与NAFLD 相似，肥胖也
以脂质代谢异常为特征［22］。

同时，我们前期通过蛋白组学的方法发现TSPAN8在人NAFLD 肝脏组织的表达量明显低于正常肝脏组织［23］。

所以我们推测TSPAN8可能与NAFLD 的发生发展有着千丝万缕的联系，然而目前尚无确切研究表明他们之间的直接关联。

本研究旨在观察TSPAN8在NAFLD 发生发展中的变化，探讨TSPAN8对NAFLD 成脂作用的机制。

1材料和方法1.1实验材料
6~8周龄健康C57BL/6J 雄性小鼠（SPF 级）30只，体质量18.9±2.77g ，购于重庆医科大学动物实验中心（本研究符合重庆医科大学实验动物伦理委员会所制定的伦理学标准，动物伦理批准号为2021-514），实验环境为明暗周期12h 、恒温26℃、小鼠自由饮水与进食；人肝癌细胞株HepG2细胞（广州赛库生物技术有限公司）；高脂饲料（Research Diets ），普通饲料由重庆医科大学实验动物中心提供；棕榈酸（PA ）、油酸（OA ）（Sigma-Aldrich ）；牛血清白蛋白BSA-Ⅴ（不含脂肪酸）、油红O 染色试剂盒（北京索莱宝科技有限公司）；甘油三酯（TG ）测定试剂盒（迈瑞公司）；胎牛血清、高糖DMEM 培养基、Opti-MEM ™I 减血清培养基（Gibco ）；TRIzol Reagent （Life Technologies ）；反转录试剂PrimeScript ™RT reagent Kit with gDNA Eraser 、TB Green Premix Ex Taq II （TaKaRa ）；SDS-PAGE 凝胶快速配制试剂盒、PI-PA 裂解液、PMSF 蛋白酶抑制剂、Western 转模液、TBS 漂洗缓冲液、超敏ECL 化学发光试剂盒、BeyoColor 彩色预染蛋白相对分子质量标准（上海碧云天生物技术有限公司）；蛋白含量检测试剂盒（江苏凯基生物技术股份有限公司）；β-actin 抗体（艾比玛特生物医药有限公司）；TSPAN8抗体（Abcam ）。

TSPAN8质粒、空载质粒、GFP 质粒（载体均为pcDNA3.1）（上海吉玛制药技术有限公司）；Lipofectamine 3000转染试剂盒（Invitrogen ）。

1.2方法
1.2.1实验动物分组将30只小鼠适应性喂养1周后，随机分为2组，普通饲料组（ND ）和高脂饲料组（HFD ）各15只。

ND 组使用普通饲料喂养，HFD 组使用高脂饲料（60%脂肪、20%碳水化合物、20%蛋白质）喂养。

分别
在1、3、6月末，随机选出ND 组与HFD 组小鼠各5只，称
量小鼠体质量，禁食禁饮12h 后处死，迅速摘除小鼠眼球，取血分离血清后，放于-80℃保存，后续检测血清TG 含量。

取出肝脏，称取肝脏湿重后迅速予以冰生理盐水进行漂洗，部分肝组织经10%福尔马林固定后石蜡包埋进行常规HE 染色；其余部分液氮速冻保存备用。

1.2.2细胞培养与分组HepG2细胞用含10%胎牛血清的高糖DMEM 培养液，培养于37℃、含5%CO 2的恒温培养箱中。

当6孔板内的细胞密度达到40%~50%时，分成6组，分别给予不同处理。

对照（CON ）组：完全培养基，培养24h ；游离脂肪酸（FFA ）组：终浓度为1mmol/L FFA [FFA 为OA 和PA 混合物（OA ∶PA=2∶1）]溶液+完全培养基，培养24h ［24］；TSPAN8质粒过表达（PCDNA-TSPAN8）组：转染TSPAN8-PCDNA3.1质粒24h ；过表达对照（PCDNA3.1）组：转染PCDNA3.1质粒24h ；PCDNA-TSPAN8+FFA 模型干预（PCDNA-TSPAN8+FFA ）组：转染TSPAN8-PCDNA3.1质粒24h ，换终浓度为1mmol/L FFA 溶液+完全培养基，培养24h ；PCDNA3.1+FFA 模型干预对照（PCDNA3.1+FFA ）组：转染PCDNA3.1质粒24h ，换终浓度为1mmol/L FFA 溶液+完全培养基，培养24h 。

