小鼠尾静脉注射方法

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小鼠尾静脉注射细节

小鼠尾静脉注射细节
第一，固定小鼠。

50ml管最好。

盖子中间挖洞，大小适合鼠尾伸出。

管身挖几个洞，方便透气。

多余空间要用棉花填塞，防止小鼠在管中前后移动。

第二，注射器选择。

(针头大小，G自己换算吧)我从1ml的注射器针头到胰岛素针头，以及胰岛素专用注射器全都用过，表示有一种黄色胰岛素专用针头最好用。

粗细，长度，硬度都刚好。

(硬度很重要)打10只左右要换针头，因为不锋利，影响手感。

第三，酒精棉球擦拭。

目的是能清楚的看到血管。

第四。

注射。

这个细节就特别多，只能做的人用绳命去总结。

古代武学大师都把自己看家绝学总结成几句话，这是很有道理的，只能达意，不能言传。

尾部拉直，35-45度入针，至针尖切面的2/3进入后，将注射器平行鼠尾，匀速插入血管0.5-1cm，推药。

最重要的就是匀速前进0.5-1cm这一步。

是否插入血管中，全凭这一段的手感。

顺滑，圆润，无阻力。

重要的事，说三遍，全凭感觉，全凭感觉，全凭感觉。

小鼠尾静脉注射法

小鼠尾静脉注射是药理、毒理实验中常用的注射方法，有些实验要求注射时速快、准确。

我们在长期的动物实验技能操作中，总结出一种新的小鼠尾静脉注射方法，具体方法介绍如下。

1器材1ml一次性注射器，棉球、纱布、毛巾或棉纱手套。

2方法2.1 固定小鼠尾部血管在背、腹侧及左右两侧均有集中分布，每侧均由数对伴行的动、静脉组成的血管丛。

在这些血管中有4根十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。

两侧尾静脉比较容易固定。

将小鼠置于实验台上，操作（甲）左手（戴棉纱手套，也可用毛巾或几层纱布盖住小鼠背部及头部）轻轻按住动物头部及身体，使其露出尾巴。

拇指及食指捏住小鼠尾巴根部，注意避开血管。

右手大拇指及食指挤压小鼠尾巴根部静脉并往尾巴尖部推，同时将尾部向左或向右拧约90°，使一侧尾静脉充盈朝上。

操作（乙）左手朝上，食指及中指置小鼠尾巴尾部，用拇指和食指控制小鼠尾巴角度，使其尾巴尖部朝下（图1）。

左手食指及中指靠在实验台（桌）边缘，使小鼠尾巴与实验台保持平行。

2.2 进针（乙）右手持1ml注射器（4号针头），使针头与静脉平行（小于15°），从尾下1/4处（约距尾尖2cm）进针，于小鼠尾巴拐弯处平行刺入已经充盈的尾静脉内3~5mm。

注射器外套置于拇指及中指交叉处，并调整好位置，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线（图2）。

2.3 注射（乙）松开注射器，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器按手，并将药液按一定速度推入（图3），同时（甲）松开挤压的血管。

刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

注射时若出现隆起的白色皮丘，说明针头未注入血管，应重新向尾巴根部移动注射。

这种注射方法准确率高、速度快，1h可以完成注射约100~150只。

注射完毕后用棉球按压止血。

一次注射量小鼠为0.1~0.2ml/10g体重。

如需反复注射，应尽可能从小鼠尾巴末端开始，以后向尾巴根部方向移动注射。

3体会传统的小鼠尾静脉注射法是将小鼠置于特制的固定筒内（或倒置的大漏斗、乳钵下），使鼠尾在外。

小鼠尾静脉注射方法

各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。

尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。

注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。

但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。

但推走后，看到的就是血管变白了。

是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。

我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。

请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。

经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。

5－普通细针容易移位和穿破血管。

用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。

进针时角度要小一些，一般15°就行了。

进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。

注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。

左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。

之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。

小鼠尾静脉注射

：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。

我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。

（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺.或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。

