大鼠和小鼠的采血方法

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交流：大鼠-PK-取血操作

交流：大鼠 PK 取血操作
2012-5-5
交流提纲
实验环境实验材料
具体操作
动物处理
大鼠 PK 取血
血样处理
.
取血容量时间安排
问题讨论
环境材料
A 通风台面 B 毛细管 C 抗凝EP管 D 计时工具
长时间操作，透气通风宽敞台面，便于多组多步骤同时操作
0.9mm × 100mm，看个人习惯使用，经常一管三断，30mm/管，弃去中间段。
C 如看见血液已经在毛细管中凝固必须迅速拔除毛细管，再搽干净眼睛，重新换管扎针；
D 等到出血后将力道转移到大鼠的身体上大鼠出现乱动的情况很大的一部分力是他的后肢使出来的保证她的后肢无法乱蹬就能很好的保定大鼠，然后将中指和食指处解除一半的力道，可以保证血液的顺畅
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大鼠眼眶取血流程
5.取血完成，立即除去颈部压力，将采血器拔出，按压止血。
1左手保定 2压迫颈部 3旋转刺入 4固定采血 5去管止血 6样品摇匀
2.紧握颈部，压迫颈两侧，使眼突出，眶后静脉丛充血
4.固定身体，压住后肢，放松手指，调整毛细管，流畅出血。
6血样管轻轻混匀，防止凝血、溶血。
大鼠眼眶取血流程
1左手保定
约4-5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，管退出约0.1-0.5mm，边退边旋转；
C 不要使用管的尖锐锋利端插入，易留玻璃碎片在眼内，造成持续伤害，使得下次反抗增加；
D 拿管的手要保持干净，带血渍的手指不要接触管的两端，易造成凝血，可用醇水擦洗。
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大鼠眼眶取血流程
4固定采血
你嘲笑我一无所有，不配去爱，我可怜你总是等待。
你可以轻视我们的年轻，我们会证明这是谁的时代。

大鼠和小鼠的采血方法

大鼠和小鼠的采血方法1.麻醉方法：在采血前，先给大鼠或小鼠进行麻醉，以减少它们的疼痛感受。

常用的麻醉方法有以下几种：-静脉麻醉：将合适剂量的麻醉剂通过尾静脉或背静脉注射给大鼠或小鼠，使其进入麻醉状态。

-吸入麻醉：将麻醉气体或气溶胶通过麻醉箱或麻醉罩给大鼠或小鼠吸入，达到麻醉效果。

-局部麻醉：将麻醉剂涂抹在采血部位的皮肤上，使局部麻木，减少疼痛感。

2.采血部位：常用的大鼠采血部位有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉等，而小鼠采血部位则有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉、前肢静脉等。

3.采血工具和器材：-采血针：选择合适大小的采血针，不同大小的动物需要选择不同规格的针头。

-注射器：用于抽取和储存血液样本的容器。

常用的有离心管、毛细管等。

-注射器插管：将采集到的血液导入注射器中储存。

4.采血方法：-尾静脉采血：将大鼠或小鼠的尾巴用温水浸泡，使其尾部静脉扩张。

然后用酒精消毒尾巴，用手指轻轻压住尾部静脉靠近尾根的部位，使尾尖鼓胀，再用采血针针尖刺破尾尖的皮肤，顺着静脉方向将血吸入注射器中。

-颈静脉采血：将大鼠或小鼠定位于侧卧位，用酒精消毒颈部的皮肤。

手指轻轻压住颈侧的静脉，使其充血，然后用采血针针尖针插入触及到静脉，将血液吸入注射器中。

-眼眶突静脉采血：先给大鼠或小鼠进行眼眶突的局部麻醉，随后用消毒酒精将眼眶突部分消毒。

再用适当大小的针头插入眼眶突静脉，将血液抽取到注射器中。

5.采血后的处理：-停血：采血后需用无菌棉球或无菌纱布轻轻按住针刺处，让血液凝结停止流血。

-保存：将采集到的血液样本转入离心管中，用离心机离心，分离血浆和血细胞。

将血浆或血细胞储存在冷冻管中，冷冻保存。

以上就是大鼠和小鼠采血的最全方法。

在进行采血操作时，需要注意动物的麻醉和疼痛管理，操作要轻柔、快速、准确，以减少动物的痛苦和疼痛。

另外，为了确保采血的科学性和准确性，还需要遵守实验室的相关规范和伦理要求，确保实验与动物实验道德的合理性。

尾静脉采血技术操作流程__概述说明以及解释

尾静脉采血技术操作流程概述说明以及解释1. 引言1.1 概述:尾静脉采血技术是一种常用的实验动物采血方法，通过从小鼠或其他实验动物的尾部提取静脉血样本，为科研工作和临床实践提供了重要的生物学信息。

