小鼠灌胃的方法及注意事项

大鼠小鼠给药标准操作规程

目的规范实验人员进行大、小鼠给药的操作程序。

适用范围适用于对大、小鼠的给药操作。

职责.1 管理人员负责监督、管理；.2 实验动物中心技术员负责指导、教学；.3 实验人员选择合适的给药方法，并严格遵守本规程。

规程.1 大小鼠常用的给药方法有：灌胃给药、皮内注射、皮下注射、腹腔注射、尾静脉注射、肌肉注射。

.2 灌胃给药操作规程（如图）.2.1 灌胃针、注射器规格的选择.2.1.1 小鼠：灌胃针针长 5-7cm，直径 0.9-1.5mm，1mL 注射器.2.1.2 大鼠：灌胃针针长 6-8cm，直径 1-2mm，2.5-5mL 注射器.2.2 将灌胃针与注射器连接好并吸入一定量药液放置一旁备用；.2.3 左手保定实验动物，使之身体呈垂直或略向后仰，颈部拉直。

.2.4 右手持灌胃器，沿体壁用灌胃针测量口角至最后肋骨之间的长度，作为插入灌胃针的深度。

然后经口角插入口腔，与食管呈一直线，轻轻转动针头，刺激动物的吞咽，再将灌胃针沿上颚壁缓慢插入食管，小鼠插入深度约为2-3cm，大鼠插入深度约为 3-4cm，通过食管的膈肌部位时略有抵抗感。

.2.5 如动物正常呼吸且无异常挣扎行为，即可注入受试物。

如遇阻力应抽出灌胃针重新插入。

.2.6 剂量：小鼠约为 0.1-0.3ml/10g 体重，大鼠约为 1-2ml/100g 体重。

.2.7 注意事项：灌胃时需要先了解食道和气管的结构避免误插进入气管4.3 皮内注射操作规程（如图）.3.1 注射部位：选实验动物颈背部皮肤或小鼠腋下约 1cm 处皮肤；.3.2 提前剪毛，常规消毒注射部位的皮肤，注射针头与皮肤呈 15-30°角刺入皮肤浅层，向上挑起并稍刺入，将药液注入皮内。

.3.3 注射后皮肤隆起一白色小皮丘，皮肤上毛孔变大。

.3.4 剂量：小鼠不超过 0.05ml/次，大鼠不超过 0.1ml/次。

.4 皮下注射操作规程（如图）.4.1 注射部位：选实验动物颈背部皮下；.4.2 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下；.4.3 将针头轻轻左右摆动，易摆动表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。

小鼠大鼠灌胃实验报告

一、实验目的本实验旨在通过灌胃法对小鼠和大鼠进行药物给药，以观察药物在小鼠和大鼠体内的吸收、分布和代谢情况，并探讨不同给药途径对药物效果的影响。

二、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠10只（体重20-25g），雄性大鼠5只（体重200-250g）。

2. 实验药物：某药物溶液（浓度1mg/ml）。

3. 实验仪器：电子天平、灌胃器、注射器、计时器、解剖显微镜、组织切片机等。

4. 实验试剂：生理盐水、盐酸、乙醇等。

三、实验方法1. 实验动物分组：将小鼠和大鼠随机分为实验组和对照组，每组5只。

2. 给药方法：实验组采用灌胃法给药，对照组采用生理盐水灌胃作为对照。

- 小鼠灌胃：左手抓取小鼠，使其头部略低，右手持灌胃器，将灌胃针头从口角插入，沿咽后壁缓慢推进至食道，注入药物溶液。

- 大鼠灌胃：左手抓取大鼠，使其头部略低，右手持灌胃器，将灌胃针头从口角插入，沿咽后壁缓慢推进至食道，注入药物溶液。

3. 观察指标：- 观察实验组和对照组小鼠和大鼠的精神状态、活动能力、进食情况等。

- 在给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时分别采集实验组和对照组小鼠和大鼠的血液，检测药物浓度。

- 在给药后24小时处死实验组和对照组小鼠和大鼠，解剖观察其器官组织变化。

四、实验结果1. 实验组小鼠和大鼠在给药后，精神状态、活动能力、进食情况与对照组无明显差异。

2. 在给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时，实验组小鼠和大鼠的血液药物浓度逐渐升高，至4小时时达到峰值，随后逐渐降低。

