不同菌株对发酵大豆后熟期间品质特性的影响

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不同菌株对发酵大豆后熟期间品质特性的影响
李响;张绵松;尹培培;刘雪;鞠晓庆;Lee Si-Kyung
【摘要】为研究利用细菌和霉菌进行混合发酵的不同效果,开发新的混菌发酵工艺,本研究采用不同接种方式,得到3个单一菌株发酵样品,4个混合菌株发酵的样品,研究不同菌株对发酵大豆品质特性的影响.按照韩国清麴酱的方法,利用Bacillus subtilis菌株发酵制得样品B,按照豆豉的发酵方法利用Aspergillus oryzae和Mucor racemosus菌株制得样品A和M.混合菌株发酵样品中依据两种菌株接种的顺序不同,分别制得AB、BA、MB和BM.结果表明,后熟0~9 d期间,样品B的蛋白酶活性最高(257.32±3.04) U/g;样品M的还原糖在后熟第1d达到1.17%,高于其他样品.样品A和MB氨基态氮含量较高,样品B中测得铵态氮含量最高.所有样品的pH呈下降趋势,而滴定酸度变化范围则相反,从0.02%上升到0.19%.在后熟9d期间,各样品色度中的L*值呈持续下降趋势,样品MB褐变现象明显.在7个实验组中,样品MB通过混菌发酵工艺提高了发酵大豆的品质特性,验证了利用细菌和霉菌进行混菌发酵技术能够改善发酵大豆的品质特性.
【期刊名称】《食品工业科技》
【年(卷),期】2018(039)024
【总页数】7页(P139-144,150)
【关键词】大豆;混菌发酵;氨基态氮;铵态氮;还原糖;后熟时间
【作者】李响;张绵松;尹培培;刘雪;鞠晓庆;Lee Si-Kyung
【作者单位】齐鲁工业大学(山东省科学院),山东省科学院生物研究所,山东济南250103;齐鲁工业大学(山东省科学院),山东省科学院生物研究所,山东济南250103;
齐鲁工业大学(山东省科学院),山东省科学院生物研究所,山东济南250103;齐鲁工
业大学(山东省科学院),山东省科学院生物研究所,山东济南250103;好当家集团食
品检测中心,山东荣成264305;建国大学(韩国),韩国首尔143701
【正文语种】中文
【中图分类】TS214.2
发酵豆制品在全世界有着悠久的历史,大豆中含有的抗营养因子经过浸泡、蒸制被
破坏;在发酵过程中,大分子物质被微生物酶解,变得更容易吸收,并且发酵后大豆的风味也得到了改善。

发酵的过程中,蛋白质和多糖类物质在发酵菌株的作用下,生成各
种氨基酸和可溶性寡糖类物质,从而产生特有的风味。

韩国代表性的大豆发酵制品
有大酱、清麴酱、干酱等,于此相类似的发酵豆制品在中国、日本等亚洲地区有着
悠久的历史[1]。

传统的大豆发酵类产品在制作过程中应用了多种微生物,主要以Aspergillus属、Penicillium属为常见菌株,根据地域不同,其他类型的豆豉中也发现了Mucor属,、Rhizopus属、Absidia属等[2]。

中国的细菌型豆豉多以Bacillus sp.为主要发酵
菌株,其中B.megaterium和B.subtilis较多。

迄今为止,世界各地的发酵大豆产品
中分离了多种菌株,经鉴定,丝状菌多为Aspergillus属、Rhizopus属、Absidia属、Mucor属菌株,细菌类多为B.subtilis、B.pumilus菌株,酵母类以Saccharomyces 较为常见[3]。

A.oryzae是大豆发酵工艺中常见的曲霉菌株之一,能产生优良的蛋白酶和淀粉酶,使豆类或谷物类在发酵期间产生独特的酱香味[4]。

张建华[5]在曲霉型豆豉发酵机理研究中,通过优化发酵工艺改良了豆豉的风味。

黄占旺[6]在纳豆混菌
发酵技术研究中,利用A.oryzae和B.natto菌协同发酵技术,提高了大豆制品中nattokinase酶活性和氨基酸含量,并且改善了其风味口感。

