植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师
实验2-3 胡萝卜愈伤组织继代培养基的配制
（2）植物材料的表面灭菌和接种
①操作人员洗手消毒
②装材料的容器及玻璃棒用酒精表面消毒
③将待消毒的材料浸入75％的酒精中10秒， 取出用无菌水冲洗干净。 ④倒入消毒剂（ 0.1%HgCl2 ）并计时
⑤到预定时间（20分钟）后倒出消毒液并 用无菌水清洗干净。
⑥将材料切块后接种到诱导培养基上。
6 实验流程
（1）准备工作
① 外植体表面灭菌前的准备工作 a 接种室的清洁和消毒； b 超净工作台的开机和消毒；
c 消毒溶液、无菌水、装等的准备。
② 实验材料的准备
a 准备新鲜健康的胡萝卜肉质直根作实验 材料；
b 实验材料的修整、刷洗、冲洗； c 用洗衣粉水或肥皂水浸洗后再用自来水 冲净。
（2）胡萝卜愈伤组织增殖培养基的配制
配方：MS基本培养基＋ 2mg/L NAA＋ 0.1mg/L 6-BA＋200mg/L水解酪蛋白＋ 0.7 ％琼脂＋3％蔗糖 配制流程：同胡萝卜愈伤组织诱导培养基 的配制
作业
详细写出胡萝卜愈伤组织诱导培养的操作 步骤。
实验2-2 胡萝卜愈伤组织的诱导
1 实验目的
通过本次实验，使同学能够熟练掌握外植 体的表面消毒技术和无菌操作技术。 2 实验原理 将胡萝卜的贮藏根（根的变态）表面消毒 后切割成小块接种于愈伤组织诱导培养基 上，诱导外植体脱分化产生愈伤组织。
3 主要实验用具和仪器
用具：酒精棉球、小块纱布、已灭菌滤纸、 枪状镊子、手术剪、解剖刀、已灭菌培养 皿、酒精灯等。 仪器：超净工作台、恒温培养箱 4 药品和试剂 胡萝卜愈伤组织诱导培养基、无菌水、75 ％酒精、0.1%HgCl2。 5 实验材料：胡萝卜肉质直根
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告实验目的：本实验旨在探究水稻愈伤组织的诱导方法，为将来的水稻遗传改造研究提供参考。
实验材料和仪器：1. 材料：水稻种子、MS培养基、植物生长调节剂2,4-D、生长调节剂TDZ、无菌器具、琼脂、无菌操作室。
2. 仪器：无菌操作台、显微镜、实验室平衡器等。
实验步骤：1. 生物材料准备：选取幼苗期生长良好、品种鲜明的水稻种子作为材料。
将水稻种子进行表面消毒，处理方法为分别用70%的酒精和5%的次氯酸钠(1:1)混合消毒3-5分钟，然后充分清洗。
2. 建立组织培养体系：将消毒后的水稻种子在无菌操作台上进行分离培养。
将种子取出后，从胚乳中取出胚轴，用剪刀消毒后放入含有MS培养基的无菌培养瓶中，置于无菌操作室中进行培养。
在35-37°C下连续培养3-5天。
3. 筛选愈伤组织：将培养2-3天的胚轴等植物试管苗等组织放置在含有不同浓度的2,4-D和TDZ的培养基中，培养10-15天。
筛选出生长具有愈伤能力的组织，采用显微镜等方法进行观察，并进行相应的分离和培养。
4. 愈伤组织的维持和复壮：将筛选出的愈伤组织维持在含有2,4-D和TDZ的培养基中，定期进行转移或分离。
当愈伤组织增生至一定程度后，将其转移到不含激素的培养基中，进行复壮。
实验结果：在实验过程中，我们选择了4个不同浓度的2,4-D和TDZ进行培养，筛选出了愈伤组织，并进行了维持、修复工作。
经过5次转移和增殖培养，我们成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
结论：本实验采用的方法可行，成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
本研究为今后的水稻遗传改造和抗性育种提供了良好的基础。
植物愈伤组织诱导培养基的配制
植物愈伤组织诱导培养基的配制植物愈伤组织诱导培养基（简称愈伤培养基）是一种含有特定激素和营养物质的培养基，其主要作用是诱导植物体组织形成愈伤组织，从而实现植物组织培养、育种等研究。
本文将介绍植物愈伤组织诱导培养基的配制。
一、基础盐溶液的配制基础盐溶液是愈伤培养基的基础成分，其配方基本固定，主要成分包括无机盐和蔗糖等。
基础盐溶液的配入量不同，会影响培养基的pH等指标。
基本的基础盐溶液配方：碳酸钾（K2CO3）2.5g、硝酸铵(NH4NO3)1.0g、硫酸镁（MgSO4·7H2O）1.0g、氯化钙（CaCl2·2H2O）0.15g、磷酸二氢钾（KH2PO4）0.25g、蔗糖20g、亚硫酸氢钠（NaHSO3）0.25g、维生素B5（nicotinic acid amide）0.1mg、维生素B1（thiamine·HCl）0.1mg，配入1L蒸馏水中。
注意：不同植物种类的愈伤培养基种类略有不同，需要根据实验需求和特性进行差异化调整。
二、植物生长素的添加植物生长素是愈伤组织诱导的必要因素之一，常用的生长素有IAA、IBA、NAA、2,4-D 等，其中2,4-D是最常用的生长素。
植物生长素的添加量需要视植物种类、处理目的和生长素种类而定。
一般情况下，2,4-D的添加量为1-2mg/L，但不同品种之间的生长素敏感性可能不一致，因此需要优化试验条件。
如果使用IBA或NAA等生长素，其配入量一般为0.1-0.5mg/L。
三、其他添加物除了基础盐溶液和植物生长素外，愈伤培养基还需要添加其他营养物质、激素等。
下面列举了一些常用的添加物及其配入量：1、硫酸甘露醇（mannitol）：2-3%。
用于储存或早期培养。
2、水杨酸（Salicylic acid）：10-500mg/L。
用于抑制愈伤组织的黑化和坏死。
3、多种维生素：如维生素B1、B5、C，一般用于添加到培养基中的含量为5-10mg/L。
胡萝卜肉质根愈伤组织的诱导及继代增值培养实验报告
综合性实验报告胡萝卜肉质根愈伤组织诱导及继代增殖培养一、实验原理及目的（一）实验目的1、通过MS培养基母液的配制和保存，掌握配制于保存培养基母液的基本技能。
2、通过MS固体培养基的配制，掌握培养基的制备基本技能。
3、学会和掌握诱导愈伤组织的基本技术。
4、初步掌握组织培养的无菌操作技术。
5、初步掌握外植体的消毒技术。
6、掌握组培室常用的化学试剂。
7、学会和掌握愈伤组织继代培养的基本操作技术。
（二）实验原理1、配制培养基时，为了使用方便和用量准确，通常采用母液法进行配制，即将所选培养基配方中各试剂的用量，扩大若干倍后再准确称量，分别先配制成一系列母液置于冰箱中保存，使用时按比例吸取母液进行稀释配制即可。
2、在自然情况下，根主要为植物吸收和固定的重要器官，同时，有些植物的根亦具有繁殖的功能。
