医学实验动物学动物实验基本技术与模拟肿瘤接种 (1)
医学医学实验动物学
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养素。
饮水管理
提供清洁、新鲜的饮水，确保实 验动物的水分摄入。
实验动物的健康管理
健康检查
定期对实验动物进行健康 检查，包括体重、体温、 呼吸、食欲等指标的监测 。
预防接种
根据需要为实验动物接种 疫苗，预防传染病的发生 。
疾病治疗
一旦发现实验动物患病， 应及时进行治疗，以保障 其健康和实验结果的可靠 性。
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相似性原则
选择与人类生理、疾病特 征相似的动物，以便更好 地模拟人类情况。
实用性原则
选择容易获得、繁殖快、 饲养成本低的动物，以提 高实验效率和降低成本。
法律与伦理原则
遵守相关法律法规，确保 实验动物的福利和伦理。
实验动物的福利与伦理
尊重动物生命
确保实验动物不受不必 要的痛苦和虐待。
合理使用
实验动物在诊断技术研究中的应用案例
影像诊断技术
实验动物用于影像诊断技术的研究，如X光、CT、MRI等 ，通过观察实验动物的影像表现，评估诊断技术的效果和 可行性。
生物标志物检测
利用实验动物研究生物标志物的检测方法，为临床疾病的 早期诊断提供依据。
病理学诊断技术
通过实验动物对病理学诊断技术进行研究，提高病理学诊 断的准确性和可靠性。
实验动物在治疗方法研究中的应用案例
手术治疗
利用实验动物进行手术 治疗的研究，探索新的 手术方法和技术，提高 手术的安全性和效果。
药物治疗
通过实验动物对药物进 行疗效和安全性评估， 为临床治疗提供依据和 参考。
基因治疗
利用实验动物进行基因 治疗的研究，探索基因 治疗的方法和技术，为 遗传性疾病和肿瘤的治 疗提供新的途径。
医学实验动物学动物实验基本技术与模拟肿瘤接种
注意事项:
实验时请不要戏弄动物、防止被动 物咬伤，防止动物逃逸
实验结束后请把器械清洗干净，整 理齐全
解剖观察
操作项目
小鼠：灌胃、尾静脉注射、眼底静 脉丛采血；心脏采血*、麻醉后解剖 观察*。
大鼠：灌胃* 、腹腔注射麻醉、心 脏采血、麻醉后解剖观察。
《医学实验动物学》 实验课
实验二
1.模拟肿瘤（组织块）移植 2.裸鼠与正常小鼠免疫器官的比较
一、实验目的
1.了解裸小鼠和KM小鼠的胸腔结构 了解正常的胸腺结构与不增殖胸腺基的形
待其麻醉后，仰卧位固定在解剖板上 胸骨左侧，腋窝平行线下2-3肋骨间，小鼠心
搏动最强处斜行刺入（1ml注射器） 缓慢抽动针管采血 取血量多时采用（同样适用于大鼠）
安全采血量：小鼠1ml;大鼠：8ml!
大鼠心脏采血
八、大体解剖观察及绘图
1.按0.1ml/10g体重，将SD大鼠用3.5% 水合氯醛腹腔注射麻醉。 2.腹部朝上固定于解剖板。 3. 用10cm剪刀从下腹部向上剪开皮肤， 打开腹腔，观察腹腔内脏器，观察大鼠肝 脏时特别注意大鼠无胆囊。 4. 用14cm剪刀打开胸腔，观察胸腔脏器。 5. 根据大体解剖所见，绘图。
《医学实验动物学》 实验课
实验一 大、小鼠给药、采血、
麻醉和解剖
实验目的
1.掌握大小鼠常用给药方法和采血技术 2.掌握大小鼠的麻醉方法和解剖步骤 3.熟悉大小鼠的解剖 结构
一、小鼠的抓取和固定
注意点
抓取小鼠时动作要迅速，要轻 防止被小鼠转过头咬，抓其颈后皮肤要多 如果被咬，应立即挤出血液，清水冲洗
态 2.掌握正确的胸腺摘除方式 3.掌握组织块（肿瘤）皮下移植的基本技
术
二、实验原理
[医学]医学实验动物实验基础
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§3 实验动物的饲养和管理
• 实验动物的饲养管理： • 饮水管理： • 垫料管理： • 卫生管理： • 记录管理：
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§4 实验动物的处理
一、实验动物的标记
– 被毛染色法 – 耳缘剪口法 – 号牌法
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§4 实验动物的处理
• 二、实验动物的分组
• 一、选择思路