刘锦绣等[7]的研究结
果显示,利用不同株枯草芽孢杆菌发酵的大豆,比单一菌株发酵大豆的中游离态异黄酮含量更高,且抗氧化能力更强。

同时,毛霉属也是在发酵食品中广泛应用的菌株之一,在永川豆豉发酵中以M.racemosus为主。

夏岩石等[8]在利用毛霉菌优化豆豉前发酵的研究中发现,发酵过程中蛋白酶活性的提高,使大豆蛋白得到更充分的水解,氨基态氮含量升高的同时,发酵大豆的硬度下降,改善了毛霉豆豉的品质。

目前,大豆发酵方向的研究工艺很多,但利用细菌和霉菌进行混合发酵的工艺并不常见。

本研究不仅利用三种单一菌株发酵大豆,并且利用混菌发酵工艺对大豆发酵食品的品质特性进行了改善,对总计7种样品进行品质特性分析,以期为发酵大豆制品的工艺改进提供理论依据。

1 材料与方法
1.1 材料与仪器
Aspergillus oryzae(KACC 40247)、Mucor racemosus(KACC 40270) 购自韩国农业微生物保存中心(Korean Agricultural Culture Collection);B.subtilis菌株分离于韩国市售清麴酱(cheonggukjang);营养琼脂培养基、脱脂乳粉、马铃薯葡萄糖琼脂培养基、营养肉汤培养基美国Becton Dickinson and Company公司;食盐山东肥城精制盐厂;大豆韩国首尔地区;其他试剂均为化学纯,韩国Samchun Pure Chemical公司。

pH计美国Woonsocket;CR-400色度计日本Konica Minolta Inc.。

1.2 实验方法
1.2.1 菌株的分离 B.subtilis菌株的培养:取清麴酱1 g于9 mL灭菌蒸馏水中,振荡30 min后,经稀释10-5~10-7后,在含有2%脱脂乳粉的营养琼脂平板培养基上涂布分离,并在37 ℃培养24 h。

接种前取1个菌落,于营养液体培养基中,在37 ℃摇床中120 r/min转速下,培养48 h。

A.oryzae及M.racemosus霉菌的培养:干燥菌体用2 mL灭菌水制成悬浊液后,经
稀释至10-7后,在马铃薯葡萄糖琼脂平板培养基上涂布分离,并在28 ℃下培养96 h。

接种前取少量孢子,置于马铃薯葡萄糖液体培养基中,培养3~4 d,待孢子长出为止。

1.2.2 大豆发酵工艺流程
1.2.2.1 细菌型发酵精选大豆1 kg洗净,置于纯净水中浸泡20 h,在120 ℃下蒸煮
2 h至大豆完全熟软。

待冷却后,将准备的B.subtilis种子液10 mL(2%)均匀接种
于大豆表面,37 ℃下发酵 48 h。

随后接种3%食盐,并搅拌均匀,于20 ℃下进入后
熟(后酵)阶段。

该样品命名为B。

1.2.2.2 霉菌型发酵霉菌型发酵工艺在孙成行[9]的基础上进行修改。

大豆浸泡蒸煮后,接种霉菌悬液5 mL(1%),置于28 ℃下发酵96 h至孢子长出。

添加3%食盐均
匀搅拌后,放入35~38 ℃进入后熟阶段。

接种A.oryzae菌株的样品命名为A,接种M.racemosus的样品命名为M。

1.2.2.3 混菌型发酵在蒸煮好的大豆表面先接种2%的B.subtilis菌株,于37 ℃下
发酵48 h,再接种1%的A.oryzae菌株,在28 ℃下二次发酵96 h。

加入3%的食盐搅拌后35 ℃下进行后熟,并命名该样品为BA。

在蒸煮好的大豆表面先接种1%的A.oryzae菌株,置于28 ℃下发酵96 h,再接种2%的B.subtilis,于37 ℃下发酵48 h。

加入3%的食盐搅拌后在25 ℃下后熟。

并命
名该样品为AB。

样品BM依照BA的制作工艺,样品MB遵从AB的制作工艺。

各个样品在后熟阶
段中的0、1、3、5、7、9 d进行取样保存,待用。

1.2.3 指标的测定
1.2.3.1 粗酶液的制备各取10 g发酵大豆,加入100 mL蒸馏水,室温下振荡30 min后,10000 r/min离心20 min,取上清液为待测粗酶液。