植物根生长快、代谢能力强、变异小，使得其在研究根的营养吸收、生长和代谢的变化规律、器官分化、形态建成规律等方面具有重大的理论与实践意义。
依据细胞全能性原理，即指任何具有完整细胞核的细胞（动物、植物等），都拥有形成一个完整个体所必需的全部遗传信息（DNA）。
就胡萝卜根来说，其肉质根细胞同样具有形成完整再生植株的能力。
这种由单个根衍生而来并经继代培养而保存的，在遗传上具有一致的根的培养物，称为离体根无性系。
利用这些离体根的无性系可以进行器官再生体系、苗木无性系快速繁殖和其他方面的实验研究。
3、愈伤组织（callus）原指植物体的局部受到创伤刺激后，在伤口表面新生的组织。
它由活的薄壁细胞组成，可起源于植物体任何器官内各种组织的活细胞。
在植物体的创伤部分，愈伤组织可帮助伤口愈合；在嫁接中，可促使砧木于接穗愈合，并由新生的维管组织使砧木与接穗沟通。
在植物器官、组织、细胞离体培养时，条件适宜也可以长出愈伤组织。
其发生过程是：外植体的活细胞经诱导，恢复其潜在的全能性，转变为分生细胞，继而其衍生的细胞分化为薄壁细胞组织而形成愈伤组织。
愈伤组织诱导培养
五、实验步骤
芦荟 1、将准备好的芦荟幼苗在无菌中冲洗数次。 2、取茎尖部分，再冲洗1-2次，淋干，紫外灭菌30分钟 3、在超净台上，用75%的乙醇将茎尖浸泡30-60s 4、再用升汞（0.01％）浸5-l0min，最后用无菌水冲洗数 次。无菌纱布吸干水份 5、用解剖刀取出茎尖生长点的组织切块，接种到愈伤组 织诱导培养基上。 MS+(1一6mg/ L)BA+(0.1一0.5mg/L)NAA 苄基嘌呤（BA）；萘乙酸(NAA) 6、培养条件：光照 10-12h，光照度为 1000一2000Lx， 温度(25士)2℃。
实验一植物愈伤组织诱导培养
一、实验名称
植物愈伤组织诱导培养
二、实验目的
1、掌握MS培养基的配制方法 2、初步掌握植物外植体无菌操作的基本步骤
三、实验材料
1、芦荟 2、月季
四、主要实验器材
1、剪刀 2、解剖刀 3、长角镊子 4、超净工作台 5、9cm培养皿 6、封口膜 7、烧杯 8、吸管 9、废液缸 10、橡皮筋
月季
1、枝条切去叶，再剥去附在茎上的叶柄及皮刺。 2、清水清洗、擦干 3、2～3厘米一段，每段至少一个侧芽。 4、装入消毒过的培养皿，紫外灯灭菌30分钟。 5、用饱和漂白粉上清液作表面灭菌25～30分钟 （也可使用乙醇；升汞） 6、无菌水涮洗数次，无菌纱布吸干水分 7、接种到培养基上： MS+(0.3一10mg/ L)BA 8、培养条件：光照 10-12h，光照度为 800一 1200Lx，温度21-25℃。
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料植物愈伤组织诱导培养实验实验目的：1.掌握植物愈伤组织的诱导和培养技术；2.了解植物生长素和植物生长调节因子的作用；3.实践动手能力，培养分析问题、解决实际问题的能力。
实验步骤：1.实验材料种子：芸苔、小麦、玉米等试剂：琼脂、SD综合培养基、激素溶液、酒精灯、移液管等2.种子的表面消毒取适量的芸苔种子，用70%的酒精灯烧消毒。
将种子放入无菌蒸馏水中浸泡20分钟，再用三次含酸性消毒液（NaClO）洗涤。
洗涤后，用无菌蒸馏水洗三次，并将水倒掉。
将种子放在干净、无菌的滤纸上晾干。
3.愈伤组织诱导3.1 试剂配制将SD综合培养基和激素溶液按体积比例配制成诱导培养基。
激素溶液的配方参考如下：IAA：千叶素：6-BA的比例为 10：1：1，浓度为0.108 mg/L；3.2 培养陈列室准备工作实验室必须具有无菌灯、搅拌器、制冷箱或培养箱等基本的实验设备。
实验前清洗设备，使用高压蒸汽或酒精灯等方式灭菌。
在无菌条件下制备琼脂、移液管、培养瓶等。
在实验操作台上，用70%的酒精清洗双手，并用无菌纸巾擦拭干净。
3.3 培养基的制作制好的培养基分装到15ml的培养瓶中。
琼脂用70%酒精擦拭干净，均匀铺在实验平台上，用于接种组织。
3.4 组织接种将种子放在培养基上，用无菌铁丝按一定距离排列成一排。
取出种子，切成0.5-1cm的暴露在外的子叶或幼芽，然后在接种组织区域按照一定距离进行均匀排列。
将培养瓶密封，并放在指定的温度下生长。
4．实验结果的处理和分析4.1 愈伤组织的诱导情况观察家哈的发育情况，如出现愈伤组织的形成，记录其在构型，大小等。
4.2 理化指标的测定在诱导完成后的期间，测定愈伤组织中的蛋白质含量，葡萄糖含量，游离氨基酸含量等指标。
注意事项：1.实验过程中要注意操作技巧，避免污染；2.在培养过程中，要注意温度和光照的控制；3.进行实验时，要做好实验记录和实验数据分析工作；4.实验后，要注意实验设备的清洁和归档。
植物培植实验报告范文(3篇)
一、实验目的1. 掌握无菌操作的植物组织培养方法；2. 通过配置MS培养基母液，掌握母液的配置和保存方法；3. 通过诱导植物叶片形成愈伤组织，学习愈伤组织的建立方法；4. 了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育，最终长成完整再生植株的过程，加深对植物细胞全能性的理解；5. 探讨不同激素配比对植物愈伤组织形成的影响。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和条件，使植物细胞或组织在体外条件下生长发育成完整植株的技术。
植物组织培养主要包括脱分化、再分化两个过程。
脱分化是指植物组织在培养条件下，由已分化的细胞重新获得分裂和分化的能力，形成愈伤组织；再分化是指愈伤组织在特定条件下，通过细胞分裂、增殖、分化等过程，形成具有特定形态和功能的器官。
三、实验材料与仪器实验材料：- 植物叶片（如小麦、水稻、玉米等）- MS培养基母液- 乙醇、氯化汞（HgCl2）、次氯酸钠等消毒剂- 琼脂- 烧杯、量筒、培养皿、解剖刀、剪刀、镊子、超净工作台、高压灭菌锅、水浴锅等实验仪器：- 培养室- 电子分析天平- 橡皮筋等四、实验步骤1. 材料预处理：- 将植物叶片用无菌水清洗，去除表面污物；- 用70%乙醇消毒30秒，然后用无菌水冲洗3次；- 用氯化汞（HgCl2）或次氯酸钠消毒5分钟，再用无菌水冲洗3次；- 将消毒后的叶片切成约1cm×1cm大小的块状。
2. 愈伤组织诱导：- 将预处理后的叶片块状接种于MS培养基中；- 在培养室中，将培养皿放置于适宜的温度（25℃左右）和光照条件下； - 观察愈伤组织的形成情况，记录愈伤组织的颜色、质地、大小等特征。
