小鼠尾静脉注射
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将20只小鼠分为A,B二组
动物实验每组所需的样本数
动物 小(小鼠、大鼠、蛙)
中(兔、豚鼠) 大(犬、猫)
计量资料 ≥10 ≥6 ≥5
计数资料 ≥30 ≥20 ≥10
实验动物基本操作
2、实验动物的捉持（大、小鼠） 小鼠的捉持: 右手抓鼠尾→ 鼠尾略向后拉→左手的拇指和 食指抓住小鼠两耳后项背部皮毛→ 以无名指及小指夹住鼠 尾→ 左手翻转使鼠腹部朝上,头略朝下。
4、实验动物给药量的计算
例：小鼠体重22g，腹腔注射A药10mg/kg,药物浓度为0.1%, 应注射多少毫升? 药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml 给药剂量：10mg/kg=10ml/kg 小鼠体重：22g=0.022kg
10ml/kg×0.022kg=0.22ml 或换算成ml/10g：10ml/kg=0.1ml/10g。
4 讨论课2：心血管用药案例讨论
5 讨论课3：抗生素案例讨论
本次课安排
一、动物实验的基本技能和实验技术基础 1. 实验动物的标记,捉持,给药方法（大、小鼠）和处死 2.示教
二、肝功能对药物代谢的Hale Waihona Puke Baidu响实验 1.讲解和讨论 2.自主实验 3.讨论：实验设计, 原理, 结果及其意义
实验动物基本操作
1、 实验动物的标记 •大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液 涂于皮毛上标号。
实注验意课事注项意事项
1.独立完成实验，不串岗，认真如实记录数据； 2.遵守实验室规制制度，离开实验室须经教师许可； 3. 数据资料用邮件发回，请不要使用移动存储器； 4.器具须用水擦洗、擦干，按原样整齐放置； 5.实验台须用湿的干净抹布擦拭干净。用品摆放整齐、关机； 6.每次实验后安排2个小组值日：督查各组善后工作；扫地、拖地，凳子
狗 5-15 2-5 5-15 3-10
5、实验动物的处死方法
(1) 颈椎脱臼法 常用于小鼠。 (2) 空气栓塞法 常用于家兔的处死。 (3) 击打法 适用于豚鼠等。 (4) 断头法 适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。
肝功能对药物作用的影响
实验目的 了解肝脏在药物代谢中的重要性
药物效应动力学 （Pharmacodynamics）
小鼠性别鉴别
性别 雄性 雌性
外生殖器与肛门之间 距离长 ，有毛生长，无纵行沟 距离短，无毛生长，能见到一条纵行沟
实验动物随机分组
用Excel产生 随机数字
No.
Random number Group
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 04 37 60 88 02 03 24 17 97 81 56 51 92 34 86 60 82 55 51 33
实验方法
实验动物基本操作
小鼠尾静脉注射(i.v)
实验动物给药方法
实验动物给药方法
实验动物给药量的计算
（1）药物浓度的表示方法 溶液的质量（g）
百分浓度（％）=————————— ×100% 溶液的体积（ml）
（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。为 了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算，小鼠可按每10g 计算。 给药剂量=药物浓度×给药体积 （3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量 算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。
实验动物基本操作
大鼠灌胃
实验动物基本操作
（2）小鼠腹腔注射(i.p.) •右手持注射器，45度角刺入腹白线偏左的下腹部，进针 3mm左右有落空感时表示已进入腹腔，回抽无肠液、尿液 （有空气）即可注射。给药容积一般为5～10ml/kg。
注意：切误使针头向上 注射，以防针头刺伤内 脏；取药时略多，针头 向上赶去气泡后多余药 品放回原瓶。
实验动物基本操作
大鼠腹腔注射 (0.1 - 0.2 ml/100 g)
实验方法
实验动物基本操作
（3）小鼠尾静脉注射(i.v.) •小鼠置于套桶，用左手抓住小鼠尾巴中部。拔去沿尾部静 脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用 75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张 及软化表皮角质的目的。 •持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴 的下1/4处进针注射量为0.05～0.1ml/10g体重。拔出针头 后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
4、实验动物给药量的计算
几种动物不同给药途径的常用注射量（ml）
注射途径 腹腔 肌肉 静脉 皮下
小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0.2-0.5 0.1-0.5
大鼠 1-3 0.2-0.5 1-2 0.5-1.0
豚鼠 2-5
家兔 5-10
0.2-0.5 0.5-1.0
1-5 0.5-2
3-10 1.0-3.0
作用、作用机制
吸收、分布、代谢、排泄
药物代谢动力学 （Pharmacokinetics）
Pharmacokinetics Pharmacodynamics
Absorption
Drug Administration
实验动物基本操作
大鼠的捉持: 捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴 上防护手套，并应动作轻柔。 •用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；
•左手掌面向鼠背，食指和中 指压住鼠的头顶，拇指和无 名指分别从鼠的两腋下插入， 将鼠的两前肢卡住；或拽紧 鼠后颈及后背皮肤即可。
实验动物基本操作
3、实验动物的给药方法（大、小鼠） （1）小鼠灌胃（i.g.） •将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射 器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线， 沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇阻力，可 将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量 为0.1～0.3ml/10g（体重）。
放整齐；清洁洗涤台、将动物尸体送动物中心； 7.动物尸体和一般实验垃圾必须严格分开放置； 8.实验报告在2周内提交。
药注理意学事与项药物研发
内容
1
实验1：介绍实验药理学，常用动物试验方法，肝功能对药物代 谢的影响实验。
2 实验2: M胆碱受体和H1受体激动药对离体豚鼠回肠的作用