1.2.3.2 粗蛋白酶活性测定蛋白酶活性测定方法依照Anson[10]方法实施。

样品每
1 g作用生成酪氨酸1 μg作为1 U。

1.2.3.3 粗淀粉酶活性测定粗淀粉酶活性的测定按照DNS方法[11],测定一定时间内粗酶液水解淀粉后得到葡萄糖的量进行换算。

酶活性定义为1 min 1 μg葡萄糖的生成量为1 U活性。

1.2.3.4 还原糖含量测定还原糖含量测定同样依照DNS方法[11],取1 mL样品粗酶液,加入3 mL DNS试剂,后续操作同粗淀粉酶活性测定。

还原糖计算公式为:
还原糖
式(1)
式中:A-样品的还原糖含量(mg);D-稀释倍数;S-样品的质量(g)。

1.2.3.5 氨基态氮含量测定福尔马林溶液加2~3滴酚酞指示剂,用0.1 mol/L NaOH中和至红色。

取10 g发酵大豆样品,加入100 mL蒸馏水中,微沸后定容至250 mL,过滤取上清液25 mL至20 mL中性福尔马林溶液,并加入20 mL蒸馏水。

对照组在样品滤液中加入40 mL蒸馏水。

用4 g/L NaOH分别滴定至微红色,通过消耗的NaOH量计算氨基态氮含量[12]。

氨基态氮含量
式(2)
式中:V1-实验组消耗量(mL);V0-对照组消耗量(mL);F-4 g/L NaOH溶液的当量;D-稀释倍数;S-样品取量(g);0.0014-4 g/L NaOH溶液1 mL相对应氮含量(g)。

1.2.3.6 铵态氮含量测定取氨基态氮测定实验相同滤液0.1 mL,加入A溶液和B溶液各2 mL,37 ℃反应20 min后,630 nm处测定其吸光度。

用(NH4)2SO4做标准曲线。

A溶液:苯酚 10 g和硝普钠 0.05 g溶于1 L蒸馏水中。

B溶
液:Na2HPO4·12H2O 9 g,NaOH 6 g,NaOCl 10 mL溶于1 L[13]。

1.2.3.7 pH与滴定酸度测定取粗酶液10 mL,用pH计直接测定样品的pH;滴定酸度需要取粗酶液20 mL,用4 g/L NaOH滴定至pH8.2所消耗的量进行计算。

滴定酸度
式(3)
式中:a-4 g/L NaOH溶液消耗量;f-4 g/L NaOH 酸碱价;0.009-4 g/L NaOH溶液
1 mL相当于中和酸的克数;Sm-样品量;Ssg-样品比重。

1.2.3.8 色度测定用色度计对冻干后样品的明度L*值、红色度a*值、黄色度b*值
进行测定,反复5次取平均值。

标准白色版标准为L*(87.1),a*(0.3159),b*(0.3231)。

1.3 数据处理
每个实验平行测定四次,数据分析采用SPSS 19.0进行处理,通过ANOVA利用Duncan’s multiple range test进行显著性差异分析(p<0.05)。

2 结果与分析
2.1 不同菌株发酵大豆后熟期间粗蛋白酶活性的变化
通过图1可知,后熟初期所有样品的粗蛋白酶活性呈上升趋势,后随着时间推移有下降的趋势。

样品B和AB在后熟5 d现出最大活性(B:(257.32±3.04)
U/g,AB:(161.91±0.81) U/g)。

但样品BA((95.07±0.44) U/g),M((201.21±2.76)
U/g),MB((248.71±6.72) U/g)和BM((175.83±2.60) U/g)在第3 d达到最大活性。

样品A在第7 d活性最高((248.47±5.01) U/g)。

图1 不同菌株发酵大豆在后熟期间的蛋白酶活性变化Fig.1 Changes of protease activity in soybeans fermented by different microorganisms with aging
time
样品AB和BA比较中,A.oryzae先接种的样品酶活性更高,同样M.racemosus先
接种的MB比BM酶活性更高。