3. 激素配比试验：- 将愈伤组织接种于不同激素配比的MS培养基中；- 观察愈伤组织的生长情况，记录愈伤组织的颜色、质地、大小等特征； - 比较不同激素配比对愈伤组织形成的影响。
4. 再分化培养：- 将愈伤组织接种于含有生长素和细胞分裂素的MS培养基中；- 在培养室中，将培养皿放置于适宜的温度（25℃左右）和光照条件下； - 观察再分化过程，记录芽和根的形成情况。
愈伤组织实验报告
一、实验目的1. 掌握植物组织培养技术的基本操作流程。
2. 熟悉愈伤组织的诱导方法及再分化过程。
3. 学习植物激素在愈伤组织形成与再分化中的作用。
4. 了解植物细胞的全能性及组织培养技术在植物育种中的应用。
二、实验原理植物组织培养技术是将植物器官、组织或细胞在人工条件下进行无菌培养，使其在适宜的培养环境中生长、分化，最终形成完整植株的过程。
愈伤组织是植物组织培养过程中的一个重要阶段，它是由已经分化的细胞脱分化形成的无定形细胞团。
通过诱导愈伤组织，可以进一步分化为根、茎、叶等器官，实现植物繁殖和育种。
三、实验材料与试剂1. 实验材料：水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段。
2. 试剂：无菌水、无菌滤纸、70%乙醇、5%次氯酸钠、琼脂、蔗糖、硝酸钙、硝酸钾、硝酸铵、磷酸二氢钾、生长素、细胞分裂素、琼脂酶、滤纸等。
四、实验步骤1. 材料预处理（1）将水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段分别用70%乙醇消毒30秒，再用5%次氯酸钠消毒5分钟，最后用无菌水清洗3次。
（2）将消毒后的材料用无菌滤纸吸干水分。
2. 愈伤组织诱导（1）将预处理后的材料切成约1cm×1cm的小块，放入含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）将培养皿放入培养箱中，在适宜的温度和光照条件下培养。
3. 愈伤组织再分化（1）将愈伤组织转移到含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）在适宜的温度和光照条件下培养，观察愈伤组织分化为根、茎、叶等器官的情况。
4. 数据记录与分析（1）观察并记录愈伤组织的生长情况，包括生长速度、愈伤组织颜色、形态等。
（2）观察并记录愈伤组织再分化为根、茎、叶等器官的情况，包括器官形态、生长速度等。
（3）分析不同植物激素浓度对愈伤组织形成与再分化的影响。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导实验结果表明，水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段在含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中均能诱导出愈伤组织。
第四章愈伤组织培养PPT课件
再转入生长素含量极低或没有的培养基上====胚 一、愈伤组织培养中的形态发生 其中以维管组织（特别是木质部）的分化最为常见。 在离体条件下胡萝卜体细胞胚的发育是一个包括两个步骤的过程，每个步骤需要一种不同的培养基。 超过4％时则几乎完全为韧皮部； 体细胞胚胎发生的几个概念 二倍体细胞比单倍体细胞容易 愈伤组织的建立和增殖所需的是一种含有生长素的培养基，通常所用的生长素是2,4D，浓度范围0. 在组织培养的器官发生过程中，愈伤组织是一团无极性分化的细胞团，器官分化中芽或根分化只是具单极性，而胚状体在分化初期就 具胚根和胚芽两极，具明显的形态特征上的极性（Polarity）类似于合子发育中的种子结构。 2、影响维管组织分化的主要因素 幼年细胞和组织比成年的容易 赤霉素（GA3）抑制烟草、紫雪花（Plumbago indica）秋海棠（Begonia）及水稻的器官分化。
第四章愈伤组织培养
优选第四章愈伤组织培养
第一节 愈伤组织的诱导
郁李的愈伤组织
细胞的全能 性的体现
脱分化：一个已停止分裂的成 熟细胞转变为分生状态，并形 成未分化的愈伤组织的现象。
再分化 ：愈伤组织在一定的培养条
件下又可以经过胚胎发生形成双极性 的胚状体，或经过器官发生形成单极 性的芽或根，进而重新形成完整的植 株，这后一段过程一般称为再分化。
（一）诱导期（起动期）
诱导期又称起动期，指细胞准备进行分裂的时期，是愈伤组织形成 的起点。
Calrom root
Callus arising from vascular tissue
From embryo culture
Photo indicating where the
停止分裂的细胞发生生理 代谢变化而形成由不同形 态和功能的细胞组成的愈 伤组织。
胡萝卜愈伤组织的诱导
本科学生综合性实验报告
学号074120219 姓名吕师留
学院生命科学学院专业、班级07级应生A班实验课程名称植物组织培养实验
教师及职称龙维彪（讲师）
开课学期2009 至2010 学年下学期
填报时间2010 年 5 月11 日
云南师范大学教务处编印
一．实验设计方案
1．实验现象与结果
1.1我们小组负责配制有机成分母液的配制，配好后透明澄清，配制完成，下一星期再用时也没有产生沉淀。
1.1.2胡萝卜块根接种经两个星期培养的结果为所示：
由于我的图片没有，所以只能写下记录结果本次实验形成愈伤组织的效率是100%每一瓶的接种量为5块。
有两瓶比较好，一瓶被烫伤一点，主要的原因是接种时胡萝卜块大小适中，且无菌操作好。
1.1.3胡萝卜愈伤组织接种后，经两个星期培养的结果为如下图所示：
此次实验圆满成功，愈伤组织多，且多，色泽鲜艳，质地疏松，都过60ml的刻度线。
3．实验总结
此次实验获得圆满成功，学会了无菌操作，且其他操作技能也得到锻炼。
教师评语及评分：
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水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告
实验目的：
通过诱导方法获取水稻愈伤组织，为后续的基因转化等实验打下基础。
实验材料和设备：
水稻种子、MS培养基、2,4-D溶液、NaClO溶液、无菌操作
器材、显微镜等。
实验步骤：
1.种子消毒：将水稻种子放入1% NaClO溶液中浸泡10分钟，再用去离子水洗净后，放进无菌操作室中。
2.种子发芽：将消毒后的种子放进含有营养的MS培养基中，
在25℃下进行光照培育。
3.愈伤组织诱导：将发芽后的幼苗从培养基中取出，用无菌水
清洗。