这种技术简单易行，具备许多优势，如非侵入性、低风险以及能够提供较大的血样本量等。

1.2 文章结构:本文将首先介绍尾静脉采血技术的操作流程，包括准备工作、操作步骤等；接着将详细说明需要注意的事项和安全措施，以确保采血过程中不会造成损伤或感染；然后将列举常见困难并提供相应解决方法；最后将总结该技术的操作流程，并对其应用范围和优势进行讨论，并展望未来发展方向与挑战。

1.3 目的:本文旨在提供一个清晰明确、详细可行的尾静脉采血技术操作流程指南，帮助读者正确掌握该技术并进行顺利实施。

同时，通过解释操作流程中的每个步骤和涉及到的注意事项，读者将对尾静脉采血技术有更深入的了解，并能够避免常见错误和困扰，从而提高实验成功率。

2. 尾静脉采血技术操作流程：2.1 简介尾静脉采血技术：尾静脉采血技术是一种常用的实验动物（如小鼠、大鼠等）体内取样的方法。

此技术通过在动物的尾部静脉采集样本，用于进行生理、药代动力学以及毒性研究等方面的分析和评估。

2.2 操作流程步骤：（1）选择适当的尾部：确保选择一个适合插入针头并让尾部稳定的区域。

宜选择毛发较少、无明显血管外突或肌肉组织过厚的位置；（2）准备工作：对实验动物进行安抚，并清洗尾部。

注意消毒使用无菌盐水或酒精棉球沿着要插入针头处轻轻擦拭。

（3）握紧尾巴使之充满血液：轻轻地将手指放在离希望采集样本点约5-10mm 远处，并且用另一条手臂固定住该只实验动物，然后从基底向远端按压尾部。

轻揉或敲击尾部也能增加静脉血液流动，有助于良好的血样质量。

（4）定位针头入口点：掌握一个45度角度，并用与尾部平行的方向将针头靠近至入口点。

（5）穿刺：稳定手臂和针头，确定好入口点后，快速而坚决地推入穿透皮肤并进入血管。

大鼠取血方法

大鼠取血方法1. 割（剪）尾采血：当所需血量很少时采用本法。

每鼠一般可采血10余次以上。

小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3〜0.5ml。

1.4見尖采血才法将大杖囲進好•阳50乜左右SL水根池城部妁2 血骨充血后•用球消黑、擦干BU匕用消澎手术旳的去尾尖3 ■ 10mi叭魅后从用根那向尼尖檢忙血fl朋尖流岀。

