医学实验动物学实验一大、小鼠给药、采血、麻醉和解剖
动物实验报告【范本模板】
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法;4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法;6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置;二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器和小鼠固定板;眼科剪;眼科镊；解剖刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料;葡萄糖液；2％水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中,把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌,远者为雄。
另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位.2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法.固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血.这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查.2)眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
小鼠的基本实验操作
口角进针，紧贴咽后壁进入消化道 进针2/3后灌生理盐水0.
• 尾-尾植皮法 生殖器与肛门之间距离长，毛发密
头部：开颅取脑。 生殖器与肛门之间距离长，毛发密 KM小鼠2只〔1雌1雄〕
近交系小鼠皮肤移植试验
• 三、步骤 • 1、异体尾-背植皮法 • 〔1〕麻醉 固定 • 〔2〕受体小鼠，背部剪毛
• 5、解剖
•
腹腔：肝脏、胃、肠道、胰腺、脾脏、
肾脏、肾上腺、输尿管、膀胱；卵巢、输卵管、
子宫；睾丸、附睾、输精管。
•
胸腔：肺、心脏。
•
颈部：甲状腺。
兔的一般实验操作
• 1、抓取和固定
• 2、性别鉴定
兔的一般实验操作
• 3、给药 • 〔1〕灌胃 • 〔2〕耳缘静脉注射
• 4、采血
• 〔1〕耳缘静脉采血
小鼠的根本实验操作
小鼠的根本实验操作
一、实验目的 通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方
法，包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、 编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死。
二、实验动物 KM小鼠4只〔2雌2雄〕
小鼠的根本实验操作
三、操作 口角进针，紧贴咽后壁进入消化道
5cm〕，酒精消毒，去皮〔0. 〔2〕在肾脏下方找到卵巢和子宫角，游离卵巢并摘除 近交系小鼠皮肤移植试验
小鼠卵巢摘除术
• 方法： • 〔1〕雌性小鼠〔已麻醉〕，右侧卧位，以
左腹外侧区〔左肋弓下缘〕为手术区，剪 毛，酒精消毒，沿腹中线平行切开1cm • 〔2〕在肾脏下方找到卵巢和子宫角，游离 卵巢并摘除 • 〔3〕消毒，缝合 • 〔4〕按上述方法摘除右侧卵巢
豚鼠和兔的一般实验操作
豚鼠的一般实验操作
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二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记:2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢3、7、2肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状3、7、4,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
实验动物学报告1
实验名称：小鼠的一般操作实验日期：姓名：学号：专业：一、实验目的和要求掌握小鼠实验的一般操作：动物的抓取和保定，性别鉴定，编号，给药，麻醉，采血，处死，解剖等。
