AOEB染色的讨论

合集下载

细胞成脂油红O染色以及成肌吉姆萨染色

细胞成脂油红O染色以及成肌吉姆萨染色油红O染色注：操作过程中往培养皿中加液体时要沿壁轻轻加入一、0.2% 油红O工作液的配制：1．油红O粉与异丙醇比例为300mg/100ml，将称好的油红O 粉用100%异丙醇充分溶解配制成饱和溶液2. 油红饱和溶液与超纯水以3:2比例充分混合均匀，配制成0.2%油红O工作液3. 0.2?m无菌滤器过滤后即可使用注：油红O工作液在室温下保存时间最多不超过2h，所以应当严格注意现配现用二、10%甲醛固定液的配制取30ml超纯水加入10ml 40%甲醛溶液，混合均匀后配制成10%的甲醛固定液三、60%异丙醇孵育液将30ml 100%异丙醇与20ml超纯水混合均匀，制成60%异丙醇孵育液四、油红O与苏木素染色1.将培养皿中的培养基弃去，用PBS洗3次2.加入2.4ml 10%甲醛溶液对细胞进行固定1h3.弃去甲醛固定液，用超纯水冲洗3次4.往培养皿中加入2.4ml 60%异丙醇溶液孵育2min5.弃去60%异丙醇，加入1ml配置好的油红O染液，染色10min6.弃掉油红，用去离子水冲洗数次，至弃液澄清无色7.加入1ml苏木素染色液室温染色1min8.弃掉苏木素，用超纯水冲洗数次，至弃液澄清无色9.加入0.1%氨水溶液显色，然后用超纯水冲洗3次10.最后往各培养皿中加入少量去离子水，保持细胞湿润，染色后的细胞置于倒置显微镜下进行细胞形态的观察五、油红OD值的测定1.将上述用油红O染色后的细胞培养皿中的液体吸掉2.向培养皿中加入3.6ml 100%异丙醇，室温孵育10min，将细胞中的油红洗脱到异丙醇中3.将洗脱下的油红吹打混合均匀，加入到5ml离心管中，摇匀4.吸取200?l 洗脱液加入到96孔酶标板上，每个培养皿测3次重复5.用酶标仪在520nm波长下测定OD值，以100%异丙醇作为空白对照调零吉姆萨染色1.弃去培养皿内的培养基，用PBS反复漂洗2次2.加入PBS溶液，再加入等体积无水甲醇，边加边混合静止10min（在摇床上添加，各加2ml）3.将50%甲醇与PBS混合液弃去，加入新鲜的甲醇液浸泡（各加2ml），固定细胞10min，然后用PBS漂洗细胞1次4.每孔各加入1ml吉姆萨染色（吉姆萨染液可重复利用），覆盖细胞层，染色2min5.回收染色液，用去离子水冲洗细胞6.各培养皿加少量水，用显微镜观察单层潮湿的细胞。

三氧化二砷诱导视网膜母细胞瘤细胞凋亡的实验研究

Ａｒｅｉｒｏｉｎｄｅｐｏｏｉｎｒｔｎｂａｔｍａｃｌｓｎｃｔｉｘｄｅｉｕｃｄａｐｔｓｓｉｅｉｏｌｓｏｅｌｓ
ｉｖｔｏａｔｏｓｂｅｍｅｈｎｓｎｉｒｎｄｉｓｐｓｉｌｃａｉｍ
ＣｎｒｌｏｔＵｉｒｉＣａｇｈＯＣｉａ）ｅｔｕｈｎｅｓｙ，ｈｎｓａ４１０１ａＳｖｔ１，ｈｎ
ＡｂｔａｔＯｂｅｔｅＴｘｌｅｔｅｅｅｔｆａｓｎｃｔｏｉｅｏｈｐｐｏｉｏｔｏｌｓ－ｓｒｃ：ｊｃｉｏｅｐｏｈｆｃｏｒｅｉｒｘｄｎｔｅａｏｔｓｆｅｉｂａｔｖｒｆｉｓｒｎｏ
赖性；其细胞凋亡率显著增加；ｃｓａｅ３活性增加，ｃ一／ａａｐｓ一ｂｌ２ｂｘ的比值下调。结论：氧化二砷在体外可三
通过诱导ＨＯ— ＢＸＲ细胞凋亡达到抑制其增殖的作用；其诱导凋亡的作用可能与激活ｃｓａｅ３和下调ａｐｓ一
ＲＢｃｌｎｄｓｎｄｕａｉｎ－ｅｅｄｎｔｍａｎｒｉｉｒｅｌｉｏｅａｄｒｔｏｄｐｎｅｎｅｎｖｔｏ；ａｓｎｃｔｉｘｄｉｎｆｃｎｌｎｒａｅｈｒｅｉｒｏｉｅｓｇｉｉａｔｙｉｃｅｓｄｔｅ
ｂｌ２ｂｘ比值有关。ｃ一／ａ
［键词］三氧化二砷；视网膜母细胞瘤；凋亡；ｃｓａｅ３；ｂｌ２ｂｘ关ａｐｓ一ｃ一／ａ【中图分类号］Ｒ３．【献标识码］Ａ【章编号］１７ — ３７２００ —４６０７９７文文６２７４｛０８）６０７．５