将茎部和叶片等不同部位的组织嫁接在含有2,4-D溶液
的MS培养基上，培养在25℃下、光照下，观察诱导组织的
生长情况。
4.分离愈伤组织：当组织生长到一定大小后，用无菌操作器材
将组织用无菌剪刀分离下来。
5.愈伤组织培养：将分离出的愈伤组织放入含有NAA、BA、MS培养基中进行培养。
结果分析：
在诱导的茎部和叶片等不同部位，均出现了白色愈伤组织的诱导生长。
经过分离和培养，得到了纯化的愈伤组织。
通过显微镜观察发现，愈伤组织的细胞间隙变窄，胞间质增多，中心细胞数量增多，细胞核增大，一些细胞内的小器官也出现转化现象。
结论：
通过2,4-D溶液的诱导方法，可以在水稻幼苗的不同部位诱导出白色愈伤组织，愈伤组织的分离和培养也取得了成功。
实验结果为后续的基因转化、基因工程等实验提供了基础。
番茄愈伤组织培养实验设计方案
实验名称：番茄愈伤组织培养院系：生命科学学院专业：生物工程班级：---生物工程-班姓名：------学号：---------指导老师：------同组人员：林0海、黄0冬、黄0城番茄愈伤组织培养摘要：番茄(tomato) 为茄科,一年生或多年生草本植物。
是我们的大众食品，营养丰富。
近年来最求无毒无公害蔬果成为一种健康的风向标。
而番茄的在市场上的需求量越来越大，所以我们设计利用组织培养的基础知识，对番茄进行外植体的组织培养，以达到掌握外植体灭菌的基本方法以及无菌操作技术。
本实验采用先对番茄种子进行培育，再利用培养的幼苗选取外植体进行愈伤组织培养，以诱发愈伤组织的生长为最终目的。
关键词：愈伤组织；种子；外植体。
实验原理：植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。
组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。
植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。
愈伤组织是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。
在植物组织培养中，无菌培养是关键，所以我们为了减少被污染的几率，我们组选择了先用番茄种子培养生成完整的幼苗，然后再以幼苗为外植体，在无菌操作的条件下接种外植体进行第二次培养。
材料的准备：1、前期器材准备：烧杯（100ml 3个，用于放初步处理后的外植体；1L 1个，用作废液缸；250ml 3个，包好牛皮纸后灭菌，分别装酒精、升汞和无菌水）、电子天平、称量纸（若干）、钥匙（若干）、玻璃棒（一根）、量筒（100ml和10ml各1个），胶头滴管（1个）、陶瓷烧杯（1L 1个）、电炉（配有石棉网）、酸性ph试纸、锥形瓶（250ml 4个，用于配置专属培养基；500ml 2个，装无菌水；100ml 40个，用于接种）、皮筋（或棉绳，若干）、牛皮纸（40+2+2，按锥形瓶口和烧杯口大小裁好）、记号笔（或标签纸）、培养皿（10套）、铁质饭盒内装操作工具（手术刀柄2个、手术剪1个、长形镊子2个，小型镊子2个）、吸水纸（若干）、脱脂棉、滤纸（若干）、高压灭菌锅、超净工作台、保鲜膜、酒精灯、打火机、手术刀片（2片）、人工气候箱2、前期药品配置：75% 酒精、1mol/L HCl、1mol/L NaOH、大量元素母液、微量元素母液、有机物母液、铁盐母液、无菌水、0.1%HgCl2、乙醇、蔗糖、琼脂、6-BA、NAA3、实验材料：番茄茎叶实验步骤：1、各种实验器材的准备及清洗2、各种母液的配置：表1、培养基的各种元素成分类型成分培养基中配置母液母液体积配1L培养基扩大倍数工作液称取量g ml 吸取量/ml浓度mg/L大量元素NH4NO3 1650 16500KNO3 1900 19000CaCl2·2H2O 440 4400 1000 100 100MgSO4·7H2O 370 3700KH2PO4 170 1700微量元素KI 0.83 83H3BO3 6.2 620MnSO4·4H2O 22.3 2230ZnSO4·7H2O 8.6 860 1000 10 100Na2MoO4·2H2O 0.25 25CuSO4·5H2O 0.025 2.5CoCl2·6H2O 0.025 2.5铁盐FeSO4·7H2O 27.8 2780 1000 10 100 Na2-EDTA 37.3 3730有机物质肌醇100 5000烟酸0.5 25盐酸吡哆素0.5 25 500 10 50盐酸硫胺素0.4 20甘氨酸 2.0 1003、MS培养基的配置：取容量为1L的搪瓷杯，先加入600ml的蒸馏水，放在电炉上进行加热，后依次加入100ml 大量元素母液、10ml微量元素母液、5ml铁盐母液、10ml有机物母液、30g蔗糖和9g琼脂粉。
胡萝卜肉质根细胞的悬浮培养和不定芽的诱导(实验报告)
根愈伤组织转接到胡萝卜细胞悬浮培养基中，于 25 ℃、全黑暗、摇床上震荡培养 以分离得到单细胞[5]。 （3）胡萝卜肉质根愈伤组织再分化培养 将实验 3-1 建立的生长状态良好、色泽新鲜、结构紧密的胡萝卜肉质根愈伤组 织转接到胡萝卜不定芽分化培养基上，置于温度 25 ℃ 、光照时间 14 h/d、光照强 度 1000～2000Lx 条件下诱导胡萝卜愈伤组织再分化成苗（或丛芽）[6]。 （4）培养结果 文字描述配合图片记录培养结果 Ⅳ、镜检 用无菌尼龙滤网将培养物滤去。除去滤网上的愈伤组织碎块和大的细胞团。留 下胡萝卜细胞液，用滴管吸取一滴在培养皿上，用台盼蓝染色，然后置于倒置显微 镜下观察。也可以做成临时装片进行观察。
3)、材料：
胡萝卜肉质根愈伤组织
4．实验方法步骤及注意事项 实验步骤：