– 1.依试验目的选择 – 2.参考同系物已知毒理学资料选择 – 3.依化学物的化学结构和理化性质选择 – 4.根据患者的临床表现选择
• 二、选择观察指标的基本要求
– 1.特异性 – 2.尽量使用客观指标 – 3.灵敏性
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ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
§7 实验动物处死方法及生物材料的采集
• 一、处死方法
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§2 实验动物及其选择
二、实验动物的选择
（五）按我国实验动物分级标准选择
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§2 实验动物及其选择
二、实验动物的选择
毒（六）实验动物的个体选择
作 用
1.年龄
代谢后毒 性减弱
代谢后毒 性增强 酶活性
幼年
成年
老年 年龄
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§2 实验动物及其选择
– 分组的基本原则——随机化原则 – 常用的分组方法
• 抽签法 • 随机数字表法
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§4 实验动物的处理
• 三、确定各组动物数 遵循的原则——重复的原则。
– 1.毒理学常规 – 2.假设检验的样本估计方法 – 预试估计
动物模型的建立与应用肿瘤动物模型
动物移植性肿瘤模型的特点
模型复制简便，肿瘤和荷瘤动物较一致； 接种成活率高； 生长特性与人体肿瘤有差别。
人体肿瘤的异种移植模型
建立异种可移植性肿瘤模型的最终目的是提供人类肿瘤 的体内研究手段，以便于直接研究人类肿瘤的生物学特性 及其发病机制。现在主要利用免疫缺陷动物，将人类的肿 瘤组织或细胞系移植于免疫缺陷动物体内，建立异种可移 植性瘤株。
乙基苯基亚 口服 硝胺
每天1 mg/kg 180-250 食管癌
>80%
N- 亚 硝 基 - 口服 甲基-乙酰 氧基-甲胺
3.5mg/kg，2次 80-120 /周，共10周
前 胃 乳 头 状 >90% 瘤和癌
N-甲基亚硝 静脉 基脲
生 后 第 50 和 57 -100 天，50mg/kg
乳腺癌
>90%
W256 Wistar大鼠或 同上 其它大白鼠
0.2-0.5ml（1:3）
sc或im
动物移植性肿瘤的移植方法
⑴取瘤 在不损伤肿瘤的前提下，处死供瘤动物，无菌条件下采取肿瘤。实 体瘤注意无菌剥离，取无坏死的、生长良好的瘤组织；腹水瘤最 好腹部消毒后，将吸取部位的腹部皮肤与肌膜剥离开，以保证无 菌吸取含瘤细胞的腹水。
肿瘤研究，一般分为基础研究和临床研究两大类。基础 研究，又分为分子水平、细胞水平和整体水平的研究。 利用实验动物进行整体水平的肿瘤研究，通常称为实验 肿瘤学研究。实验肿瘤学研究，不仅与分子水平、细胞 水平的研究密切联系，而且对人类肿瘤的预防和治疗有 更直接的指导意义和参考价值。
肿瘤动物模型
自发性肿瘤动物模型 诱发性肿瘤动物模型 移植性肿瘤动物模型 遗传修饰动物与实验肿瘤学研究
这类肿瘤发生的条件比较自然，有可能通过细致的观察和统计分 析而发现原先没有发现的环境致癌因素或其他致癌因素，可以着 重观察遗传因素在肿瘤发生上的作用。
课程名称医学实验动物学
课程名称：医学实验动物学授课专业：生物技术专业学时与学分：18学时，1 学分一、课程性质和目的实验动物是伴随着生命科学的发展与需要而形成的一门交叉学科。
随着生命科学的发展和技术进步，实验动物学得到了前所未有的飞速发展，本世纪是生命科学快速发展的新时代，实验动物科协是生物医学乃至整个生命科学研究的基础，是化工、航天、军事等科学研究的重要支撑条件。
随着生物高科技竞争日趋激烈，在国际科技交流及商贸谈判中对实验动物也提出了新的更高要求。
本课程的目标是使学生了解实验动物学的基本概念，了解国内外实验动物发展状况和要求，让有志于从事生命科学研究的学生学习相关专业技能和理论基础。
本课程的主要内容是实验动物学基础知识，实验动物伦理和动物福利，实验动物的标准化，常用实验动物特性，人类疾病动物模型，转基因动物，动物实验设计等。
