植物发育生物学进展

植物发育生物学相关研究进展
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摘要：发育生物学最早起源于胚胎学，植物界发育生物学的相关研究工作的开展较动物界要晚。

植物的个体发育是受多基因精细调控的复杂过程，从胚胎发育开始到植株衰老死亡，每一步都包含了许多的发育事件，利用生物科学中其他学科的理论基础与先进生物学技术，从分子、细胞水平研究植物发育过程，将对人类深入了解并揭示植物界各个发育事件的发生机理提供更多信息，以用于生产实践。

植物发育生物学主要内容涉及胚胎发育与基因调控、植物器官的发育、激素调控植物性别分化、植物的衰老、死亡等，我国植物发育生物学相关方面已取得不少成就，而随着生物技术的迅猛发展，植物发育生物学在已有进展的基础上必将收获更多具重大意义的发现。

关键词：发育生物学、植物发育生物学、植物胚胎发育、分子生物学、细胞生物学
意大利数学家兼天文学家Giovanni Amici早在1824年便率先发现马齿苋（Portulaca oleracea）的花粉在柱头上发芽，至1849年Hofmeister对19个属中的39种植物进行研究后，才得以明确胚并非在花粉管中发育，而是来源于胚囊内的。

发育生物学自胚胎学相关研究展开，对植物界发育生物学的探索要晚于动物界，20世纪初“碳氮比”假说的提出才初次敲开植物开花机理的发现之门，1937年Chailakhyan提出“成花素”概念，研究人员经70多年不断探索最终确定“成花素”为一类叫做FT的可移动蛋白分子，而与此期间发现的生长素（Auxin）也在极大程度上促进了人们对植物形态建成的认识。

随后因显微镜、电子显微镜等显微技术与离体组织培养、生物化学等科学技术的发展，就植物发育相关的研究已逐渐朝向实验性学科迈进，而分子、细胞生物学的加入又为植物发育生物学进展提供了更加先进的理论与方法。

从发展历史来看，整个发育生物学是一门既古老又年轻的学科，八十年代起，因遗传学、细胞生物学、分子生物学等学科的发展，大量新研究方法使得其进展迅速，这门学科的研究内容延伸至配子的发生和形成，受精过程，细胞分化及形态形成（包括发育过程中不同细胞群如何按照一定时间顺序和空间关系有序地重新配置、特化，从而产生各种细胞类型以最终形成器官表型特征并建立特殊功能），基因于不同发育时期的表达、控制与调节，基因型和表型表达之间的因果关系，发育
过程中细胞核与细胞质的关系，细胞间的相互关系及外界因素对胚胎发育的影响等。

其中细胞分化是发育生物学的核心问题。

发育生物学作为生物学领域内最具挑战性的学科之一，从上世纪八九十年代迄今，其都与生物学领域的重大进展息息相关，或者，生物学诸多领域的发展都可视为发育生物学的进展。

同样，植物发育生物学也于植物学研究具有重大意义，如对植物人工繁殖、遗传育种方面的探索，目前仍处在热潮阶段。

一、植物胚胎发育生物学的一些研究进展
植物胚胎发育指从受精卵（合子）发育为胚的过程，其要经历合子的激活、细胞分裂与分化、胚胎极性的建立、植株各部位器官的发生等重要过程。

植物胚胎发育十分复杂，借助显微技术，高等植物胚胎发育的形态学研究已取得很大进展，但因早期胚胎小且被母体细胞包围而很难接近，加之植物体内各组织、细胞间存在相互作用彼此影响着，有关早期胚胎发生的分子和生化分析进展却相对较慢。

1. 合子胚与体胚
植物体细胞胚胎发生模式系统于极大程度上克服了早期胚胎发育过程中所存在的局限性，其不仅能重演合子胚发生的全过程，还可用以诠释细胞的全能型表达，故近年来就此方面研究的发展十分迅速。

体细胞胚的发生（somatic embryogenesis）指在内、外因子如细胞内胚性基因、外源激素的表达等共同作用下，植物体细胞向胚胎发生途径进行转变从而形成再生植株的过程。