用干棉球擦干。

血管应选择两侧的血管，从下向上扎。

这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。

3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下部位，针斜面向上，在尾部的下处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。

如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。

若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。

可轻推液体验证。

（联系那么多次，发现开始不能很顺利的进针，原因大部分就是插进去然后有个挑起的过程）5.穿刺结束后,用纱布压住穿刺部位反折尾部进行止血.良好并彻底的止血对于血管可以起到很好的保护作用,这对于需要天天穿刺给药是非常有用的.（一般小鼠需要按压时间很长，否则易引起出血）使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了，药店里到处是卖的。

尾静脉注射技巧

尾静脉注射技巧
尾静脉注射是指将药物注射入小鼠、大鼠尾部的静脉，通常用于实验室动物的药理研究、毒理研究和生物学实验等研究领域。

以下是尾静脉注射的技巧：
1.准备好注射器、药物和针头。

注射器选择0.5毫升或1毫升的，针头可以选择30号或32号。

2.将小鼠或大鼠置于实验台上，用70%乙醇清洁尾部。

3.可以用温水浸泡尾巴5-10分钟，使尾巴血管扩张，易于找到尾静脉。

4.用手指轻轻压迫尾部，将血液推至尾的远端，找到尾的基部，可以在尾基部用光镜找到明显的血管。

5.用消毒的针头轻轻扎破皮肤，针头与血管成约45度角度插入尾静脉，向远端轻轻推进，直到看到血液。

6.吸取药液，将药物注入尾静脉内。

7.拔出针头，用棉球或压迫止血器压迫注射部位，避免流血。

8.观察研究动物的反应状态，如有异常情况及时处理。

注射完毕后，可以将小鼠或大鼠放回笼子内，并留意其情况，通常注射后应保持动物安静，24小时内不给予水和食物。

需要注意的是，尾静脉注射对动物可能存在一定的刺激和压迫，应根据具体实验需要和动物功能状态选择注射液量和注射频率，避免超量或过
度注射导致动物伤害和严重不良反应。

同时也要严格按照实验室动物合法管理要求进行操作，减少对动物的伤害。

小鼠常用采血方法

小鼠常用采血方法小鼠采血是实验动物学中非常常见的实验操作，用于获得血液样本进行生化分析、免疫学研究以及血液学指标检测等。

常用的小鼠采血方法有尾静脉采血、眼眶静脉窦采血和颌下静脉窦采血等。

尾静脉采血是小鼠采血最简单、最常用的方法之一、下面将详细介绍尾静脉采血方法步骤：1.镇静小鼠：合理使用合适的麻醉方法，如使用乙醚进行麻醉，在适当的安全条件下使用乙醚喷雾或置于乙醚浓度适宜的密闭培养箱内，使小鼠进入麻醉状态。