此法町采L5-2 mL2. 鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。

先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。

用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出，一次可采集10〜50mm3。

如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

3. 眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。

将天M冊建庄实验台边Sfir左手抓囂大區拥那皮肤囿定头部，井轻轻向下压迫用導先稚备好的io 号舍JM甘头顶蝎（怦尖斛閒朝内人垂氏插人内就并向眼底方向转动以便切开押体丛「血敕便会连缨不斷地溝人采血用此法大约可取？-3 取血宪毕•立刻用脱册郴压迫也环境材料0.9mm x 100mm,背牛人习櫃便用丫经常骨—断.30mm晴、弁去屮阀段=EP 曲虻人0.1% IH-比钠< >150U/mgJ 0J mL-均匀涧湿・50P减下I輻适帀1mL伞血的抗甌效果肛人取血则感须熒I R J衿住骨的质昂.杯号井汕. 邀当劣备.1 Mi ■. ■■ iV ■■■. >■ -K> ■宽敬台曲*輕了F组多步驟同时操作］| ■ cm ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■■ ■琴L9tt»EP&J动物处理功物作亟耍求权不% J 250g给西前禁的2・24h・给药前探前0.5-1-Oh fe0.5-1.0% iV/W）给水实验粥问•补充休液.H前苛煜为:取血质常胃给予等统计4•理社加衙帝樹涪液.实验之后,外用泊炎药涂布眼部2 <1AF保定2压迢颈曽3加的剌入4固定采血5去背止jft 6样加擂匀4.叵定身怎.圧住石肢，放桧手祈，緞轿毛ML沆畅出血.6血样曾轻轻罷匀,防止窠血・濤血.Step 1A建议；L于内枚鼻•涌陆止摟見：B 一定更帶手豪；C开址必倾卑牢83定隹头邙头那乱动.扎位JT黑易棉僞离.且易枕咬伤:D可衣此叶将丸只取如的的乍須剪掉.彷止按总栽£・1 •料大R歿壬牲歐1±.捋钟*3 •右手持“曾从纹内*部，与6L土脱45的.从轻剌入5•取血丸成，之EF瞼去歿部压力.再采去界拔出，按圧吐上.1左手保定Stcpl.W大鼠按压在亂笼上.il&Wfff：藝部t2•紧携頤都，R追頌两侧.使卑突出・匝后铮脉丛充血r»ge 7•押•Stcp2A 可円管试来鼻段碰Cl 球是否巳疑突出.1'此甘丈乱反此身扎JU ♦窑・保送爪緊钓司时.不ttKii.便其宣息死亡.Step3A 针头钎面走尙at 班・的入后再转一定角度便斜面廿着瓯聊&界；B 制入凍度.小区为2・4・大区釣卜X ・考禺型有也力时即护止牠进. 同时.管逼出约0. 1-0. 5twr ・边迅边就转；C 不要使用管的尖位伶利期描入. 场穷璇購碎片右叹内，迪成持纹伤芳. 使埒下次反抗增“；D 拿昔的子要保持工净，常血潢的子損不妥搽狀管的的坊，另龟安疑血・可刃鮮水搏洗・Sgp2•禁祖fiS 部.压迪 it两侧・使銀交出.屯一I 后静脉丛It 血Step! WL 內如, 45匸夬代・戎转倒入，夂转谴出.A -般血减速戊快.证明•«膩了殴匝劝脉. 如舉白兀迄皮慢.证明要调怒皂侦胥的位JL 占液祁克釘爼保中了，没版毛师打漉出来；B岀血过租*知週到出£不杨不用着宦械毛如管可以调兰一下毛细管的扎入付Jf或深戎浅的找止一下&会玄新沉出；C加肴“浹已经冬毛fw$中｛固必须込迫拔除毛细管，再搽工净眼哺.f*JMf4L4t；D筝到出血点将力it 删到大II的身体上大鼠出现英动的惜况檢大的一邯分力是他旳吉吹仗出来约保迄抱的后咬尢法乱蹬就瓮很好的供定大鼠.集后传中指和*第处… •U可以保iL血淹的雁畅5去育止ItStep SA自曙自繪宣的血量6.即冷去3千到1部的圧力.同时.并覆土茎抜出.以防土术6 £併扎出直.B尿乞把1RM罔18的血潢摄干冷，遊丸储块附徇下次2・6"品摇匀S"M・血桿片U经汎勺.---- 障止心・Step 44同龙采血・ ±fr 力.将集血2｛锻出.扶/!止血\ -* II4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。

大鼠取血方法

大鼠取血方法1.割(剪)尾采血：当所需血量很少时采用本法。

每鼠一般可采血10余次以上。

小鼠每次可取血，大鼠～。

2.鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。

先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。

用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。

如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

3.眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血；体重200-300g大鼠每次可采血，可适用于某些生物化学项目的检验。

4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。

右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。

小鼠可采用约～1.2ml;大鼠约5-10ml。

5.心脏采血：鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。

假设做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。

小鼠约；大鼠约。

1.浅麻醉大鼠2.四肢展开固定在平板上3.按常规碘酒、酒精消毒后4.用食指感觉心博最动处5.大约在胸骨下缘1/3处、稍偏左左右的地方垂直进针〔1/4号〕6.针头抵心脏有明显的搏动感，再稍进针，有空虚感，血液跳跃而上针腔7.从血液的颜色很容易判断在心室还是心房，一般都在心室8.多次同一大鼠的心脏采血，切记初次进针的位置及深度，不要随意更换固定姿势！9.我每次取1ml血液，大约可操作4-5次〔200g大鼠〕6.颈动静脉采血：先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，别离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。