各章内容及授课学时安排第一章绪论【目的要求】一、熟悉：实验动物学的学科概念实验动物学研究的对象与范围实验动物学的学科概念二、了解：实验动物伦理学的要求。
【教学内容】一、实验动物学的学科概念二、实验动物学研究的对象与范围三、实验动物学研究的目的与任务四、实验动物学的分支学科五、实验动物学的学科地位与应用价值六、实验动物学的发展概况七、实验动物学伦理【教学方法】课堂讲授、多媒体教学。
【学时分配】２学时。
第二章实验动物遗传学【目的要求】一、掌握：品系、近交系、封闭群动物的概念二、熟悉：近交系、封闭群动物的特点和应用三、了解：品系的命名。
【教学内容】一、实验动物学的学科概念二、实验动物学研究的对象与范围三、实验动物学研究的目的与任务四、实验动物学的分支学科五、实验动物学的学科地位与应用价值六、实验动物学的发展概况七、实验动物学伦理【教学方法】课堂讲授、多媒体教学。
【学时分配】２学时。
第三章实验动物微生物与寄生虫学【目的要求】一、掌握实验动物按微生物和寄生虫控制程度的分类标准二、熟悉实验动物微生物寄生虫控制的意义三、了解常见人畜共患病病原体【教学内容】一、实验动物微生物和寄生虫学控制的意义二、普通动物、清洁动物、无特定病原体动物、无菌动物的概念三、实验动物常见感染性疾病【教学方法】课堂讲授、多媒体教学。
完整版动物实验的基本技术操作方法
一、动物实验的常用方法
3．切除和注入提取液法 常用于研究内分泌器官的生理和病理病 变，如研究切除某一腺体后看辐射对机 体的影响，切除某一腺体后看出现什么 症状而推论这种腺体的功能；如蝌蚪无 甲状腺素，如注入甲状腺素，蝌蚪很快 变成了蛙。
一、动物实验的常用方法
4．离体组织器官法 它是利用动物的离体组织、器官或生物 性致病因子（微生物、寄生虫等），置 于一定的存活条件下（如温度、营养成 分、氧气、水、pH等）进行观察的一种 实验方法。
一、动物实验的常用方法
10．其它方法 如联体动物法，条件反射法、生物遗传 法、放射生物法、药物化学法等等。
动物实验的基本操作技术方法，根据实 验顺序分述如下：
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动 物健康，不影响观察指标，并防止被动 物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定 动物的方法依实验内容和动物类而定。
生理学的动物实验方法 病理生理学的动物实验方法 药理学的动物实验方法 病理解剖、组织学动物实验方法 微生物、免疫学的动物实验方法
下面举一些动物实验的常用方法：
一、动物实验的常用方法
1．复制动物模型法
此法是动物实验最基本的方法，是采用 人工的方法使动物在一定致病因素（机 械、化学、生物和物理）作用下，造成 动物的组织，器官或全身的一定损伤， 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型， 来研究各种疾病的发生、发展规律及防 治方法。
一、动物实验的常用方法
这类研究方法的优点在于被研究的对象，其 机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态， 条件比较稳定，所得的结果接近生理情况。 但需要事先制备，术后护理，等动物恢复健 康后才能从事实验，花费时间较长，工作量 较大，因而在选用上受到一定限制。除了用 手术制备的动物实验外，运用药物或食铒等 措施制备病理模型，如诱发各种实验性动物 疾病模型的方法也可归为慢性动物实验。
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
医学实验动物学06第九章 动物实验的基本技术和方法
• 经口给药 1. 拌入饲料或饮水中自由摄取
优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃
优点：能准确定量 缺点：给动物造成一定的痛苦，
需熟练掌握技术
大小鼠灌胃注意点
1. 用灌胃针。
2. 从嘴角处插入，到达咽部后改变灌胃针 的方向，使其与食管的走向一致，然后 顺利插入。
3. 成年大鼠由于体型较大，不易保定。办 法：
1）一人保定、灌胃
2）操作者抓取后，将大鼠尾部按 在自己的胸部，达到固定尾部的目的， 然后灌胃。
兔灌胃法
采用两人操作法。