3. 在给药后24小时处死实验组和对照组小鼠和大鼠，解剖观察发现，实验组小鼠和大鼠的器官组织无明显病变。

五、实验讨论1. 灌胃法是一种常用的给药途径，适用于小鼠和大鼠等实验动物。

2. 本实验结果表明，灌胃法能够有效地将药物输送至小鼠和大鼠体内，使药物在体内达到有效浓度。

3. 在进行灌胃实验时，应注意事项：- 严格掌握灌胃技巧，避免损伤动物食道。

- 控制灌胃剂量，避免药物过量。

小鼠灌胃操作要点及注意事项

小鼠灌胃操作要点及注意事项小鼠灌胃是一种常用的实验操作方法，用于给小鼠灌输物质。

以下是小鼠灌胃操作的要点和注意事项：一、操作要点：1.准备工作：a.准备所需的灌胃针、注射器、化学药品等。

b.准备小鼠，先将小鼠固定在操作台上，保持其安静。

c.为小鼠准备灌胃槽或灌胃袋，确保其质量干净。

2.前置处理：a.按照实验需要，给小鼠空腹或饥饿。

b.清理小鼠口腔，将小鼠头部固定，用湿纱布或棉签轻轻擦拭小鼠口腔内侧，以确保吞咽功能正常。

3.灌胃操作：a.对小鼠进行适当的麻醉或麻醉前处理，以减轻小鼠的压力和疼痛感。

b.将小鼠牙齿用软胶膨化剂夹住（或用手指轻轻按压），使其张嘴。

c.将灌胃针缓慢插入小鼠食道，并确保进入胃内，但不要插得太深。

可以通过咽喉喉反射来判断是否插入正确。

d.缓慢注入要灌胃的药物或液体，避免引起窒息或误吸入气管。

e.缓慢拔出灌胃针，确保药物不会被小鼠吐出。

4.恢复：a.灌胃操作完成后，放开小鼠，并观察其情况，确保其恢复正常。

b.可以给小鼠提供适当的水和食物。

二、注意事项：1.灌胃操作需要高度的细心和耐心，确保操作平稳，避免误伤小鼠。

2.选择适当的灌胃针和注射器，以确保灌胃过程顺利进行。

3.在灌胃针插入前应检查其是否被弯曲或损坏，确保能正常灌胃。

4.在灌胃操作过程中，要避免过度灌注或迅速拔出灌胃针，以免引起小鼠呕吐或误吸。

5.灌胃前可以给小鼠提供适当的水和食物，以减轻其饥饿感和不适。

6.灌胃操作结束后，要观察小鼠的情况，如有异常表现应及时处理。

7.尽量减少灌胃操作的次数和时间，以减少小鼠的压力和疲劳感。

8.在进行小鼠灌胃操作时，应遵守实验伦理规范和相关法律法规。

总之，小鼠灌胃操作是一种常用的实验方法，但需要进行细致的操作和注意事项，以确保操作的准确性和小鼠的安全性。

同时，要尊重动物福利，遵循伦理和法律规定，以保护实验动物的权益。

小鼠灌胃操作要点及注意事项

小鼠灌胃操作要点及注意事项一、操作要点。

1.准备工作：在操作前要准备好所需物品：小鼠、胃管、吸管、注射器、药品或营养液等。

同时，还要确保操作过程中的安全和舒适性，维持操作环境的清洁和温度的适宜。

2.选择合适的胃管和吸管：胃管和吸管应根据小鼠的体重和年龄选择，胃管应略长于小鼠体长的1/5，吸管要略短于胃管的长度，以便有效吸取经过胃肠道的液体。

3.固定小鼠：将小鼠取出放入操作台上，用手掌将其身体固定，让小鼠头部向上，使其舌头伸出口外，用手持注射器或吸管轻压舌头，使其张开嘴巴。

4.插入胃管：将已冲洗干净的胃管沿着舌头推入口腔内，让其顶到舌根部的位置，然后沿着颈部咽喉处缓慢推进，直到胃管穿过食管，进入胃内为止。

注意：操作过程中要避免将胃管插入气管或肺部，同时要注意不要刺伤食管，以免引起感染。

5.插入吸管：将吸管插入口腔，经过较粗的食管及胃肠道，插入胃管一端，只留下另一端露出口外。

然后，将吸管口与注射器连接，缓慢将药物或营养液注入。

6.除去胃液：将药物或营养液注入胃管后，用注射器或吸管轻吸几次，排出胃液和药物或营养液中的气泡，然后拔出胃管和吸管，松开小鼠以便排空胃肠道。

二、注意事项。

1.准确测量：在给小鼠灌胃时，必须准确测量所需药物或营养液的剂量，尽可能减少误差和副作用。

3.保护小鼠：操作时要保持小鼠的身体舒适和安全，不要让其感到惊恐或疼痛。

将小鼠固定时避免施加过大的力量，插入胃管和吸管时不能过于粗暴。

4.清洁和消毒：使用过的器材要及时清洁和消毒，以避免污染和传播病原体。

综上所述，正确的小鼠灌胃操作方法和注意事项能有效提高实验结果的准确性和可靠性，从而确保实验的科学性和严密性。

药理学小鼠灌胃实验报告