在气管两侧别离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。

离心取上清后，余下的红细胞加适量生理盐水从尾静脉中回输给大鼠，这样可能对大鼠的血量、体内药物的浓度等影响均小些。

颈动静脉插管:1.麻醉后手术,大鼠固定后头朝自己,颈部中线附近开1-2厘米口,用弯止血钳钝性别离,动脉在中间,静脉比较靠边,而且分支较多,找到较粗的部分,小心,耐心别离,用线结扎远心端,在近心端预置一结扎用线,用止血钳牵拉远心端线,使血管充盈,显微剪剪开小口,插管,结扎.插管封口.(打结即可)2.动脉方法相似.3.将动静脉插管引至背后,分清动静脉,一般手术后17小时或更长时间开始给药,取血,通常动脉取血,静脉给药,期间要用肝素冲管道.颈静脉采血：采血者可以站在动物头端，不需要麻醉动物，用个硬纸筒稍固定头部防止动物咬，左手固定将头部稍向左扭一下，会看见出现一个三角区，右手持注射器平行于三角区正中进针就可以了。

大鼠小鼠采血标准操作规程

目的规范实验人员进行大、小鼠采血的操作程序。

适用范围适用于需要对大、小鼠的采血操作。

职责.1 管理人员负责监督、管理；.2 实验动物中心技术员负责指导、教学；.3 实验人员选择合适的采血方法，并严格遵守本规程。

规程.1 大小鼠常用的采血方法有：眼眶静脉丛采血、剪尾采血、摘眼采血、心脏采血。

.2 眼眶静脉丛采血操作规程（如图）.2.1 采血前可按《大鼠小鼠麻醉标准操作规程》(CCAL-SY-SOP-24)将实验动物浅麻醉，但一般情况下不用。

.2.2 按抓取方法抓取实验动物，左手拇指、食指从背部较紧地握住实验动物的颈部（应防止动物窒息）。

.2.3 取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。

右手持长颈(3-4cm)硬质毛细玻璃管（内径 0.5-1.0mm），将采血管与面部成 45°的夹角，在泪腺区域内，用采血管由眼内角在眼睑和眼球之间向喉头方向刺入。

.2.4 刺入深度小鼠约为 2-3mm，大鼠约为 4-5mm，当达到蝶骨感到有阻力时，再稍后退 0.1-0.5mm，边退边抽。

.2.5 将采血管保持水平位，稍加旋转并后退吸引，由于血压的关系，血液回自动流入玻璃管中。

.2.6 得到所需的血量后，立即除去加于颈部的压力，同时拔出采血管。

为防止术后穿刺孔出血，用消毒纱布压迫眼球 30 秒。

.2.7 20-30g小鼠每次可采血0.2-0.3ml，200-300g大鼠每次可采血0.4-0.6ml 采血部位大约 3-7d 修复）。

.3 小鼠眼眶采血简易方法：用注射器针头代替毛细玻管，插入后挑起或压迫眼球，血液自动流出滴下。

.2 剪尾采血操作规程需血量较少时常用此法。

先将实验动物固定，将鼠尾浸在 45-50℃温水中浸泡数分钟或使用酒精棉球反复擦拭擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1-2mm(小鼠)或 5-10mm(大鼠)，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接使用吸管吸取。

小鼠常用采血方法

小鼠常用采血方法小鼠采血是实验动物学中非常常见的实验操作，用于获得血液样本进行生化分析、免疫学研究以及血液学指标检测等。

常用的小鼠采血方法有尾静脉采血、眼眶静脉窦采血和颌下静脉窦采血等。

尾静脉采血是小鼠采血最简单、最常用的方法之一、下面将详细介绍尾静脉采血方法步骤：1.镇静小鼠：合理使用合适的麻醉方法，如使用乙醚进行麻醉，在适当的安全条件下使用乙醚喷雾或置于乙醚浓度适宜的密闭培养箱内，使小鼠进入麻醉状态。