AOEB染色的讨论

吖啶橙/溴化乙锭双‎荧光染色AO / EB原理与‎流程zhong‎y ishe‎n g:1 原理：吖啶橙(AO)能透过胞膜‎完整的细胞‎，嵌入细胞核‎D NA，使之发出明‎亮的绿色荧‎光。

溴乙锭(E仅能透过‎胞膜受损的‎细胞，嵌入核DN‎A，发橘红色荧‎光。

凋亡的细胞‎呈现为染色‎增强，荧光更为明‎亮，均匀一致的‎圆状或固缩‎状、团块状结构‎。

非凋亡细胞‎核呈现荧光‎深浅不一的‎结构样特征‎。

二者形态迥‎然相异，很易判别。

在荧光显微‎镜下观察，可见四种细‎胞形态：活细胞(VN)，核染色质着‎绿色并呈正‎常结构；早期凋亡细‎胞(VA)，核染色质着‎绿色呈固缩‎状或圆珠状‎；非凋亡的死‎亡细胞(NVN)，核染色质着‎橘红色并呈‎正常结构；晚期凋亡细‎胞(NVA)，核染色质为‎橘红色并呈‎固缩状或圆‎珠状。

2 AO/EB染色及‎观察结果：取 20-100μl‎的1：100稀释‎的染色剂置‎于载玻片的‎贴壁细胞上‎室温下静置‎20min‎，PBS洗涤‎2-3遍，上覆盖玻片‎，荧光显微镜‎下观察结果‎并计数20‎-200个细‎胞。

ym105‎1: 1.能否提供具‎体实验步骤‎?2.您在文中所‎说的"1：100稀释‎的染色剂"是怎样稀释‎的?如何在载玻‎片上种上贴‎壁细胞?zhong‎y ishe‎n g:1 用1mlE‎P管稀释时‎，先取微量的‎染色剂，然后再取稀‎释剂（如BSA）加入EP管‎吹打即可。

2 消毒灭菌处‎理后的盖玻‎片平放入培‎养皿或中即‎可实验。

ym105‎1:我好像已明‎白具体过程‎了:首先要进行‎细胞爬片,然后将染色‎剂滴加在已‎爬有细胞的‎盖玻片上,温育后洗涤‎,再盖上盖玻‎片则可进行‎观察了.是这样吗?如果不经过‎爬片处理而‎将细胞进行‎消化,再将细胞和‎染色剂滴加‎在盖玻片上‎进行观察,行吗?zhong‎y ishe‎n g:的确，不经过爬片‎而是将贴壁‎细胞消化下‎来一样可以‎进行进一步‎的实验。