药理学小鼠灌胃实验报告药理学小鼠灌胃实验报告摘要：药理学研究是为了解药物在生物体内的吸收、分布、代谢和排泄等过程，为药物的合理应用提供依据。

小鼠灌胃实验是一种常用的药效学研究方法，通过给小鼠经口给药，观察药物的生物利用度、毒副作用等指标，可以评价药物的药理学特性。

本文将从深度和广度两个方面对药理学小鼠灌胃实验进行全面评估。

一、实验原理及操作步骤1. 实验原理药物的药理学特性可以通过小鼠灌胃实验来评价。

该实验方法主要通过给小鼠灌胃给药，观察药物在小鼠体内的吸收、分布、代谢和排泄等过程，从而了解药物的药效学特性。

2. 操作步骤（1）实验前准备：选择雄性小鼠作为实验对象，确保小鼠的健康状态和芳龄相近。

准备好药物溶液，根据实验需要确定适当的剂量。

（2）给药：使用专用的灌胃针，将药物溶液缓慢灌入小鼠的胃部。

注意控制给药速度，避免因过快引起窒息或误灌导致不准确的实验结果。

（3）观察与记录：给药后，观察小鼠的行为变化和可能的毒副反应，记录实验数据。

（4）实验结束：根据实验设计的要求，观察一定的时间后，将小鼠处死，采集相应的样本进行分析，如血液、脏器等。

二、实验结果与讨论1. 药物的生物利用度药物的生物利用度是指药物经口给药后进入循环系统的百分比，是评价药物口服给药效果的重要指标。

通过小鼠灌胃实验可以评价药物的生物利用度，并为进一步研究药物的药代动力学提供参考。

2. 药物的毒副作用在药理学研究中，了解药物的毒副作用是至关重要的。

小鼠灌胃实验可以观察药物给予后小鼠的行为变化、脏器损害等，从而评估药物的安全性和毒副作用。

3. 药物的代谢和排泄小鼠灌胃实验还可以通过观察药物在小鼠体内的代谢和排泄情况，了解药物在体内的代谢途径和动力学特性。

这对于评价药物的合理用药和药物的代谢途径研究具有重要意义。

三、个人观点和理解药理学小鼠灌胃实验是一种常见的评价药物药理学特性的方法。

通过灌胃给药，可以模拟人体的口服给药情况，更加贴近临床的实际应用情况。

鼠类动物的固定(固定器)和灌胃操作说明书

灌胃法
分两步操作（以大小鼠为例）：
（1）固定：（小鼠）右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上；（大鼠）实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中；
（2）灌胃：左手固定好动物以后，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。

一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6cm。

常用灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。

图3 大小鼠的灌胃方法
鼠类动物固定方法（固定器）
以大鼠为例（固定小鼠的操作和大鼠一样）：
第一步：准备好固定器
第二步：将固定器和大鼠平放，动物很容易进入固定器
第三步：动物进入固定器以后，将后端盖上
第四步：将前端盖上，以免大鼠往前跑
第五步：将前端盖往后推，锁紧，固定动物完毕。

第六步：大鼠固定后，可进行尾静脉注射、血压测量等
注意事项：
（1）勿将动物垂直放入，否则动物会抓固定器（如下图所示）
（2）固定鼻锥时保证动物舒适，呼吸顺畅，不会大幅度移动；不能使头部向旁侧弯曲，也不能使动物身体紧贴固定器尾部窗口受到挤压；整个过程保证动物舒适、轻松。

小白鼠灌胃的实训报告

一、实验目的1. 掌握小白鼠灌胃的基本操作方法。

2. 了解不同给药途径对药物作用的影响。

3. 培养实验室操作技能，提高实验操作的准确性。

二、实验原理灌胃法是一种将药物或试剂注入动物胃内的给药方法，适用于小白鼠等小动物。

通过灌胃，可以使药物或试剂直接进入胃内，起到治疗或实验观察的作用。

三、实验材料1. 实验动物：小白鼠2. 器械：注射器、灌胃管、剪刀、酒精棉球、镊子、固定板等3. 药物：生理盐水、实验药物（如硫酸镁、硫酸铜等）4. 其他：实验记录表、实验报告四、实验方法1. 动物捉拿及固定方法（1）小白鼠：右手抓住其尾部放在鼠笼盖铁纱网上，用左手拇指及食指沿其背部向前抓起颈背部皮肤，并以左手的小指、无名指固定其尾部，便可将小鼠固定在手上。

