绿色荧光蛋白(GFP)基因的克隆和表达

绿色荧光蛋白(GFP)基因的克隆和表达
背景知识
绿色荧光蛋白（green fluorescent protein，GFP）是一类存在于包括水母、水螅和珊瑚等腔肠动物体内的生物发光蛋白。

当受到紫外或蓝光激发时，GFP 发射绿色荧光。

它产生荧光无需底物或辅因子发色团是其蛋白质一级序列固有的。

GFP 由3 个外显子组成，长2.6kb；GFP 是由238 个氨基酸所组成的单体蛋白,相对分子质量为27. 0kMr，其蛋白性质十分稳定，能耐受60℃处理。

1996 年GFP 的晶体结构被解出，蛋白质中央是一个圆柱形水桶样结构，长420 nm，宽240 nm，由11 个围绕中心α螺旋的反平行β折叠组成，荧光基团的
形成就是从这个螺旋开始的，桶的顶部由3 个短
的垂直片段覆盖，底部由一个短的垂直片段覆盖，
对荧光活性很重要的生色团则位于大空腔内。

发
色团是由其蛋白质内部第65-67位的Ser-Tyr-Gly
自身环化和氧化形成.
1996 年GFP 的晶体结构被解出，蛋白质中央
是一个圆柱形水桶样结构，长420 nm，宽240 nm，由11 个围绕中心α螺旋的反平行β折叠组成，荧光基团的形成就是从这个螺旋开始的,桶的顶部由3 个短的垂直片段覆盖，底部由一个短的垂直片段覆盖，对荧光活性很重要的生色团则位于大空腔内。

实验一质粒DNA的分离与纯化
一、实验目的
掌握一种最常用的质粒DNA提取方法：碱裂解法。

该法用于从小量培养物中抽提质粒DNA，比较方便、省时，提取的质粒DNA质量较高，可用于DNA的酶切、PCR甚至测序。

二、基本原理
质粒是一类在细菌细胞内发现的独立于染色体外，能够自主复制的稳定的遗传单位。

迄今为止，从细菌中分离得到的质粒都是环型双链DNA 分子，分子量范围从1kb到200kb。

质粒DNA可持续稳定地处于染色体外的游离状态，但在一定条件下又会可逆地整合到寄主染色体上，随着染色体的复制而复制，并通过细胞分裂传递到后代。

在大多数情况下质粒DNA复制中的酶体系和细菌染色体复制时所用的酶是相同的。

有些质粒复制受宿主细胞复制作用的严格限制，因此每个细胞中只含一个或几个拷贝，称为严谨型质粒，有的质粒的复制受宿主细胞的控制不严，称为松弛型质粒，它们在每个细胞中的数目可达10-200个拷贝。

当宿主细胞的蛋白质合成受到抑制时（例如经氯霉素处理），细菌染色体虽不再增加，但松弛型质粒DNA可继续被复制，以至每个细胞内的拷贝数可以增至一千到几千。

质粒具有一定的生物功能，它们往往带有一些抗药标记，当质粒DNA 用人为的方法转化进细菌时，转化后的细菌会表现出质粒基因所具有的
新的生物表现型，例如，把一个含有抗药基因的质粒转入细菌后，原来无抗药性的细菌则表现出抗药的新表型。

借助转化菌获得的新表型特征，可证实质粒已转入宿主细菌中，这样就可以作为转化菌的选择性标记。

质粒作为基因克隆载体分子的重要的条件是获得批量的纯化的质粒DNA分子。

目前已有许多方法可用于质粒DNA的提取，它们都包括三个基本的步骤：细菌的生长和质粒的扩增；菌体的收集裂解，质粒DNA 的分离；质粒DNA的纯化。

1、细菌的生长和质粒的扩增
从琼脂培养基平板上挑取一个单菌落，接种到含适当抗生素的液体培养基中培养。

对于松弛型质粒（如pUC系列）来说，只要将培养物放到标准的LB或2YT培养基中生长到对数晚期，就可以大量提取质粒，而不必选择性地扩增质粒DNA。

但对于严谨型质粒（如pBR322）来说，则需在得到部分生长的细菌培养物中加入氯霉素继续培养若干小时，以便对质粒进行选择性扩增。

2、菌体的收集、裂解和质粒DNA的分离
质粒分离的基本原理是利用宿主菌（一般是大肠杆菌菌株）DNA与质粒DNA之间的两种主要性质差异：（1）大肠杆菌的染色体较一般的载体质粒DNA大得多。

