常用动物实验操作指南

常用动物实验操作指南
一、实验动物的抓取与固定。

（一）小鼠。

1. 抓取。

- 用右手拇指和食指抓住小鼠尾巴中部，将小鼠提起，放在鼠笼盖上或其他粗糙表面。

- 当小鼠试图抓住粗糙表面时，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住小鼠背部皮肤及尾部，将小鼠固定成头部向上的直立位。

- 原因：抓住尾巴提起小鼠是为了能够将其从饲养环境中移出，而后续的固定方式可以限制小鼠的活动，避免被咬伤，同时方便进行各种操作，如注射等。

这种固定方式能够稳定地控制小鼠的身体，保证操作的准确性。

2. 固定。

- 如需进行尾静脉注射等操作，可将小鼠放入专门的小鼠固定器中，固定器可调节大小以适应不同体型的小鼠，固定器上有开口以便露出尾巴等部位进行操作。

- 对于一些简单操作如灌胃，也可以由一人用上述抓取方法固定小鼠，另一人进行操作。

（二）大鼠。

1. 抓取。

- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在较粗糙的平面上。

- 然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会用力挣扎和咬伤实验者），从大鼠背部抓住其肩部和颈部皮肤，将大鼠固定。

- 原因：大鼠力量较大，戴手套是为了保护实验者。

先抓尾巴提起是为了便于后续的抓取固定操作，从背部抓住肩部和颈部皮肤可以有效限制大鼠的活动，使其头部和身体得到控制，便于进行实验操作。

2. 固定。

- 对于需要长时间操作的情况，可将大鼠放入大鼠固定架中，固定架可以固定大鼠的四肢，使大鼠呈仰卧或俯卧位，根据实验需求调整。

- 在进行一些短期操作如皮下注射时，可由实验者用上述抓取方法固定大鼠，助手协助进行操作。

二、实验动物的给药操作。

（一）口服给药。

1. 小鼠灌胃。

- 准备合适的灌胃针（一般为1 - 2ml注射器连接特制的灌胃针头）。

- 将小鼠固定如前所述，使小鼠头部向上。

- 灌胃针从小鼠嘴角插入口腔，沿上腭后壁轻轻推进食管，插入深度约为3 - 4cm（根据小鼠大小调整）。

- 缓慢推动注射器活塞，将药物注入食管，然后缓慢拔出灌胃针。

- 注意事项及原因：
- 灌胃针插入时要沿上腭后壁推进，避免误入气管。

如果误入气管，药物会进入肺部，导致小鼠呛咳、窒息甚至死亡。

- 推动注射器活塞要缓慢，防止药物反流和对食管造成损伤。

2. 大鼠灌胃。

- 采用与小鼠类似的灌胃针，但规格较大。

- 固定大鼠后，将灌胃针从大鼠嘴角插入口腔，沿上腭后壁推进食管，插入深度约为5 - 6cm。

- 缓慢注入药物后拔出灌胃针。

- 原因：大鼠的食管相对较长较粗，所以灌胃针插入深度和所用灌胃针规格与小鼠有所不同。

（二）注射给药。

1. 皮下注射。

- 小鼠。

- 选择小鼠背部或颈部皮肤松弛部位。

- 将小鼠固定，用酒精棉球消毒注射部位。

- 用注射器（一般为1ml注射器）将针头斜刺入皮下，进针角度约为15 - 30度，缓慢注入药物。

- 原因：选择皮肤松弛部位便于药物的容纳。

斜刺进针可以减少对肌肉和其他组织的损伤，缓慢注射是为了防止药物渗漏和减轻小鼠的疼痛。

- 大鼠。

- 可选择大鼠背部或侧腹部皮肤。

- 固定大鼠后，消毒注射部位，以类似小鼠皮下注射的方法将针头斜刺入皮下，进针角度约为15 - 30度，注入药物。

2. 肌肉注射。

- 小鼠。

- 通常选择小鼠后腿肌肉发达部位，如股四头肌。

- 固定小鼠，消毒注射部位。

- 用注射器垂直刺入肌肉，进针深度约为2 - 3mm（根据小鼠大小调整），注入药物。

- 原因：后腿肌肉发达，能够较好地吸收药物。

垂直进针可以准确地将药物注入肌肉组织内，减少对周围组织的损伤。