二、实验准备1、动物：昆明小鼠，雌雄各2只2、器械：毛笔，解剖剪，解剖镊，眼科剪，眼科镊，解剖板，灌胃针，注射器，头皮针，干棉球及酒精棉球，20ul采血针。
3、药品：苦味酸，0.9%生理盐水及2%水合氯醛三、实验步骤1、抓取和保定右手将小鼠尾巴提起，置于粗糙的平面上，此时小鼠向前挣扎，用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，翻转小鼠，其背部置于掌心，小指压住小鼠尾巴2、性别鉴定小鼠抓取后翻转，观察肛门与生殖器之间的距离，距离远者为雄性，近者为雌性。
雄性小鼠睾丸降至阴囊内，生殖器有明显突起；雌性小鼠的肛门至会阴处为无皮毛覆盖的细线。
3、编号用苦味酸（黄色）的酒精饱和溶液逆着小鼠的毛染色（可维持1~2个月）不同的颜色部位代表不同的标号。
一般习惯上的部位顺序为：1左前肢。
2左腹部，3左后肢，4头颈部，5背部，6尾根部，7右腹部9右后肢。
4、给药（1）灌胃左手抓取和固定小鼠，特别是其头颈部，右手持灌胃针，用灌胃针轻轻压其头部，尽量使其口腔和食道成一条直线再将灌胃针沿上腭壁轻轻进入食道，当灌胃针进入约3cm左右时即到达胃内，向胃内注射0.9%生理盐水后轻轻抽出灌胃针，小鼠每次最大灌胃量为0.5ml。
（2）腹腔给药左手抓取和固定小鼠，右手持注射器，从左下腹部腹股沟上约0.5cm，腹中线旁外1cm进针，进针时腹部平面形成45度，进针深度约1cm。
（3）尾静脉注射将小鼠放入固定的小笼内，尾巴滞留在外，消毒尾部，并挤压尾根部用左右拇指和食指控制小鼠尾巴角度。
右手持注射器，使其与尾两侧的静脉平行，从尾下1/4处进针，将注射器外套置于拇指与中指交叉处，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。
向充盈的尾静脉刺入3—5mm，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器，将0.9%生理盐水按一定速度推入。
小鼠系统解剖实验报告
一、实验目的1. 了解小鼠的解剖结构，熟悉小鼠的内部器官及其相互关系。
2. 掌握解剖工具的使用方法，提高实验操作技能。
3. 通过观察小鼠解剖结构，加深对生物学知识的理解。
二、实验材料与工具1. 实验动物：昆明小鼠1只2. 实验工具：解剖剪、解剖镊、解剖针、解剖盘、解剖显微镜、解剖刀、生理盐水、消毒棉球等3. 实验试剂：戊巴比妥钠、10%福尔马林三、实验步骤1. 麻醉与处死- 用戊巴比妥钠溶液对小鼠进行腹腔注射，剂量为0.5ml/100g体重。
- 待小鼠麻醉后，用剪刀剪断小鼠颈部，使小鼠死亡。
2. 皮肤剥离- 在小鼠腹部正中线切开皮肤，剪开两侧皮肤，直至四肢。
- 用解剖剪将皮肤与肌肉分离，暴露出腹腔。
3. 腹腔器官解剖- 撕开腹腔，观察腹腔器官的排列顺序和相互关系。
- 按顺序解剖以下器官：- 脾脏：位于腹腔左侧，呈暗红色，用手触摸可感知质地。
- 肝脏：位于腹腔右侧，呈暗红色，质地较脾脏软。
- 胃：位于腹腔上方，呈粉红色，用手触摸可感知蠕动。
- 小肠：位于腹腔下方，呈粉红色，呈螺旋状排列。
- 肾脏：位于腹腔背部，呈红褐色，用手触摸可感知质地。
- 膀胱：位于腹腔下方，呈淡黄色，用手触摸可感知质地。
4. 胸腔器官解剖- 撕开胸腔，观察胸腔器官的排列顺序和相互关系。
- 按顺序解剖以下器官：- 心脏：位于胸腔中部，呈粉红色，用手触摸可感知心跳。
- 肺：位于胸腔两侧，呈粉红色，用手触摸可感知呼吸。
- 食管：位于胸腔前方，呈粉红色，用手触摸可感知蠕动。
5. 神经系统解剖- 撕开颅骨，观察大脑、脊髓和神经的排列顺序和相互关系。
- 按顺序解剖以下器官：- 大脑：位于颅腔内，呈粉红色，用手触摸可感知质地。
- 脊髓：位于脊柱内，呈粉红色，用手触摸可感知质地。
- 神经：分布于全身各处，用手触摸可感知质地。
6. 器官固定与保存- 将解剖出的器官用生理盐水清洗，放入10%福尔马林溶液中固定。
四、实验结果1. 小鼠的器官排列顺序和相互关系清晰，解剖结构完整。
小鼠颈部采血实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠颈部采血的操作技术。
2. 了解颈部采血在动物实验中的应用及其注意事项。
3. 通过实验，提高实验操作技能和动物福利意识。