巴氏染色的几点体会

巴氏染色的几点体会李瑞祥熊灏靳敏巴氏（Papanicolaou）染色法是脱落细胞染色中最好的染色方法。

其适用于上皮细胞及间皮组织的标本。

是阴道脱落细胞检查中最常用的染色方法。

该染色法不但具有显示细胞核结构清晰，分色明显，透明度好，胞浆受色鲜艳等特点，而且所染标本不易脱色，可长久保存。

对如何染好巴氏染色，笔者有以下几点体会，报告如下。

1 EA 36 染液pH值的测试EA 36 染液的酸碱度对巴氏染色的成功起着关键性作用，EA 36 染液由伊红、亮绿、桔黄及俾麦棕等染料配成。

伊红、亮绿、桔黄及俾麦棕等属于酸性染料。

在溶媒中其发色团是负离子部分。

发色团可与蛋白质中带正电的氨基结合，从而使胞浆显蓝色、绿色、桔黄色或红色。

但蛋白质所带正负电荷的多少是随溶液的pH值而改变的。

在偏碱环境中，蛋白质的羧基游离增多（带负电）。

在偏酸环境中蛋白质氨基游离增多（带正电）。

所以必须把染液pH 值调至5.2为宜［1］。

EA 36 染液pH的调节，可用石蕊试纸法，也可用酸度计测试。

当然用酸度计法最为准确。

但以上方法均比较麻烦，同时还要受到仪器设备的限制，不方便。

本文采用一种简单方便的方法。

即用10%磷钨酸及饱和碳酸锂溶液直接测试。

具体做法是，拿一张滤纸先滴少量染液于纸上，若滴染液处呈紫色，说明染液偏碱，则滴加少量10%磷钨酸。

若显绿色，说明染液偏酸，则滴加少量饱和碳酸锂。

并充分混匀。

直至染液滴在纸上既显绿色又有红色，颜色鲜艳为宜。

用此法测试染液pH同用石蕊试纸法测试一样，同样可获得满意的染色效果。

磷钨酸在染色过程中，不但作为媒染剂可增加染料的着色力。

同时磷钨酸与碳酸锂还是一对弱酸弱碱，实际上是一对缓冲剂。

可中和分色及蓝化时可能留下的少量酸或碱。

保证染色达到理想效果。

2 分色分色或酸化，对染色效果也很重要。

分色目的是去掉胞浆中染上的多余的苏木素，使胞核着色显示特异性。

因此，经分色后的胞浆在镜下观察应无色为佳。

若胞浆中还残留有苏木素染料，会影响EA 36 染液的着色。

巴氏染色法的原理及结果判读

巴氏染色法的原理及结果判读巴氏染色法，这个名字听起来像是某个高深莫测的化学实验，其实它就是一招能让细菌乖乖现身的“魔法”。

想象一下，科学家们在实验室里忙得不可开交，手里拿着一根小刷子，像是在给细菌涂抹化妆品，其实他们是在为细菌“上妆”，把它们变得更加引人注目。

这样一来，我们就能一眼看出它们是好是坏了，真是方便极了。

说到原理，巴氏染色法其实就是通过不同的染料，把细菌染成不同的颜色。

你瞧，染料有的像春天的花朵一样鲜艳，有的则深沉得像秋天的落叶。

比如，细菌被染上了紫色，那就说明它们是革兰阳性菌，换句话说，它们就像是穿着紫色外套的小可爱。

而如果是红色的，那就不那么讨喜了，说明它们是革兰阴性菌。

这时候，不妨想象一下，紫色的菌儿在舞台上跳舞，红色的则在角落里默默呜咽，生怕被发现。

哎，说到这里，不得不提一下这个染色过程。

实验室里总是弥漫着各种奇怪的气味，仿佛是化学实验的调色板。

科学家们会把细菌涂抹在玻璃片上，然后用火焰轻轻烤烤，嘿，这一步就像是给细菌做个小烤箱烤熟的感觉。

加入染料，紫色的、红色的，调皮的细菌们就开始“洗澡”了。

洗完澡之后，水一冲，染料随之而去，留下的就是那一抹亮丽的色彩。

结果判读就是另一番风味了。

你瞧，显微镜就像是一扇魔法窗户，让我们能看到那些微小的细菌世界。

科学家们紧盯着显微镜，像是在看一场精彩的戏剧。

紫色的小家伙们个个活泼好动，像是在舞台上肆意挥洒，红色的则显得有些沉闷，仿佛在琢磨人生的哲学。

通过这些颜色的对比，科学家们能够判断细菌的种类和特性，真是了不起。

不过，巴氏染色法并不是一成不变的。

这些细菌也会耍点小花样，颜色不够明显，或许是染料不够给力，或者细菌太顽皮。

这时，科学家们就得耐心对待，重复实验，调试染料的浓度，像是在调配一杯完美的鸡尾酒。

只有这样，才能让细菌们的真实面貌展现无遗。

对于那些刚入门的小伙伴来说，巴氏染色法就像是一场有趣的游戏。

每一步都充满了惊喜，结果也让人忍不住想要分享。

细胞活性检测方法有哪些？

细胞活性是判断体外培养细胞在某些条件下是否能正常生长的重要指标,如药物处理、放射性或紫外线照射、培养条件变化等。

目前常用的方法有很多,如有台盼蓝染色法、克隆(集落)形成法、H放射性同位素掺入法、MTT法等。

本文总结了一些常用的细胞活性检测方法的原理、特点，并对比了各自的优缺点。

一、染色计数法1. 化学染色法染色计数法是细胞培养中检查细胞死活最常用的方法，直接利用死细胞和活细胞对染料的不同亲和力，检查细胞活性，能在光学显微镜下观察到染色结果。