操作者用左手拇指和中指挤压家 兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口， 右手将开口器从一侧口角插入口腔 并固定，用泡在水中的14号细导尿 管，经开口器的孔插入，向前推进 约15cm，可达胃内，确认泡在水中 的导管另一端没有冒气泡，说明没 有误入气管，即可注入药液。灌胃 量为每只每次80-150mL。
4. 兔抓取的注意点 • 最好戴人造革围裙和袖套，以免爪子抓伤。 • 采用正确地抓取方法。 • 可采用兔固定器固定进行实验操作，或一人抓取固
定，一人实验操作。
5. 犬抓取注意点
• 实验用犬有专用的比格犬和农村收购来的随意 来源犬。
• 犬是通人性的，随意来源犬购入后，饲养人员 和实验人员要经常亲近它们，使它放松对你的 警惕，容易直接抓取它们。
障碍，引起呼吸、心跳停止。 抢救方法： 要针对具体情况，采取对症治疗的措施。
1.立即停止供给麻醉剂 2.人工呼吸，吸氧 3.苏醒剂 4.呼吸中枢兴奋剂如可拉明等和心脏和呼吸兴奋剂， 如0.1%肾上腺素适量作心内或静脉注射，静脉滴注 50%葡萄糖溶液等。 （half）
五、实验动物的给药方法
• 一、经口给药法 • 二、注射法 • 三、其它途径给药方法 1. 呼吸道给药 2. 皮肤给药 3. 脊髓腔内给药 4. 脑内给药 5. 直肠内给药 6. 关节腔内给药
医学实验动物学完整教学
医学实验动物学完整教学医学实验动物学完整教学第一章引言医学实验动物学是医学生物学的重要组成部分，通过对实验动物的研究，可以深入了解动物体内的生理、病理过程，为人类的医学研究和临床实践提供重要的理论依据。
本教学将系统地介绍医学实验动物学的基本概念、实验动物种类、实验动物的饲养与管理、实验动物行为学等内容，以期使学生深入了解医学实验动物学的基本理论和实践技术。
第二章实验动物的基本概念本章主要介绍实验动物的定义、分类、特点和用途。
学生将了解到实验动物是指特定用途的动物，如小鼠、大鼠、兔子等。
实验动物按用途分为实验动物和试验动物，按物种分类有小型实验动物、中型实验动物和大型实验动物等。
同时，还将介绍实验动物应用于医学研究的重要性，以及与人体相似性、易于饲养繁殖、实验时间短等特点，使学生了解到实验动物在医学研究中的价值。
第三章实验动物的饲养与管理本章将介绍实验动物的饲养与管理的基本原则和方法。
包括实验动物的饲养场所、饲养设备、饲料的选购与配制、饮用水及其他环境条件的管理等。
学生将学习到如何确保实验动物的合理饲养与环境条件，以保证实验动物的健康和实验结果的可靠性。
第四章实验动物行为学实验动物行为学是研究实验动物的行为规律及其与环境、其他因素之间相互关系的学科。
本章将介绍实验动物行为学的基本原理和方法，包括实验动物的行为特征、行为观察和行为测试方法等。
学生将了解到通过对实验动物行为的观察与测试，可以获得实验动物的行为数据，从而进一步研究其生理、心理过程。
第五章实验动物的动物学特性本章将重点介绍实验动物的动物学特性，包括动物的解剖学特征、生理学特征、生长发育特征等。
学生将通过学习，掌握实验动物的基本解剖学结构、生理学功能和生长发育规律，以便于理解和分析实验动物实验结果。
第六章实验动物的传染病学实验动物的传染病学是研究实验动物与人、动物间传染病的学科。
本章将介绍实验动物传染病学的基本原理和方法，包括传染病的概念、传染途径、传染源、传染力等内容。
医学实验动物学实验
用右手抓住兔颈背部皮肤，轻轻提起，然后 用左手托住兔臀部或后肢进行抓取。
实验动物编号与标记方法
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染色法
使用化学药品涂染动物身体的 不同部位，根据颜色进行编号
与标记。
耳标法
在动物耳朵上打孔或挂上标签 ，根据不同位置或标签进行编
号与标记。
烙印法
使用烙印机在动物身体表面烙 印数字或字母，进行编号与标
环保要求
实验室应遵守国家和地方环保法规，确保废水、废气等排 放符合相关标准，减少对环境的污染。
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实验动物法规
各国都制定了相应的实验动物法规，对实验动物的饲养、使用和管理等 方面进行规范。例如，我国制定了《实验动物管理条例》等法规，以保 障实验动物的福利和权益。
实验动物伦理审查