（2）从细胞中提取得到的大肠杆菌DNA主体是变性的线性分子，而大多数质粒DNA是共价闭合的环状分子。

这里主要介绍碱裂解法的基本原理：在细菌悬浮液中加入SDS（十二烷基硫酸钠）和NaOH使菌体裂解（有时需要先使用溶菌酶水解细胞壁）。

此处理可破坏碱基配对，故可使细菌的线状染色体DNA变性，但闭环质粒DNA链由于处于拓扑缠绕状态而不能彼此分开。

当条件恢复正常时（如加入酸性的NaAc或Kac中和碱性NaOH），质粒DNA链迅速得到准确配对，重新恢复
成天然的超螺旋分子。

通过离心，可以使染色体DNA与变性蛋白质、RNA 分子一起沉淀下来，而质粒超螺旋分子仍滞留于上清中。

3、质粒DNA的提纯
对于小量制备的质粒DNA，经过苯酚抽提、RNA酶消化和酒精沉淀等简单步骤除去残余蛋白质及RNA，达到纯化的目的。

质粒DNA分子具有三种构型：共价闭合环形DNA（cccDNA，SC构型）、开环DNA（OC构型）和线性分子（L构型）。

在细菌体内，质粒DNA是以负超螺旋构型存在的。

在琼脂糖凝胶电泳中不同构型的同一种质粒DNA，尽管分子量相同，但具有不同的电泳迁移率。

其中走在最前沿的是SC DNA，其后依次是L DNA和OC DNA。

三、实验材料、仪器及试剂
1. 在含有pEGFP－N3质粒的DH5α平板上菌落上挑取菌种，置于含有5mL
LB培养基的试管中。

摇晃过夜。

在含有pET-28a质粒的平板上挑取单菌落于另外一个试管中，同样摇荡培养过夜。

2、使用仪器
恒温培养箱，超净台，恒温摇床，制冰机，台式离心机，小型混合器，冰箱
四、实验步骤
1.取1.5ml DH5α培养液倒入1.5mL eppendorf管中, 13000rpm离心
1min。

2.重复1。

3.弃上清,将管倒置于卫生纸上数分钟,使液体流尽。

4.菌体沉淀重悬浮于100μL溶液Ⅰ中(需剧烈振荡),室温下放置10min。

5.加入新配制的溶液Ⅱ200μl, 盖紧管口，快速温和颠倒eppendorf 管
5次,以混匀内容物(千万不要振荡),冰浴5min。

6.加入150μL预冷的溶液Ⅲ,盖紧管口，并倒置离心管，温和振荡3次,
使沉淀混匀,冰浴中15分钟,13000rpm离心5min。

7.上清液移入干净eppendorf 管中,加入等体积的氯仿/异戊醇(24：1),
振荡混匀, 13000rpm离心2min。

8.将水相移入干净eppendorf 管中,加入等体积的氯仿/异戊醇(24：1)
振荡混匀, 13000rpm离心2min。

9.将水相移入干净eppendorf 管中,加入2 倍体积的无水乙醇,振荡混
匀后，置于室温下2min，然后13000rpm离心5min。

10.弃上清,将管口敞开倒置于卫生纸上使所有液体流出,加入1mL 70％
乙醇洗沉淀一次, 振荡混匀后，13000rpm离心5min。

11.吸除上清液,将管倒置于卫生纸上使液体流尽,室温干燥。

12.将沉淀溶于30μL TE缓冲液(pH8.0，含20μg/mL RNaseA)中，保存在
-20℃冰箱中。

13.按照同样的流程和方法将pET-28a的质粒也提出来，保存在-20℃冰
箱中。

五、实验结果
实验二质粒DNA浓度的测定
一、实验目的
学习利用核酸蛋白测定仪测算核酸的浓度和纯度。

二、基本原理
核酸分子在260nm下有最大吸光值，因此可以通过260nm下核酸的吸光值计算核酸浓度（mg/ml），并通过测定与280nm和230nm的比值，估算DNA的纯度。

三、实验材料与仪器
1、实验材料
pEGFP－N3和pET-28a DNA
2.使用仪器
Eppendorf核酸蛋白测定仪，移液枪
四、实验步骤
1.按下Eppendorf核酸蛋白测定仪比色皿中加入100μl ddH2O，
2.取一0.5ml离心管，吸取质粒DNA 5μl，然后再加入95μl ddH2O，
混匀。