2.准备采血工具：如细针管、吸球和样本采集管等。

3.绑扎尾部：将小鼠放置在固定装置（如支架）上，用滑动环或橡皮筋等绑扎尾部，使尾静脉充血。

4.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭尾部，以保持清洁。

5.采集血液样本：用细针管小心地刺破尾皮，迅速插入尾静脉，然后通过线性轻压尾部顶部，使血液进入针管中。

可以使用吸球来调节吸力，避免过度吸血，以免小鼠失血过多。

6.采完血样：迅速拔出针管，释放扎绑尾部的绳索或橡皮筋。

7.处理伤口：在采血后，可以用棉球轻轻按压以控制出血，并使用抗菌药膏涂抹伤口，加快伤口的愈合。

眼眶静脉窦采血是另一种常用的小鼠采血方法，这种方法更适合于需大量采血的实验。

具体步骤如下：1.镇静小鼠：使用适当的麻醉方法，如乙醚麻醉。

2.固定小鼠：将小鼠放置在固定装置上，使它的头部稳定。

3.准备采血工具：如微量注射器、吸球和注射针等。

4.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭眼眶区域，以保持清洁。

5.采集血液样本：用微量注射器或注射针小心地插入眼眶角内，慢慢吸取血液样本。

可以使用吸球来调节吸力，避免过度吸血。

6.采完血样：迅速拔出注射器或注射针。

7.处理伤口：在采血后，可以用棉球轻轻按压以控制出血，并使用抗菌药膏涂抹伤口，加快伤口的愈合。

颌下静脉窦采血是适用于大鼠、小狗等大型小型动物的一种采血方法，下面是具体步骤：1.镇静动物：使用适当的麻醉方法，如乙醚麻醉。

2.准备采血工具：如采血针、血液采集管等。

3.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭颌下区域，以保持清洁。

小鼠大鼠家兔采血实验报告

小鼠大鼠家兔采血实验报告
采血的目的就是为了制备新鲜血液，我们通常在使用血清等时都要进行小鼠或大鼠或家兔来采血。

但是不同种类的实验动物之间也有一定差别，那么我们该如何选择呢？这里我给大家介绍几个方法：
首先用酒精棉球擦拭小鼠耳缘静脉、尾根部动脉和尾巴上的静脉，观察其出血情况；而且要求酒精棉球能够迅速干燥，否则小鼠因被毛吸附了酒精可能会引起皮肤灼伤甚至死亡，若小鼠已经熟睡还应该观察小鼠眼睛、鼻子周围有没有分泌物流下，如果眼睑发红，并伴随打喷嚏等症状说明可能患了感冒。

其次向实验台中央倾倒无菌培养皿中所需的全血，再让小鼠侧躺，用右手食指触摸小鼠背部脊柱两侧凹陷部位，判断这块区域是颈动脉窦（右侧）还是腹股沟浅淋巴结（左侧）；当然这些标准只适合于做小鼠相关研究的实验人员。

再者将家兔左后肢从关节处剪断，避免肢体重复使用导致细菌污染；另外可以看到实验者轻拍臀部能听见清脆响声说明小白鼠运动神经完好；反之则表示缺乏运动神经，这样也可以判断一些非自主性运动功能疾病；最后剪开兔耳廓的第三眼睑，露出耳道深处的鼓膜，可检查有无炎症或异物存留，比较简单易操作。