1.2.3细胞质粒DNA 转染转染前１d ，将HepG2细胞用胰酶消化后按照约2.5×105/孔细胞在６孔板中进行铺板，24h 内开始转染。

对于每孔细胞，用125μL 无血清培养基稀释2.5μg 质粒DNA 与5μL P3000，混匀；用125μL 无血清培养基稀释7.5μL lipo3000，震荡2~3s 混匀；将稀释的DNA 溶液加入稀释的转染试剂中，轻轻混匀，室温孵育10~15min 。

六孔板中每孔加入2mL 含10%血清的培养基，再每孔逐滴加入上诉250μL 转染试剂-DNA 混合液，轻摇培养板使其混匀，置于培养箱中继续培养24h 用于后续实验。

1.2.4qRT-PCR 检测TSPAN8和成脂相关基因的mRNA 表达水平TRIzol 法提取各组细胞总RNA ，DEPC 水溶解，用微量分光光度计检测总RNA 的浓度和纯度，并用反转录试剂盒反转录为cDNA ，反应条件为37℃15min ，85℃5s ，4℃1min 。

采用TB Green Premix II 预混液于荧光定量PCR 仪上进行测定，反应条件为95℃30s ；95℃5s ，60℃30s ，40个循环；绘制溶解曲线。

β-actin 基因作为内参，mRNA 相对表达量通过公式2-△△Ct 计算。

β-actin 引物由中国锐博公司设计并合成。

其他qRT-PCR 引物均上海生工生物工程股份有限公司合成。

qRT-PCR 引物序列见表1。

1.2.5Western blot 检测TSPAN8的蛋白表达水平使用RIPA 裂解液与PMSF 蛋白酶抑制剂的混合溶液从培养的细胞或小鼠肝组织中提取总蛋白质，BCA 法测定蛋白浓度，并用5×上样缓冲液配平，置于100℃充分变性10min ，蛋白样品上样后，经电泳、转膜至PVDF 膜
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上；5%脱脂奶粉封闭1h；4℃冷藏室摇床过夜孵育相应一抗（TSPAN8抗体稀释比例为1∶1000）；TBST洗膜3次，10min/次；室温摇床上孵育二抗1h（β-actin抗体稀释比例1∶2000）；TBST洗膜3次，10min/次；超敏ECL 试剂显影。

1.2.6生物化学指标的检测全自动生化分析仪检测小鼠血清和HepG2细胞内TG含量。

1.2.7油红O染色按照油红O染色试剂盒说明书操作，于显微镜下观察细胞内脂滴沉积情况并拍照。

1.3统计学分析
实验数据以均数±标准差表示，采用GraphPad Prism9软件进行分析，比较两组间数据采用独立样本t 检验，以P<0.05为差异具有统计学意义。

2结果
2.1小鼠体质量和血清TG含量检测
与相同喂养时间ND组小鼠体质量相比，1、3、6月末HFD组小鼠体质量均有增长（P<0.01），且随着喂养时间的延长，两种喂养方式的小鼠体质量差距逐渐增大。

与相同喂养时间ND组小鼠体质量相比，1月末HFD 组小鼠血清TG差异无统计学意义，而3、6月末HFD组小鼠血清TG含量分别为同喂养时间ND组的1.7倍（P< 0.05）、1.8倍（P<0.001），差异均有统计学意义（表2）。