3.将100μl的溶液转移到比色皿中，注意不要出现气泡。

4.按下260nm下DNA的浓度（mg/ml）。

并同时记录
OD260nm/280nm，OD260nm/230nm的比值，估测DNA的纯度。

5.计算质粒DNA母液的浓度=OD260nm下的浓度×20（mg/ml），
DNA的纯度：OD260nm/280nm=1.8±0.1(如果低于1.7，说明样品中蛋白质去除的不完全，或样品中有苯酚的污染；如果高于1.9，说明样品中RNA去除的不完全。

)
OD260nm/230nm 〉2.0
实验三琼脂糖凝胶电泳
一、实验目的
学习掌握一种最常用的分离、鉴定、纯化DNA片段的比较方便、省时的技术：琼脂糖凝胶电泳的基本原理和操作方法。

二、基本原理
影响DNA在琼脂糖凝胶中迁移速率的因素主要有：（1）DNA分子的大小双链DNA分子在凝胶基质中迁移的速率与其碱基对数的常用对数成反比。

分子越大，迁移的越慢，因为摩擦阻力越大，也因为大分子通过凝胶孔径的效率低于较小的分子。

（2）琼脂糖浓度给定大小的线状DNA片段在不同浓度的琼脂糖凝胶中迁移速率不同。

在DNA电泳迁移速率的对数和凝胶浓度之间存在线性相关。

（3）DNA的构象超螺旋环状（Ⅰ型）、切口环状（Ⅱ型）和线状（Ⅲ型）DNA在琼脂糖凝胶中以不同速率迁移。

其相对迁移速率主要取决于琼脂糖凝胶的浓度和类型，其次是电流强度、缓冲液离子强度和Ⅰ型超螺旋绞紧的程度或密度。

一些条件下，Ⅰ型DNA比Ⅲ型迁移得快；在另一些条件下，顺序可能相反。

（4）所用的电压低电压时，DNA片段迁移率与所用的电压成正比。

电场强度升高时，高分子量片段的迁移率遂不成比例的增加。

所以，当电压增大时琼脂糖凝胶分离的有效范围反而减小。

要获得大于2kb DNA片段的良好分辨率，所用电压不应高于5-8V/cm。

（5）电泳缓冲液 DNA的泳动受电泳缓冲液的组成和离子强度的影响。

缺乏离子则电导率降低，DNA 或者不动或者迁移很慢。

高离子强度时（如10×buffer），电导率升高，使得应用适中的电压也会产生大量的热能，最严重时凝胶会熔化，DNA 变性。

三、实验材料、仪器及试剂
1、实验材料
质粒DNA
2、使用仪器
核酸电泳仪，小型混合器，冰箱，蓝盾可见光透射仪
四、实验步骤
1、1%琼脂糖凝胶的配制
（1）加20ml 1×TBE缓冲液于三角瓶中，
（2）精确称取0.2g琼脂糖加到三角瓶中，于微波炉中加热至完全熔化，
（3）冷却至60℃左右，
（4）轻缓倒入封好两端和加上梳子的电泳胶板中，静置冷却30分钟以上，
（5）将胶板除去封胶带，放入电泳缓冲液（TBE）中，使电泳缓冲液刚好没过凝胶约1mm，轻轻拔除梳子，
（6）取5μl质粒DNA及2μl GeneFinder混匀上样
（7）50-100v约电泳0.5-1小时
（8）蓝盾可见光透射仪观察结果。

五、实验结果
实验四 酶切及连接
1. 实验目的
学习使用限制型内切酶进行DNA 酶切的原理和方法。

2. 实验原理
迄今已发现了3000多种限制性内切酶。

传统上将限制性内切酶按照亚基组成、酶切位置、识别位点、辅助因子等因素划分为三大类。

II 型酶在其识别位点之中或临近的确定位点特异地切开DNA 链。

它们产生确定的限制片段，因此是三类限制性内切酶中唯一用于DNA 分析和克隆的一类。

II 型限制性内切酶中最普遍的是象EcoR I 、Hind III 、BamHI 和Not I 这样在识别序列中进行切割的酶。

这一类酶是构成商业化酶的主要部分。

大部分这类酶都以同二聚体的形式结合到DNA 上，因而识别的是对称序列；但有极少的酶作为单聚体结合到DNA 上，识别非对称序列。

一些酶识别连续的序列（如EcoR I 识别GAATTC ；Hind III 识别
AAGCTT;BamHI 识别G ↓GATCC; Not I 识别GC ↓GGCCGC ）；而另一些识别不连续的序
列（如Bgl I 识别GCCNNNNNGGC ）。