可分为两类：死细胞着色法和活细胞着色法。

使死细胞着色的常用染料有台盼蓝、苯胺黑、伊红Y。

能使活细胞着色的常用染料有结晶紫、亚甲基蓝、甲苯胺蓝等。

其中最常用的是台盼蓝染色法。

细胞损伤或死亡时，台盼蓝可穿透变性的细胞膜，与解体的DNA结合，使其着色，而活细胞能阻止染料进入细胞内，故可以鉴别死细胞与活细胞。

通过细胞计数可得出细胞的存活率。

本染色法方便实用，价格低廉，操作简单。

但是台盼蓝染色时，时间不宜过长，否则部分活细胞也会着色，会干扰计数。

而且，细胞没有经过固定，形态不清晰。

2. 荧光染色法一些荧光染料对死细胞和活细胞也有不同的作用效果，利用荧光显微镜检测细胞活性。

如碘化丙啶（PI），被活细胞排斥但能穿透正在死亡或已经死亡细胞的细胞膜，因此活细胞不被染料上色，只有死细胞或凋亡细胞才能被染上红色。

吖啶橙（AO）能透过质膜完整的细胞，嵌入细胞核DNA，使之发出明亮的绿色荧光。

溴乙锭（EB）仅能透过胞膜受损的细胞，嵌入核DNA，发橘红色荧光。

也可应用AO-EB双染法鉴定细胞死活。

这种检测方法相比传统的染料，具有灵敏度高，操作简便，结果容易分辨等特点，而且利用双染法还可以分辨活细胞、凋亡早期细胞、凋亡晚期细胞、死亡细胞。

在细胞凋亡的检测上有很广泛的应用。

缺点在于，要求特殊的仪器进行检测，如荧光显微镜、激光扫描共聚焦显微镜或流式细胞仪。

而且通过荧光染料具有毒性，操作时需要带手套。

dab染色原理

dab染色原理DAB染色原理。

DAB（3,3'-二氨基联苯）是一种常用的组织化学染色试剂，广泛应用于免疫组化和组织化学实验中。

它的染色原理主要是通过酶标记技术来实现对目标蛋白的可视化检测。

在本文中，我们将对DAB染色原理进行详细介绍，以帮助您更好地理解其在实验中的应用。

DAB染色的原理基于酶标记技术，该技术利用特定的酶与抗体结合，然后通过酶底物的作用产生可见的染色反应。

在DAB染色中，常用的酶是辣根过氧化物酶（HRP），它能与抗体结合形成抗原-抗体-HRP复合物。

当这个复合物与其靶标蛋白结合后，就会在酶底物DAB的作用下产生棕色的沉淀物，从而实现对目标蛋白的可视化检测。

DAB染色的步骤主要包括抗体结合、酶底物作用和染色显色三个关键步骤。

首先，将样本组织或细胞切片与特异性抗体结合，形成抗原-抗体复合物。

然后，将HRP标记的二抗加入到样本中，与抗体结合形成抗原-抗体-HRP复合物。

最后，加入DAB底物，HRP催化DAB氧化聚合生成可见的棕色沉淀物，从而实现对目标蛋白的染色显色。

DAB染色具有高灵敏度和特异性，能够清晰地显示目标蛋白的位置和表达水平。

同时，DAB染色也具有较好的稳定性和持久性，染色后的样本可以长时间保存而不会失去染色信号。

因此，DAB染色在免疫组化和组织化学实验中被广泛应用，成为一种重要的组织染色技术。

除了其应用的广泛性外，DAB染色还具有操作简便、成本低廉等优点，适用于大规模样本的染色实验。

因此，无论是在科研领域还是在临床诊断中，DAB染色都扮演着重要的角色，为科学研究和临床诊断提供了可靠的技术支持。

总结而言，DAB染色原理是基于酶标记技术实现对目标蛋白的可视化检测。

通过抗原-抗体-HRP复合物与DAB底物的作用产生可见的染色反应，从而清晰地显示目标蛋白的位置和表达水平。

DAB 染色具有高灵敏度、特异性、稳定性和持久性等优点，被广泛应用于免疫组化和组织化学实验中。

希望本文能够帮助您更好地理解DAB染色的原理和应用，为您的实验工作提供帮助。

AOEB双荧光染色试剂盒

2、每份细胞样品中加入 AO/EB 工作液，混合均匀。 3、低速离心：离心 5min，弃上清。 4、用 AO/EB Dilution Buffer 重悬细胞，细胞计数，将细胞密度调整为 0.5~5×106 个/ml。 5、每 25μl 细胞悬液中，加入 AO/EB 工作液，充分混匀。 6、取洁净载玻片，滴加上 5μl 细胞悬液，轻轻盖上盖玻片。 7、在荧光显微镜 B 域进行观察。
北京雷根生物技术有限公司
AO/EB 双荧光染色试剂盒
简介：
Acridine Orange,属于三环杂芳香燃料，可以标记 DNA、RNA，属于异染性荧光染料， AO 常用于细胞内 DNA 和 RNA 进行检测。AO 与核酸结合方式主要有：1、插入性结合， AO 嵌入核酸双链的碱基对之间，这种结合方式主要为 AO 与 DNA 的结合，其荧光发射峰为 530nm，激发后呈绿色荧光，其荧光发射峰为 640nm，激发后呈红色荧光，少量结合会呈桔黄色或桔红色荧光。因此，AO 嵌合到双链 DNA 分子中显绿色，与 DNA 单链或 RNA 结合时发橙红色荧光。Ethidium Bromide 嵌合到双链 DNA 或 RNA 的碱基对中，无碱基特异性，发红色荧光。AO 可透过活细胞膜，EB 不能通过与活细胞膜具有相同通透性的细胞膜。
Байду номын сангаас
组成：
编号名称试剂(A): AO solution 试剂(B): EB solution 试剂(C): AO/EB Dilution Buffer 使用说明书
DA0039 100T
Storage
200μl 4℃ 避光
200μl RT
50ml 4℃ 避光
1份
操作步骤(仅供参考)：

ABC染色

1、免疫组化脱片产生的原因？
（1）多聚赖氨酸玻片质量有问题。

（2）组织切的不好，切片机的问题或者切片厚度不均匀。

（3）组织自身有坏死。

（4）片子没烤好，时间短、温度不够。

（5）操作的时候用力甩片会促使粘贴不牢固的组织片脱落。

（6）抗原修复的时候高压时间过长或者放进修复液时手法不好容易导致脱片。

此外，用EDTA修复比柠檬酸容易脱片。

（7）用PBS的时候尽量泡片，不要冲。

2、封闭血清的选择原则是什么？
为了防止组织或细胞切片上有剩余的位点可以非特异性吸附抗体，造成后续结果的假阳性！实验前应用血清进行封闭。

封闭血清一般是和二抗同一来源的，血清中动物自身的抗体，预先能和组织中有交叉反应的位点发生结合，否则在后面的步骤中如果和二抗发生结合，会造成背景。

也可以用小牛血清、BSA、羊血清等，但不能与一抗来源一致。

3.原理：抗体与相应抗原结合后，形成抗原抗体复合物，然而这种复合物在显微镜下是不可见的，如将特异性抗体与酶结合，再通过适当的底物显色，就可使免疫复合物由不可见而成为可见，从而确定组织细胞是否存在某种抗原。