二、实验材料1. 实验动物：清洁级昆明小鼠（体重20-25g）。
2. 实验器材：解剖剪、镊子、眼科剪、注射器、注射针、酒精棉球、消毒液、生理盐水、抗凝管等。
3. 实验试剂：肝素抗凝剂。
三、实验方法1. 实验动物适应环境：将小鼠置于安静、温度适宜的实验环境中，适应1-2天。
2. 实验动物麻醉：采用空气栓塞法进行小鼠麻醉。
将小鼠置于解剖盘中，用酒精棉球擦拭颈部皮肤，然后用眼科剪剪去颈部被毛。
左手固定小鼠颈部皮肤，右手持注射针，从颈部后侧向头部方向刺入，注入空气，使小鼠进入麻醉状态。
3. 颈部血管定位：麻醉成功后，观察小鼠颈部血管搏动情况，确定采血部位。
一般选择左侧第3-4肋间的心脏搏动最强处。
4. 颈部采血：左手拇指和食指固定小鼠颈部皮肤，右手持注射针，从心脏搏动最强处穿刺。
当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
采血量根据实验需求确定，一般为0.5-0.6mL。
5. 采血结束：采血结束后，立即用酒精棉球擦拭穿刺部位，防止感染。
观察小鼠恢复情况，必要时给予保暖措施。
6. 实验动物处死：实验结束后，采用空气栓塞法处死小鼠，以避免动物痛苦。
四、实验结果1. 实验成功：小鼠颈部采血操作顺利，采血量符合实验需求。
2. 实验动物恢复情况：采血后，小鼠在短时间内恢复意识，呼吸平稳。
五、实验讨论1. 颈部采血是一种常用的动物采血方法，适用于实验动物心、肺、肾等器官功能的研究。
2. 颈部采血操作需注意以下几点：（1）实验动物麻醉要充分，防止动物挣扎，影响采血操作。
（2）穿刺部位要准确，避免误伤其他器官。
（3）采血过程中要控制好采血速度，防止血压下降过快。
（4）采血结束后，要及时处理实验动物，避免动物痛苦。
3. 本实验采用肝素抗凝剂，可有效防止血液凝固。
但在实验过程中，应注意肝素抗凝剂的剂量，避免抗凝效果过强。
药理学小鼠实验报告
一、实验目的1. 了解药理学实验的基本操作流程。
2. 掌握小鼠给药和采血的方法。
3. 观察药物在小鼠体内的药效和代谢过程。
4. 分析药物的毒副作用。
二、实验材料1. 实验动物：昆明种小鼠，体重18-22g，雌雄各半。
2. 实验药物：某新型抗炎药物（以下简称药物A）。
3. 实验仪器：电子天平、小鼠给药器、离心机、显微镜、恒温水浴锅、注射器、剪刀、镊子等。
4. 实验试剂：生理盐水、肝素钠、抗凝剂等。
三、实验方法1. 实验分组：将实验动物随机分为实验组（给予药物A）和对照组（给予生理盐水）。
2. 给药方法：采用灌胃给药法，实验组小鼠按体重给予药物A，对照组小鼠给予等体积生理盐水。
3. 观察指标：观察小鼠的生理指标（如体温、呼吸、心率等）、行为学指标（如活动、睡眠、摄食等）以及肝肾功能指标。
4. 采血与检测：分别在给药前、给药后1小时、2小时、4小时、8小时、12小时和24小时对小鼠进行尾静脉采血，检测血液中的药物浓度。
5. 组织学观察：对实验组小鼠和对照组小鼠的肝脏、肾脏进行病理学观察。
四、实验结果1. 生理指标：给药后，实验组小鼠体温、呼吸、心率等生理指标与给药前相比无显著差异，与对照组相比无显著差异。
2. 行为学指标：给药后，实验组小鼠活动、睡眠、摄食等行为学指标与给药前相比无显著差异，与对照组相比无显著差异。
3. 肝肾功能指标：给药后，实验组小鼠的肝肾功能指标与对照组相比无显著差异。
4. 药物浓度：给药后，实验组小鼠血液中的药物浓度随时间逐渐降低，给药后8小时基本降至给药前水平。
5. 组织学观察：实验组小鼠的肝脏、肾脏组织学观察与对照组相比无显著差异。
五、讨论1. 本实验结果表明，药物A在小鼠体内具有良好的耐受性，对小鼠的生理指标、行为学指标以及肝肾功能无明显影响。
2. 药物A在体内的代谢过程较快，给药后8小时基本降至给药前水平。
3. 本实验为药物A的临床应用提供了初步依据，为进一步研究药物A的药效和毒副作用奠定了基础。
动物学实验报告
宁波大学考核答题纸（20 10 —20 11 学年第1 学期）课号：147L01D03 课程名称：医学动物实验学改卷教师：李萍学号：096080002 姓名：李琦得分：家兔实验一、实验目的：通过家兔、豚鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握家兔动物实验的基本操作技术。