限制性内切酶酶切DNA 后形成两种类型的末端：
(i)两条链断裂的位置是交错地，产生粘性末端，如EcoR I 酶切后产生末端；(ii)两条链的断裂位置处在一个对称结构
5’-G ↓AATTC-3’ 3’-CTTAA ↓G-5’
的中心，产生平末端，如HaeIII 酶
切后产生
DNA 连接酶能够催化在两条DNA 链之间形成磷酸二酯键，这种酶需要在一条DNA 链的3’-末端具有一个游离的羟基（-OH ），和在另一条DNA 链的5’-末端具有一个磷酸基团（-P ）。

3. 实验材
料、仪器及试剂 3.1 实验材料
pEGFP －N3和pET-28a DNA 3.2 仪器准备
水浴锅、移液器、电泳槽、电泳仪、振荡器、制冰机、蓝盾可见光透射仪、凝胶成像仪 3.3 试剂
BamH I(10U/μL ) (TaKaRa 公司); Not I(10U/μL )(TaKaRa 公司),T4 ligase 4. 操作步骤 4.1 酶切
按如下双酶切体系（30μL）混合：
反应物（μL）
pEGFP-N3 pET-28a
质粒 18 18 BamH I
2
2
5’-GG ↓CC-3’ 3’-CC ↓GG-5’。

5’ 3’
5’
3’
Not I 2 2
10×buffer K 3 3
0.1%BSA缓冲液 3 3
1.离心10s，混匀。

2.37℃水浴酶切3-4h。

3.配制1.0%（M/V）普通琼脂糖凝胶30ml。

4.适当放置冷却，45℃左右倒于电泳胶板上，插好梳子。

5.待凝胶凝固好以后，拨下梳子。

6.酶切样品中加入5µl溴酚蓝-GeneFinder混合液混匀，上样。

7.1×TBE Buffer，80V(3-4V/cm)下电泳30min。

8.荧光激发器观察质粒DNA条带的酶切情况，并照像。

4.2 回收酶切产物（采用天为时代DNA回收试剂盒进行回收）
1)配30mL 1％进口琼脂糖凝胶，尽量长一些（用粗梳子），对酶切
产物进行电泳分离；
2)将酶切产物全部加入加样孔中
3)跑胶，观察结果，并且拍照。

4)用干净的刀片将需要的DNA条带从凝胶上切下来，称取重量。

5)以0.1g凝胶对应300μL的体积加入PN。

6)50℃水浴放置10min，期间不断温和上下翻动离心管至胶完全融
解。

7)将上一步得到的溶液加入到一个吸附柱中，吸附柱再放入收集
管，13000rpm离心60s，弃掉废液。

8)加入800μL漂洗液PW，13000rpm离心60s，弃掉废液。

9)加入500μL漂洗液PW，13000rpm离心60s，弃掉废液。

10)将离心吸附柱放回收集管，13000rpm离心2min。

11)取出吸附柱，放入一个干净的离心管中，在吸附膜的中间位置加
入适量洗脱缓冲液EB 30μL，洗脱缓冲液先在65℃水浴预热，室温放置2min，13000rpm离心1min，然后将离心的溶液重新加回离心吸附柱中，13000rpm离心1min。

12)置于－20℃保存。

4.3连接
按照连接体系进行，16℃连接过夜。

反应物体积/μL
回收纯化的pET-28a
5
质粒
gfp基因片段12
T4连接酶 1
缓冲液（10×）2
实验五大肠杆菌感受态细胞的制备及转化
一、实验目的
了解和掌握大肠杆菌感受态细胞的制备方法的原理和操作要点，以及质粒DNA转化大肠杆菌细胞的原理和方法。

二、基本原理
外源DNA只有转化到大肠杆菌细胞内才能得到扩增。

感受态指细菌细胞具有的能够接受外源DNA的一种特殊生理状态。

大肠杆菌的感受态可用CaCl2处理而诱导产生：将正在生长的大肠杆菌细胞在0℃下加入到低渗的CaCl2溶液中，便会使细胞膜的透性发生改变，此时的细胞即呈现为感受态。