在进行涉及实验动物的医学研究前，需要经过伦理审查委员会的审查和 批准。该委员会会对实验的必要性、合理性、动物福利等方面进行综合 考虑和评估。
04 医学实验动物模型建立与 应用
疾病模型建立方法举例
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诱发性动物模型
通过物理、化学或生物等致病因素作用于实验动 物，诱发其产生与人类疾病相似的症状或病理改 变。
感染性动物模型
选用人类疾病的致病微生物感染实验动物，建立 与人类疾病相似的感染性动物模型。
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转基因或基因敲除动物模型
通过基因工程技术，将外源基因导入实验动物基 因组或敲除某个特定基因，建立与人类遗传性疾 病相似的动物模型。
结果解释
对统计结果进行解释，评估实验结果 的统计学意义和生物学意义。
结果展示及论文撰写技巧
结果展示
医学实验动物学实验二 模拟肿瘤接种
•人类的肿瘤能在裸鼠的体内生长，使裸鼠作为一 种疾病模型的载体，广泛地运用于研究人类移植 性肿瘤生长和转移。
三、影响被移植的动物组织或细胞成 活的因素
——组织的相容性 ——宿主对移植物的血供 ——供体组织或细胞的活性 ——其他因素
实验步骤 4.2
——在离目标区域中心点1-2cm处，用眼 科小剪刀作一2-3mm切口。
实验步骤 4.3
——用套筒针在切口处刺入皮下直至目标 中心区域，将组织块推入，并缓缓拔出。
实验步骤5——比较胸腺结构
解剖裸鼠，与KM鼠比较胸腺的区别 裸鼠胸腺只剩残基，基本上看不到
解剖裸鼠，观察胸腺残基
四、模拟移植物的选择
KM小鼠肾脏组织 ——肾脏组织是哺乳动物中血供较1ml/10g体重分别对裸鼠和KM小鼠腹腔 注射3.5%水合氯醛 。
待小鼠麻醉后，腹部朝上固定于小鼠固定板上。 以3%碘酒棉球和75%酒精棉球对KM小鼠进
行皮肤消毒；同时，对裸鼠腋部进行消毒。 用直头剪刀于KM小鼠生殖口上端切一小口，
实验步骤 3——取KM小鼠肾脏组织
用圆头镊将肠道拨向对侧，暴露肾脏。 用眼科剪刀取下肾脏，剥去肾包膜，放
入盛有生理盐水的培养皿中。 用剪刀将肾脏分解为若干2×2mm组织
小块，取边缘整齐、色泽红润为佳。 将一小块肾组织放入套筒针内备用。
实验步骤 4.1 ——组织移植
——选取组织的目标区域，常用区域为肋 侧（近腋窝处 ）。
解剖观察
实验报告要求:
完成实验指导上第13、16页二份 实验报告
在实验报告的实验结果一项中完 成小鼠解剖图
注意事项:
医学动物实验操作技术
医学动物实验操作技术一、动物实验前的准备工作1.动物选择与分组：在动物实验中，选择适当的实验动物是至关重要的。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、猪、猴等。
选择动物时要考虑到其生理和解剖结构与人类相似度的因素，以及实验的目的和要求。
在分组时，通常采用随机分组的原则，以减少实验组和对照组之间的差异。
2.动物饲养与管理：提供合适的饮食和生活环境是保证动物实验成功的重要保障。
饲养动物应保证充足的饮水和食物，良好的卫生环境，并定期检查动物身体状况。
二、药物给药技术药物给药是动物实验中常见的操作之一，通常有以下几种方式：1.口服给药：将药物溶解在适量的溶剂中，通过管饲器或针筒直接灌服给动物。
这种方式适用于对于体内吸收需要时间的药物。
2.注射给药：常用的注射方法有皮下注射、静脉注射和肌肉注射。
注射给药方式更直接，能够快速将药物输送到全身循环系统，但也需要注意注射技巧和注射部位，以减少动物的痛苦。
三、手术技术在一些医学动物实验中，需要进行手术操作，常见的手术技术包括以下几种：1.简单手术：如皮下植入和腹腔注射等。
这类手术手法相对简单，但仍需要注意消毒和无菌操作的要求。
2.大型手术：如器官移植、心脏手术等。
这类手术需要专业的外科医生进行操作，非常复杂和危险，需要更高的手术技巧和周密的手术计划。
四、生物样本采集技术在医学动物实验中，常需要采集动物的生物样本进行分析和检测，常见的样本采集技术包括以下几种：1.血液采集：通过动脉穿刺或静脉采血管等方式采集血液样本。
采血前需要对动物进行适当的麻醉和固定，以减少动物的痛苦。
2.组织标本采集：通过手术方式或穿刺等技术采集动物的组织样本，如肝脏、肾脏、心脏等。
采集后需要适当固定和保存，以便后续的病理学检测和组织学分析。
