环境科学技术

可溶性凝胶和胶体微生物产品在膜污染中的作用在对膜生物反应器不利的工作条件下，通过对实验室分析的膜生物反应器中的上清液的研究，可得出可溶的胶体微生物产物的膜表面上凝胶层的形成机理。

可溶性胶凝微生物产物可以大致分为胶凝和非凝胶状态，与胶凝相关的部分主要为多糖含量。

证实了通过金属配位络合凝胶形成多价金属所发挥的重要作用。

胶凝可溶性胶凝微生物产物官能团的测定主要由pH滴定和胺/酚醛(pKa 9.3和8.0)，羧基(6.6，4.9，和pKa约4.0)，和磷(pKa约2.5)的酸度系数所决定。

羧酸的位置更是直接由多价阳离子的络合决定；然而，胶凝倾向的分散效果受pH变化影响较小，强羧酸主要负责凝胶形成。

可溶性胶凝微生物产物证明了强羧酸团体约为0.44mmol/g-TOC和适度中和结合钙稳定常数面积约为4.9×103 M-1高密度凝胶形成的可能性。

简介
膜生物反应器许多优点中的其中一个是在传统活性污泥工艺(CAS)过程几乎完全保留了污泥膜[1,2]。

污泥的沉降性能对传统活性污泥法的效果非常重要，并且不只受渗透质量这一个因素决定，还有不可预测波动负荷和天气条件等两个可控操作因素的影响。

用膜生物反应器做实验得出的一个问题，就是膜污染[4,5]处理程度通常受到技术水平的影响[6,7]。

但目前关于可最大程度降低污染的严重性的文献仍然是很少的，所以缺少对影响存在污垢多少的因素的了解。

减轻成粒状的污泥沉积在膜表面上的沉积最常使用的方法是通过伴随着曝气的亚临界通量操作带来高剪切强度和膜振动[8,9]。

虽然这些方法可以有效的防止细菌和其他颗粒在膜表面的长期累积，但他们却很少能阻止静电胶状物在膜上的积累，更严重的是这些物质在膜上的累积会导致形成不透水的组合和可溶性胶凝微生物产物。

(注thatweuse是可溶性胶凝微生物产物的术语)[10,13]。

事实上，大量的研究表明[12,15]，膜生物反应器上的可溶性胶凝微生物产物相对处理了更多的成粒状的污泥。

高的可溶性胶凝微生物产物浓度通常也伴随着较高的膜污染率，以前的研究常采用海藻酸钠作为一个模型。

目前可溶性胶凝微生物产物表明污染的严重性与更多的有机大分子胶凝倾向有关[16]。

注意，“凝胶形成”有时会被当成联系在一起的流态化浓差极化层，这一层在膜生物反应器上是相对不存在由于淹没湍流而产生气泡的。

在这项工作中，我们更多的关注固体凝胶(孔隙度
高而渗透系数低的网状组合)组成了两个水溶性交联组分，而在微生物产品中聚集的凝胶组成部分含量要远大于在上清液中。

（在水文学中经常被称作上清液)。

目前在膜生物反应器的可溶性胶凝微生物产物不仅颗粒大小不均匀，化学成分也有胶凝倾向。

在膜污染中直接负责凝胶形成的可溶性胶凝微生物产物组件似乎是多糖。

例如，罗森伯格，梁等[17]发现，膜污染率可与可溶性胶凝微生物产物的多糖含量呈线性的关系(18)。

尽管但大多数的可溶性胶凝微生物产物组成部分的污垢是疏水性的，但其中的中性亲水部分却似乎是造成膜污染的主要原因。

然而，这些研究没有进一步探索出在膜污染过程中通过可溶性胶凝微生物产物怎样形成凝胶以及形成之后对膜污染的重要意义。

凝胶的一个主要特点是通过三维交联合成的，即在多糖的情况下，协助桥接多价金属(如海藻酸钠)[19]和特定的分子形成凝胶。

例如凝集素与多糖的结合主要通过氢键[20]来实现。

多糖- 蛋白的相互作用已被应用于膜生物反应器的上清液[21]的间歇式过滤研究以及长期膜生物反应器的运行中[13,22]。

为了进一步阐明我们对膜生物反应器上清液中凝胶的可溶性和影响胶体微生物产品的因素的理解，实验室分析了膜生物反应器的多价阳离子，这对我们所描述的可溶性凝胶微生物产物的研究起了重要作用
材料和方法
膜生物反应器。