这一方法可以用于批量制备感受态细胞，其转化效率可
达到5×106-2×107个转化克隆子/μg超螺旋质粒DNA。

制备好的大肠杆菌感受态细胞可在-70℃冻存。

在0℃下外源DNA可吸附到感受态细胞表面，短时间的热刺激（42℃，90s）诱导细胞吸收DNA。

转化了质粒DNA的大肠杆菌随后在培养基中37℃培养1hr，可使质粒DNA中编码抗生素抗性的基因得以表达，因此，转化了质粒DNA的大肠
杆菌细胞可在含有相应抗生素的培养基上生长，而没有转化的细胞则
无法生长。

三. 实验材料、仪器
1. 实验材料
DH5α，BL21，pET-28a重组质粒DNA
2.使用仪器
水浴锅，高压灭菌锅、移液器、超净工作台、离心机、振荡培养箱，制冰机
四、操作步骤
1. LB（Luria-Bertain）液体和固体培养基的配制（参考附录）
氨苄青霉素和卡那霉素等抗生素不抗热，如果培养基温度过高，容易导致抗生素失效，应使培养基降温至60℃左右后，再加入抗生素。

但也不应使培养基的温度过低，否则容易出现气泡。

75mm直径的培养皿约需15ml培养基。

2．感受态细胞的制备 (CaCl2法)
（1）挑一大肠杆菌单菌落放入3ml LB液体培养基（含Kan+），37℃培养过夜。

（2）活化大肠杆菌：取3ml新鲜的LB液体培养基加入50-150μl的过夜菌，培养2-3个小时。

（3）将昨夜摇出来的DH5α或BL21培养液转入离心管中,冰上放置10min,然后于4℃下4000rpm离心5min。

（4）弃去上清,用预冷的0.1mol/L 的CaCl2溶液600μL轻轻悬浮细胞,冰上放置20min, 4℃下4000rpm离心5min。

（5）弃去上清,加入300μL预冷的0.1mol/L的CaCl2溶液,轻轻悬浮细胞,冰上放置5min,即成感受态细胞悬液，可-80℃长期保存。

3. 转化涂板
（1）取2个无菌离心管，分别加入100μL DH5α感受态细胞悬液，第1管加5μl无菌水，第2管加入质粒DNA溶液5μl,轻轻摇匀,冰上放
置30min。

（2）42℃水浴中热激90s,热激后迅速置于冰上冷却5min。

（3）分别向管中加入100μL LB液体培养基,混匀后在37℃振荡培养30min。

（4）从管1中取50μL涂布于含抗生素和不含抗生素的平板上,从管2中取50μL和100μL涂布于含抗生素的平板上。

正面向上放置约
10分钟,待菌液完全被培养基吸收后倒置培养皿,37℃培养20小
时。

管1 管1 管2 管2 50μL 50μL 50μL 100μL
实验六重组质粒DNA的鉴定（双酶切法和菌落PCR法）
一、实验目的
掌握双酶切法鉴定重组质粒DNA的基本原理和操作步骤，以及菌落PCR法鉴定重组质粒DNA的基本原理。

了解菌落PCR法鉴定菌落及保存的操作方法。

二、基本原理
重组质粒DNA是利用限制性内切酶（如BamH I和Not I）分别酶切基因片段和质粒后，利用基因片段和质粒DNA一端带有相同的粘性末端连接起来的重组质粒，如果再利用相同的限制性内切酶识别重组基因片段两侧的酶切位点，通过酶切下的重组片段的大小与连接的基因片段大小是否相同判断质粒DNA是否为重组质粒。

单菌落或提取的质粒DNA也可以通过PCR方法鉴定正确克隆。

聚合酶链式反应（Polymerase Chain Reaction，简称PCR）是体外酶促合成特异DNA片段的一种方法。

典型的PCR由高温变性、低温退火和适温延伸等三步反应组成一个循环周期，通过多次循环反应，使目的DNA得以迅速扩增。

其主要步骤是：将待扩增的DNA置于高温下使之解链，人工合成的两个寡核苷酸引物在低温下分别在目的片段两侧与DNA两条链互补结合；DNA聚合酶在72℃将单核苷酸从引物的3’端开始掺入，沿模板从5’→3’方向延伸，合成DNA的新互补链。