所有样品中,在后熟后期,营养源和氧含量不足导致微生物生长减少,造成酶活性下降。

袁小娟[14]在利用Mucor属和Bacillus属菌株1∶1接种发酵的大豆制品中蛋白
酶活性较高。

刘锦绣[15]在两种混菌豆豉发酵72 h期间,测得其蛋白酶活性成上升
趋势,与本研究结论相同。

方雅洁等[16]研究的结论中,混合M.mucedo和B.natto 菌株接种4%后发酵56 h时,风味最佳且蛋白酶活性最高,与本研究中的样品MB比M有更高的蛋白酶活性的结论一致。

2.2 不同菌株发酵大豆后熟期间粗淀粉酶活性的变化
各样品粗淀粉酶活性的测定结果如图2所示,后熟期间M.racemosus发酵组淀粉酶活性最高,其余各组结果差异不大。

M组合BM组后熟第1 d酶活性最大,之后缓慢降低,样品B、A和MB在后熟第5 d达到最高活性。

图2 不同菌株发酵大豆在后熟期间的淀粉酶活性变化Fig.2 Changes of amylase activity in soybeans fermented by different microorganisms with aging time
本实验中Aspergillus属菌株参与发酵组中,测得最大活性为AB>A>BA顺序,可得知A.oryzae先接种的实验组比B.subtilis先接种实验组的淀粉酶活性高,这与蛋白酶活性测定实验中的结论一致。

孙成行[9]在混合菌发酵豆豉制作工艺的研究中表明,菌株接种方式不同将产生酶活性差异。

混菌接种后的发酵和后熟期间,不同菌株之间存在营养成分竞争关系,也会存在多种代谢产物相互作用,导致多种酶活性的环境发生变化。

刘锦绣[15]在研究中利用两种B.subtilis同时混合接种发酵,结果显示,β-glucosidase酶活性有所增加,与本实验结果相似。

本实验中结果中可知,样品AB、A和B的淀粉酶最大活性为AB>A>B,这表明,在混合接种发酵时样品AB比单一菌株发酵的A和B样品淀粉酶活性高。

2.3 不同菌株发酵大豆后熟期间还原糖含量的变化
各样品还原糖含量变化如图3所示。

M.racemosus菌种接种的样品中还原糖相对于其他样品组更高。

样品M和MB在后熟其间还原糖含量与其他组的变化趋势相似,样品M中还原糖含量在0 d时为0.94%,1 d时上升到1.17%,并在第9 d时,
下降到0.99%。

样品MB中第1 d时,含量最高为,0.43%,第9 d时减少为0.29%。

样品B、AB和BM中后熟3 d时分别为0.73%、0.81、0.32%,随后呈下降趋势。

样品BA和A中还原糖含量随后熟时间一直保持下降趋势且无明显差异。

图3 不同菌株发酵大豆在后熟期间的还原糖含量变化Fig.3 Changes of reducing sugar contents in soybeans fermented by different microorganisms with aging time
本实验结果与淀粉酶活性结果中,样品M活性最高,因此在较高淀粉分解能力下,还原糖浓度也比其他组高。

比较样品AB和BA还原糖的最高含量,样品AB在后熟第3 d达到0.81%,BA在后熟0 d时为0.71%,A.oryzae先接种的样品比B.subtilis
先接种的样品中还原糖最高量更高。

后熟期间样品B和A的还原糖含量为0.74%、0.44%。

混菌发酵的样品AB和BA与单菌发酵样品B还原糖含量差异不大,但比单菌发酵样品A有所增加。

孙成行[9]在利用Aspergillus 属和Bacillus属菌株混合发酵大豆的研究中指出,0~24 h中,还原糖含量上升到18.638 mg/g之后呈下降趋势,这与本实验中还原糖含
量变化趋势一致。

龙菊等[17]在利用M.mucedo菌株发酵腐乳的研究中测得,还
原糖最高含量为1.1 g/100 g,与本实验中单一菌株发酵样品M中测得的还原糖含
量(1.17%)相近。