- 大鼠。

- 选择大鼠后腿或臀部肌肉。

- 固定大鼠，消毒后垂直刺入肌肉，进针深度约为3 - 5mm，注入药物。

3. 静脉注射。

- 小鼠尾静脉注射。

- 将小鼠放入固定器，使尾巴露出。

- 用温水（约40 - 50℃）浸泡小鼠尾巴1 - 2分钟或用酒精棉球擦拭尾巴，使尾静脉扩张。

- 用注射器（一般为1ml注射器，针头较细）从尾静脉远心端平行刺入血管，见到回血后缓慢注入药物。

- 原因：温水浸泡或酒精擦拭可使尾静脉扩张，便于针头刺入。

从远心端进针是为了避免后续操作影响已注射部位，见到回血证明针头在血管内，可防止药物注入血管外组织。

- 大鼠尾静脉注射。

- 与小鼠类似，将大鼠固定，使尾巴露出，扩张尾静脉。

- 由于大鼠尾静脉较粗，可使用较大规格的注射器（如2ml注射器），平行刺入尾静脉，见到回血后注入药物。

三、实验动物的采血操作。

（一）小鼠采血。

1. 尾尖采血。

- 将小鼠固定，用酒精棉球消毒尾尖。

- 用手术剪剪去尾尖约1 - 2mm，使血液流出，收集血液到采血管中。

- 采血后用棉球压迫止血。

- 注意事项及原因：
- 剪尾尖时不要剪得过多，避免对小鼠造成过度伤害。

- 压迫止血要适当，防止形成血栓或止血不完全。

2. 眼眶后静脉丛采血。

- 固定小鼠，将采血器（如微量吸管或注射器）从内眼角与眼球之间向眼眶后方向刺入，刺入深度约为2 - 3mm。

- 轻轻旋转采血器，使血液流入采血器中。

- 采血后用棉球压迫止血。

- 原因：眼眶后静脉丛是小鼠采血的常用部位之一，但操作时要注意刺入深度和角度，以免损伤眼球等周围组织。

3. 颈静脉采血。

- 对小鼠进行深度麻醉。

- 暴露小鼠颈静脉，用注射器直接从颈静脉采血。

- 这种方法需要较高的操作技能，因为颈静脉较细且周围有重要组织器官，操作不当容易造成损伤。

（二）大鼠采血。

1. 尾静脉采血。

- 与小鼠尾静脉注射时的操作类似，将大鼠固定，扩张尾静脉。

- 用注射器从尾静脉平行刺入，抽取血液。

- 采血后压迫止血。

2. 股动脉采血。

- 固定大鼠，消毒股动脉部位（大鼠大腿内侧）。

- 用手术刀切开皮肤，暴露股动脉，用注射器直接刺入股动脉采血。

- 采血后结扎或压迫止血，缝合皮肤切口。

- 原因：股动脉血压较高，采血时容易获取足够的血液量，但由于是动脉采血，止血操作要更加谨慎，防止大量出血。

四、实验动物的安乐死操作。

（一）二氧化碳安乐死。

1. 小鼠和大鼠适用。

- 将实验动物放入专门的二氧化碳安乐死箱中，箱内二氧化碳浓度应逐渐升高到70%以上。

- 动物放入箱内后，观察动物的呼吸和活动情况，一般在几分钟内动物会失去意识并死亡。

- 原因：二氧化碳是一种常用的安乐死气体，它能使动物在相对无痛、无应激的情况下迅速失去意识并死亡。

逐渐升高二氧化碳浓度是为了减少动物的痛苦和应激反应。

2. 注意事项。

- 不要将动物直接暴露在高浓度二氧化碳环境中，以免引起动物的惊恐和挣扎。

- 确认动物死亡后，方可将其从安乐死箱中取出。

（二）颈椎脱臼法（适用于小鼠）
1. 操作方法。

- 用左手固定小鼠头部，右手抓住小鼠尾巴，迅速用力将小鼠尾巴向上提拉，使颈椎脱臼，导致脊髓断裂，小鼠立即死亡。

- 原因：这种方法操作迅速，能使小鼠瞬间失去意识和生命体征，且不需要使用化学物质，是一种相对简单、低成本的安乐死方法，但需要一定的操作技巧，操作不当可能会导致动物痛苦。

（三）过量麻醉法。

1. 操作。

- 对实验动物注射过量的麻醉剂（如戊巴比妥钠等），使动物进入深度麻醉状态，最终呼吸和心跳停止而死亡。

- 原因：过量麻醉可以使动物在麻醉状态下平静地死亡，但需要准确计算麻醉剂的用量，避免动物在麻醉过程中遭受不必要的痛苦。