具体地说，PCR反应系统有寡核苷酸引物，反应缓冲液，热稳定DNA 聚合酶（Taq酶），脱氧核苷三磷酸底物和靶序列（即模板）等五部分组成，缺一不可。

PCR技术能在试管中建立反应，经数小时之后，就能将极微量的某一特定的目的DNA片段扩增106倍以上，而无需经过烦琐的基因克隆程序便可获得足够数量的精确的DNA拷贝。

它操作简单，易于掌握，结果
也较为可靠，为基因的分析和研究提供了一种强有力的手段，对整个生命科学的研究与发展都有深远的影响。

因此，PCR技术产生的时间虽不长，却以惊人的速度广泛地应用于分子生物学的各个领域。

它可用于基因的分离、克隆和核苷酸序列分析、突变体和重组体的构建、基因表达调控的研究、基因多态性的分析、遗传病和传染病的诊断、肿瘤机制的探索及法医鉴定等诸多方面。

三、实验材料、仪器及试剂
1. 实验材料
pET-28a重组质粒DNA或菌落
2. 使用仪器
PCR仪，掌中宝离心机，冰箱，小型混合器，电泳槽和电泳仪，1.5ml 离心管，移液器及吸头，蓝盾可见光透射仪，恒温培养箱
3. 试剂
BamH I(10U/μL) (TaKaRa公司); Not I(10U/μL)(TaKaRa公司)
四、实验步骤
1.双酶切法
（1）随机挑取2个单菌落，接种，37℃振荡培养过夜。

（2）质粒DNA的提取（碱裂解法）。

（3）双酶切鉴定体系(10μl)。

反应物(μl)管1管2
质粒DNA22
BamH I 0.50.5
Xho I 0.50.5
10×buffer K 11
ddH 2O /μl
6 6
（4） 室温酶切2.5-3h 。

（5） 配制1.0%（M/V ）普通琼脂糖凝胶20ml 。

（6） 酶切样品中加入5µl 溴酚蓝-GeneFinder 混合液混匀，上样。

（7） 1×TBE Buffer ，80V(3-4V/cm)下电泳30min 。

（8）
荧光激发器观察质粒DNA 条带的酶切情况，并照像。

并确定最终的阳性克隆
2.
菌落PCR 法
（1）
挑取菌落
随机挑取5个菌落。

首先使用无菌枪头挑取菌落，在已准备好的含有卡那抗菌素，分好区的固体培养基中轻划一下（为保菌种），然后将余下菌置于eppendorf 管中（作为PCR 反应模板）。

（2） PCR 反应体系（20μl）
（3）
PCR
循环：
反应物
体积/
dNTP （10mM ） 2 左引物 0.5 右引物 0.5 Taq 酶（5U/μL） 0.5
MgCl 2(25mM) 1.2 10×Buffer 2 ddH 2O
13.3
95℃ 5min予变性
（95℃ 60s；58℃ 60s；72℃ 90s）30cycles
72℃ 10min延伸
（4）PCR产物的检测
PCR产物加入5μl溴酚蓝-GeneFinder混合液，分别按编号加入DNA琼脂糖凝胶电泳的加样孔，使用1%琼脂糖电泳分离。

（5）用荧光激发器看结果，确定阳性克隆的位置。

五、实验结果
实验七 GFP蛋白的诱导表达
一、实验目的
掌握用IPTG诱导GFP基因表达的基本原理及基本操作步骤。

二、实验原理
IPTG（异丙基硫代β-L半乳糖苷）是一种常见的诱导基因表达的诱导剂，结构类似乳糖。

GFP基因连接到pET-28a的多克隆位点（MCS），GFP基因的表达受其上游T7启动子和操纵基因O位点以及结合到这些顺式作用元件的蛋白因
子的控制。

LacI基因编码调节蛋白，可以四聚体的形式结合到操纵基因O位点上，关闭GFP基因的表达。

IPTG可与四聚体调节蛋白结合，从而改变调节蛋白的构象，使调节蛋白不再与O位点结合。

接着BL21编码的T7 RNA聚合酶结合到T7启动子位点，从而启动GFP基因的表达。

三、实验材料和仪器
1.实验材料
BL21，pET-28a重组质粒DNA
2.使用仪器
离心机，冰箱，小型混合器，移液器，恒温培养箱，手持式紫外灯，超净工作台。

四、实验步骤
1.取阳性克隆质粒DNA转化BL21；
2.在含有Kan＋的固体培养基上，37℃培养20h；
3.挑取单菌落，37℃振荡培养过夜；
4.取4支无菌带盖试管，加入新鲜LB液体培养基（含有Kan＋）5ml，
按1：20稀释比例加入过夜菌，37℃培养至生长期,约2-3小时。