五、实验数据的记录和分析在动物实验中，及时清晰地记录实验数据是十分重要的，以便后续的数据分析和结果验证。
实验数据记录包括观察数据、生物样本数据等。
同时，需要根据实验需求选择合适的数据分析方法进行数据统计和结果分析。
兽医生物制品学第七章实验动物动物实验的基本技术方法
兽医生物制品学第七章实验动物动物实验的基本技术方法实验动物是科学研究的重要工具之一，通过对实验动物进行研究，可以更好地了解生物的生理机制、疾病发生的原因以及药物的药理学效应等。
本文将介绍实验动物的选择、养殖与饲养、动物实验的基本技术方法等内容。
一、实验动物的选择1.实验目的：选择实验动物需要基于实验目的进行考量。
不同的实验目的需要选择不同的实验动物，如进行肝脏研究可以选择小鼠或大鼠，进行心脏研究可以选择猪或狗等。
2.实验动物的易得性：一般情况下，实验室常用的实验动物包括小鼠、大鼠、猪、狗等，这些实验动物易于获取和养殖。
3.实验动物的生物学特性：选择实验动物需要了解其生物学特性，包括体型、寿命、生殖周期、生殖特性等。
这些特性决定了实验动物的适用范围和实验方法的选择。
二、实验动物的养殖与饲养1.动物房环境：实验动物的养殖环境要严格控制，包括温度、湿度、光照、噪音等。
保持良好的动物房环境有助于提高实验数据的可靠性。
2.饲料与饮水：实验动物的饲养需要提供适宜的饲料和饮水。
饲料的成分和营养水平要符合实验需要，饮水要保持清洁。
3.疾病防控：实验动物养殖过程中需要进行疾病防控。
定期对实验动物进行健康检查，控制传染病的传播，保持实验动物群体的健康状态。
1.动物实验设计：在进行动物实验之前，必须先进行实验设计。
实验设计需要明确实验目的、实验组的设置、观察指标、样本大小等，以便获得可靠的实验结果。
2.动物体内投药：在进行动物实验时，常常需要将药物或其他物质直接注射到动物体内。
注射方法包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等，需要根据实验需要选择适当的注射方法。
3.取样与检测：根据实验设计的要求，定期从实验动物身上采集样本进行检测。
常见的样本包括血液、组织、排泄物等，可以通过血液生化分析、组织切片、PCR等方法对样本进行分析与检测。
4.动物实验操作：动物实验操作包括给药、观察行为、测量生理指标等。
在进行操作时，需要编制操作规范，以保证实验数据的可靠性。
《实验动物学基本实验技术》选修课的设计与探讨
《实验动物学基本实验技术》选修课的设计与探讨一、课程背景与目的《实验动物学基本实验技术》选修课旨在为学生提供相关动物实验技术的基础知识与实践技能，帮助他们了解和掌握动物实验的基本原理和技术方法，培养学生的实验操作能力和科学研究能力。
二、课程设置与内容1. 实验动物的选择与饲养管理：介绍常见实验动物的特点和适用性，教授实验动物的饲养管理方法，包括饲料配制、饲养环境的搭建和卫生保健等。
2. 动物体内标记技术：讲解动物体内标记的原理、常用的标记物，以及体内标记技术的操作步骤和注意事项。
3. 动物体外标记技术：介绍动物体外标记的原理和常见标记方法，包括耳标、环追、颈圈等技术，实践操作并讲解操作技巧。
4. 动物麻醉与解剖技术：讲授动物麻醉的原理、方法和常用的麻醉药物，教授动物解剖的基本技巧和注意事项。
5. 细胞培养与动物细胞实验技术：介绍细胞培养的基本原理、培养环境的建立和细胞实验的基本方法，实践细胞培养和实验技术。
6. 实验动物模型的建立与评估：讲授实验动物模型的建立原理和常用方法，教授如何评估模型的有效性和可靠性。
7. 伦理与法规：培养学生正确的实验伦理观念和合规操作意识，了解实验动物保护法规。
三、教学方法与手段1. 理论教学结合实践操作：在理论讲授的基础上，设置实践操作环节，让学生通过亲自操作，巩固理论知识并提高实践技能。
2. 小组学习与讨论：将学生分成小组，进行课堂讨论和问题解答，促使学生主动思考和交流。
3. 视频教学：通过播放相关实验操作视频，让学生了解更多实验技术细节和注意事项。
4. 实验动物中心参观与实习：安排学生参观实验动物中心，了解先进的实验设备与管理，同时还可以实习动物实验操作。
四、考核方式与评价标准1. 平时成绩包括课堂参与、实验操作和实验报告等，按比例计算。
2. 期末考核主要通过开卷笔试，考察学生对课程知识的理解和运用能力。