膜生物反应器是一种活性污泥法与膜分离技术相结合的新型废水处理工艺。

膜生物反应器的设置和运作中已经在后文支持信息中详细介绍了出来。

膜污染的描述。

膜污染程度通过一组持续不断封闭搅拌的过滤实验反映出来。

上清液比污泥更适用于过滤。

上清液被收集作为离心分离液后分两次在离心率为3000转/分钟(2095克)离心搅拌10分钟。

丙烯酸过滤单位体积为200ml，有效过滤面积1.96×10-3平方米。

一个磁搅拌棒Amicon8400(Millipore)安装了过滤单元，膜的上层表面留下一个3.0毫米的缺口。

磁棒的旋转速度为120转，通过不断的搅拌以抑制浓度极化层的形成。

同理，膜生物反应器过滤室通过曝气产生剪切湍流，以防止浓度极化层的形成。

蠕动泵(Masterflex，Cole-Parmer)在把过滤单元的出口和入口在大气中连通，并在过滤单元和泵之间安装一个压力传感器
(通用CB1020，Labom)的，用来监测过滤过程中压力的变化。

每次过滤用一个崭新的大小为0.45μmpore 聚偏氟乙烯膜微孔滤盘(Durapore，Millipore)。

每个过滤膜被完全“湿润”之前，通过Milli-Q水(纯水)膜过滤，直到获得了一定的恒压。

随后，把它放置在准备过滤实验的200ml细胞上清液中，使用LabVIEW(美国国家仪器公司)软件记录压力剖面的操作时间，连接到电脑的电子天平来记录渗透体积(V)。

渗透产率(dV / dt的)被用来衡量在过滤通量不变的情况下，所需的驱动压力是增加还是下降。

在这项研究中，膜污染程度是根据达西方程过滤阻力(R)的方程计算，
R=ΔP/μJ (1)ΔP是驱动压力，μ为水的粘度，J是过滤通量，V/A是最有效的数值时的过滤面积所对应的具体渗透速率。

必要时，渗透过滤先后收集利用总有机碳(TOC)来测定样品预设量(及其蛋白质，多糖和腐殖酸含量)。

确定每个样品的含量，采取收集的样本内的平均值。

向200ml上清液中加入0.1mL20mg/ML肽链内切酶K溶液(QIAGEN公司)或20ml0.1mg/mLSubtilo肽酶(Sigma公司)，不断搅拌过滤。

另一个控制过滤过程不添加蛋白酶。

同时也对加入EDTA(乙二胺四乙酸)对膜污染率效果的影响进行了研究，向盛满了200ml的上清液加入2.0 ML的100mM EDTA二钠盐(Sigma公司)。

过滤开始后30分钟搅拌分散。

另一个控制过滤不加入EDTA。

凝胶可溶性胶凝微生物产物功能组的量化分析。

膜上积累的可溶性胶凝微生物产物的酸碱官能团进行了量化pH值滴定法[23]和电势的测定，可溶性胶凝微生物产物上的膜生物反应器组件因为在膜污染中有很重要的作用而被多次使用，它可把大块污泥过滤出来，他们会被带出来并在盛有150ml的纯水的烧杯里被彻底洗净。