二、实验动物及主要实验器材：动物：家兔、豚鼠；器材：兔固定器，兔开口器，兔导胃管，豚鼠固定器、常规手术器械、5ml 注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
三、实验内容：1、家兔的抓取固定：在兔安静下来后，用右手抓住颈部的被毛与皮肤，轻轻提起，用左手托住其臀部，兔身的重量大部分落在左手上，也可用兔盒固定或将兔固定在兔手术固定台。
2、家兔性别的鉴定：使兔下腹部朝向观察者，将生殖器周围的皮肤拨开，可见—圆孔，里面露出阴茎，则为雄性；反之为雌性。
3、经口灌胃给药法：先用特制张口器置于上下腭间，用布绳固定。
然后用左手抓住动物的嘴，右手由张口器中央小孔处将—适当粗细的导尿管插入，沿食管进入胃上部，最后将装有药液的注射器连接上导尿管，慢慢将药物灌入胃内。
注意：判别胃管插入气管或胃内，其方法：（1）观察反映；（2）感觉；（3）聞；（4）洗耳球法；（5）烧杯气泡法4、对家兔进行麻醉：用手抓住家兔的背部的被毛与皮肤，皮下注射20%乌拉坦，注意用量为5毫升/公斤体重。
5、利用空气栓塞法处死家兔：向家兔的静脉内注入一定量的空气，使之发生空气栓塞，形成严重的血液循环障碍而死亡。
6、解剖家兔：首先用手术刀打开腹腔，首先认识各个脏器的结构和位置。
然后摘除各个脏器。
摘除顺序如下：（1）胰腺；（2）脾脏；（2）胃肠；（4）肝脏；（5）泌尿系统；（6）生殖系统。
然后打开胸腔，认识各个脏器的结构和位置。
然后按顺序摘除各脏器。
摘除顺序如下：（1）胸腺；（2）心脏；（3）肺脏。
四、医学比较：家兔：家兔为脊椎动物、兔科动物，白天变现的十分安静，听觉灵敏，胆小怕惊，喜欢磨牙而且有啃木习惯。
常见小鼠给药和采血方法
常见小鼠给药和采血方法小鼠是广泛应用于生物医学研究的模式动物之一，其独特的生物学特性使其成为了研究各种疾病和药物疗效的重要工具。
在小鼠实验中，给药和采血是常见的操作步骤。
本文将介绍常见的小鼠给药和采血方法。
一、小鼠给药方法1.口服给药法：口服给药是最常见的小鼠给药方法之一，对于口服可吸收的药物非常有效。
给药时，首先选用合适的管子或针筒，将药物溶解在适量的溶剂中。
然后将小鼠固定住，用管子或针筒将药液缓慢地注入小鼠的口腔中，同时用手指轻轻按压小鼠的喉部，以保证药物进入食道而不是气管。
2.注射给药法：注射给药是给药的常见方法之一，适用于药物需要快速达到血液循环的情况。
常见的注射方法有以下几种：-皮下注射法：将药物注射到小鼠的皮下组织中。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的腹部、背部或颈部的皮下组织中。
注射时需要注意，将针尖插入皮下组织中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
-静脉注射法：将药物注射到小鼠的静脉系统中。
此方法可以快速达到血液循环，适用于药物需要迅速发挥作用的情况。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的尾静脉中。
注射时需要注意，将针尖插入尾静脉中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
-腹腔注射法：将药物注射到小鼠的腹腔中。
此方法适用于需要药物进入腹腔内脏器官的情况。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的腹腔中。
注射时需要注意，将针尖插入腹腔中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
除了以上的常见给药方法外，还有其他一些特殊的给药方法，如经鼻给药法、肌肉注射法等。
在给药前，需要根据药物的性质和实验要求选择合适的给药方法，并遵循良好的实验守则和伦理规定。
二、小鼠采血方法采血是小鼠实验中常见的操作步骤之一，用于获得小鼠的血液样本，以进行分析和检测。
常见的小鼠采血方法有以下几种：1.经尾静脉采血法：经尾静脉采血是最常见的小鼠采血方法之一，适用于需要少量血液样本的情况。
解剖生理学实验报告
解剖生理学实验报告
实验名称：呼吸系统的解剖结构和功能
实验对象：小白鼠
实验时间：2小时
实验目的：
1. 了解呼吸系统的解剖结构。
2. 掌握呼吸系统功能的测定方法。
实验原理：
呼吸系统是由口鼻、喉、气管、支气管、肺等组成，是维持动物生命活动的重要系统之一。