3. 评价标准包括课堂表现、实验操作技能、实验报告的撰写和合作能力等。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
动物实验基本操作技术
三、实验动物的麻醉方法
全身麻醉法：吸入法，注射法 局部麻醉法：浸润麻醉，表面 麻醉
（一）全身麻醉法
1、吸入法 麻醉药： 乙醚 氯仿 三氟乙烷
（一）全身麻醉法
2、注射法
麻醉药：
巴比妥类药物 氯胺酮 乌拉坦 水合氯醛
3、分离一侧颈总动脉，穿双线备用。
4、结扎远心端，在距结扎线约2-3cm处用 动脉夹夹闭颈总动脉近心端。
5、在靠近结扎线处用眼科剪剪一“v”形切 口，切口大小约为动脉口径的1/3~1/2。
6、将压力换能器与动脉插管连接好并充满肝 素，向近心端插入动脉插管，用线结扎牢固。
三通的使用：
7、打开换能器开关，观察并记录动脉血压。 进入BL－410/420系统。
2. 家兔
• 一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部 或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。
兔手术固定台
二、实验动物的给药方法
1. 注射法给药：家兔耳缘静脉注射 大、小鼠尾静脉注射
2. 摄入法给药： 家兔、大鼠、小鼠灌胃法 3. 涂布法给药
摄入法给药
• 自动口服给药 • 强制灌胃给药：大鼠 小鼠 家兔 • 经直肠给药
哺乳类手术器械
气管插管
急性动物实验时插入气 管，以保证呼吸道畅通，一 端接气鼓或呼吸换能器可记 录呼吸运动。分为金属插管 和玻璃插管。
哺乳类手术器械
动脉夹
动脉夹分大、中、小三种型 号及直、弯两种，用于夹持动 脉，暂时阻断动脉血流。使用 时动脉夹的尖端套有塑料管， 以防止夹持动脉时对血管造成 损伤。
哺乳类手术器械
动脉插管
用于在急性动物实验时插入动脉。可用 金属、玻璃以及塑料等不同材料制成，常 用细塑料管自行拉制而成。
高级病理学：肿瘤的动物实验方法
一、肿瘤动物实验的途径：
主要途径有三个 1、自发—— 获得足够大量的动物的自发性肿瘤病例 2、诱发—— 使用各种化学物质或辐射在动物身上引起肿瘤 3、移植—— 将自发或诱发的肿瘤从一个动物接种到另一动
物
二、实验动物：
首先采用的是最易取得而繁殖最快的实验动 物——小鼠或大鼠（Mouse or Rat.）
它的性质受常染色体隐性基因“nu”支 配，只有在纯合体（nu/nu）中，上述 性状才得以表现。
裸小鼠（nude mice）
裸小鼠的发现与延殖：
60年代初 英国格拉斯哥鲁齐耳医院病毒室 Grist医生首先发现
o/o + o/o（正常小鼠） 突变
nu/nu + o/o （裸鼠）
nu/o + nu/o （杂合子）
（4）、注入各种脏器、组织： 将致癌物制成小丸或溶液
如：肝、脾、肾、睾丸、前列腺、阴道、 肺、大脑或骨髓
将致癌物注入骨髓——白血病 注入骨皮质——骨肉瘤及骨旁肉瘤
（5）、喂食或自由饮用
（ａ）3.4本骈芘配成0.4%向日葵油溶液，让小鼠吞服 油剂或将含有致癌物的油剂滴入面包中，定量给小鼠 吞食，引发胃癌
②Rous鸡肉瘤病毒——田鼠、鸡、鸭、猴、蛇，发生 肉瘤。
③猫肉瘤病毒——大鼠、猫、犬、猴，发生肉瘤。 ④人类腺病毒——小鼠、田鼠、肉瘤和淋巴瘤 ⑤Luuke在病毒——蛙的肾腺癌 ⑥其它：乳腺瘤V、多瘤V、Shope氏纤维瘤V，
Simian 腺病毒等等。
（六）肿瘤的移植
方法：
1、肿瘤组织块移植法 组织新鲜（取边缘） 切割锋利 小镊子或套管针将所取组织推入皮下组
裸鼠移植在人癌研究中的应用 1、人癌的组织发生和细胞分化的研究。 （1）细胞形态发生的动态观察 （如，粘液癌的癌细胞形态发生）
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实验一 大、小鼠给药、采血、
麻醉和解剖
实验目的
1.掌握大小鼠常用给药方法和采血技术 2.掌握大小鼠的麻醉方法和解剖步骤 3.熟悉大小鼠的解剖 结构
一、小鼠的抓取和固定
注意点
抓取小鼠时动作要迅速，要轻 防止被小鼠转过头咬，抓其颈后皮肤要多 如果被咬，应立即挤出血液，清水冲洗
另一人慢慢抽动针管采血 注意: 要将小鼠固定好，防止其头部晃动
六、大小鼠手术麻醉
腹腔麻醉：进针点为右下腹腔，进针角 度为与身体成45度，深度约1cm。