在烧杯中分散，并以3000RPM(2095克)离心10分钟。

将这种材料从污泥上清液分离，也就是为什么这里的可溶性胶凝微生物产物分散剂之所以被称为可溶性胶凝微生物产物分散剂(因为他包含很容易凝胶的可溶性胶凝微生物产物)。

滴定前，可溶性胶凝微生物产物通过多次加入0.1m/L HCl 使pH值低于3。

整个滴定过程中使气泡分散，去除空气与纯氮气。

滴定时准备0.05 M不含二氧化碳的氢氧化钠溶液[24]，由pH为0.01精度的pH计测量以调整药物剂量的酸碱度，
之后进行滴定，直至pH值高于11。

每次加入0.05ml，记录下pH值的增量超过0.05时的数据。

酸度常数通过测得的数据计算出来。

非可溶性胶凝微生物产物的分布电压决定了对应的pH值。

这一经酸碱滴定法取得的pH分布是逐步酸化的，pH值范围是从8到1.5。

每一个pH值都对应一个用Malvern Nano-ZS动态激光光散射(波)激光测速仪测得的电势电压样本，这种仪器利用激光测速确定电泳迁移。

络合钙凝胶可溶性胶凝微生物产物。

采用离子选择性电极(热优化组合的钙电极)测量PH-Stat游离钙浓度，胶凝SCMP和钙的结合位点能力的大小和gSMCP(配体)形成复合物的稳定常数取决于此。

不足0.1m的EDTA溶液加入相同的gSCMP可使游离钙离子浓度减少约20μM，通过增加 1.0m氢氧化钠或1.0m/L HCl溶液pH值将调整到7.0(加入EDTA并没有影响电势，这将在后面讨论)。

然后进行滴定，每次加入0.010-0.025 mL0.1m/L的氯化钙溶液，直至游离钙离子浓度为0.5m以上。

在此期间gSCMP滴定的pH值保持在7.0±0.1(0.1通过添加0.1MNaOH解决)。

假设g可溶性胶凝微生物产物与钙形成为1：1的配合比，则条件稳定常数(K”condCa)将被被定义为如下公式[25]
Ca2++L=CaL K’condCa =[CaL]/[Ca2+][L”] (2)
[左]与钙结合的自由配体的浓度，[CAL]是钙配合物的浓度。

公式(2)可转化为线性形式。

[Ca2+]/[CaL]= [Ca2+]/[L]+ 1/K”condCa [L] (3)
L，游离配体的浓度([左])[L]+[CAL]，[Ca2 +] / [CAL]与[Ca2 +]相比得出的每次滴定点产生的直线斜率[L]-1和截距(K’condCa[L)]-1。