呼吸系统的主要功能是进行气体交换，即吸入氧气、排出二氧化碳。
实验步骤：
1. 用饲料和水养护小白鼠，使其适应环境，消除紧张情绪。
2. 取出小白鼠，在手掌心仔细观察其呼吸和动作情况，记录下来。
3. 用麻醉剂将小白鼠麻醉，然后用刀片切口，剖开其腹部，观察其肺、心脏等内部结构，记录下来。
4. 用突破法切断小白鼠的神经，观察其呼吸的变化。
5. 将小白鼠置于氧气含量高的环境中吸氧，观察其呼吸的变化。
实验结果：
1. 小白鼠呼吸频率为每分钟200次左右，平稳有力。
2. 小白鼠的肺叶由左右两个主要肺叶组成，肺内有大量肺小叶。
3. 剖开小白鼠腹部后发现，肺与心脏之间有隔膜，隔膜向上凸出，与心脏形成较大距离。
4. 突破小白鼠神经后，发现其呼吸不规律，有时快有时慢，时快时慢，呼吸深度也不一致。
1. 小白鼠的呼吸频率和呼吸深度稳定有力。
4. 神经是调控呼吸的重要因素。
5. 高氧环境可以刺激呼吸增强。
实验意义：
本实验通过对小白鼠的呼吸系统的解剖结构和功能进行研究，加深了我们对呼吸系统的认识，为进一步深入研究呼吸系统提供了基础。
动物实验PPT课件
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注意点： 抓取小鼠时动作要 迅速，要轻 防止被小鼠转过头 咬，抓其颈后皮肤要 多 如果被பைடு நூலகம்，应立即 挤出血液，清水冲洗
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2、性别的判定
未成熟鼠：生殖器发 育不明显，肛门与生 殖器之间的距离来区 分。远——♂、近— —♀。
成年鼠：雄性卧位可 见睾丸，雌性可见腹 部有5对乳头。
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3、小鼠的给药操作
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1、抓取和固定： 抓取：习惯用右手者，
首先用右手从笼盒内将 小鼠尾中部或基部抓住 (不可抓尾尖)，并提起或 放在左手上。
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固定
先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉。 7
在鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳 和颈部皮肤。
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将小鼠置于左手掌心，无名指和小指夹其背部皮
肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
（1）灌胃
左手固定小鼠使其头部向上，右 手持灌胃器。头后仰使口腔与食 道成一直线，将灌胃针沿一侧口 角进针，紧贴咽后壁慢慢插入食 道滑入动物的胃内，进针2/3后灌 生理盐水0.5ml。
注意事项：
抓取老鼠时应是鼠成竖直线
灌胃成功时，所遇阻力较小。若感到阻 力或动物挣扎时，应立即停止进针或将 针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入 气管。
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穿刺前，碘伏消毒眼周皮毛，左手固定小鼠，右手穿刺。固 定小鼠的方式如照片所示：应让眼球凸出，这样才能保证在 穿刺时不会使小鼠致盲，同时达到压迫阻止静脉回流的目的。
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事先准备好毛细玻璃管（用手折断，我个人习惯用4厘米长左右的），玻璃管 平端先沿着鼻侧眼角慢慢滑动至眼球正下方的眼皮内，此时左手微微顺时针旋 转，使小鼠头部相对位置微向右下偏转，即相当于玻璃管刺入时是对着口腔方 向的，这样做可进一步避免小鼠失明。如上操作时，右手及毛细管保持不动。 当小鼠头部位置调整妥当时，毛细玻璃管刺入，这个动作应稳且迅速。一般情 况下，即会有血液流出，此时可快速拧搓毛细管，进一步破坏内眦静脉丛，加 26
课件-医实动学实验(大鼠、小鼠)