采集血量对小鼠一般不少于5毫升，家兔一般不少于10毫升。

通过阅读以上文字大家就应该知道实验动物的选择很重要，希望这篇文章对你有帮助！。

采血方法

查看文章实验动物的取血方法2007-11-10 11:01采血方法（1）小鼠和大鼠①尾尖取血将动物装在固定筒内，露出尾巴。

将尾共剪掉1～2mm(小鼠)或5cm(大鼠)，然后自尾根向尖端按摩，血自尾尖流出。

亦可先将鼠尾泡于500C热水中，揩干后剪去尾尖，取血后用棉球压迫止血。

此法可反复多次取血，小每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。

②眶动脉和眶静脉取血将动物头部按住并压迫眼球使突出充血后，以止血钳迅速钳取眼球后。

眼眶内很快流出血液，将血滴入玻璃器皿内，达到所需采用量后用棉球压迫眼眶止血。

此法所取血量较多，小鼠每次可采血0.2～0.3ml，大鼠每次可采血0.5～lml，动物可存活。

间隔数日后可自另一侧眼眶取血。

③眼眶后静脉丛取血用一长约7～lOcm的玻璃毛细管(内径约1mm)，另端渐扩大呈喇叭形，将其尖端折断。

折断端锋利，预先将玻璃管浸入l％肝素溶液，取出干燥。

取血时左手抓住鼠两耳间头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。

右手持毛细管，将其尖端插入眼睑与眼球之间并向眼底方向移动，稍加吸引，血液即流入玻璃管中。

取血完毕拔出毛细管，左手放松出血即停止。

毛细管就叫“玻璃毛细管”，是硬质中性玻璃，内径：0.9--1.1mm, 壁厚0.1--0.15mm 管长120mm。

④股静脉(或股动脉)取血麻醉动物背位固定，切开左或右腹股沟的皮肤，作股静脉或股动脉分离手术。

注射针穿刺股动脉或股静脉抽血，也可在颈静脉或颈动脉处穿刺取血。

此法小鼠可采血0.2～0.8ml，大鼠约0.4～0.6ml。

⑤断头取血用剪刀剪掉鼠头，立即将鼠头向下，提起动物，将血滴入容器内。

小鼠可采用0．8～1.2ml，大鼠5～lOml。

（2）豚鼠①心脏取血豚鼠背位固定，左手触摸心脏搏动最明显处。

一般在胸骨左缘第4～6肋间隙，用注射针刺入心脏。

血液即进入注射器内，取血宜迅速，以防血液凝固。

本法取血量多，可达15～20ml。

实验动物取血,尿液,其他体液的采集,实验动物的剖检方法

名称：生物样品的采集及实验动物的解剖和脏器系数测定标准操作规程(SOP)关键词：生物样品的采集实验动物解剖脏器系数测定目的：在药物毒理学研究中，常常需要收集实验动物的血液、尿液或其它体液进行常规检查或生化分析，因此，正确采集实验动物的生物材料是药物毒理学最基本和最重要的操作技术。

对实验动物进行大体解剖检查是药物毒理实验的常规观察项目，简便易行并能提供重要资料。

测定动物死后器官湿重和含水量是常用的指标之一，可以从大体标本大概地估计内脏器官病变的程度，特别适用于某些可致内脏水肿、实质细胞肿胀、间质纤维组织增生或脏器萎缩等药物的研究。

组织匀浆的制备以及在匀浆技术的基础上发展起来的亚细胞结构分离技术，也是药物毒理实验的重要技术之一。

学习和掌握药物毒理学试验中常用的生物材料的采集方法；实验动物的处死方法、大体解剖检查、脏器系数和含水量的测定以及组织匀浆的制备；了解病理切片常规收集样本的部位和方法。

主体内容（一）血液的采集1、大鼠与小鼠的采血方法：①鼠尾采血：当所需血量很少时采用本法。

固定动物并露出鼠尾，将尾部浸入45~50℃温水中数分钟，使尾静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦试消毒。

剪掉尾尖（约0.2~0.3cm），拭去第一滴血。

然后用血色素吸管定量吸取尾血，或将尾血直接滴入容器内。

采血完毕用干棉球压迫止血。

亦可不剪尾，用7~8号注射针头连上注射器直接刺破尾静脉采血。

②眼眶静脉丛采血：当需用中等量的血液，而又避免动物死亡时采用本法。

左手拇指及食指紧紧握住大鼠或小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。

右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦部以45°角刺入，刺入深度小鼠约2～3mm, 大鼠4～5mm。

若遇阻力稍后退调整角度后再刺入，如穿刺适当，血液能自然流入毛细管内。

得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血。

③断头采血：当需用较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用本法。

大鼠和小鼠的编号分组、给药和采血实验实验报告

大鼠和小鼠的编号分组、给药和采血实验实验报告一、实验目地：通过实际操作，掌握小鼠地一般操作方法，包括小鼠地抓拿、标记、给药（灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。

二、实验动物：大鼠、小鼠（雌雄）三、实验步骤：1、抓取和固定，标记编号分组2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、采血血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法麻醉：氯胺酮腹腔麻醉5、处死：脊椎脱臼法6、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性：双角子宫、卵巢、肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠地尾根部固定：抓住小鼠地尾根部，让小鼠在粗糙面上爬行，后拉尾跟部，右手地拇指和食指抓住小鼠两耳及其间地颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面．并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针后灌生理盐3、注射给药:腹腔注射:从下腹部地两侧进针,进针时针与腹复部成45度，进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左左手中指和拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射生理盐水.注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。

4、采血从眼角内侧处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。

5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重，按地药量给药，分钟麻醉成功6、处死：脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促地力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢肾上腺：米粒大胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状，胆囊：芝麻大小，浅绿色，半透明，甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。

五、实验讨论1、小鼠抓取地感受：小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定．通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定．如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作，如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