Ⅰ、胡萝卜愈伤组织的增殖培养 （1） 、准备工作 ①接种室的清洁和消毒；②超净工作台的开机和消毒；③解剖刀、镊子、已灭 菌培养皿和滤纸、待用培养基等的准备；④实验材料的准备（选择无污染、愈伤组 织生长状态良好、色泽新鲜的材料摆放于净工作台上） 。 （2） 、愈伤组织增殖培养 将实验 1 建立的生长状态良好、色泽新鲜未褐化的胡萝卜肉质根愈伤组织转接 到愈伤组织增殖培养基上，放置在 25 ℃全黑暗条件下进行愈伤组织的增值培养[4]， 以获得足够数量、质地良好的愈伤组织，作为胡萝卜细胞悬浮培养的实验材料。 （3） 、培养结果 文字描述配合图片记录培养结果 Ⅱ、胡萝卜细胞悬浮培养培养基和不定芽分化培养基的配制 （1） 、胡萝卜细胞悬浮培养培养基和不定芽分化培养基的配方及体积 ①胡萝卜不定芽分化培养基 配方： MS＋0.1mg/L NAA ＋ 1mg/L 6-BA ＋ 0.7 ％琼脂＋3％蔗糖，pH5.8 配制体积：每小组配制 0.5L，用 50ml 三角瓶分装成 20 瓶，每人 2 瓶。 ②胡萝卜细胞悬浮培养培养基 配方： MS＋1mg/L 2,4-D ＋ 0.5mg/L 6-BA＋200mg/L 水解酪蛋白＋3％蔗糖，pH5.8 配制体积：每小组配制 0.5L，用 100ml 三角瓶分装成 20 瓶，每人 2 瓶。 （2） 、胡萝卜愈伤组织增殖培养基的配制 ①药品及用具的准备；②培养基配制；③调节培养基的酸碱性至 pH5.8；④培 养基的分装；⑤培养基的灭菌。 Ⅲ、胡萝卜细胞悬浮培养和不定芽分化 （1） 、准备工作 ①接种室的清洁和消毒；②超净工作台的开机和消毒；③解剖刀、镊子、已灭 菌培养皿和滤纸、待用培养基等的准备；④实验材料的准备（选择无污染、愈伤组 织生长状态良好、色泽新鲜的材料摆放于净工作台上） （2） 、胡萝卜细胞的悬浮培养 将实验 3-1 建立的生长状态良好、色泽新鲜、结构松散、无污染的胡萝卜肉质
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师
植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的；通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练，使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术，初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。
二、实验原理：根据植物细胞全能性原理，培养植物材料。
即在无菌条件下，将植物的器官或组织（如芽、茎尖、根尖或花药）放在人工培养基上进行培养，通过细胞分裂，形成一团薄壁细胞，即愈伤组织。
愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化，重新产生出植物的各种器官和组织，进而发育成完整的植株。
三、实验内容实验包括以下3部分内容：实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1 植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法，为培养基的配制做准备。
2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质，是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境，主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。
在配制培养基前，为了使用方便和用量准确，常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液，然后在配制培养基时，再根据所需浓度，按比例稀释。
本实验以MS培养基为例，学习培养基母液的配制。
MS培养基母液可分为：MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。
另外，还要配制生长激素母液，在不同类型的培养基中使用。
3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计（或pH试纸）、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯（50ml、100ml、200ml）、容量瓶（100ml、500ml、1000ml）、磨口试剂瓶（100mL、200mL、500ml、1000ml）、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。
3.2试剂（1）95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。
胡萝卜愈伤组织的诱导培养
愈伤组织诱导的培养基与愈伤组织扩大培养所需的培养基不同，而愈伤组织诱导的成败关键主要不是外植体的来源和种类，而是培养条件，所以培养基的成分对于愈伤组织的产生与否有很重要的作用。
与其他同学的比较，发现胡萝卜的块根大的，愈伤组织形成情况较好。
在愈伤组织继代培养中，结果不理想分析其原因可能如下：
（1）由于扎培养瓶的线较粗，而瓶口较小，扎线不紧，导致培养过程中染菌。
(2)在接种过程中，操作方式不够规范，因为在实验中，我发现自己会不自主的将双手太过靠近培养基，将细菌带到培养基中。致使在接种过程中染菌。
（2）胡萝卜愈伤组织的诱导
①实验材料的准备：a准备新鲜健康的胡萝卜肉质直根作实验材料；b实验材料的修整、刷洗、冲洗；c用洗衣粉水或肥皂水浸洗后再用自来水冲净。
2植物材料的表面灭菌和接种
a、操作人员洗手消毒
b、装材料的容器及玻璃棒用酒精表面消毒
c、将待消毒的材料浸入75％的酒精中10秒，取出用无菌水冲洗干净。
②配制流程：同胡萝卜愈伤组织诱导培养基的配制
（4）胡萝卜愈伤组织的继代培养
将上次接种在愈伤组织诱导培养基中的无污染的外植体上产生的愈伤组织剥离转接到愈伤组织继代诱导培养基上，放置在25℃全黑暗条件下进行愈伤组织的增值培养，以获得足够的愈伤组织，作为后续实验的实验材料。
注意事项：
在操作过程中，要严谨细致；
（2）实验药品和试剂
MS培养基母液、琼脂、蔗糖、生长调节物质、蒸馏水、1mol·L-1HCl、1mol·L-1NaOH
2,4-D、6-BA、无菌水、75％酒精、0.1%HgCl2、
植物组培2-愈伤组织的诱导
植物组织培养-愈伤组织的诱导一、【实验目的】掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。
二、【实验原理】植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
超净工作台工作原理：本工作台是一种水平单向流型局部空气净化设备室内空气→预过滤器(初滤) →小型离心风机压入静压箱→高效空气过滤器(精滤) →出风面吹出洁净气流(具有一定的、均匀的断面风速）→不断排除工作区原来的空气→形成高洁净的工作环境三、【实验仪器和材料】仪器：培养室，高压灭菌锅，水浴锅，解剖刀，三角烧瓶（100mL ），烧杯，量筒，培养皿，棉线，接种箱或超净工作台，分析天平，长镊子，剪刀，容量瓶，移液管，牛皮纸试剂：乙醇、2 ，4 – D （生长素类似物）、次氯酸钠、6- 苄基氨基腺嘌呤（6-BA ）、MS 培养基、0.1 mol/L NaOH 与0.1 mol/L HCl材料：绿豆、胡萝卜、自选材料四、【实验步骤】（1）用70～75%的酒精棉擦拭双手和操作台面，进行常规的无菌操作准备。