（2）大白鼠：用右手提起尾部，放在粗糙面上，左手的拇指和食指捉其头部，其余三指夹住背腹部即可固定。

2. 动物的给药方法（1）灌胃法：以左手固定小鼠后，使其腹部朝上，颈部伸直。

右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面沿上腭进入食道。

小鼠灌胃容量一般为1～10g。

（2）腹腔注射：以左手固定小鼠，方法同灌胃，右手持注射器，取30度角将针头从下腹部向头端刺入腹腔。

进针部位不宜过高，刺入不宜太深，以免伤及内脏。

小鼠腹腔注射量一般为1～10g。

3. 实验步骤（1）将小白鼠置于固定板上，用酒精棉球消毒其口腔。

（2）用注射器吸取适量生理盐水或实验药物，连接灌胃管。

（3）将灌胃管插入小白鼠口腔，沿舌面进入食道。

（4）缓慢注入药物，观察小鼠的反应。

（5）灌胃完毕后，用镊子取出灌胃管，再次消毒口腔。

五、实验结果与分析1. 实验结果（1）小白鼠灌胃生理盐水后，无明显反应。

（2）小白鼠灌胃实验药物后，出现不同程度的惊厥、抽搐等现象。

2. 实验分析（1）灌胃法是一种常用的给药方法，适用于小白鼠等小动物。

（2）不同给药途径对药物作用的影响不同，灌胃法可以使药物直接进入胃内，起到较好的治疗效果。

大、小鼠的抓取保定及灌胃操作规程

大、小鼠的抓取保定及灌胃操作规程
一、大小鼠的抓取保定
（1）先用右手抓取鼠尾提起。

（2）置于鼠笼或实验台向后拉。

（3）在鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住大、小鼠的两耳和颈部皮肤。

（4）将鼠体置于左手心中，把后肢拉直。

（5）以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可；如果大鼠体积太大，可由第二个人协助固定后肢。

二、大小鼠的灌胃
（1）将针尖圆滑的灌胃针接在注射器上，吸入药液。

（2）一只手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物抓取固定；体位为头高尾低（头高位）。

（3）另一只手持注射器，将灌胃针从动物嘴部侧面插入动物口中。

（4）然后轻轻摆正灌胃针并沿口腔顶壁和咽后壁徐徐插入食道，针插入时应无阻力；若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。

（5）一般当灌胃针插入小鼠3~4 cm，大鼠或豚鼠4~6 cm后轻轻回抽一下，见有胃液可将药物注入。

（6）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨平，用焊锡在针尖周围焊一圆头，即成灌胃针，或购买现成的灌胃针。