5.加入IPTG（1：1000）至终浓度1mmol/L，分别诱导0h，1h，2h，
4h。

6.分别取1.5ml，10000rpm离心5min，去除上清，收集沉淀，再重复
一次收集沉淀。

7.分别取IPTG诱导培养液20μl涂布在含Kan＋的固体培养基上，37℃
培养20小时。

8.观察蛋白表达
用紫外线照射菌体沉淀及培养平板，可以看到绿色荧光。

分别对
均匀涂布的平板以及表达蛋白的样品管照相，保存照片。

实验八兔肝RNA的制备及测定
1. 实验目的
（1）学习从兔肝中提取RNA的原理和方法。

（2）通过紫外吸收法测定RNA的含量。

（3）利用琼脂糖凝胶电泳检测RNA的完整性。

2. 实验原理
细胞内大部份RNA均与蛋白质结合在一起，并且多以核蛋白的形式存在。

因此，分离制备RNA时，首先遇到的是必须使RNA与蛋白解离，并除去蛋白质。

一般1克动物组织约含有1毫克RNA，植物材料含量低些。

其中大部分为rRNA（绝大部分约18S和28S），15% tRNA，只有1-5%左右为mRNA。

动物组织中以肝脏器官RNA含量较为丰富。

经组织匀浆用苯酚处理并离心后RNA溶于上层被酚饱和的水相中，DNA和蛋白质则留在酚层中，向水层中加入乙醇或异丙醇后，RNA即以白色絮状沉淀析出。

此法能较好的除去DNA和蛋白质，且提取的的RNA具有生物活性。

本实验就是将兔肝组织，在酚与十二烷基肌酸钠的存在下，RNA与蛋白质分离使蛋白质变性凝固。

RNA溶解在水相中，用乙醇或异丙醇使RNA从水相中沉淀，达到分离。

RNA分子是不稳定的，极易被降解破坏。

主要原因在于：一是由于RNA 2ˊ-OH的存在，RNA分子可自发水解，特别在强碱性条件下很容易通过2ˊ-OH形成2ˊ，3ˊ磷酸二酯，而后进一步水解成2ˊ-核苷酸和3ˊ-核苷酸。

二是源于核酸酶的广泛存在与高稳定性。

RNA酶为极小的
单肽链蛋白（约120aa），具有4个二硫键。

100处理20分钟不能灭活RNA酶，高压灭菌的条件也不会使之变性。

自然界中存在着大量污染的RNA酶，且细胞在破碎时细胞内的核酸酶也会同时将细胞中放出的RNA 破坏。

由于RNase具有极强的稳定性，所以在提取时尽量创造一个无RNA 酶污染的环境。

在有关RNA操作的实验中需要注意以下问题：一、必须采取强烈的处理条件如强变性剂、有机溶剂或180高温来抑制外源RNA 酶的活性。

这些强变性剂和有机溶剂包括DEPC（焦碳酸二乙酯）、氯仿均可以使RNA酶失活。

0.1%DEPC 37℃浸泡12小时能强烈地抑制RNA酶的活性，DEPC在高温时分解为二氧化碳和乙醇，所以可以通过高压灭菌将DEPC去除。

玻璃器皿使用前必须于180℃烘烤8小时以上。

塑料制品可用氯仿冲洗。

二是对于内源RNA酶的灭活可以通过向提取液中加入盐酸胍、异硫氰酸胍或有机溶剂苯酚/氯仿等来解决。

异硫氰酸根和胍离子都是很强的蛋白质变性剂，使得RNase分子肽键伸展，失去有序的高级结构，而失去活性。

三、由于RNA极不稳定性，通常需要在低温下快速操作，尽量减少RNA的降解。

四、操作时要保持空气清洁，尽量减少空气流动，如条件允许，可在超净工作台上进行。

五、实验中RNA酶最主要的污染源是操作人员的手，因此在准备实验材料和溶液及进行其它与RNA实验有关的操作时，都应戴一次性手套，接触不干净的玻璃器皿和物品以后，手套就可能沾染上RNA酶，因此要勤换手套。

3. 实验材料、仪器及试剂
3.1 实验材料
取新鲜兔肝脏组织0.2g，30min内速冷冻保存于液氮或-70℃冰箱待用。

3.2 仪器准备。