麻醉剂：麻醉药为3.5%水合氯醛，剂量 按小鼠体重0.1ml/10g，20g的小鼠为 0.2ml。
七、大、小鼠心脏采血
右下腹腔麻醉（麻醉药为3.5%水合氯醛，剂 量按0.1ml/10g)
实验步骤 4（组织移植）
用套筒针在切口处刺入皮下直至目标中 心区域，将组织块推入，并迅速拔出。
实验步骤 5
麻醉、解剖裸鼠，与KM鼠比较胸腺的 区别
裸鼠胸腺只剩残基，基本上看不到
解剖观察
实验报告要求:
完成实验指导上第13、16页二份实验报 告
在实验报告的实验结果一项中完成小鼠 解剖图
小鼠的抓取和固定
实验步骤 2(观察胸腺)
观察膈肌形状后，于两侧根部分别切一 小口，将膈肌横向切开，绞断肋骨，直 至锁骨，然后掀起胸骨，暴露整个胸腔。
直视心脏，在心脏的上部，主动脉弓处， 有两片乳白色蝴蝶状的小片，即为胸腺。
实验步骤 3（取肾脏组织）
用圆头镊将肠道拨向对侧，暴露肾脏。 用眼科剪刀取下肾脏，剥去肾包膜，放
五、实验步骤 1 (麻醉解剖小鼠）
按0.1ml/10g体重分别对裸鼠和KM小鼠腹腔 注射3.5%水合氯醛 。
待小鼠麻醉后，腹部朝上固定于小鼠固定板上。 以3%碘酒棉球和75%酒精棉球对KM小鼠进
行皮肤消毒；同时，对裸鼠腋部进行消毒。 用直头剪刀于KM小鼠生殖口上端切一小口，
沿腹部两侧作弧型切开，直至胸膈肌根部。
固定器固定小鼠 消毒尾部，扩张血管，左右两侧的静脉 将尾巴成一个适宜注射的角度，1ml注射器
平行向心方向刺入静脉血管 干棉球压迫止血 注意排除气泡 注射点由尾部远端
五、小鼠眼底静脉丛采血
一人徒手固定小鼠于桌面上，使眼球充 分向外突出
将注射器针头从内眼角位置插入眼球和 眼眶之间，进针约0.5cm（1ml注射器）
解剖观察
操作项目
小鼠：灌胃、尾静脉注射、眼底静 脉丛采血；心脏采血*、麻醉后解剖 观察*。
大鼠：灌胃* 、腹腔注射麻醉、心 脏采血、麻醉后解剖观察。
《医学实验动物学》 实验课
实验二
1.模拟肿瘤（组织块）移植 2.裸鼠与正常小鼠免疫器官的比较
一、实验目的
1.了解裸小鼠和KM小鼠的胸腔结构 了解正常的胸腺结构与不增殖胸腺基的形
•人类的肿瘤能在裸鼠的体内生长，使裸鼠作为一 种疾病模型的载体，广泛地运用于研究人类移植 性肿瘤生长和转移。
三、影响被移植的动物组织或细胞成 活的因素
•组织的相容性 •宿主对移植物的血供 •供体组织物的选择
肾脏组织 ——是哺乳动物中血供较好、活力较强 的组织
注意事项:
实验时请不要戏弄动物、防止被动 物咬伤，防止动物逃逸
实验结束后请把器械清洗干净，整 理齐全
二、大鼠的抓取与固定
三、小鼠灌胃（给药方法之一）
将实验小鼠徒手固定 灌胃针从嘴角处插入口腔内，紧贴咽
后壁插入食道（1ml注射器，深度大 约为3cm） 推动针管给药（生理盐水） 注意不要插入气管，不要抓的太紧以 致小鼠窒息死亡
最大灌胃量：小鼠1ml;大鼠：8ml!
尾静脉
四、小鼠尾静脉注射（给药方法之二）
待其麻醉后，仰卧位固定在解剖板上 胸骨左侧，腋窝平行线下2-3肋骨间，小鼠心
搏动最强处斜行刺入（1ml注射器） 缓慢抽动针管采血 取血量多时采用（同样适用于大鼠）
安全采血量：小鼠1ml;大鼠：8ml!
大鼠心脏采血
八、大体解剖观察及绘图
1.按0.1ml/10g体重，将SD大鼠用3.5% 水合氯醛腹腔注射麻醉。 2.腹部朝上固定于解剖板。 3. 用10cm剪刀从下腹部向上剪开皮肤， 打开腹腔，观察腹腔内脏器，观察大鼠肝 脏时特别注意大鼠无胆囊。 4. 用14cm剪刀打开胸腔，观察胸腔脏器。 5. 根据大体解剖所见，绘图。
态 2.掌握正确的胸腺摘除方式 3.掌握组织块（肿瘤）皮下移植的基本技
术
二、实验原理
•哺乳动物的胸腺是T淋巴细胞分化成熟的场所， 而T淋巴细胞是参与宿主对异体的组织或细胞排斥 的主要成分，裸鼠胸腺的原基从第三咽囊起不能 发育，因此，裸鼠囊状很小的胸腺残基保持终身。
•胸腺的不增殖导致成熟的T淋巴细胞数大量减少， 其结果是裸鼠机体不能排斥同种异体和异种间的 组织器官移植。
入盛有生理盐水的培养皿中。 用剪刀将肾脏分解为若干2×3mm组织
小块，取边缘整齐、色泽红润为佳。 将一小块肾组织放入套筒针内备用。
实验步骤 4（组织移植）
选取组织的目标区域，常用区域为肋侧 （近腋窝处 ）。
实验步骤 4（组织移植）
在离目标区域中心点1-2cm处，用眼科 小剪刀作一2-3mm切口。