结合位点的密度记为gSCMP浓度的比例。

项目分析。

总有机碳TOC分析仪(岛津的TOC-5000A)使用红外线燃烧法来衡量。

蛋白质和腐殖质分别由BSA和腐殖酸为基准的改良Lowry法[26]来确定。

多糖含量的测定使用苯酚法[27]由葡萄糖作为标准。

总钙，镁，铁，磷的含量测定采用电感耦合等离子体发射光谱法衡量。

(3000 ICP发射光谱仪，Perkin Elmer 公司)
结果与讨论
可溶性胶体微生物产物的保留。

在实验室用来分析的膜生物反应器不受温
度控制，并且在没有温度控制和混合液温度从13°C至23°C不等的条件下已经运行超过了一年。

尽管有温度变化很大，但是膜生物反应器性能可以维持在总有机碳，氨氮，总氮去除率，总去除率分别高于96％，99％和90％。

正如前面提到的一些作者的观点[28,31]，TOC去除率高的原因不仅是因为生物的新陈代谢，也有膜保留产生的影响。

TOC含量虽然分布不均匀并存在相对恒定的膜之间的相互排斥。

污泥上清液有机胺含量的从低于30mmTOC/ L，增加到明显高于80mm/TOC，这是可溶性胶凝微生物产物产率与消耗和流出比率变化的结果。

最显着的波动变化是葡萄糖从约16mm/L上升到约69mg/ L，蛋白质含量从5mL/L上升到17mg/L。

可溶性胶凝微生物产物多糖含量明显从17mg/L升至21 mg/L，与腐殖质含量的变化相同。

污泥上清液的膜污染率是被不断变化搅拌的滤池的所能承受的最大负荷来决定的。

高可溶性凝胶微生物产物浓度不会促使形成高膜污染率，在相似的可溶性凝胶微生物产物的浓度下，膜污染速率显著变化着(比较图2，图4和6)，许多其他研究[17,18,32,33]也指出，不应当使用可溶性胶凝微生物产物的浓度来评价膜污染的程度。

但必须考虑的一个因素是可溶性胶凝微生物产物的胶凝倾向。

凝胶层的形成是由于其分离电阻和薄浓度极化层铜过滤所以受实际的剪切力的影响较小(16)。

观察支持证明了凝胶层膜表面的高污染率是凝胶层形成的一个关键的因素。

高膜污染率产生的原因是(伴随着凝胶形成)在膜上每一个过滤中中因为较低的膜污染留下了较多的可溶性凝胶微生物产物(图1a)(注意每一批次过滤都使用一个新的膜，因此，可溶性胶凝微生物产物保留可反映出上清液中可溶性胶凝微生物产物的胶凝倾向)。

在低结垢率(非凝胶层形成)的情况下，可溶性胶凝微生物产物滞留只发生在刚开始的吸附过滤时(21)(见蛋白质的保留，腐殖质，多糖)。

可溶性胶凝微生物产物膜饱和后，所有元素都能够通过膜的渗透，产生一个恒定的浓度(图1a)。

培养基中的可溶性胶凝微生物产物的浓度与这些元素的浓度大致相同，所以高污染率条件下的膜过滤中可溶性胶凝微生物产物浓度很低(蒸馏可溶性胶凝微生物产物可能被粗略的划分)。