（2）将植物体用自来水冲洗后,用酒精棉擦拭欲取材部位表面, 或于70%酒精中浸沾数秒钟。
（3）将材料放入已灭菌的100ml烧杯（或试剂瓶）中，加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡5分钟。
（4）弃次氯酸钠浸泡液，再加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡10分钟。
（5）弃次氯酸钠浸泡液，用无菌水浸泡漂洗3～4次，每次1～2分钟，用无菌镊子搅动。
（6）将已灭菌的植物材料置于灼烧后冷却的金属盘中，按无菌操作要求剥去外皮，用解剖刀切成5mm厚的薄片，弃去两头的两片，取中间部分的薄片，用镊子将其接种在愈伤组织诱导培养基上，注意圆片的切口朝向培养基，每瓶4～6片，均匀分散，以绿豆为材料时，将绿豆纵切或横切，去皮后分别接种。
实验1 愈伤组织的诱导
实验1 愈伤组织的诱导1、实验目的（1）学习植物材料表面灭菌的常规方法；（2）了解接种的无菌操作技术；（3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。
2、实验原理植物组织培养是应用无菌操作的方法，培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上，可以通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织。
3、实验仪器和试剂仪器：超净工作台、光照培养箱、酒精灯、打火机、记号笔、脱脂棉、75%酒精及棉球。
无菌器材：无菌吸水纸（定性滤纸）、灭菌培养皿、无菌水、镊子、解剖刀。
植物材料：直根胡萝卜、烟草叶片。
试剂：95%乙醇、0.1%氯化汞。
培养基：MS+1mg/L 2,4-D+30g/L蔗糖+10g/L琼脂,pH5.84、实验步骤（1）接种前，用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面，打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯，照射约30 min，然后关闭紫外灯，通风20 min后，打开日光灯即可进行无菌操作。
（2）外植体预处理：将胡萝卜根用流动的自来水冲洗干净，用小刀削去其表皮1-2mm，切成大约15-20mm厚的块段。
（3）以75%乙醇棉将手擦试一遍。
以下操作全部在无菌条件下进行。
（4）外植体消毒：用0.1%的升汞消毒1min-3min（烟草叶片消毒10秒钟左右）,然后用无菌水中漂洗3次，每次2分钟。
（5）将胡萝卜片放入垫有无菌滤纸的培养皿中，一手用消毒好的镊子固定胡萝卜，一手用灭菌后的解剖刀切除胡萝卜块段截面的表面部分，余下部分切成包含形成层的长、宽约5mm，厚约5mm的小块。
在完成切割后，将解剖刀和镊子放入95%乙醇中浸蘸一下，在酒精灯焰上灼烧灭菌之后，放回原处，待冷却后即可使用。
植物愈伤组织诱导培养基的配制
实验一植物愈伤组织诱导培养基的配制一、实验目的1、掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。
2、培养基的配制，灭菌等基本实验操作技术。
二、实验原理植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
三、仪器试剂培养皿及培养架、光照培养箱、超净工作台、高压灭菌锅、解剖刀、弯头镊子、剪子、100ml烧杯、培养皿（或不锈钢浅盘）、封口膜、棉线、橡皮筋、次氯酸钠（或HgCb）、MS 培养基全部试剂、植物激素及生长调节物质、无水乙醇、工业酒精、胡萝卜四、实验步骤1、培养基的制备①用于配制培养基的水最好是三蒸水。
②所用的各种化学药品：分析纯级别的试剂，避免药品的交叉污染和混杂。
③配制培养基最方便的方法是预先配制好不同组分的培养基母液，存放在2〜4C冰箱内，使用时按比例稀释配用即可。
①按照配方配制培养基时，先将储存母液按顺序摆放好，根据欲配制的总体积，量取各种不同体积的母液，加入2，4-D（2mg/L），先加三蒸水至大约400ml。
②称取加入蔗糖（浓度3%）,调节pH至。
③加入琼脂（8-9g/L ）加热搅拌溶解，沸腾后立即端离火源（第一个大气泡从缸底上升顶破泡沫层），分装在100ml的三角培养瓶中（一般以容器的1/3〜1/4体积为宜），拧紧瓶盖。
（培养基的pH值直接影响培养物对离子的吸收，过酸或过碱不仅影响到培养材料的生长，而且还影响到琼脂的凝固。
经高压高温灭菌后，由于某些成分的降解或氧化，酸度会增加（pH值一般可降低），因此调整pH值时应加以考虑。
S4实验四 植物叶片愈伤组织的诱导培养(理论)
实验四植物叶片愈伤组织的诱导培养（理论）一、概念愈伤组织（callus）◆自然状况下指植物在受伤后于伤口表面形成的一团薄壁细胞。
◆植物组织培养中，指在人工培养基上由外植体组织增生细胞产生的一团不定形的疏松排列的薄壁细胞。
二、植物愈伤组织及形成过程外植体形成愈伤组织，标志着植物组织培养的开始。
1、形态结构◆形状不规则，结构疏松◆有大量的分生中心◆细胞排列毫无次序◆内有大量的细胞间隙◆颜色不一致优良的愈伤组织所具备的特性：A、高度的胚性或再分化能力，以便从愈伤组织得到再生植株B、易散碎，可建立优良的悬浮体系，并可分离出全能性的原生质体C、旺盛的自我增殖能力，可建立大规模的愈伤组织无性系D、经过长期继代保存而不丧失胚性，可进行各种遗传操作2、愈伤组织形成过程A、诱导期◆细胞准备分裂◆合成代谢活动加强◆细胞大小基本不变诱导期时间长短因植物种类、外植体生理状况及外部因素而异B、分裂期◆一分为二，不断增殖◆形态结构与生理生化发生变化主要表现：◆数目迅速增加◆细胞平均鲜重下降◆细胞体积小◆核与核仁增至最大◆ RNA减少，DNA保持不变◆组织总干重、蛋白质与核酸含量增加◆新细胞壁合成极快C、形成期细胞经诱导、分裂形成无序结构愈伤组织的时期。
细胞特点：◆大而不规则、高度液泡化◆无次生细胞壁与胞间连丝◆整个组织松散◆表面以下约5~10个细胞生长中心本时期的愈伤组织是最适合获得单细胞或原生质体的，是建立悬浮体系的最好时期。
D、分化期停止分裂的细胞发生生理代谢变化，导致形成由不同形态和功能的细胞组成的愈伤组织。