交流：大鼠-PK-取血操作

血样处理
血样处理
血清不抗凝
A全血37℃ 水浴0.5~1h，
B全血室温静置 0.5-1h，
低温冰箱过夜）
离心，取上清液，低温保存
短时间内（< 30 min）
血浆肝素钠抗凝
低速（< 4000）离心（10min）
血浆/全血（V/V）前五点低于40%--后续60%
离心，取上清液，低温保存
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汇报完毕，谢谢！
你只闻到我的香水，却没看到我的汗水。
你否定我的现在，我决定我的未来！
你嘲笑我一无所有，不配去爱，我可怜你总是等待。
你可以轻视我们的年轻，我们会证明这是谁的时代。
梦想是注定孤独的旅行，路上少不了质疑和嘲笑，
但那又怎样？
你只闻到我的香水，却没看到我的汗水。
你否定我的现在，我决定我的未来！
Step3 A 针头斜面先向眼球，刺入后再转
一定角度使斜面对着眼眶后界； B 刺入深度，小鼠约2-3mm，大鼠
约4-5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，管退出约0.1-0.5mm，边退边旋转；
C 不要使用管的尖锐锋利端插入，易留玻璃碎片在眼内，造成持续伤害，使得下次反抗增加；
D 拿管的手要保持干净，带血渍的手指不要接触管的两端，易造成凝血，可用醇水擦洗。
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大鼠眼眶取血流程
4固定采血
Step4.固定身体，压住后肢，放松手指，调整毛细管，流畅出血。
Step 4
A 一般血流速度快，证明插破了眼眶动脉，如果血流速度慢，证明要调整毛细管的位置，血液都流到组织中了，没顺毛细管流出来；
B 出血过程中如遇到出血不畅不用着急拔毛细管可以调整一下毛细管的扎入位置或深或浅的挑正一下血会重新流出；

实验动物采血技术给药技术(一)

（2）腹腔和静脉给药麻醉法非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂的作用长短以及毒性的差别。所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量。
2．局部麻醉 ⑴ 猫的局部麻醉一般应用 0.5～1.0% 盐酸普鲁卡因注射。粘膜表面麻醉宜用 2% 盐酸可卡因。 ⑵ 兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。 ⑶ 狗的局部麻醉用0.5～1%盐酸普鲁卡因注射。眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
二、兔的性别鉴定
Female
Male
第三节年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
日龄/d 1 3 4 5 8 外观形态特征仔鼠裸体鲜红耳壳露出表皮脐带瘢痕脱落能翻身能爬行
日龄/d 10 9～11
外观形态特征能听到声音全身被白毛，门齿长出
13～15
采血时要注意
采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在 25～28℃，冬季，15～20℃为宜； ② 采血用具有采用部位一般需要进行消毒； ③ 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； ④ 若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。
①
１．取少量血部位ａ．尾静脉ｂ．耳静脉ｃ．眼底静脉丛 d．舌下静脉动物种类大鼠、小鼠兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊兔、大鼠、小鼠兔
尾部采血
心脏采血
二、豚鼠的采血方法 1．耳缘剪口采血 2．心脏采血方法同大、小鼠。 3．股动脉采血方法同大、小鼠。 4．后肢背中足静脉采血

大鼠和小鼠的采血方法(最全)

大鼠和小鼠的采血方法（最全）这里主要介绍几种大小鼠的采血方法，以帮助试验中需要用到相关技术的人员。

1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。

固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。

将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。

如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。

也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。

这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。

（2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。

用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。

刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。

当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。

得到所需的血量后，拨出毛细管。

若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。

（3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。

左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。

小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。

（4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。

先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。

此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4～5％的血液量，是一种较好的取血方法。

课件-医实动学实验(大鼠、小鼠)

实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。

[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。

生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。

2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。

、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。

（四）号牌法：用于大动物实验。

二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。

3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。

四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。

[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。

2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。

3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。

4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。

5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。

[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。

2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。

大小鼠血清采集

大小鼠血清采集一、仪器耗材（一）共用低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。

（二）小鼠1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。

（三）大鼠麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。

二、操作方法（一）小鼠血清的采集1、摘除眼球采血（1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。

2、分离血清（1）将EP管中的血室温静置2小时；（2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。

3、注意事项（1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜；（2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；（3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量；（4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；（5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液；（6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血；（7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血；（8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。