此外，渗透可溶性胶凝微生物产物浓度不是一个不断减少的常数(图1a)，但却可表明可溶性凝胶微生物产物(凝胶层形成)的动态性质。

图1 (a)具体的过滤量的概况TOC和(b)的蛋白质，多糖，腐殖质在搅拌彻底(0.75M/D)的膜生物反应器上清液过滤结垢率是很高的。

当污染率低时也给出了部分TOC含量进行比较。

据推测，在滤清过程中及早进一步的凝胶化可使可溶性胶凝微生物产物呈进一步诱捕的上升趋势。

在可溶性胶凝微生物产物的主要组成部分中，多糖膜约占75％的比例，可是腐殖物质却是微乎其微的(图1b)。

多糖是构成凝胶层结构的主要组成部分。

它还提供了一个关于粗质多糖的浓度和在其他研究中[12,17]观察结垢率二者之间相关的条件，不过，如上所述，多糖浓度并不是细胞膜结垢率的主要决定因素。

可溶性胶凝微生物产物的蛋白质含量虽然远低于多糖，但不能被忽视他们在过滤中仍保留了约50％的比例(图1b)。

蛋白质在蛋白酶凝胶层是否能够显现结构性功能，是在膜污损率上检测蛋白酶添加的效果的检测中检验出来的。

被用来检测的是两种不同的蛋白酶，肽链内切酶K和Subtilo肽一。

其中的一个是破坏非终结氨基酸肽键的肽。

(即分子内)。

虽然选择性低但是在靶蛋白处却有不同的切口。

蛋白与多糖的相互作用是非常明确的[34]，因此预计，分裂出的可溶性胶凝微生物产物蛋白质和增加的蛋白质(即蛋白酶)不会和原有蛋白质以同样的方式表现。

我们在先前的研究表明[16]，牛血清白蛋白可能被海藻酸钠凝胶层吸附捕获，起
非结构性的作用。

图2对膜生物反应器上清液进行彻底的搅拌，其中蛋白酶对膜污染率的恒定流量的影响为(0.75m/d)。

图3磷，钙，镁，铁，在膜生物反应器上膜组件的组成。

多价阳离子的作用。

以上结果显示，凝胶层是导致膜污染的主要原因，多糖多为网状结构，其他的可溶性胶凝微生物产物组件则在网状结构上进行组合。

一个共同点就是通过桥接的多价阳离子形成了多糖凝胶[19]。

事实上膜生物反应器的污泥上清液在存在的多价阳离子存如钙和镁浓度共有1M(图3)。

通过实验发现增加的比较大数量的EDTA可在上清液中降低膜污染率，但是增加等效浓度的EDTA和钙却对膜污染率却没有很大影响(图四)。

这个结果清楚地表明了通过金属络合对EDTA产生的影响(不是由其他如静电相互作用所决定)和金属本身对凝胶层的形成发挥的关键作用(和对膜污染率做出重要成效)。

EDTA是一个强大的中性络合剂的多价阳离子，因此，加入EDTA大大降低了可溶性胶凝微生物产物的凝胶过滤中多价金属的可用性。

上清液过滤过程中缺乏金属的桥接，减了少胶凝倾向，从而大大降低了膜污染率。

图4蛋白酶对膜污染率的恒定流量的影响(0.75m/d)，对膜反应器上清液彻底的搅拌。

事实上，通过比较在膜生物反应器表层废水中的金属浓度可以对膜生物反应器膜污染层里的这些金属的滞留程度有更深的了解。

上清液中钙和镁的含量比铁高很多，这符合一般的配合物稳定的这些金属与有机配体[25]。

然而，滞留比顺序依次为铁>钙>镁，符合这些金属配合物与有机配体[25]一般稳定的顺序。

即便如此看来，在强铁结合配体(10µ米去铁敏盐) 过量的的情况下，最大二价阳离子的减少没有明显改变污垢的形成(见支持信息)。

表层保留钙的浓度(4.3%)比镁(2.7%)高(图三)。

这意味着钙含量对凝胶形成比镁含量的作用更重要。

比较可溶性胶凝微生物产物的膜生物反应器膜组件(看上述结果)，材料的保留率却相对降低，这可能表明要么这些形成凝胶的金属很充足要么这些金属凝胶之间的可溶性胶凝微生物产物和非可溶性胶凝微生物产物通过在污泥膜上的竞争而减少。

凝胶可溶性胶凝微生物产物的官能团分析。

虽然多价阳离子对对膜污染率的影响已经在研究合成水域的很多报告中指出过(天然有机物)[35，37]，膜生物反应器上清液(含可溶性胶凝微生物产物)[38]，或分散化学品模型如海藻和腐殖酸[39，42]，为定量的配体负责阳离子结合或配体与金属形成提供了联合条件。

重要的化学因素包括功能团体的类型和密度，都会影响凝胶层形成的可能性和凝胶层的强度。

该可溶性胶凝微生物在凝胶层膜污染的膜生物反应器模块中收集和分析其功能和组别。

像上面提到的，蛋白质和腐殖物质也存在于凝胶层，但多糖为其主要成分(测定收集非可溶性胶凝微生物产物中多糖，蛋白质和腐殖物质之比是6.8：1.7：1)。

因此，功能组别的确定可能和凝胶多糖的表述有关。

可溶性胶凝微生物产物分散剂的滴定显示，一些功能组密度超过1mmol/g-toc(图5)(电荷过剩计算公式1)。

图5量化功能组别的凝胶可溶性胶凝微生物产物的(一)和(二)电位滴定法测定。

线性方程被用于分析多余电荷，得出功能团体的分布密度。

反过来倒推计算，获得多余的理论电荷(直线的)。

功能团体目前在凝胶的可溶性胶凝微生物产物中的分布密度相当接近，细胞外聚合物提取微生物群落[43]。

该值大约是9.3，8，6.6，和4.9，低于4(这个值可能不准确是因为它已经接近酸碱滴定的下限)的官能团的最有可能对应的低值羧酸(4，4.9，和6.6)和酚类高蛋白值(8和9.3)(44)，可能存在的磷酸(0.2 -2.91 Ka1和pka5.65-7.20)和胺(蛋白激酶A9)也不能排除(如下文)。