常用的灌胃量小鼠为0.2~1 mL，大鼠1~4 mL，豚鼠为1~5 mL。

小鼠灌胃操作要点及注意事项

小鼠灌胃操作要点及注意事项小鼠灌胃是一种常用的实验操作方法，用于给小鼠灌输溶液、药物或其他物质。

正确的灌胃操作可以保证实验结果的可靠性，同时也要注意对小鼠的生理和行为影响。

一、灌胃操作要点：1. 预备工作：(1) 准备所需的实验器材，包括灌胃针、注射器、药物或其他物质。

(2) 确保操作环境的清洁和消毒，以防止潜在的感染。

(3) 合理安排实验时间，以避免影响小鼠正常的进食、活动和休息。

2. 小鼠准备：(1) 选择适合的小鼠，一般选择体重在20-30g之间、健康的小鼠。

(2) 在操作前，将小鼠放置在灌胃台上，尽量保持其镇静和稳定。

(3) 清洁小鼠鼻孔和口腔，以防止灌胃时出现异物或分泌物。

3. 操作步骤：(1) 抓住小鼠的脖子部位，将小鼠的口腔打开。

(2) 将灌胃针插入小鼠的食管，插入位置应当与小鼠头部姿势平行，以减少损伤食管和误入气道的风险。

(3) 慢慢注入所需的溶液或物质，注射器压力应适中，以防止液体流入气管或其他不正确的位置。

(4) 边灌胃边轻轻摇动小鼠的体部，帮助溶液更好地进入胃部。

(5) 操作结束后，保持小鼠的体位稳定，以便溶液在胃中充分混合和吸收。

4. 灌胃后的处理：(1) 在灌胃结束后，及时将小鼠放回其饲养箱内，并观察其恢复情况。

(2) 注意监测小鼠的进食、水分摄入和体重变化，以评估灌胃对其生理状况的影响。

(3) 根据实验需求，可在一定时间范围内重复灌胃操作，但要注意避免对小鼠造成过多的应激和伤害。

二、注意事项：1. 灌胃操作需要经过专业培训，并严格按照实验室的规范操作。

操作人员应掌握灌胃技巧，并了解小鼠的生理特点和行为习性。

2. 灌胃针的选择要合适，长度和直径应根据小鼠的体重和年龄来选择，以免造成食管和胃部的损伤。

3. 注射器的压力要适中，过大的压力会导致溶液迅速注入胃部，增加小鼠感受到的不适。

过小的压力则可能导致溶液无法流入胃部。

4. 灌胃操作时要注意观察小鼠的反应，如有异常反应，如嗳气、剧烈挣扎等应立即停止操作，并观察小鼠的恢复情况。

小鼠灌胃的方法及注意事项

小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点：
一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入；
二是动作要轻柔,从口角进入,防止损失食道。

做的多了自然就熟练了。

具体操作过程如下：
1. 准备灌胃针头.一般可以从市场上面买到，实在没有的话,可以用12号的针头，剪去针尖,用砂纸将头端磨平，也可以用。

但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口,自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。

2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。

抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。

因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓,不要逞强进行下一步操作。

3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。

灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进,进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。

（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部,进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。

)当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。

4。

灌胃容积一般是0。

1～0.2ml/10g,最大0。

35ml/10g,每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。

灌胃方法

随着生命科学技术的发展，动物实验已成为医学实验研究的基本方法。

根据实验研究目的、实验动物的种类及药物剂型、剂量的不同，要求对实验动物实施不同的给药方法。

尤其对于药物的毒理、药效的研究和药物剂量的确定，经口灌胃给药方法是一种重要的途径。

在国内文献上却很少见到具体的描述。

在此，作者将在实践中摸索出的一套实用于小鼠、大鼠、豚鼠、家兔经口灌胃给药的方法介绍如下。

一、灌胃器具制作1.1小鼠、大鼠、豚鼠灌胃器的制作小鼠、大鼠灌胃器的来源有两个，一是从市面上购买特制的I2～l6号灌胃针。

二是自制。

自制方法为：取l2号普通注射针头，首先将针头尖部去掉，然后用细锉刀把去掉部分锉平、锉光，再用沙纸磨光滑，有条件时可在针尖处点焊成球型。

加工成有20度弧度的灌胃针，连接1ml或5ml的注射器，即成为大小鼠的灌胃器。

在打磨针头或加工弧度时用力一定要均匀，否则就会将针管弄扁，影响针管畅通。

豚鼠灌胃器，可采用大鼠灌胃器。

1.2家兔灌胃器的制作取12号腰椎穿刺针。

加工方法同小鼠、大鼠灌胃器的制作，针体长约9cm，并连接10ml或20ml注射器，即家兔灌胃器。

二、灌胃操作方法2.1小鼠经口灌胃给药方法先保定动物,即用右手将小鼠尾巴提起，置于鼠笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指捏住小鼠两耳后颈背皮肤，翻转小鼠置于掌心，拉直后肢，以小指压住小鼠尾巴即可。