张建华[18]在利用Aspergillus发酵豆豉的研究中测得,还原糖
含量在后熟24 h时上升至25 mg/g,随后在72 h内急速下降,这与本实验中样品M、AB、MB中还原糖的变化趋势相似。

2.4 不同菌株发酵大豆后熟期间氨基态氮含量的变化
从图4可以得出,大部分样品的氨基态氮含量在后熟0~9 d期间保持上升的趋势,
其中样品A中氨基态氮最终含量测得为1.77%,高于其余组。

样品MB、B、AB、BA分别为1.65%、1.17%、0.63%、0.45%。

粗蛋白酶活性测定结果(图1)中酶活性为A>AB>BA,样品MB和A的蛋白酶最高活性相近,这与本实验中氨基态氮含量
的变化一致。

并且,大豆发酵期间,菌株蛋白酶生成的同时分解蛋白质,得到的氨基肽氮含量也在增加。

图4 不同菌株发酵大豆在后熟期间的氨基态氮含量变化Fig.4 Changes of amino type nitrogen in soybeans fermented by different microorganisms with aging time
胡鹏[19]测得利用Mucor菌株发酵豆豉中氨基态氮含量在后熟初期随着蛋白质分解积累,在后期没有明显变化,这与本实验中的结果一致。

张建华[18]在Aspergillus-type豆豉的研究中得出,在蛋白酶的作用下,后熟期产氨基酸比发酵期间更多,单一菌株发酵后后熟15d时氨基态氮含量高达1.76%。

黄占旺等[6]利用A.oryzae和B.natto混菌发酵豆豉在后熟60 h期间测得氨基态氮含量呈持续上升趋势。

2.5 不同菌株发酵大豆后熟期间铵态氮含量的变化
铵态氮含量变化如图5中显示,样品B和其他组样品中铵态氮含量存在较大差异。

样品B利用了单一细菌发酵大豆,形成了细菌型豆豉(韩国清麴酱)特有的风味。

在蛋白酶的作用下,大分子蛋白质不仅分解成氨基酸,氮元素也存在于铵态氮中。

所以,蛋白酶活性的结果中,样品B虽然酶活性较高,但在氨基态氮含量测定中数值偏低(图5),蛋白质中的氮元素转化成了铵态氮。

图5 不同菌株发酵大豆在后熟期间的铵态氮含量变化Fig.5 Changes of ammoniacal nitrogen in soybeans fermented by different microorganisms with aging time
样品AB和B中铵态氮含量都在后熟期间成上升趋势,但样品B在第9 d达(64.64±0.31) mg/mL,比样品AB((20.68±0.02) mg/mL)含量更高。

样品BA中铵态氮含量也呈上升趋势,但与样品B相比含量很低。

并且,样品A、BA、M、MB、BM中的铵态氮含量较低,测得出其范围为1.64~8.84 mg/mL。

2.6 不同菌株发酵大豆后熟期间pH的变化
由图6得知,所有样品稀释液的pH呈下降趋势。

样品BM的pH在后熟期间从7.94±0.01下降到7.56±0.02;样品MB的pH从7.75±0.01下降到7.433±0.01,两者相近。

样品B在后熟0~9d期间从6.799±0.12下降到6.122±0.11;样品M 从6.68±0.02下降到6.21±0.01;样品A的变化范围为6.14±0.01~5.83±0.01。

样品BA从6.03±0.01下降到5.46±0.01,与AB没有明显差异。

图6 不同菌株发酵大豆在后熟期间的pH变化Fig.6 Changes of pH in soybeans fermented by different microorganisms with aging time
大豆接种菌株后的发酵和后熟期间,在各种生物酶的作用下,分解大分子营养成分生成氨基酸或代谢生成有机酸,导致pH下降。