表1qRT-PCR引物序列
Tab.1Sequences of qRT-PCR primer
Name of primer TSPAN8-F TSPAN8-R ACOX1-F ACOX1-R FABP1-F FABP1-R SCD-F
SCD-R PPARα-F PPARα-R PPARγ-F PPARγ-R FATP5-F FATP5-R
Sequence(5′to3′) TCTGGCTATGGTATCTTGATCC GGCACCTAC AGCAATCAATATG AATCGGGACCCATAAGCCTTT GGGAATACGATGGTTGTCCATTT AAGACAGTGGTTCAGTTGGAAGGTG TGGTGATTATGTCGCCGTTGAGTTC TGGGAAGAAGCAAGGGCAAGAAC TGTGTTCAGCAGGGTTTGTGGTATC ATGGTGGACACGGAAAGCC CGATGGATTGCGAAATCTCTTGG GGGATCAGCTCCGTGGATCT TGCACTTTGGTACTCTTGAAGTT TCCTGCGGTACTTGTGTAACATTCC CCCGTAGTCCATTGCCCATTGC
表2各组小鼠体质量和血清TG含量情况
Item
Body weight(g) Serum TG(mmol/L)ND(1month)
20.7±0.87
0.542±0.14
HFD(1month)
23.12±0.97**
0.568±0.09
ND(3month)
23.28±2.81
0.486±0.05
HFD(3month)
30.22±1.96**
0.804±0.22*
ND(6month)
32.38±1.63
0.66±0.06
HFD(6month)
50.26±5.12***
1.174±0.08***
ND:Normal diet;HFD:High fat diet;TG:Triglyceride.*P<0.05,**P<0.01,***P<0.001vs ND group(the same fedding time).
2.2小鼠肝脏HE染色
小鼠肝脏HE染色结果示：1、3、6月末ND组小鼠肝脏切片肝小叶结构清晰，肝细胞大小正常、形态规整、无明显脂肪变，无明显炎细胞浸润；而随着高脂饲料喂养时间延长，HFD组小鼠肝脏脂肪变逐渐增多，1月末未见明显脂肪变，3月末可见少量脂肪变，6月末脂肪变较多（>33%），均无明显炎细胞浸润（图1）。

以上结果提示6月末HFD组小鼠NAFLD模型构建成功。

2.3TSPAN8在小鼠NAFLD模型中的表达
随机选取ND与HFD组1、3、6月末的小鼠各3只，通过Western blot法分别检测其肝脏TSPAN8表达情况（图2A）。

用imagej软件进行半定量分析示，与相同喂养时间ND组比较，HFD组TSPAN8相对表达量在喂养1月末差异无统计学意义（P>0.05），3、6月末均明显下调（P<0.05），3月末TSPAN8的相对表达量约为对照组的0.5倍，6月末约为0.4倍。

与1月末HFD组相比较，3、6月末HFD组也均明显下调（P<0.05）。

与3月末HFD比较，6月末HFD差异无统计学意义（P>0.05，图2B）。

2.4NAFLD细胞模型验证
油红O染色结果显示：与CON组（图3A1）比较，FFA组（图3A2）细胞内红色脂滴聚集明显增多，呈较大的圆颗粒状。

全自动生化仪检测细胞内TG含量结果显示：FFA组细胞内TG水平高于CON组，约为CON组5倍，差异有统计学意义（P<0.001，图3B），以上结果充分证明NAFLD体外细胞模型构建成功。

2.5TSPAN8在NAFLD体外模型中的表达
用qRT-PCR与Western blot法检测CON组与FFA 组两组中HepG2细胞TSPAN8的表达情况。

qRT-PCR 检测结果显示：与CON组比较，FFA组TSPAN8的表达明显下降，约为对照组的0.5倍（P<0.01，图4A）；Western blot实验结果显示，与CON组比较，TSPAN8在FFA组中的蛋白表达降低（图4B），用imagej软件进行半定量分析，FFA组TSPAN8的表达量约为CON组的0.5倍（P<0.001，图4C），与qRT-PCR结果趋势一致。

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2.6质粒转染验证
将GFP 质粒、TSPAN8质粒和空载质粒（PCDNA3.1）分别转染HepG2细胞24h ，荧光显微镜下为绿色的即为转入细胞内的GFP 质粒（图5A ）。

同时通过qRT-PCR 的方法检测TSPAN8质粒转染效率，结果显示该实验条件质粒转染24h 后可以明显增加TSPAN8质粒在HepG2细胞中的表达水平（P <0.001，图5B ）。

2.7过表达TSPAN8对HepG2细胞中脂质蓄积的影响
油红O 染色法显示：与PCDNA3.1+FFA 组（图6A1）相比，PCDNA-TSPAN8+FFA 组细胞内脂质堆积明显减少（图6A2）。

肝细胞内TG 检测结果表明：PCDNA-TSPAN8+FFA 组细胞内TG 水平低于PCDNA3.1+
FFA 组，约为PCDNA3.1+FFA 组0.4倍，差异有统计学意义（P <0.001，图6B ）。