免疫酶染色技术正是根据此原理用酶（如辣根过氧化物酶、碱性磷酸酶等）标记已知抗体（或抗原），然后与组织细胞在一定条件下反应，如果组织细胞中有相应抗原或抗体存在，抗原抗体就相互结合形成复合物，其中的酶分子遇到底物时，能催化底物水解、还原或氧化，产生颜色反应，从而可识别出标本中的抗原。

该方法具有敏感性高，标本可长期保存，而且使用一般光学显微镜就能观察等优点。

但有时也存在非特异性染色影响。

杨佳 10:41:29。

EB的染色原理及其相关讨论

基因分子生物学实验——EB的染色原理溴化乙锭（EtBr，EB）为芳香族荧光化合物，是一种高度灵敏的嵌入性荧光染色剂，用于观察琼脂糖和聚丙烯酰胺凝胶中的核酸。

是一种核酸染料，常在琼脂糖凝胶电泳中用于核酸染色；是一种强的诱变剂，可能也是一种致癌物或致畸剂。

EB与核酸的作用原理：这种扁平分子可以嵌入核酸双链的配对的碱基之间，在紫外线激发下，未与核酸结合的溴化乙锭可被激发出橙红色萤光。

在与DNA或双股RNA结合时，萤光强度会增强20倍，使得核酸电泳后的胶片可以辨识核酸的相对位置。

在核酸分子中，EB分子插入到两层碱基对之间，发出红色荧光。

在凝胶中加入终浓度为0.5μg/ml的EB，可以在电泳过程中随时观察核酸的迁移情况，这种方法使用于一般性的核酸检测。

问题讨论1、溴化乙锭EB在琼脂糖凝胶电泳中先加与后加的区别？先加EB，染色与电泳同时进行：a. 加在胶里总体积小，所以比较方便节省；b. 会导致胶的整体背景稍微高些，比较暗；c. 长时间、长距离的电泳先加EB的话，信号强度会相应下降；d. 不宜用于核酸分子大小的确定和定量。

原因分析：EB带正电荷，中和核酸分子的负电荷，同时由于的他的嵌入增加了核酸分子的刚性，使迁移速率减慢，故不宜用于凝胶电泳测定核酸分子的大小。

另外，由于在凝胶中，游离的EB分子向负极泳动，会使样品中前后各带染色不均匀，影响定量。

后加EB，染色在电泳完成后：a．可以减少污染，无背景色，图较漂亮；b. 相对浪费时间。

2、EB废物的如何处理？EB废物的处理如下：(1) 对于EB含量大于0.5mg/ml的溶液，可如下处理：a. 将EB溶液用水稀释至浓度低于0.5mg/ml；b. 加入一倍体积的0.5mol/L KMnO4，混匀，再加入等量的25mol/L HCl，混匀，置室温数小时；c. 加入一倍体积的2.5mol/L NaOH，混匀并废弃。

(2) EB含量小于0.5mg/ml的溶液可如下处理：a. 按1mg/ml的量加入活性炭，不时轻摇混匀，室温放置1小时；b. 用滤纸过滤并将活性碳与滤纸密封后丢弃。