张建华[18]在多种豆豉的研究中发现,发酵期间和后熟0~15d期间的豆豉pH变化范围为5~6,豆豉pH变化也与大豆的品种和浸泡时间以及发酵菌株差异有着相关性。

汪立君[20]在利用Aspergillus 菌株发酵豆豉的研究中发现,接种量不同会影响后熟期间pH的变化,且其范围为7.5~5,与本实验结果范围相似。

胡鹏[19]毛霉型豆豉的研究中发现,后熟期间中pH 呈下降趋势,并推断蛋白质和碳水化物的分解、有机酸的生成有相关关系。

这些文献中的结果与本研究中的结论一致。

2.7 不同菌株发酵大豆后熟期间滴定酸度的变化
由图7中可以看出,所有样品的滴定酸度均呈上升趋势。

样品BA在后熟期间的酸度从0.10%上升到0.19%,样品A从0.06%上升至0.17%。

样品M的酸度则呈缓慢上升至0.11%。

其余样品B、MB和BM的滴定酸度变化不大。

Joo[21]在清麴酱的后熟11 d期间测得,总酸含量保持上升趋势,与本实验结果一致。

胡鹏[19]在毛霉型豆豉的相关研究中测得,后熟期间总酸含量呈上升趋势。

汪立君[20]在利用Aspergillus属菌株发酵豆豉中发现,菌株接种量不同的豆豉中,接种量为104 cfu/g 时,样品在后熟期间酸度变化范围为2.455%~4.277%,当接种量为106 cfu/g时,
酸度为1.385%~2.034%,该研究中的酸度变化范围和上升趋势与本实验结果接近。

图7 不同菌株发酵大豆在后熟期间的酸度变化Fig.7 Changes of titratable acidity in soybeans fermented by different microorganisms with aging time 2.8 不同菌株对发酵大豆后熟期间色度的变化
用不同发酵菌株制得的样品在后熟期间色度的变化结果(L*、a*、b*)如表1所示。