实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。
、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
小鼠解剖实验报告
篇一：实验动物学实验报告实验动物学实验报告一、实验动物：小鼠二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。
三、具体操作一、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于使劲，以避免惊吓小鼠。
左手从小鼠身体后部向前抓(以避免小鼠向后缩咬伤自己) ，抓住小鼠颈部。
固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽可能将小鼠背部皮肤抓住。
左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。
二、固定：通常利用固定器进行固定。
将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部份装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。
3、编号：编号方式有两种：①剪脚指编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚指从左至右挨次编为 1~10 号，剪 10 号脚指加 1~9 号脚指挨次编为 11~19 号，在上的脚指挨次编为 20,30,40,50,60,70,80,90 号，其余编号与 11~19 号类似。
②打耳钉编号：耳钉上均有惟一编号，通过利用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。
实验时通常利用的是第一种方式进行编号，第二种编号通往往利用于需要长距离运输的动物。
4、给药：往往利用的给药方式有：①口服给药：即灌胃。
将注射器装入药物溶液，装上灌胃针(灌胃针有直头和弯头两种，区别不大) 。
如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽可能呈向来线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧徐徐插入(维持刻度在自己能看到的位置)，顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃进程中若是碰到妨碍必然要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以避免伤及小鼠食道和肺部。
灌胃针顺利进入后大体与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道徐徐掏出灌胃针。
②静脉注射：小鼠尾部有 3 条静脉和 1 条动脉， 3 条静脉非别位于背部，及双侧。
静脉注射时普通选取双侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。
将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
生理解剖实验报告
生理解剖实验报告
生理解剖实验报告
在日常生活和工作中，报告的使用成为日常生活的.常态，要注意报告在写作时具有一定的格式。
为了让您不再为写报告头疼，下面是帮大家的生理解剖实验报告，希望能够帮助到大家。
麻醉小白鼠
1、小白鼠取拿方法提尾
2、麻醉剂 1%戊巴比妥那（0.5ml/100g体重+0.5ml）
3、注射位置小白鼠腹中线与一侧后肢连线的1/3处进针
4、注射方法 45度角度进针，进针后回针筒以检验针头位置是否适宜。
如果感到会有阻力，且回抽出气泡为正确。
小白鼠成功被麻醉
1、称出小白鼠的体重，按比例来抽取适量戊巴比妥钠溶液
2、由一人提起小白鼠的尾部，并控制住小白素另一个同学打针，回抽并注射溶液。
假设回抽阻力很大，且松手后，针筒会复原，那么可能插入到肌肉中；假设抽出血，那么可能插入肝脏中。
3、成功麻醉后，由第三个同学做好标记。
4、洗手。
5、观察小白鼠情况。
思考题：如何完成一个好的动物麻醉？
1、麻醉剂的取量要准确。
2、打针的位置要准确。
3、操作时要稳，且45度角注射。