电位相同的可溶性胶凝微生物产物也存在不同的酸碱值(5b)，反映出电荷的分离位置(功能组别)。

在中性pH值(保持在膜生物反应器)条件下，胶凝可溶性胶凝微生物产物电势能很低(低于-35mV) ，证明了材料的亲水性和分散剂的稳定性。

随着pH值的下降，其存在的可能性也在下降，并且与在pH滴定法(图5a)中确定的功能团体的分布密度一致。

但是，必须指出在pH比较低的条件下(例如3 ) ，可能性仍然非常小的(小于-30毫伏) ，表明在pH很低时，一些大浓度的功能组的存在无法用酸碱滴定确定。

这些基团可能是强羧酸基团也可能是含磷物质的膜生物反应器膜组件保留的磷酸位点(图3)。

其等电点为1.8左右(图5b)。

由于SCMP凝胶的大部分酸碱
基团的质子化作用，该值低于其所带正电荷。

图6 根据公式3进行凝胶SCMP配体密度和钙的条件稳定常数的测定。

插图：pH值的变化与G-SCMP分散游离钙离子浓度的变化。

上述SCMP凝胶上的酸碱基团是多价阳离子如钙、镁、铁的主要结合点。

实际上，质子和多价阳离子之间存在着对位点的争夺，随着pH值的下降，游离钙浓度会增高（图6中的插图)。

在被检测出的基团中，羧酸和磷酸位点看上去直接与复合物的形成有关，因为PH降至约3.5以下或PH升高到约6.8以上并不能改变其结合钙的浓度范围。

羧酸和磷酸位点的浓度总和(也就是说，pKa为6.0，4.9和小于4的这几组的浓度总和)约为1.03mmol/g-TOC，这膜生物反应器过滤中，与去除的钙、镁、铁浓度是相同的(图3)(在浓度为60mg-TOC/L的上清液中有70%的保留率，与这些0.043mM的结合位点保留率相符)。

鉴于钙更可能有助于凝胶层的形成，SCMP凝胶的钙的结合位点密度和钙-SCMP复合物的稳定常数是由在PH=7时钙在gSCMP的分散态的滴定中测定出的。

(PH=7时大多数MBR可运转，SCMP凝胶对钙处于其最大结合能力)。

滴定之前，通过加入EDTA来减少游离钙浓度(在Kca-EDTA=5×1011/m的条件下，这种强金属结合配体预计将很容易超过SCMP凝胶与阳离子结合的限度)。

当然，任何存在的多余EDTA在最初都会结合增加的钙，所以游离钙离子活动小于2.5x10-5m的条件下，任何钙的增加都不被考虑在SCMP的钙结合能力的之后计算里。

条件稳定常数的是由公式3为4.9x103m-1确定的，显示了可溶性胶凝微生物
产物凝胶结合钙的结合强度(公式2中，迭代法用来确定结合SCMP凝胶的原始钙浓度)。

密度的结合位点被确定为约0.44mmol/ g的总有机碳，这表明并非所有的羧酸位点有结合为钙的可能性(还有可能结合其他多价阳离子)。

在上清液膜过滤法中，PH上升至8.5或下降至5.5并不会破坏凝胶层的形成。

(图五支持以上信息)。

在PH降至5.5时，钙复合物与弱羧酸基团(pKa 约为6)将会有明显分散，看来可能是SCMP的凝胶作用下与钙的络合主要需结合更多的酸性基团。

事实上，起决定作用的结合位点密度(0.44mmol/g-总有机碳)大致等于强羧酸/磷酸基团的密度(0.48mmol/ g-TOC)(图5)。

虽然起决定作用的结合位点形态的密度与强度的计算显示，即使存在的一部分钙确实结合了更少的酸性基团，甚至是在更酸的条件下，仍存在大量的强功能基团来确保广泛的钙被结合，(见支持信息)。