所有样品的L*值变化范围为43.5~88.98,其中样品MB和BM的L*值较低,比其他组样品颜色深,并且后熟0~9 d期间,L*值有降低的趋势。

这是因为,大豆在发酵后
的后熟期间发生了褐变反应,导致明度下降。

本实验中,样品AB和BA的L*值最高,样品A为霉菌豆豉,制作工艺与韩国大酱相仿,在后期后熟阶段最终L*值为51.51。

后熟期间红色度(a*值)有明显差异,范围在2.8~12.99之间。

样品A在0~9 d期间,从2.8上升至9.76,有明显的变化。

同时,样品BA在6.09~8.5,M在6.86~12.99,BM在9.46~12.97之间,红色度呈上升趋势。

样品B在后熟期间从7.03下降至6.89。

样品AB也有相同的变化趋势。

样品MB变化区间为10.24~11.42之间,其余样品a*值变化不大。

黄色度(b*值)在各样品间的差异并不大,后熟期间整体变化范围为30.18~37.66。

这是由于使用了单一品种的大豆进行实验所致。

Minhwa[22]利用不同品种的大豆制作清麴酱,其黄色度变化范围在7.49~15.42之间。

汪立君等[23]在米曲霉豆豉
的研究中发现,后熟期间L*值持续下降,有较大差异,但a*和b*值没有明显变化。

但本实验中的褐变现象较为明显,可能是因不同的接种方式和制作工艺产生了不同程
度的颜色加深。

大豆在发酵食品中的褐变原因主要是由于在后熟期间,原料自体含
有的蛋白、多肽、糖类等多种碳源成分生成melanine类的黑色素成分。

Go[24]
在研究中将此类豆发酵食品中发生的褐变反应称之为着色现象。

发酵微生物生成的一部分酶在氧气接触下也作用于食品的褐变反应。

其中
B.subtilis、B.niger等Bacillus属菌株生成酪氨酸酶结合氧以及金属离子发生发酵
中的褐变效应[25]。

表1 不同菌株发酵大豆在后熟期间的色度变化(n=4)Table 1 Changes of color value in dry powder of soybeans fermented by different microorganisms with aging time(n=4)色度后熟时间(d)不同菌株发酵大豆样品BAABBAMMBBML∗078.03±0.64Bc68.57±0.44Ad88.8±0.58ABa80.98±0.44A b66.80±0.78Ae50.52±0.82Dg58.67±0.69Af179.39±0.39A68.00±0.82A88.98±0.17Aa79.05±0.24B64.78±1.22B55.57±2.72B58.93±1.38A379.22±1.13ABb 63.46±0.62Bc87.90±0.59BC78.76±0.27Bb62.87±0.66Cd58.72±0.82Af56.61±0.79Be576.79±0.33Cb62.63±0.65Bc88.12±0.47ABCa77.43±0.31Cb61.42±0.71Cc55.05±0.52Bd52.65±1.47Ce778.66±0.53ABb59.33±0.85Cc86.85±0.8 1Da77.05±0.64Cb59.05±1.27Dc56.48±0.35ABd48.73±1.49De978.62±0.5AB b51.51±1.59De87.51±0.26CDa74.94±1.27Dc54.70±0.32Ed49.55±1.33Df43. 50±0.73Ega∗07.03±0.2ABc2.80±0.2Ff4.49±0.36Ae6.09±0.18Fd6.86±0.27Fc 10.39±0.26Ca9.46±0.38Cb17.2±0.06ABd4.79±0.11Ee4.17±0.14Af6.74±0.06 Ed8.47±0.13Ec11.42±0.64Aa10.63±0.56Bb37.27±0.3Ade7.52±0.22Dd4.54±0.11Af7.12±0.14De10.22±0.04Dc10.73±0.08BbC11.07±0.21Ba57.29±0.09A d8.20±0.1Cc4.17±0.18Ae7.43±0.26Cd10.77±0.25Cb11.10±0.46ABb12.14±0 .34Aa77.04±0.17ABf9.33±0.16Bd4.31±0.24Ag7.84±0.0BEe11.63±0.14Bb10. 24±0.04Cc12.13±0.54Aa96.89±0.08Be9.76±0.24Ac4.23±0.09Af8.50±0.06A d12.99±0.16Aa10.68±0.18BCb12.97±0.78Aab∗033.16±0.34Dab30.18±0.4D d33.02±0.63Bab33.42±0.56Da31.23±0.34Bc32.56±0.14Db31.28±0.38Bc134 .09±0.17Cd34.24±0.31Cd32.96±0.32Be35.01±0.07Cbc35.33±0.3Ab37.49±0. 46Aa34.51±0.52Acd334.86±0.08Bd36.14±0.22Bb33.41±0.17ABe35.70±0.33 Bc35.85±0.18Abc36.99±0.29ABa34.41±0.29Af534.89±0.22Bcd37.66±0.36A
a33.37±0.19ABe36.09±0.21Bb35.91±0.47Abc36.55±0.21BCb34.62±1.42Ad 735.29±0.18Abc37.54±0.34Aa33.91±0.37Ad37.07±0.1Aa35.44±0.77Abc35. 73±0.36bC34.53±1.07Acd935.36±0.19Ab34.58±0.51Cbc33.83±0.14Acd37.4 8±0.53Aa35.22±0.47Ab33.14±0.99Dd31.52±1.07Be
注:同一列不同字母(A~F),同一行不同字母(a~g)表示显著性差异(p<0.05)。

L*,
表示暗度(-)和明度(+);a*,表示绿色度(-)和红色度(+);b*,表示蓝色度(-)和黄色度(+)。

3 结论
本研究利用B.subtilis、A.oryzae和M.racemosus 3种不同的微生物,结合韩国清麴酱、大酱,中国豆豉的发酵技术制作了7种不同的发酵大豆样品。

在其后熟(后酵)期间测定了各样品的酶活性、还原糖含量、氮含量、pH、酸度、色度的变化。


过对各项指标的分析评价得知,后熟0~9 d期间,样品B的蛋白酶活性最高((257.32±3.04) U/g);样品M的还原糖在后熟第1 d达到1.17%,高于其他样品。

样品A和MB氨基态氮含量较高,样品B中态氮含量最高。

所有样品的pH呈下降趋势,而滴定酸度变化范围则相反,从0.02%上升到0.19%。

在后熟9 d期间各样品色度中的L*值呈持续下降趋势,样品MB褐变现象明显。

单一菌株接种时,样品A
的品质较好,混合菌株接种时,样品MB的综合评价高于其他样品。

因此,利用
M.racemosus和B.subtilis混菌发酵工艺可以改进发酵大豆的品质特性。

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