小鼠解剖实验报告
°实验五：小鼠解剖实验吴雪薇121140059一、实验目的1、通过实验学习给小鼠注射、灌胃等技术操作2、了解戊巴比妥对哺乳动物的影响3、复习解剖的基本操作4、通过实验了解小鼠唾液腺的结构5、通过实验了解小鼠体内器官、系统构造二、实验原理1、小鼠唾液腺唾液腺由颌下腺、腮腺、舌下腺组成，颌下腺最明显，颌下腺两边弥散的是腮腺，舌下腺连于颌下腺上，容易与颌下腺上连的淋巴结搞混。
2、会厌软骨会厌软骨即构成会厌的软骨，形状扁平，像树叶，下部附着在喉结的内壁上。
会厌是喉头上前部的树叶状结构，由会厌软骨和黏膜构成。
呼吸或说话时，会厌向上，使喉腔开放；咽东西时，会厌向下，盖住气管，使东西不至进入气管内。
3、小鼠体内结构（1）胸腔：胸腔内的结构主要有食道、心、肺。
（2）腹腔：主要有胃、肝、胆、胰、脾、肠、肾（包括肾上腺）、输尿管、膀胱和生殖器官：卵巢、输卵管、子宫（雌），睾丸、附睾、精囊腺、输精管（雄）。
（3）胸腔与腹腔由膈膜隔开。
三、实验器材注射器、烧杯、灌胃针、解剖盘、解剖剪刀、镊子、解剖针、钉子四、实验材料小鼠1只、戊巴比妥溶液五、实验操作1、抓取一只小鼠，拎住尾巴根部，使其前肢抓在抹布上，后肢提起，用注射器向其腹腔注射0.5ml戊巴比妥溶液。
2、将小鼠放在烧杯中，观察它的反应。
3、待小鼠不再动时，用注射器向其腹腔再注射0.5ml戊巴比妥溶液，使其死亡。
4、将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。
5、用解剖剪刀，从靠近肛门处剪开表皮直至口腔，观察唾液腺。
6、剪开口腔，观察会厌软骨。
7、剪开腹腔和胸腔，观察小鼠体内结构。
8、处理小鼠，清洗、整理实验器材。
六、实验结果1、观察注射戊巴比妥溶液后的小鼠本次实验第一次注射，注射了0.4ml的戊巴比妥溶液，第二次注射了0.6ml。
小鼠先是身体颤抖，趴在烧杯底不怎么动，后开始出现用爪子挠脸的行为，然后开始乱动甚至依靠烧杯壁直立起来，最后倒下，身体仍在颤抖且较剧烈，在大约两分半后不怎么动了，但身体还在颤抖。
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实验一 大鼠和小鼠给药、 采血、麻醉和解剖
实验目的
1.掌握大小鼠常用给药方法和采血技术 2.掌握大小鼠的麻醉方法和解剖步骤 3.熟悉大小鼠的解剖 结构
小鼠的抓取和固定(1)
小鼠的抓取和固定(2)
注意点
抓取小鼠时动作要迅速，要轻 防止被小鼠转过头咬，抓其颈后皮肤要
多 万一被咬，应立即挤出血液，清水冲洗
大鼠的抓取与固定(1)
大鼠的抓取与固定(2)
大鼠的抓取与固定(3)
一、小鼠灌胃（给药方法之一）
将实验小鼠徒手固定 灌胃针从嘴角处插入口腔内，紧贴咽
后壁插入食道（1ml注射器，深度大 约为3cm） 推动针管给药（生理盐水） 注意不要插入气管，不要抓的太紧以 致小鼠窒息死亡
安全采血量：小鼠0.3ml;大鼠：2ml!
大鼠心脏采血
五、大鼠大体解剖观察及绘图
1.按0.1ml/10g体重，将SD大鼠用3.5% 水合氯醛腹腔注射麻醉。 2.腹部朝上固定于解剖板。 3. 用10cm剪刀从下腹部向上剪开皮肤， 打开腹腔，观察腹腔内脏器，观察大鼠肝 脏时特别注意大鼠无胆囊。 4. 用14cm剪刀打开胸腔，观察胸腔脏器。 5. 根据大体解剖所见，绘图。
麻醉剂：麻醉药为3.5%水合氯醛，剂量 按大鼠体重0.1ml/10g，200g的大鼠 为2ml。
四、大鼠心脏采血
右下腹腔麻醉（麻醉药为3.5%水合氯醛，剂 量按0.1ml/10g)
待其麻醉后，仰卧位固定在解剖板上 胸骨左侧，腋窝平行线下2-3肋骨间，大鼠心
搏动最强处斜行刺入（1ml注射器） 缓慢抽动针管采血 取血量多时采用（同样适用于小鼠）
最大灌胃量：小鼠1ml;大鼠：8ml!
尾静脉
二、小鼠尾静脉注射（给药方法之二）
固定器固定小鼠 消毒尾部，扩张血管，左右两侧的静脉 将尾巴成一个适宜注射的角度，1ml注射
器平行向心方向刺入三 、大鼠手术麻醉
腹腔注射麻醉：进针点为右下腹腔，进 针角度为与身体成45度，深度约1cm。
解剖观察
操作项目
小鼠：灌胃、尾静脉注射 大鼠：腹腔注射麻醉、心脏
采血、解剖观察
实验报告下次课上交
注意事项:
实验时请不要戏弄动物、防止被动 物咬伤，防止动物逃逸。
实验结束后请协助把器械清洗干净， 整理齐全；废弃物、动物尸体分类 存放。