最初关于体细胞胚胎的描述来自胡萝卜细胞培养的观察[1]，后Dudits等成功利用紫花苜蓿微愈伤培养细胞来进行胚胎发育研究[2]。

体胚与合子胚的发生过程非常类似，二者诱导出的球型胚均具有完整的组织发生潜力，但鱼雷期后，合子胚会进入子叶期，随后至成熟期[3]。

在成熟期时，合子胚合成储藏蛋白，种子干燥和休眠准备完毕则合子胚开始脱水，进入静止期，接着才是后萌发期发育的起始，此过程中一个关键调控激素便是ABA，而相反，在体胚中因根、芽顶端分生组织活跃，其并没有明显的静止期，经研究发现，虽体胚缺乏干燥-休眠的过程，但它们却仍会合成并积累ABA，且同样表达一些被ABA诱导的基因[4]，故在体胚的后子叶期阶段使用外援ABA处理也可诱导出一个静止状态，该状态与合子胚的休眠极为相似[5]。

2. 生长素等激素调控与胚胎发育
生长素对植物胚胎发育而言意义重大，目前已有研究就其合成、新陈代谢以及在胚胎中的转运展开[6-8]，其极性运输是正常形态发生的首要条件[9,10]，且在形态发生上，体胚与合子胚对生长素的依赖程度不同。

在体胚中，胚胎若使用极性生长素运输抑制剂处理，其将会导致下阶段形态发生相关的障碍，如于心型胚期以抑制剂处理，体胚则不起始子叶发生而继续原有的极
性生长[9]；但对合子胚用同一生长素抑制剂处理，该抑制剂对之影响却相对温和[10]。

这种生长素就体胚、合子胚在发育上作用效果相异的机理目前还未研究透彻，可能合子胚会于生长素反应方面有着复杂的母体因素影响。

另外，植物性别的分化也由激素调控，在一些信号物质的诱导下，原始的两性花原基中的雄蕊或雌蕊发生选择性败育，使植物界中分化出许多种类的育性。

大量研究表明植物激素可能作为植物性别分化的诱导信号之一而参与了花的性别分化进程，研究人员还就分子水平进行了相关基因的克隆与鉴定工作，目前已于许多植物种类中得到了调控性别表达的不同基因突变体。

细胞分裂素（cytokinin，CTK）便是一种影响植物性别分化的激素，一般认为其能促进雌性的表达，如拟南芥（Arabidopsis thaliana）中花器官发育调控基因之一SUPERMAN（SUP），该基因可编码一种C2H2型具锌指结构的蛋白质，SUP 可抑制B功能基因（APETALA3和PISTILLATA）在雌蕊里表达，此于拟南芥第3轮和第4轮花器官边界的建立与胚珠发育有着相对重要的作用。

研究发现，SUP可能通过影响CTK的信号转导途径来控制花雌性或雄性的发育。

另外，乙烯在植物的性别决定过程中也有着重要意义，如Dong-Hui Wang 等人[11]提出乙烯经黄瓜雌花原始花药中器官特异诱导的DNA损伤来促进雌花发育的一种假设，其在后续试验里利用黄瓜的原生质体也证明乙烯是通过信号转导途径诱导了DNA损伤，并以乙烯信号转导途径中有代表性的组成基因作探针从而发现了一种乙烯的受体CsETR1，伴随着节点的增加在时空上抑制了黄瓜雌花第6阶段的雄蕊发育。

就植物性别分化有一定程度效果的激素还包括脱落酸（abscisic acid, ABA）、赤霉素（GA）等，但这些激素对性别表达调控相关的研究工作多停留在探索其作用效果方面，而对之控制性别分化的分子机制了解得并不透彻。

高等植物雌、雄生殖器官的发育是不同阶段特定基因表达的结果，那么深入分析激素与不同植物雌、雄花发育过程中核酸、蛋白质等变化的关系，从分子水平上研究高等植物雌、雄花的时空表达过程，对揭示其性别分化的激素调控机理将十分重要。

3. micRNA对植物发育的调控作用
近年来发现，mRNA能通过调节转录因子、信号蛋白、代谢中的酶等靶基因的表达，在植物细胞分裂、组织分化、器官分离、器官极性发育和器官的形态建成、激素分泌、信号转导、植物病害及对外界环境胁迫的应答能力等生物学过程中发挥重要作用[12-23]。

植物miRNA相关方面的研究主要集中于叶片发育、根分化、茎尖形成、开花与性别分化等过程，但胚胎发育部分的miRNA研究却几乎空白，而胚胎又恰恰是复杂而重要的植物器官[24,25]。