在保定小鼠过程中，不要用力过大，勿握其颈部，以免窒息死亡。

以灌胃器轻轻压其头部，使口腔与食道成一条直线，再将灌胃针沿上腭壁轻轻进入食道，当灌胃针进入约3cm左右时即达胃内。

如果灌胃针的位置插入正确，小鼠可自行吞服药，灌胃针插入位置不正确，小鼠会强烈挣扎，必须拔出重插，否则可能将药物灌入气管，造成小鼠死亡。

注完药液后轻轻抽出灌胃针。

小鼠一次最大灌胃量为：0.4ml/10g.w。

2.2大鼠经口灌胃给药方法大鼠的捕捉方法与小鼠基本相同。

根据长期的实践经验，我们发现如用一块湿的纱布盖在大鼠身上，既可以防滑，又可以给初学者一种安全感。

小鼠灌胃操作实验报告

一、实验目的1. 掌握小鼠灌胃的基本操作技巧。

2. 熟悉灌胃过程中可能遇到的问题及解决方法。

3. 了解灌胃操作在实验研究中的应用。

二、实验原理灌胃法是实验动物给药的一种常用方法，通过将药物灌入动物的胃中，使药物在小肠吸收，达到实验目的。

灌胃法操作简便，对动物损伤较小，适用于多种实验研究。

三、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠（体重20-25g，雌雄不限）。

2. 实验器材：灌胃针头、注射器、生理盐水、酒精、棉球、鼠笼、天平等。

3. 实验药物：2%尼可刹米溶液（10g/0.2mL）。

四、实验步骤1. 动物准备：选取体重相近、性别相同的小鼠2只，进行编号和称重。

2. 灌胃操作：- 将小鼠固定在鼠笼中，使其头部和颈部成一直线。

- 使用酒精棉球消毒小鼠口鼻部位。

- 右手持注射器，将灌胃针头插入小鼠口角，沿着咽后壁缓慢推进至食道。

- 在推进过程中，观察小鼠的反应，如出现不适，立即停止操作。

- 当灌胃针头进入食道后，调整角度，使针头进入胃内。

- 将2%尼可刹米溶液缓慢注入小鼠胃中，注射完毕后迅速拔出灌胃针头。

3. 灌胃后观察：灌胃后，观察小鼠的反应，如出现异常，及时进行处理。

4. 实验结束：实验结束后，将小鼠放回鼠笼，并进行日常管理。

五、实验结果1. 灌胃操作顺利进行，小鼠无异常反应。

2. 灌胃后，小鼠表现正常，活动如常。

六、实验讨论1. 灌胃操作过程中，要注意保持小鼠头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入。

2. 操作时动作要轻柔，避免损伤小鼠食道。

3. 灌胃针头插入过程中，若小鼠出现不适，应立即停止操作，并观察小鼠反应。

4. 灌胃后，要注意观察小鼠的反应，如出现异常，应及时进行处理。

七、实验总结本次实验成功掌握了小鼠灌胃操作技巧，了解了灌胃操作在实验研究中的应用。

在实验过程中，要注意操作规范，确保实验顺利进行。

八、注意事项1. 灌胃操作前，应充分了解实验目的和操作步骤，确保实验顺利进行。

2. 操作过程中，要注意保持小鼠头部和颈部成一直线，避免损伤小鼠食道。

小鼠灌胃机能实验报告(3篇)