eb染色原理

eb染色原理EB染色原理。

EB染色是一种常用的细胞染色方法，它可以帮助科研人员观察细胞的形态、结构和功能。

在进行细胞染色时，我们需要了解EB染色的原理和操作步骤，以确保染色效果的准确性和可靠性。

首先，我们需要准备好实验所需的材料和试剂，包括EB染色液、PBS缓冲液、离心管、显微镜玻片等。

在进行染色实验时，需要注意实验操作的无菌和洁净，以避免外界污染对实验结果的影响。

EB染色的原理主要是利用EB染色液对细胞核酸的亲和性，使细胞核酸与染色液结合并呈现出特定的颜色。

EB染色液是一种荧光染料，它可以在荧光显微镜下观察到细胞核的形态和数量，从而帮助科研人员进行细胞分析和研究。

在进行EB染色实验时，首先需要将待染色的细胞样本加入到PBS缓冲液中，并进行离心沉淀。

然后将上清液倒掉，将细胞沉淀悬浮于PBS缓冲液中。

接下来，将适量的EB染色液加入到细胞悬液中，轻轻振荡混合，并在室温下孵育一定时间。

随后，将细胞沉淀离心，去除上清液，再次加入PBS缓冲液悬洗。

最后，将细胞沉淀悬浮于PBS缓冲液中，滴于显微镜玻片上，并覆盖玻片盖片，即可进行观察。

通过EB染色，我们可以清晰地观察到细胞核的形态和数量，从而对细胞进行定量和定性的分析。

在实际应用中，EB染色还可以用于细胞凋亡的检测，因为在凋亡细胞中，细胞核的形态和数量会发生变化，通过EB染色可以直观地观察到这些变化，从而判断细胞的生理状态。

总之，EB染色是一种简单、快速、可靠的细胞染色方法，它可以帮助科研人员观察细胞核的形态和数量，进行细胞分析和研究。

掌握了EB染色的原理和操作步骤，可以更好地开展细胞实验工作，为科研工作提供可靠的数据支持。

希望本文对您了解EB染色有所帮助。

电泳染色液染色效果不好的原因-概述说明以及解释

电泳染色液染色效果不好的原因-概述说明以及解释1.引言1.1 概述概述部分的内容可以介绍电泳染色液染色效果不好的问题，并指出该问题在生物科学研究、临床诊断以及工业生产过程中的重要性。

可以简要描述电泳染色液染色效果不佳会导致结果不准确、可视性差、影响进一步分析等问题。

接下来可以提到本文将围绕影响电泳染色液染色效果不好的原因展开探讨，以期为解决该问题提供一些见解和建议。

1.2 文章结构文章结构部分的内容可以描述文章的整体结构和各个部分的功能。

可以按照以下方式编写：在文章结构部分，我们将介绍本文的整体结构和各个部分的功能。

这有助于读者更好地理解文章的逻辑和内容组织。

本文分为引言、正文和结论三个部分。

引言部分包括概述、文章结构和目的三个小节。

概述部分将对电泳染色液染色效果不好的问题进行简要介绍，引起读者的兴趣。

文章结构部分（本小节）则对整篇文章进行了大致概括并提供了目录，以帮助读者更好地理解全文的结构和内容。

目的部分将明确说明本文的目标和意义，引导读者聚焦本文的核心问题和解决思路。

正文部分将展开阐述电泳染色液染色效果不好的两个主要原因。

原因一小节将详细讨论染色液的成分和质量对染色效果的影响，并提供相关研究和实验证据。

原因二小节将探讨操作技术和条件对染色效果的影响，列举常见问题和可能的改进方法。

结论部分将总结正文部分的内容，对电泳染色液染色效果不好的原因进行概括，并提出相关建议。

总结小节将回顾所讨论的两个主要原因，并强调其重要性。

建议小节将提出针对这些问题的改进措施和未来研究方向，以期解决电泳染色液染色效果不好的问题。

通过以上文章结构的安排，本文将系统地阐述电泳染色液染色效果不好的原因，并提供相关建议，以期为解决该问题提供参考。

1.3 目的目的部分的内容：在本文中，我们旨在探讨电泳染色液染色效果不好的原因。

通过分析电泳染色液染色效果不佳的主要原因，我们希望能提供一些解决方案和建议，以帮助读者更好地理解和解决这一问题。

AOEB双荧光染色法检测细胞凋亡

AOEB双荧光染⾊法检测细胞凋亡悬浮细胞AO/EB双染步骤
1.调整细胞密度为106/ml，将细胞种⾄6孔板，每孔2ml细胞；
2.向每孔加⼊相应浓度药物，培养⾄不同时间点；
3. 1000转/min离⼼10min收集细胞，PBS洗涤1次；
4. PBS重悬细胞，使悬浮细胞浓度达106/L左右；
5.取100µl受检细胞悬液，各加5µl AO和EB；
6.取上述染⾊液⼀滴，滴在洁净玻⽚上，加盖玻⽚后⽴即置荧光显微镜下观察。

注：
1. AO/EB染料配制：精确称取AO(Fluka产品)、EB(Fluka产品 )各1mg，分别溶于10ml pH7.2 PBS中，使之配
成100µg/ml的储备液， 4℃保存，⽤前等量混合；
2.可以省略上述步骤3、4，以避免离⼼造成细胞物理性损伤，直接取细胞悬液加AO/EB孵育观察；
3. AO/EB有毒，可致癌，注意保护；
4.上述⽅法只适⽤于悬浮细胞，如果是贴壁细胞，可以考虑爬⽚，或者在培养板中直接染⾊，或者⽤胰酶消化后，按悬浮
细胞⽅法操作；
5. AO/EB虽然可以初步计算凋亡率，但是过于主观，最好采⽤Annexin V FITC/PI双标法进⾏定量；
6. Annexin V FITC/PI双标法对于早期凋亡⽐较敏感，因此可以先通过AO/EB形态学⽅法，摸索药物⼲预后开始出现凋亡的
时间，以确定合适的药物⼲预时间，进⾏Annexin V标记。