植物mRNA基因在细胞核中首先由RNA聚合酶II转录为pri-mRNA，该转录前体被RnaseIII 核酸酶Drosha加工形成70-350 nt的茎环状中间体pre-miRNA；经Exportin5/RanGTP协助，前
体miRNA从细胞核内进入细胞质，并于Dicer酶和其辅因子TRBP共同作用下产生成熟mRNA；成熟mRNA和RNA诱导基因沉默复合物（RNA-induced silencing complex, RISC）结合后发挥效益。

而miRNA主要是通过与靶基因互补配对，指导miRNA复合体对靶基因进行切割或翻译抑制，其互补程度便决定着该miRNA调控靶基因的方式，当mRNA同靶标近乎完全互补时则能切割mRNA，若不完全配对则可在一定程度上抑制mRNA的翻译[26]。

除此之外，miRNA还具自我调节功能，或直接、间接调节其他miRNA的表达[27]，且近年来的研究显示，miRNA抑制mRNA的翻译于某些条件下是可逆的[28]。

在植物发育过程中，miRNA就根分化、叶片发育、茎间形成、开花与性别分化等方面的作用已有较清晰的研究成果。

近年来的实验探索还表明，植物胚胎发育也与miRNA密切相关，如：1）miR397在胚性愈伤组织中的表达与否直接影响了胚性愈伤组织是否进一步分化；2）miR156在胚性愈伤组织从未分化状态向分化状态转变的过程中，表达水平有明显提高，其加速了胚胎进一步发育。

目前植物胚胎发育中相关miRNA的分离、鉴定主要采取直接克隆法，先构建小RNA文库从而分离得到植物胚胎发育中较关键的miRNA，并利用生物信息学对分离得到的miRNA进行预测、分析，由Northern Blot等方法作生物学验证，再利用实时荧光定量PCR 技术检测其在植物胚胎发育过程中的表达规律，但直接克隆法自身仍存在缺点，为完善植物胚胎发育中miRNA的鉴定工作，研究人员在还尝试着结合高通量测序技术[29-31]与生物信息法（利用基因组信息或EST文库等进行预测）等方法对miRNA作进一步探索。

二、结语
植物个体发育过程中的诸多问题经不断研究，在解决过程中又同时会延伸出更多更深入的未知领域，了解激素在信号转导时的作用、发育相关基因编码蛋白质之间的相互作用、调控不同发育阶段基因之间的相互作用，并构建整个发育体系调控网络等，均是当前具重要意义与难度的课题。