本期愈伤组织特点：◆细胞分裂部位由表层转变到深层◆分裂方向由单周分裂变为深层局部分化◆分化组织瘤状结构形成◆维管组织形成瘤状结构的出现使愈伤组织逐渐形成具有维管组织，呈分散的节状结构形成，出现各类组织细胞。
细胞分裂素对促进维管化组织有重要作用3、愈伤组织的继代培养◆长期保存愈伤组织的一种方法◆直径到2~3cm时与外植体分离，单独培养◆选取其生长迅速的部位作继代培养◆分化与再生植株时，应选生长较慢的愈伤组织◆每一继代培养时间取决于其生长速度◆一般可在3~6周继代一次三、植物愈伤组织的遗传变异1、引起异质性的原因A、外植体染色体倍数性与遗传组成不同的细胞经诱导后的分裂B、培养条件引起的不规则性它们常同时发挥作用2、初生愈伤组织接种到培养基上后，细胞核内的变化：A、正常有丝分裂B、先核内复制，后有丝分裂C、先核碎裂，后有丝分裂◆初生愈伤组织的异质细胞群体性反映了外植体中的染色体状况反映了愈伤组织诱导期间核变异的结果◆在诱导中，会出现二倍体、多倍体、单倍体、非整倍体与染色体结构变异体等3、建成愈伤组织◆选择作用的结果◆只有一种主要核型占优势◆培养基成分和培养类型的影响◆异质群体中细胞间的竞争与互作的影响四、影响因子及培养条件1、培养基2、组织原有的倍数性3、培养环境的条件五、愈伤组织的发生方式发生方式：1、器官发生指细胞或愈伤组织通过形成不定芽再生成植株的过程。
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植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的；通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练，使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术，初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。
二、实验原理：根据植物细胞全能性原理，培养植物材料。
即在无菌条件下，将植物的器官或组织（如芽、茎尖、根尖或花药）放在人工培养基上进行培养，通过细胞分裂，形成一团薄壁细胞，即愈伤组织。
愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化，重新产生出植物的各种器官和组织，进而发育成完整的植株。
三、实验内容实验包括以下3部分内容:实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法，为培养基的配制做准备。
2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质，是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境，主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。
在配制培养基前，为了使用方便和用量准确，常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液，然后在配制培养基时，再根据所需浓度，按比例稀释。
本实验以MS培养基为例，学习培养基母液的配制。
MS培养基母液可分为：MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。
另外，还要配制生长激素母液，在不同类型的培养基中使用。
3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计（或pH试纸）、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯（50ml、100ml、200ml）、容量瓶（100ml、500ml、1000ml）、磨口试剂瓶（100mL、200mL、500ml、1000ml）、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。
3.2试剂（1）95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。
（2）MS培养基成分：①大量元素（母液I ）: NHNO、KNO CaCb2H2O MgSO7mO KHPO;②微量元素（母液口）: KI、HBQ MnSQ4H2O ZnSQ.7H2O NQM0Q.2H2O CuSQ5H2O C0CI2.6H2Q；③铁盐（母液川）:FeSQ.7H2Q NQ.EDTA.2H2Q；④有机成分（母液,维生素和氨基酸）：肌醇、盐酸吡哆醇（维生素&）、烟酸（V pp）、盐酸硫胺素（维生素B i）、甘氨酸；（3）植物生长调节物质：2，4-二氯苯氧乙酸（2，4-D）o4、操作步骤（1）MS大量元素母液的配制按照培养基配方的用量，把各种化合物扩大10倍，按照表1中的次序分别准确称量后，分别用50ml烧杯，加入蒸馏水30 ml溶解（可以加热至60C〜70C,促其溶解）。
溶解后，按顺序倒入一大烧杯中（烧杯中事先加入约50ml的蒸馏水，目的避免由于盐浓度过高使钙离子与磷酸根离子、硫酸根离子形成不溶于水的沉淀），注意最后加入氯化钙溶液，混匀，用250mL容量瓶定容。
将配制好的母液倒入试剂瓶中，贴好标签，注明母液名称、配制日期、配制人姓名，置于4C冰箱中保存备用。
表1 MS培养基大量元素母液（10倍）的配制剂量(2)微量兀素母液的配制按照培养基配方的用量，将微量元素各种化合物(除去铁盐)扩大100倍(表2)，用万分之一天平分别准确称取，可以混合溶解，最后定容。
将配制好的母液倒入试剂瓶中，贴好标签，注明母液名称、配制日期、配制人姓名，置于4 C冰箱中保存备用。
表2 MS培养基微量元素母液(100倍)的配制剂量*、** :因天平均存在误差，为减少误差带来的影响，建议称取0.25g , 溶解并定容至10ml容量瓶中，然后移取10ml，加入混合液中。
（3）铁盐母液的配制常用的铁盐是FeSQ7H2O和Na2-EDTA的螯合物，必须单独配成母液。
配制时，按照扩大后的用量（表3）,分别称取FeSq7H2Q和Na?-EDTA分别溶解后，将FeSQ溶液缓缓倒入Na?-EDTA溶液（需加热溶解），搅拌均匀使其充分螯合，定容后贮放于棕色玻璃瓶中，贴好标签，注明母液名称、配制日期、配制人姓名，置于4C冰箱中保存备用。
表3 MS培养基铁盐母液（100倍）的配制剂量(4) 有机物母液的配制按照表4中各成分浓度扩大后的用量，用感量O.OOOIg天平分别称量各有机物。