可支持信息
膜生物反应器。

酸碱度滴定法的数学方法。

表S1 (膜生物反应器的参量)。

图S1 (膜生物反应器系统图)。

图S2 (在污垢率低时SCMP保留)。

图S3 (铁凝胶层形成的作用)。

图S4 (PH值变化时计算出的钙离子的结合位点分布)。

图S5 (酸碱度对膜污染率的作用)。

参考文献
(1) Visvanathan, C.; Ben-Aim, R.; Parameshwaran, K. Membrane.Separation Bioreactors for Wastewater Treatment. Crit. Rev.Environ. Sci. Technol. 2000, 30, 1–48.
(2) Judd, S.The MBR Book: Principles and Applications of Membrane Bioreactors in Water and Wastewater Treatment; Elsevier:Oxford,UK, 2006.
(3) Metcalf&Eddy. Wastewater engineering: treatment and reuse,4th ed.; McGraw-Hill: New York, 2003.
(4) Choi,J.G.; Bae,T.H.; Kim,J.H.;Tak,T.M.; Randall, A.A The Behavior of Membrane Fouling Initiation on the Crossflow .Membrane Bioreactor System. J. Membr. Sci. 2002, 203, 103–113.
(5) Meng,F.G.;Zhang,H.M.;Yang,F.L.;Li,Y.S.;Xiao,J.N.;Zhang,X.W.Effect of Filamentous Bacteria on Membrane Fouling in Submerged Membrane Bioreactor. J. Membr. Sci. 2006, 272,161–168.
(6) Judd, S. A Review of Fouling of Membrane Bioreactors in Sewage.Treatment. Water Sci. Technol. 2004, 49, 229–235.
(7) Le-Clech,P.;Chen,V.;Fane,A.G. Fouling in Membrane Bioreactors Used in Wastewater Treatment. J.Membr. Sci. 2006,284, 17–53.
(8) Hilal, N.;Ogunbiyi,O.O.;Miles, N. J.; Nigmatullin, R.Methods.Employed for Control of Fouling in MF and UF Membranes: A Comprehensive Review. Sep. Sci. Technol. 2005, 40, 1957–2005.
(9) Judd,S. Fouling Control in Submerged Membrane. Water Sci.Technol. 2005, 51, 27–34.
(10) Laspidou,C. S.;Rittmann,B. E.A Unified Theory for Extracellular Polymeric Substances, Soluble Microbial Products, and Active.and Inert Biomass. Water Res. 2002, 36, 2711–2720.
(11) Barker,D.J.;Stuckey,D. C. A Review of Soluble Microbial Products (SMP) in Wastewater Treatment Systems. Water Res.1999, 33, 3063–3082.
(12) Rosenberger, S.; Evenblij, H.; Poele, S. T.; Wintgens, T.; Laabs,C. The Importance of Liquid PHase Analyses to Understand Fouling in Membrane Assisted Activated Sludge Processes – Six Case Studies of Different European Research Groups. J.Membr. Sci. 2005, 263, 113–126.
(13) Ng,H. Y.; Tan, T.W.;Ong, S. L.Membrane Fouling of Submerged Membrane Bioreactors: Impact of Mean Cell Residence Time and the Contributing Factors. Environ. Sci. Technol. 2006, 40,2706–2713.
(14) Fan,F.S.;Zhou,H.D. Interrelated Effects of Aeration and Mixed Liquor Fractions on Membrane Fouling for Submerged Mem- brane Bioreactor Processes in Wastewater Treatment. Environ. Sci. Technol. 2007, 41, 2523–2528.
(15) Wang,X.M.;Li,X.Y.;Huang,X.Membrane Fouling in a Submerged Membrane Bioreactor (SMBR): Characterisation of the Sludge Cake and its High Filtration Resistance. Sep. Purif. Technol. 2007, 52, 439–445.