AO_EB染色法及流式细胞术检测DMF诱导人肝细胞凋亡

浙江预防医学 2007 年第 19 卷第 6 期 Zhejiang Prev Med , June 2007 , Vol 19 , No. 6
·11 ·
AO/ EB 染色法及流式细胞术检测 DMF 诱导人肝细胞凋亡
路艳艳1 杨锦蓉2 王菁1 3
【摘要】目的观察二甲基甲酰胺 (DMF) 诱导正常成人离体肝细胞凋亡情况。方法以 50mmol/ L 、 100mmol/ L 、150mmol/ L 和 200mmol/ L 剂量 DMF 对正常成人离体肝细胞染毒。采用 AO/ EB 双重染色法进行形态学观察 ; 流式细胞术检测细胞凋亡率变化。结果 AO/ EB 染色可见 : 活细胞核染色质着绿色 , 死亡细胞核染色质着橘红色 , 晚期凋亡细胞核染色质为橘红色并呈固缩状或圆珠状 , 早期凋亡细胞核染色质着绿色呈固缩状或圆珠状。染毒组早期凋亡细胞多于阴性对照组 , 随剂量增高 , 晚期凋亡细胞和死亡细胞也增多。不同剂量组间染毒 24 小时后 , 流式细胞术散点图可见 , 随染毒剂量增加 , 活细胞率逐渐下降 , 以 200mmol/ L 剂量组的活细胞率最低。经单因素方差分析 , 空白对照组和各剂量组间早期凋亡细胞占细胞总数的百分率差异有统计学意义 (F = 81299 , P < 0101) , 随染毒剂量增高 , 早期凋亡细胞率增加。结论一定浓度的 DMF 能诱导正常成人离体肝细胞发生凋亡 , 其早期凋亡率有随 DMF 浓度的增高而增高的趋势。
近年来研究发现细胞凋亡与各种肝病有密切关系 , 细胞凋亡的基因调控一直是研究热点。国内外对各种肝损伤和肝脏疾病时肝细胞凋亡进行了深入和广泛的研究。DMF 导致肝细胞凋亡未见报道。本实验以体外培养人肝细胞染毒为观察对象 , 观察不同剂量 DMF 诱导肝细胞凋亡的作

巴氏染色原理

巴氏染色法是脱落细胞染色中最好的染色方法。

苏木素染液，细胞核内的染色质主要是去氧核糖核酸〔DNA〕,DNA的双螺旋结构中，两条链上的磷酸基向外，带负电荷，呈酸性，很容易与带正电荷的苏木素精碱性染料以离子或氢键结合而被染色。

苏木精在碱性溶液中呈蓝色，所以细胞核被染成蓝色。

分化：苏木素染色之后，用水洗去未结合在细胞上的染液，但是在细胞核中结合过多的染料和细胞浆中吸附的染料必须用分化液1%盐酸酒精脱去，才能保证细胞核和细胞浆染色的清楚，把这个过程称为染色的分化作用。

因酸能破坏苏木素的醌型结构，使色素与组织解离，分化不可过度。

蓝化：分化之后苏木素在酸性条件下处于红色离子状态，在碱性条件下处于蓝色离子状态，而呈蓝色，所以分化之后用水洗去酸而中止分化，再用弱碱性水使苏木精染上的细胞核变呈蓝色，称蓝化作用，一般多用自来水浸洗即可变蓝，也可用温水〔50度温水最正确〕变蓝。

EA50染液的酸碱度对于巴氏染色的成功起着关键作用，EA50染液由伊红、亮绿、等染料配成。

伊红、亮绿、橘黄等属于酸性染料，在溶解媒中其发色团是负离子局部，发色团可与蛋白质中带正电的氨基结合，从而是胞浆显蓝色、绿色、橘黄色或红色，但蛋白质所带正负电荷的多少是随溶液的PH值而改变的，在偏碱环境中，蛋白质的羧基游离增多〔带负电〕，在偏酸环境中蛋白质氨基游离增多〔带正电〕，磷钨酸在染色过程中，不但作为媒染剂可增加染料的着色力，同时磷钨酸与碳酸锂还是一对弱酸弱碱，实际上是一对缓冲剂，可中和分化及蓝化时可能留下的少量酸或碱，保证染色到达理想效果，其适用于上皮细胞及间皮组织的标本，是阴道脱落细胞检查中最常用的染色方法，该染色法不但具有显示细胞核结构清晰、分色明显、透明度好、胞浆受色鲜艳等特点。

巴氏染色法将胞核染为深蓝色；鳞状上皮底层、中层及表层角化前细胞胞质染绿色，表层不全角化细胞胞质染粉红色，完全角化细胞胞质呈桔黄色；细菌：灰色；滴虫：淡蓝灰色；黏液：淡蓝色或粉红色；中性粒细胞和淋巴细胞、吞噬细胞胞质均为蓝色；红细胞染粉红色；高分化鳞癌细胞可染成粉红色或桔黄色；腺癌胞质呈灰蓝色。