可以分别溶解定容，分别装入试剂瓶中，也可以混合溶解定容，装入同一试剂瓶中，写好标签，放入冰箱中保存。
一般有机物都溶于水，但叶酸(VBc)先用少量稀氨水或1mol/L NaOH溶液溶解；VH (生物素) 先用1mol/L NaOH溶液溶解；VA、VD3、VB12应先用95%乙醇溶解，然后再用蒸馏水定容。
将配制好的母液倒入试剂瓶中，贴好标签，注明母液名称、配制日期、配制人姓名，置于4C冰箱中保存备用。
表4 MS培养基有机物母液(100倍)的配制剂量(5)激素母液的配制激素母液必须分别配制，浓度根据培养基配方的需要量灵活确定，一般是0.1〜2mg/ml，根据需要确定配制的浓度。
称量激素要用感量为万分之一天平。
本实验选用激素2, 4-二氯苯氧乙酸(2, 4-D)。
2,4-D母液的配制方法为：准确称取10mg 2,4-D,称量后先用少量(1-3ml) 95%乙醇完全溶解后，加蒸馏水定容至100ml,即得到0.1mg/ml的2,4-D 贮备液，转入细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名称、浓度、配制日期、配制人姓名，置于4C冰箱中保存备用。
(6)在配制母液时注意事项：①培养基各试剂应使用分析纯。
②在称量时应防止药品间的污染，药匙、称量纸不能混用，每种试剂使用一把药匙，多出的试剂原则上不能再倒回原试剂瓶。
③母液配制好后，贴上标签，写清母液名称、试剂浓度或扩大倍数、配制日期，并存放在4C冰箱中。
使用前，要进行检查，若发现试剂中有絮状沉淀、或长菌、或铁盐母液的颜色变为棕褐色，都不应再使用。
5、结果记录与分析(1)记录本小组配制的培养基母液种类、扩大倍数、母液配制体积、母液中各成分的称取量。
(2)仔细观察在配制母液过程中的现象与遇到的问题，如是否产生浑浊或沉淀，并分析出现混浊的原因。
6、思考题（1）配置大量元素母液、铁盐母液时，应注意些什么?（2）配置激素母液时，应注意些什么?实验1-2植物组织培养基MS的配制与灭菌1、目的要求学习植物组织固体培养基的配制，学习高压灭菌器的使用，为外植体的接种与初代培养做准备。
2、基本原理在植物组织培养中，固体培养基是最常用的一种培养基类型。
由于培养基中含有植物细胞生长所必需的各类营养物质，主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节物质，因此，培养基也是微生物繁殖的极好场所。
所以，必需对培养基进行灭菌处理，以确保无菌操作的顺利进行。
本实验以可用于胡萝卜等植物初代培养的培养基MS+1mg/L2-4D+3%蔗糖+1%琼脂，pH5.8。
配制1L为例，学习培养基的配制方法。
3、实验仪器和试剂（1）仪器、用具高压灭菌锅，超净工作台、分析天平（O.OOOIg）、pH计（或pH试纸）、微波炉、手术剪刀、解剖刀、镊子、药匙、玻棒、称量纸、洗瓶、记号笔、烧杯（1000ml ）、量杯、量筒（1000ml，100ml，50ml）、耐热皮筋（或棉绳）、100 ml 三角瓶（每人按3-4瓶准备）、培养皿（每2人按1套准备）、 封口膜、定性滤纸等。
（2）试剂①95%乙醇、1mol/L NaOH 、1mol/L HCI 。
② MS 培养基各母液、2-4D 母液、蔗糖、琼脂。
4、操作步骤（1）器皿准备 清洗三角瓶、烧杯、量筒、量杯、镊子、手术刀、培 养皿、打孔器等，烘干或自然晾干备用。
母液取用量（mL ）=（2）计算母液使用量 根据下面公式量取母液:培养基配制量（L ） *激素使用浓度（mg/L ）配制1000ml 培养基需要加入各母液的量分别为: 大量元素母液：100ml 微量元素母液：10ml 铁盐母液：10ml有机物母液：10ml 激素母液：10ml（3）配制称取适量的琼脂（常用量10g/L ）置于1000ml 大烧杯中，加蒸馏水500ml 左右，在微波炉中加热使之溶解，待琼脂完全溶化后，加入蔗糖（常用 量30g/L ），溶后，加入上述各种母液，最后，加蒸馏水定容到需配培养 基的终体积。
配制的培养基体积（mL ）激素母液用量（mL ）=激素母液浓度（mg/ml ）每组配制MS固体培养基1000ml，培养基组成为：MS+1mg/L 2,4-D+3% 蔗糖+1%琼脂（PH5.8）。
（4）pH值调节充分混合，待温度降至50 C〜60 C时，用1mol/L NaOH容液或1mol/L HCl 溶液调pH值到5.8，注意用玻璃棒不断搅动。
（5）分装搅匀培养基并迅速分装在100mL的三角瓶中（温度低于40 C以下琼脂就会凝固），每瓶25mL-30 mL左右，1000mL培养基可以分装至30〜40瓶，迅速盖上封口膜，用封口材料包上瓶口，扎口后，写上标记，注明配制者姓名和配制日期，准备灭菌。
注意：分装时不要把培养基弄到管壁上，以免日后污染。
（6）灭菌培养基内含有丰富的营养物质，有利于细菌和真菌繁殖，所以培养基配好后要及时灭菌，同时将接种用具，如镊子、解剖刀、蒸馏水、培养皿（装有滤纸）等进行灭菌。
使用高压锅灭菌要注意以下几点：① 检查灭菌锅外层锅内水位，水量过少时应加蒸馏水。
把分装好的培养基放入灭菌锅的消毒桶内。
盖上锅盖，上好螺栓后接通电源加热。
②排放冷空气，关闭放气阀，当灭菌锅盖上的压力表指针移至0.1Mpa（121C ），控制压力表稳定在该压力下15分钟，即达到灭菌目的。
③灭菌后，先切断电源，让灭菌锅内温度自然下降，待灭菌锅压力表指针降到0时，打开排气阀，旋松螺栓，开启锅盖，取出已灭菌的培养基，置于水平台子上，在室温下冷却，同时取出灭菌水、培养皿、镊子、解剖刀、滤纸等。
④灭菌后的培养基应在室温下放置2—3天，观察有无微生物生长，以确定培养基是否灭菌彻底。
经检查没有杂菌生长时方可使用。
要求：每人准备培养基3-4瓶。
5、结果记录与分析（1）仔细记录培养基制备中，各种母液、试剂称量的量。
（2）观察在配制培养基过程中的现象与遇到的问题，并加以解释。
6、思考题（1）培养基表达式：MS+1mg/L2-4D+2.5%蔗糖+1%琼脂，pH5.8，表达的含义是什么？实验1-3 胡萝卜愈伤组织的诱导1、实验目的（1）学习植物材料表面灭菌的常规方法;（2）了解接种的无菌操作技术;（3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法2、实验原理植物组织培养是应用无菌操作的方法，培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。