(16) Wang,X.M.;Waite,T.D.Impact of Gel Layer Formation on Colloid Retention in Membrane Filtration Processes. J.Membr. Sci. 2008, 325, 486–494.
(17) Rosenberger, S.; Laabs,C.; Lesjean, B.;Gnirss, R.; Amy,G.; Jekel, M.; Schrotter, J. C. Impact of Colloidal and Soluble Organic Material on Membrane Performance in Membrane Bioreactors for Municipal Wastewater Treatment.Water Res. 2006, 40, 710–720.
(18) Liang,S.;Liu,C.;Song,L.F. Soluble Microbial Products in Membrane Bioreactor
Operation: Behaviors, Characteristics, and Fouling Potential. Water Res. 2007, 41, 95–101.
(19) Lapasin,R;Pricl, S. Rheology of Industrial Polysaccharides: Theory and Applications, 1st ed.; Blackie Academic & Profes-sional: London, 1995.
(20) Bewley,C.A.Protein-Carbohydrate Interactions in Infectious Diseases; Royal Society of Chemistry: Cambridge, UK, 2006.
(21) Jarusutthirak,C;Amy,G.Role of Soluble Microbial Products (SMP) in Membrane Fouling and Flux Decline. Environ. Sci. Technol. 2006, 40, 969–974.
(22) Drews, A.;Mante, J.; Iversen, V.; V ocks,M.; Lesjean, B.; Kraume, M. Impact of Ambient Conditions on SMP Elimination and Rejection in MBRs. Water Res. 2007, 41, 3850–3858.
(23)Brassard,P.;Kramer,J.R.;Collins,P.V.Binding-siteAnalysisUsingLinear-programming.Envi ron. Sci. Technol. 1990, 24, 195–201.
(24) APHA.Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20th ed.; American Public Health Association/American Water Works Association/Water Pollution Control Federation: Washington, DC, 1998.
(25) Stumm,W.;Morgan, J. J.AquaticChemistry:Chemical Equilibria and Rates in Natural Waters, 3rd ed.; Wiley: New York, 1996.
(26) Frolund,B.;Griebe,T.;Nielsen,P.H.Enzymatic-activity in the Activated-sludge FlocMatrix. Appl.Microbiol. Biotechnol. 1995, 43, 755–761.
(27) Gerhardt, P.;Murray,R.G.E.;Wood,W. A.; Krieg,N. R.Methods for General and Molecular Bacteriology; American Society for Microbiology: Washington, DC, 1994.
(28) Lee,W.;Kang,S.;Shin,H.Sludge Characteristics and Their Contribution to Microfiltration in Submerged Membrane Bioreactors. J. Membr. Sci. 2003, 216, 217–227.
(29) Li,X.Y.;Chu,H.P.Membrane Bioreactor for the Drinking Water Treatment of Polluted SurfaceWater Supplies.Water Res. 2003, 37, 4781–4791.
(30) Shin,H.S.;Kang,S.T. Characteristics and Fates of Soluble Microbial Products in Ceramic Membrane Bioreactor at Various Sludge Retention Times. Water Res. 2003, 37, 121–127.
(31) Holakoo, L.; Nakhla, G.; Yanful, E. K.; Bassi, A. S. Chelating Properties and Molecular Weight Distribution of Soluble Microbial Products from an Aerobic Membrane Bioreactor. Water Res. 2006, 40, 1531–1538.
(32) Zhang,J.;Chua,H.C.; Zhou, J.; Fane, A.G. Factors Affecting the Membrane Performance。