3 讨论课1：新药发现案例讨论
将20只小鼠分为A,B二组
动物实验每组所需的样本数
动物 小(小鼠、大鼠、蛙)
中(兔、豚鼠) 大(犬、猫)
计量资料 ≥10 ≥6 ≥5
计数资料 ≥30 ≥20 ≥10
实验动物基本操作
2、实验动物的捉持（大、小鼠） 小鼠的捉持: 右手抓鼠尾→ 鼠尾略向后拉→左手的拇指和 食指抓住小鼠两耳后项背部皮毛→ 以无名指及小指夹住鼠 尾→ 左手翻转使鼠腹部朝上,头略朝下。
4、实验动物给药量的计算
例：小鼠体重22g，腹腔注射A药10mg/kg,药物浓度为0.1%, 应注射多少毫升? 药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml 给药剂量：10mg/kg=10ml/kg 小鼠体重：22g=0.022kg
10ml/kg×0.022kg=0.22ml 或换算成ml/10g：10ml/kg=0.1ml/10g。
4 讨论课2：心血管用药案例讨论
5 讨论课3：抗生素案例讨论
本次课安排
一、动物实验的基本技能和实验技术基础 1. 实验动物的标记,捉持,给药方法（大、小鼠）和处死 2.示教
二、肝功能对药物代谢的Hale Waihona Puke Baidu响实验 1.讲解和讨论 2.自主实验 3.讨论：实验设计, 原理, 结果及其意义
实验动物基本操作
1、 实验动物的标记 •大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液 涂于皮毛上标号。
实注验意课事注项意事项
1.独立完成实验，不串岗，认真如实记录数据； 2.遵守实验室规制制度，离开实验室须经教师许可； 3. 数据资料用邮件发回，请不要使用移动存储器； 4.器具须用水擦洗、擦干，按原样整齐放置； 5.实验台须用湿的干净抹布擦拭干净。用品摆放整齐、关机； 6.每次实验后安排2个小组值日：督查各组善后工作；扫地、拖地，凳子
狗 5-15 2-5 5-15 3-10
5、实验动物的处死方法
(1) 颈椎脱臼法 常用于小鼠。 (2) 空气栓塞法 常用于家兔的处死。 (3) 击打法 适用于豚鼠等。 (4) 断头法 适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。
肝功能对药物作用的影响
实验目的 了解肝脏在药物代谢中的重要性
药物效应动力学 （Pharmacodynamics）
小鼠性别鉴别
性别 雄性 雌性
外生殖器与肛门之间 距离长 ，有毛生长，无纵行沟 距离短，无毛生长，能见到一条纵行沟
实验动物随机分组
用Excel产生 随机数字
No.
Random number Group
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 04 37 60 88 02 03 24 17 97 81 56 51 92 34 86 60 82 55 51 33
实验方法
实验动物基本操作
小鼠尾静脉注射(i.v)
实验动物给药方法
实验动物给药方法
实验动物给药量的计算
（1）药物浓度的表示方法 溶液的质量（g）
百分浓度（％）=————————— ×100% 溶液的体积（ml）
（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。为 了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算，小鼠可按每10g 计算。 给药剂量=药物浓度×给药体积 （3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量 算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。
实验动物基本操作
大鼠灌胃
实验动物基本操作
（2）小鼠腹腔注射(i.p.) •右手持注射器，45度角刺入腹白线偏左的下腹部，进针 3mm左右有落空感时表示已进入腹腔，回抽无肠液、尿液 （有空气）即可注射。给药容积一般为5～10ml/kg。
注意：切误使针头向上 注射，以防针头刺伤内 脏；取药时略多，针头 向上赶去气泡后多余药 品放回原瓶。
实验动物基本操作
大鼠腹腔注射 (0.1 - 0.2 ml/100 g)
实验方法
实验动物基本操作
（3）小鼠尾静脉注射(i.v.) •小鼠置于套桶，用左手抓住小鼠尾巴中部。拔去沿尾部静 脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用 75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张 及软化表皮角质的目的。 •持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴 的下1/4处进针注射量为0.05～0.1ml/10g体重。拔出针头 后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
4、实验动物给药量的计算
几种动物不同给药途径的常用注射量（ml）
注射途径 腹腔 肌肉 静脉 皮下
小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0.2-0.5 0.1-0.5
大鼠 1-3 0.2-0.5 1-2 0.5-1.0
豚鼠 2-5
家兔 5-10
0.2-0.5 0.5-1.0
1-5 0.5-2
3-10 1.0-3.0
作用、作用机制
吸收、分布、代谢、排泄
药物代谢动力学 （Pharmacokinetics）
Pharmacokinetics Pharmacodynamics
Absorption
Drug Administration
实验动物基本操作
大鼠的捉持: 捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴 上防护手套，并应动作轻柔。 •用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；
•左手掌面向鼠背，食指和中 指压住鼠的头顶，拇指和无 名指分别从鼠的两腋下插入， 将鼠的两前肢卡住；或拽紧 鼠后颈及后背皮肤即可。
实验动物基本操作
3、实验动物的给药方法（大、小鼠） （1）小鼠灌胃（i.g.） •将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射 器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线， 沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇阻力，可 将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量 为0.1～0.3ml/10g（体重）。
放整齐；清洁洗涤台、将动物尸体送动物中心； 7.动物尸体和一般实验垃圾必须严格分开放置； 8.实验报告在2周内提交。
药注理意学事与项药物研发
内容
1
实验1：介绍实验药理学，常用动物试验方法，肝功能对药物代 谢的影响实验。
2 实验2: M胆碱受体和H1受体激动药对离体豚鼠回肠的作用
3 讨论课1：新药发现案例讨论