这里主要谈到了植物胚胎发育中的相关进展，而植物发育生物学涉及知识远不止上述几点。

相信随科技发展，科研人员会采取与时代接轨的先进技术来进行探索与发现，以获得更多相关方面重要的研究进展。

【参考文献】：
[1] Steward, F.C., Mapes, M.O., and Smlth, J. Growth and organized development of cultured cells. I. Growth and division of freely suspended cells. Am. J. Bot, 1958, 45: 693-703.
[2] Dudlts, D, Bogre, L., and Gyorgyey, J. Molecular and cellular approaches to the analysis of plant embryo development from somatic cells in vitro. J. Cell Sci, 1991, 99: 475-484.
[3] Thomas, T.L. Gene expression during plant embryogenesis and germination: An overview. Plant Cell 5, 1993: 1401-1410.
[4] Hatzopoulos, R, Fong, F., and Sung, Z.R. Abscisic acid regulation of DC8, a carrot embryonic gene. Plant Physiol, 1990, a, 94 :690-695.
[5] Ammlrato, P.V, C.E. Green, D.A. Somers.. Organizational events during somatic embrycgenesis. In Plant Tissue and Cell Culture, 1987: 1021-1028.
[6] Schiavone, F.M., and Cooke, T.J. Unusual patterns of somatic embryogenesis in the domesticated carrot: Developmental effects of exogenous auxins and auxin transport inhibitors. Cell Differ, 1987, 21: 53-62.
[7] Michalczuk, L., Cooke, T.J., and Cohen, J.D. Auxin levels at different stages of carrot somatic embryogenesis. Phytochem, 1992, a, 31: 1097-1103.
[8] Michalczuk, L., Ribnicky, D.M., Cooke, T.J., et al.. Regulation of indole-3-acetic acid biosynthetic pathways in carrot cell cultures. Plant Physiol, 1992, b, 100: 1346-1353.
[9] Schiavone, F.M., and Cooke, T.J. Unusual patterns of somatic embryogenesis in the domesticated carrot: Developmental effects of exogenous auxins and auxin transport inhibitors. Cell Differ, 1987, 21: 53-62.
[10] Llu, C.-m., Xu, 2.-h., and Chua, N.-H. Auxin polar transport is essential for the establishment of bilateral symmetry during early plant embryogenesis. Plant Cell 5, 1993, 621-630.Thomas, T.L.. Gene expression during plant embryogenesis and germination: An overview. Plant Cell 5, 1993: 1401-1410.
[11] Dong-Hui Wang, Feng Li, Qiao-Hong Duan et al. Ethylene perception is involved in female cucumber flower development. The Plant Journal, 2010, 61(5): 862-872.
[12] AraziT, Talmor-Neim anM, S tav R, et al. Cloning and characterization of microRNAs from moss. Plant J, 2005, 43(6): 837-848.
[13] Gu M, Xu K, Ch en A, et al. Expression analysis suggests potential roles of microRNAs for
phosphate and arbuscular mycorrhizal signaling in Solanum lycopersicum. Physiol Plant, 2010, 138(2): 226-237.
[14] Hsieh LC, Lin SI, Shih AC, et al. Uncovering sm all RNA-mediated responses to phosphate deficiency in Arabidopsis by deep sequencing. Plant Physiol, 2009, 151(4): 2120-2132.
[15] Khraiwesh B, Arif MA, Seum el G I, et al. Transcriptional control of gene expression by microRNAs. Cell, 2010, 140(1): 111-122.
[16] L i B, Y in W, X ia X. Identification of microRNAs and their targets from Populus euphratica. Biochemical and Biophysical Research Communications, 2009, 388: 272-277.
[17] Lu XY, Huang XL. Plant miRNAs and abiotic stress responses. Biochem Biophys Res Commun, 2008, 368(3): 458-462.
[18] Mica E, Gianfranceschi L, PeME. Characterization of five microRNA families in maize. JExp Bot, 2006, 57(11): 2601-2612.
[19] PangM, Wood ward AW, Agarwal V, et al. Genome-wide analysis reveals rapid and dynamic changes in miRNA and siRNA sequence and expression during ovule and fiber development in allotetrap loid cotton (Gossypium hirsutum L.). Genome Biol, 2009, 10(11) : 122.
[20] Sunkar R, Girke T, Jain PK, Zhu JK. Cloning and characterization of microRNAs from rice. Plant Cell, 2005, 17 (5): 1397-1411.
[21] Sunkar R, Zhu JK. Novel and stress-regulated microRNAs and other small RNAs from Arabidopsis. Plant Cell, 2004, 16(8): 2001-2019.
[22] Trindade I, Capitao C, D alm ay T, et al. miR398 and miR408 are up-regulated in response to water deficit in Medicago truncatula. Planta, 2010, 231(3): 705-716.
[23] Yao Y, Guo G, Ni Z, et al. Cloning and characterization of microRNAs from wheat (Triticum aestivum L.). Genome Biol, 2007, 8(6): R96.
[24] Luo YC, Zhou H, L iY, et al. Rice embryogenic calli express a unique set of microRNAs, suggesting regulatory roles of microRNAs in plant post-embryogenic development FEBS Lett, 2006, 580(21): 5111-5116.
[25] Oh TJ, Wartell RM, Cairney J, Pullm an GS. Evidence for stage-specific modulation of specific microRNAs(miRNAs) and miRNA processing components in zygotic embryo and female gametophyte of loblolly pine(Pinus taeda). New Phytol, 2008, 179(1): 67-80.
[26] Reinhart B J, Weinstein EG, Rhoades MW, et al. MicroRNAs in plants. Genes Dev, 2002, 16(13): 1616-1626.
[27] Johnston R J, HobertO. A microRNA controlling left/right neuronal asymmetry in Caenorhabditis elegans. Nature, 2003, 426(6968): 845-849.
[28] Bhattacharyya S, Habermacher R, Martine U, et al. Relief of microRNA-mediated translational repression in human cells subjected to stress. Cell, 2006, 125: 1111-1124.
[29] Liu S, LiD, LiQ, et al. MicroRNAs of Bombyx mori identified by Solexa sequencing. BMC Genomics, 2010, 11: 148.
[30] Szittya G, Moxon S, Santos DM, et al. High-throughput sequencing of Medicago truncatula short RNAs identifies eight new miRNA families. BMC Genomics, 2008, 9: 593.
[31] MarsonA, Levine SS, Cole MF, et al. Connecting microRNA genes to the core transcriptional regulatory circuitry of embryonic stem cells. Cell, 2008, 134(3): 521-533.。