AO EB染色

A549细胞AO/EB染色，在荧光显微镜下观察，可见对照组中大量被染成绿色的正常细胞，胞核完整。

随着茶氨酸浓度增加，部分细胞出现染色体固缩、碎裂、胞浆稀少等细胞凋亡特征，且数量逐渐增多。

随着茶氨酸作用浓度的增加，早期凋亡细胞和晚期凋亡细胞的数量也增多，后者表现为细胞核为EB染色呈桔红色，浓聚或偏向。

坏死细胞呈不均匀的橙红色荧光，轮廓不清、解体或接近解体。

2.2.2.4 AO/ EB双重荧光染色检测细胞凋亡2.2.2.4.1 实验原理AO 能透过细胞膜而嵌入DNA，使之呈现绿色。

EB 仅能透过破损的细胞膜而嵌入DNA 使之呈橘红色，且橘红色亮度胜过吖啶橙的绿色。

凋亡的细胞由于染色质高度浓缩使细胞核着色不均匀，而未凋亡的细胞则呈正常结构，着色均匀一致，在荧光显微镜下观察，可见四种细胞形态：活细胞（VN），核染色质着绿色并呈正常结构；早期凋亡细胞（V A），核染色质显现绿色并呈固缩状或片段状；非凋亡的死亡细胞（NVN），核染色质着橘红色并呈正常结构；晚期凋亡细胞（NV A），核染色质着橘红色并呈固缩状或片段状。

2.2.2.4.2 A549细胞悬液的接种盖玻片清洗后，灭菌。

取对数生长期的细胞，用EDTA+胰酶消化至单个细胞悬液，计数。

把盖玻片放入6孔板内，加入细胞约50000个/孔，2 ml/孔。

待细胞贴壁约70%后，加入含有0、80、400、2000、10000 mg/L茶氨酸的细胞培养液2 mL/孔，继续常规培养；每24 h同法换液一次。

每个浓度设3个重复。

2.2.2.4.3 细胞凋亡检测步骤48 h后，取AO（0.5 g/m）和EB（0.5 g/L）等体积混匀制成AO/EB荧光染液，置1滴于载玻片。

取出6孔板内的盖玻片，置于0.01 mol/L PBS工作液内略漂洗，细胞面朝下覆于AO/EB 荧光染液上，用滤纸吸掉多余的液体。

使用相应的滤光片（蓝光激发），用荧光显微镜观察，于10 min内计数200个细胞，拍照。

胶体铁染色

胶体铁染色
胶体铁染色介绍：
胶体铁染色是指在pH 2.0条件下，细胞内游离的酸性基团对胶体
铁有亲和力，再与酸性亚铁氰化钾作用，胞质内的酸性粘多糖所在部
位可发生普鲁士蓝反应，被显示为蓝色。

胶体铁染色正常值：
粒细胞系原粒细胞呈阴性反应，早幼粒细胞及以后各阶段细胞多
为阳性。

单核细胞、淋巴细胞、浆细胞、幼红细胞等均呈阴性反应。

胶体铁染色临床意义：
异常结果：
颗粒增多的早幼粒细胞出现强阳性反应，Auer小体亦染成深蓝色，呈阳性，对诊断急性早幼粒细胞白血病有价值。

需要检测的人群：老人，长期工作在辐射状态下的人
胶体铁染色注意事项：
由于各实验室的实验条件不同，参考值范围有差异，应以本实验室的参考值范围为准。

胶体铁染色检查过程：
1)组织切片脱蜡入水，0.01mol/l pH7.4 PBS洗;
(2)用4%正常羊血清封闭组织37℃ ，30min。

(3)分别以第一抗体孵育组织，4℃24h，PBS振洗10min×3;
(4)用胶体铁标记的第二抗体37℃孵育30min或用桥抗联接胶体铁标记物;
(5)蒸馏水洗;
(6)以1%的亚铁氰化钾与1%盐酸混合液显色20in;
(7)自来水洗 ;
(8)核固红染核，脱水，透明、封片。

以该方法染色，阳性为蓝色，胞核为红色。

HPVL1壳蛋白染色注意事项

HPV L1壳蛋白染色注意事项
1.实验前准备：若待染玻片为加盖玻片，应在二甲苯里浸泡至自动脱落，一般
秋冬天需浸泡2-3天，夏天需1-2天。

2.抗原修复：抗原修复液及洗液按比例配好，抗原修复液PH=5.5-6.5，抗原修
复时，玻片放置勿太紧，以免引起抗原修复不均匀。

抗原修复时，先加热抗原修复液，待抗原修复液温度达到91-92℃，再放置玻片。

修复25-30min，冷却30min至室温（也可用冷水冲洗放置玻片的容器使之冷却至室温，此时抗原修复液不可重复利用）。

3.冲洗：洗液可用免疫组化常规的PBS代替，用PBS冲洗2-3次。

4.加液：由于B液液体较少，加B液时可用移液器，以节省液体。

5.孵育：滴加B液、C液后应分别在37℃烤箱孵育60 min、30min。

6.显色：AEC显色应在显微镜下显色，待观察到有细胞核变为红褐色，则终止
显色。

若开始出现背景，应及时终止显色。

如果容易出现红色背景，则可适当延长抗原封固时间，缩短显色时间（显色最为重要）。

7. 液体用量：一般一个试剂盒的液体可供70例组织片使用，55-60例细胞片使
用。

抗原修复液可重复使用，但每次使用后都应放置于4℃冰箱中，若抗原修复液PH值超过6.5，应该及时更换液体。

8. 细胞片掉片：在复染过程中，细胞片很容易脱落。

可从以下方面进行解决：
减少抗原修复浸泡时间，抗原修复时温度不应过高，揭盖玻片应在洗液或PBS 中进行。