2.8过表达TSPAN8对NAFLD 体外模型中成脂基因的影响
qRT-PCR 结果示，与PCDNA3.1组比较，PCDNA-TSPAN8组中的ACOX1、FABP1、SCD 、PPAR α、PPAR γmRNA 表达无明显差异（图7），FATP5mRNA 的表达量则明显低于PCDNA3.1组（图7，P <0.01）。

与CON 组相比，FFA 组FATP5m ＲNA 水平明显增加（P <0.001），与FFA 组相比PCDNA-TSPAN8+FFA 组mRNA 水平明显降低（图8，P <0.001）。

ND (1month)ND (3month)ND (6month)
HFD (1month)HFD (3month)HFD (6month)
图1小鼠肝组织HE 染色
Fig.1Histopathological examination of the liver tissue (HE staining,original magnification:×200).
*#
*#
ND HFD
1.21.00.80.60.40.20
R e l a t i v e T S P A N 8p r o t i e n e x p r e s s i o n
1
36
Incubation time (month)
ND HFD
TSPAN8(26×103)
β-actin (42×103)TSPAN8(26×103
)
β-actin (42×103)TSPAN8(26×103)β-actin (42×103)
6m o n t h
3m o n t h 1m o n t h
图2不同时期HFD 和ND 组小鼠肝内TSPAN8蛋白表达水平
Fig.2Intrahepatic TSPAN8protein expression levels in HFD and ND mice at different time points.A :Western blots of TSPAN8protein.B :Semi-quantitative analysis of the results.*P <0.05vs ND group at the same feeding time;#P <0.05vs HFD group at 1month.
A
B
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3讨论
在NAFLD 的发生发展过程中，肝脏中过多的脂肪堆积是对正常肝细胞的首要打击［25,26］。

因此，抑制NAFLD 早期过度脂质积累是对抗NAFLD 的重要策略。

以往的一项TSPAN8敲除鼠研究表明TSPAN8与肥胖和脂质代谢有关，TSPAN8基因的缺失会导致正常饮食和高脂肪高碳水化合物饮食雄性小鼠的体质量以及血浆游离脂肪酸水平降低，定量核磁共振显示其总体
图3NAFLD 细胞模型验证
Fig.3Validation of cell model of NAFLD.A :Lipid accumulation in the cells (Oil Red O staining:×400).B :Intracellular TG levels in different groups.***P <0.001vs CON group.
CON
FFA
I n t r a c e l l u l a r T G c o n t e n t (m m o l /L )
1.2
1.00.80.60.40.20
***
A1
B
A2
TSPAN8(26×103)β-actin (42×103)
Con FFA
图4CON 和FFA 组细胞内TSPAN8表达水平
Fig.4Intracellular TSPAN8expression level in control and FFA-treated cells.A :Relative expression of TSPAN8mRNA detected by qRT-PCR.B :Western blots of TSPAN8protein.C :Semi-quantitative analysis of Western blotting results.**P <0.01,***P <0.001vs CON group.
A
B
C
CON
FFA R e l a t i v e T S P A N 8p r o t i e n l e v e l
1.21.00.80.60.40.20
***
R e l a t i v e e x p r e s s i o n o f T S P A N 8
m R N A
1.21.00.80.60.40.20
CON
FFA **
R e l a t i v e e x p r e s s i o n o f T S P A N 8m R N A
PCDNA 3.1PCDNA-TSPAN8
300250
2005.04.54.03.53.02.52.01.51.00.50
***
图5质粒转染验证
Fig.5Verification of plasmid transfection.A :Transfection efficiency of GFP plasmid in HepG2cells observed by fluorescence microscope (×100).B :Relative expression of TSPAN8mRNA detected by qRT-PCR.***P <0.001vs PCDNA 3.1group.
A
B
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A
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·709
质量减少是脂肪组织质量和瘦组织质量（分别为16.9%和10.9%）减少导致［13］。