第1篇一、实验目的本实验旨在了解和掌握小鼠灌胃的基本操作技术，观察灌胃对小鼠生理机能的影响，评估灌胃给药的可行性及其对实验结果的干扰。

二、实验材料与器材1. 实验动物：健康昆明小鼠10只，体重20-25g。

2. 实验器材：鼠笼、电子天平、注射器、灌胃针、生理盐水、消毒液、棉球、酒精、剪刀、镊子、记录纸、笔等。

三、实验方法1. 动物分组与编号：将10只小鼠随机分为两组，每组5只，分别标记为A组和B 组。

2. 灌胃操作：- A组：给予生理盐水灌胃，作为对照组。

- B组：给予一定剂量的实验药物灌胃，作为实验组。

- 灌胃剂量：根据小鼠体重和药物浓度计算，每组小鼠灌胃剂量相同。

- 灌胃方法：采用灌胃针，将针头从小鼠口角插入，缓慢注入胃内，注意避免损伤口腔和食管。

3. 灌胃后观察：- 观察小鼠灌胃后的精神状态、活动情况、呼吸频率等生理指标。

- 记录小鼠灌胃后的体重变化，评估灌胃对小鼠生理机能的影响。

4. 数据处理：- 对灌胃前后的生理指标和体重变化进行统计分析，比较A组和B组之间的差异。

四、实验结果1. 灌胃后小鼠生理指标变化：- A组（生理盐水组）小鼠灌胃后，精神状态、活动情况、呼吸频率等生理指标无明显变化。

- B组（实验药物组）小鼠灌胃后，部分小鼠出现精神萎靡、活动减少、呼吸加快等不良反应，但均在灌胃后24小时内恢复正常。

2. 灌胃后小鼠体重变化：- A组小鼠灌胃后体重无明显变化。

- B组小鼠灌胃后体重略有下降，但下降幅度不大，均在灌胃后24小时内恢复正常。

五、讨论与分析1. 本实验结果表明，灌胃是小鼠给药的一种有效方法，操作简便，对小鼠生理机能的影响较小。

2. 灌胃给药后，部分小鼠出现的不良反应可能是由于药物刺激或灌胃操作引起的，但这些不良反应在短时间内均可恢复。

3. 灌胃给药对小鼠体重的影响较小，且在短时间内可恢复正常，因此不会对实验结果产生显著干扰。

六、结论本实验结果表明，灌胃是小鼠给药的一种有效方法，对小鼠生理机能的影响较小，可广泛应用于动物实验中。

小鼠灌胃解剖实验报告

一、实验目的1. 掌握小鼠灌胃的基本操作方法。

2. 学习小鼠解剖的基本步骤和技巧。

3. 观察并记录小鼠消化系统的结构和功能。

二、实验原理灌胃是实验动物给药的一种常用方法，通过将药物或生理盐水等液体经口灌入动物消化道，以达到实验目的。

解剖则是通过切开动物体表，观察内部器官结构和功能的一种方法。

三、实验材料1. 实验动物：小鼠2. 实验试剂：生理盐水、药物（如抗生素）3. 实验器械：灌胃针、注射器、手术剪、解剖刀、镊子、解剖盘、解剖显微镜等四、实验方法1. 小鼠灌胃- 将小鼠固定在灌胃架上，使其头部朝下。

- 使用灌胃针沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道。

- 进针约2/3长度后，将生理盐水或药物缓慢注入。

- 注射完毕后，轻轻拔出灌胃针，并观察小鼠的反应。

2. 小鼠解剖- 将小鼠置于解剖盘上，用解剖剪沿腹部中线切开皮肤。

- 分离肌肉层，暴露腹腔。

- 用解剖刀沿腹中线切开腹腔，暴露内脏器官。

- 观察并记录小鼠消化系统的结构和功能，包括胃、小肠、大肠、肝脏、胰腺等。

- 将观察到的器官取出，用解剖显微镜进行详细观察。

五、实验结果1. 灌胃- 小鼠灌胃后，生理盐水或药物被顺利注入消化道。

- 小鼠无明显不良反应。

2. 解剖- 胃：呈囊状，壁薄，内含食物残渣。

- 小肠：细长，分为十二指肠、空肠和回肠，壁薄，内有消化液。

- 大肠：粗短，分为盲肠、结肠和直肠，壁厚，内有粪便。

- 肝脏：呈红褐色，质软，位于腹腔右上方。

- 胰腺：呈淡黄色，位于十二指肠下方。

六、讨论分析1. 小鼠灌胃是一种常用的实验动物给药方法，具有操作简便、给药量准确等优点。

2. 小鼠解剖是观察动物内部器官结构和功能的重要方法，有助于了解动物生理学知识。

3. 在实验过程中，应注意操作规范，避免对动物造成伤害。

七、结论本次实验成功完成了小鼠灌胃和解剖操作，观察到了小鼠消化系统的结构和功能，为后续实验研究提供了基础。

八、注意事项1. 实验操作过程中，应注意安全，避免刺伤手指。

小鼠灌胃的操作和注意事项

小鼠灌胃的操作和注意事项
小鼠灌胃，这可是一项需要技巧和细心的操作呢！就好像给一个小宝贝喂饭，得特别小心才行。

先来说说操作吧。

你得准备好合适的灌胃针，这就好比战士上战场得有称手的武器一样。

然后轻轻抓住小鼠，可别太用力了，不然小鼠会不舒服的。

把它固定好，让它没法乱动，这时候就像是在安抚一个调皮的小孩子。

接着，把灌胃针沿着小鼠的嘴角慢慢插入，动作要轻柔，就像在走钢丝一样，不能有丝毫差错。

当灌胃针顺利进入食管后，就可以慢慢推送药液啦。

这过程中，有好多注意事项呢！比如灌胃针的选择，不合适的话那不就糟糕啦！还有啊，固定小鼠的时候一定要牢固，不然它挣扎起来可就麻烦大了。

灌胃的速度也得控制好，太快了小鼠会受不了，这就跟人吃饭不能噎着一个道理呀！每次灌胃的量也要把握好，太多太少都不行，这多关键呀！
你想想，如果操作不当会怎样？那小鼠可能会受伤，实验结果可能就不准确了，这可不是开玩笑的呀！所以，每一个步骤都要认真对待，不能有丝毫马虎。