但是具体的机制并未阐明，也没有说明这种现象是否与肝脏的脂质代谢功能相关。

我们的研究发现TSPAN8在NAFLD 的动物和细胞模型中表达降低，过表达TSPAN8会降低NAFLD 细胞中的脂质蓄积，似乎与之前的研究矛盾。

我们推测可能是小鼠肝脏中的TSPAN8缺失，导致其肝脏摄入游离脂肪酸增多合成TG 的能力增加，导致肝内TG 蓄积，脂肪重新分布。

事实上已经有相关研究表明基因驱动的NAFLD 可能会导致“瘦”体质量，实际上是一种“脂肪营养不良NAFLD ”表型，其特征是外周脂肪减少但中央
脂肪积累增加，循环血脂正常或低［27］。

FATP5是一种肝脏特异性蛋白质，主要由肝细胞表
达，并定位于基底膜［28］。

FATP5蛋白在脂肪酸的摄取中起重要作用。

而脂肪酸代谢的改变是包括NAFLD 在内的许多代谢疾病和病理状况的标志［29］。

一项小鼠FATP5因敲除实验表明，该基因的缺失可以防止肝脏
TG 积聚，显著降低脂质摄取，提高胰岛素敏感性。

通过
基于气相色谱/质谱的分析，分别在KO 小鼠中检测发现肝脏TG 含量减少了59%，长链脂肪酸的摄取量减少了50%，同时该研究发现，FATP5的缺失会改变肝脏脂质摄取和输出的调节，导致脂质从肝脏重新分布到其他FFA 代谢组织［28］。

另一项研究表明，在NAFLD 的晚期NASH 阶段，肝脏FATP5表达与NAFLD 组织学变化呈负相关，这与NASH 进展为肝硬化期间的肝脏脂肪减少有关［30］。

我们的研究表明，与细胞对照组相比，FATP5在由FFA 诱导的NAFLD 模型中表达显著升高，在细胞中过表达TSPAN8会导致FATP5的表达降低，此时油红O 染色以及细胞内TG 检测提示细胞中的TG 明显减少。

结合之前的研究结果，所以我们推测TSPAN8过表达引起的细胞内脂滴的减少可能是通过抑制FATP5的表达实现的。

综上，本研究探索了TSPAN8在NAFLD 动物模型形成过程中的变化，以及在体外细胞模型中对脂滴生成
A1A2
I n t r a c e l l u l a r T G c o n t e n t (m m o l /L )
1.21.00.80.60.40.20
B
***
PCDNA3.1PCDNA-TSPAN8+FFA +FFA
图6TSPAN8调节肝细胞中的脂质积累
Fig.6TSPAN8regulates lipid accumulation in hepatocytes.A :Lipid accumulation in HepG2cells in PCDNA3.1+FFA group (A1)
and PCDNA-TSPAN8+FFA group (A2)(Oil Red O staining,×400).B :Intracellular TG level in different groups.***P <0.001vs PCDNA3.1+FFA group.
图7PCDNA3.1和PCDNA-TSPAN8组细胞内脂代谢相关基因表达水平
Fig.7Expression of adipogenesis genes in HepG2cells after TSPAN8plasmid transfection.**P <0.01vs PCDNA3.1group.
**
R e l a t i v e T S P A N 8p r o t i e n e x p r e s s i o n
1.4
1.21.00.80.60.40.20
ACOX1FABP1
SCD
PPAR αPPAR γFATP5
PCDNA-TSPAN8
PCDNA3.1图8不同处理组细胞FATP5的表达水平
Fig.8The mRNA expression of FATP5in different groups.***P <0.001;###P <0.001.
R e l a t i v e e x p r e s s i o n o f T S P A N 8m R N A
2.5
2.01.51.00.50
CON FFA
PCDNA-TSPAN8+FFA
***
###
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·
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的影响。

研究发现TSPAN8在NAFLD动物和细胞模型中表达均下降，TSPAN8过表达可使NAFLD细胞模型中的脂滴减少,而这种作用可能是通过影响下游PAFT5基因的表达，从而改变肝脏对脂肪酸的摄入引起的。

这些发现表明TSPAN8可能在NAFLD的发生和发展中起着至关重要的作用，为NAFLD脂代谢提供新的作用机制，通过干预TSPAN8抑制肝脏中FATP5介导的脂肪酸的摄取似乎是治疗NAFLD的潜在途径。

参考文献：
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（编辑：孙昌朋）
J South Med Univ,2022,42(5):705-711·
·711。