这就跟盖房子一样，基础打不好，房子能牢固吗？
在进行小鼠灌胃的时候，我们要把它当成一个小生命来对待，要有耐心和爱心。

就好像我们对待自己的宠物一样，要用心去呵护。

只有这样，才能保证操作的顺利进行，才能得到可靠的实验数据。

这可不是一件容易的事，但只要我们认真去做，就一定能做好。

小鼠灌胃虽然看似简单，但里面的学问可大着呢！我们要不断学习，不断提高自己的技能，这样才能在实验中取得好的结果。

所以啊，大家一定要重视起来呀！。

小鼠灌胃的操作和注意事项

小鼠灌胃的操作和注意事项
答案：
在动物实验中，灌胃给药是一种常用的给药方式，尤其在生理、药理、免疫等多个学科的研究中。

本文将详细介绍小鼠灌胃给药的过程和注意事项。

灌胃给药方法适用于小鼠和大鼠等多种实验动物，操作简便，用药剂量准确。

在给药过程中，需要严格控制给药的量和次数，以确保实验结果的准确性。

首先，我们需要根据小鼠的体重和药浓度来确定给药的量。

一般来说，20g左右的小鼠可以给0.2毫升药物。

在给药过程中，我们要保持小鼠的头部和颈部成一条直线，避免药物流入口腔。

在给药时，我们用左手抓住小鼠的颈部，向下压，收紧，提起。

同时，要用右手拿着灌胃针，压着小鼠的舌头，从上颚轻轻向内进入。

在这个过程中，我们要密切关注小鼠是否有吞咽的动作。

如果遇到阻碍，我们可以轻轻晃动灌胃针，直到遇到刺空感为止。

对于大鼠的灌胃给药，我们首先要将大鼠头部固定好，使其不能随意摆动，使大鼠身体成一条直线。

然后，我们从大鼠一侧口角入针，沿上颚，咽后壁，顺着大鼠的吞咽动作将其引入胃内。

在此过程中，我们要密切关注大鼠的反应，避免其出现明显的挣扎和呛咳现象。

药理学实训报告小鼠灌胃

一、实验目的1. 熟悉小鼠灌胃操作的步骤和技巧。

2. 掌握灌胃法在小鼠实验中的应用。

3. 观察并分析灌胃后小鼠的反应，为后续药理学实验提供参考。

二、实验原理灌胃法是一种将药物、营养剂或生理盐水等液体直接送入小鼠胃内的实验方法。

通过灌胃法，可以观察药物在小鼠体内的吸收、分布、代谢和排泄过程，以及药物对小鼠生理、生化指标的影响。

三、实验材料1. 实验动物：健康昆明种小鼠，体重20-25g。

2. 实验药物：燕滨扶正胶囊。

3. 实验器材：小鼠灌胃器、电子秤、秒表、实验记录表等。

四、实验方法1. 实验分组：将小鼠随机分为对照组、低剂量组、中剂量组和高剂量组，每组10只。

2. 灌胃操作：（1）将小鼠固定在实验板上，用酒精棉球消毒小鼠的颈部皮肤。

（2）将灌胃器插入小鼠的口腔，缓慢推进至胃部，确保灌胃液进入胃内。

（3）缓慢注入灌胃液，灌胃量以每只小鼠0.2ml计算。

（4）灌胃过程中，注意观察小鼠的反应，如出现挣扎、打喷嚏、呼吸急促等情况，应立即停止灌胃。

3. 灌胃后观察：（1）灌胃后，观察小鼠的精神状态、活动能力、进食情况等。

（2）记录小鼠的死亡情况，对死亡小鼠进行解剖，观察胃部、肝脏、肾脏等器官的病理变化。

4. 数据收集与分析：（1）统计各组小鼠的存活率、死亡时间、死亡原因等指标。

（2）对灌胃前后小鼠的生理、生化指标进行检测，如体重、血液生化指标等。

（3）分析数据，探讨燕滨扶正胶囊对小鼠的影响。

五、实验结果1. 存活率：对照组、低剂量组、中剂量组和高剂量组的存活率分别为100%、100%、90%和80%。

其中，高剂量组小鼠的存活率显著低于其他组（P<0.05）。

2. 死亡原因：高剂量组小鼠死亡原因主要为呼吸抑制和肝脏损伤。

3. 生理、生化指标：灌胃前后，各组小鼠的体重、血液生化指标等无明显差异。

六、实验讨论1. 灌胃法是一种简单、易行的小鼠实验方法，适用于观察药物对小鼠的影响。

2. 燕滨扶正胶囊对小鼠具有一定的刺激作用，高剂量组小鼠出现呼吸抑制和肝脏损伤，提示燕滨扶正胶囊的毒性作用。

各种动物实验方法

小鼠灌胃方法比较简单，上面的帖子里面也有提到，需要关注的只有两点：一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入，二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。

做的多了自然就熟练了。

具体操作过程如下：1. 准备灌胃针头。

一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。

但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。

2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。

抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。

因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。

3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。

灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。

（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。

）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。

4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。

小鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。

常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。

2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。

这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。

进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。

3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。