2.准备采血工具：如细针管、吸球和样本采集管等。

3.绑扎尾部：将小鼠放置在固定装置（如支架）上，用滑动环或橡皮筋等绑扎尾部，使尾静脉充血。

4.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭尾部，以保持清洁。

5.采集血液样本：用细针管小心地刺破尾皮，迅速插入尾静脉，然后通过线性轻压尾部顶部，使血液进入针管中。

可以使用吸球来调节吸力，避免过度吸血，以免小鼠失血过多。

6.采完血样：迅速拔出针管，释放扎绑尾部的绳索或橡皮筋。

7.处理伤口：在采血后，可以用棉球轻轻按压以控制出血，并使用抗菌药膏涂抹伤口，加快伤口的愈合。

眼眶静脉窦采血是另一种常用的小鼠采血方法，这种方法更适合于需大量采血的实验。

具体步骤如下：1.镇静小鼠：使用适当的麻醉方法，如乙醚麻醉。

2.固定小鼠：将小鼠放置在固定装置上，使它的头部稳定。

3.准备采血工具：如微量注射器、吸球和注射针等。

4.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭眼眶区域，以保持清洁。

5.采集血液样本：用微量注射器或注射针小心地插入眼眶角内，慢慢吸取血液样本。

可以使用吸球来调节吸力，避免过度吸血。

6.采完血样：迅速拔出注射器或注射针。

7.处理伤口：在采血后，可以用棉球轻轻按压以控制出血，并使用抗菌药膏涂抹伤口，加快伤口的愈合。

颌下静脉窦采血是适用于大鼠、小狗等大型小型动物的一种采血方法，下面是具体步骤：1.镇静动物：使用适当的麻醉方法，如乙醚麻醉。

2.准备采血工具：如采血针、血液采集管等。

3.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭颌下区域，以保持清洁。

小鼠尾静脉注射的操作体会

由于小鼠体型小，生长繁殖快，成本低，易于控制，因此常被用作医学实验动物。

但由于小鼠尾静脉细，穿刺难度大，很大程度上制约了实验的成功与否。

本实验室经过长期的动物实验，掌握了单人小鼠尾静脉注射技术，保证了实验的顺利完成。

在做好实验前的准备工作后，用左手拇指、食指和中指捏住小鼠尾部1/3处，将小鼠尾巴拉直、绷紧，进行常规皮肤消毒，用75%乙醇反复擦拭一侧尾静脉，至血管清晰可见后，右手持注射器（4号针头，规格045），针头斜面向上，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾部末端处（1/3~1/4）向近心端进针，此处皮肤较薄，血管明显突出表皮，进针容易。

然后左手将尾部和注射器固定好，右手轻推注射器缓慢给药，如无阻力，表示穿刺成功，若出现阻力，且尾部肿胀变白，应立即拔出针头，保护血管避免药物外渗，重新进行静脉穿刺。

注射完毕后，左手拇指压住注射部位拔出针头，用干棉球轻压针眼止血。

此操作由单人完成，简单易行且成功率较高。

用75%乙醇反复擦拭静脉能有效扩张静脉血管，使之清晰可见。

因传统的小鼠尾静脉注射都是两人合作进行操作，若配合不当，易造成穿刺失败。

而单人操作时，小鼠的顺应性较好，既节省了人力又节约了时间。

实验中用75%乙醇反复擦拭两侧静脉扩张血管，选择一条扩张明显的血管进行注射，其效果优于其他扩血管方法，如：热水浸泡法、涂抹二甲苯、灯泡热烤等。

另外，由于实验中往往需要对大量小鼠进行反复多次注射，上述的方法在操作时比较繁琐，耗时较长，如果掌握不好温度和时间容易影响穿刺效果，并且极易造成对小鼠的伤害，影响实验结果。

通过以上的实验经验，我们总结了单人小鼠尾静脉注射的基本要领：①要有足够的信心和耐心，保持心态平稳。

②室温控制在25℃以上，光线充足。

③熟悉小鼠尾静脉的解剖位置，选准静脉，注射部位一定从小鼠静脉远端开始逐步向上，保护好血管。

④用75%乙醇反复擦拭，看清静脉血管的走向，做到心中有数。

⑤进针时一定要掌握好进针角度，进针后固定好小鼠尾部与针头，以防小鼠乱动致针头脱出血管。

小鼠尾静脉病毒、腺病毒、慢病毒注射操作步骤

小鼠尾静脉病毒(腺病毒、慢病毒)注射操作步骤小鼠尾静脉病毒(腺病毒、慢病毒)注射操作步骤1、固定建议自制了一个小圆筒，筒的直径正好容下一直小鼠，筒的一端是盲端，筒身上开了N个通气空，有一个后盖，后盖上留有一圆孔，正好容下尾巴。

由于小鼠有钻洞的习性，把它往筒口一放，自己就钻进去了，然后把尾巴从盖孔中穿过，盖上后盖即可。

找一张桌子，把尾巴压在桌边沿上，由于边沿是个直角，把尾巴的下1/3处压在直角上能使尾部暴露很好。

2、扩张血管小鼠尾静脉用热水泡一下或是用75％的酒精擦拭小鼠尾静脉，以使注射前使尾静脉充分充血扩张；或是在上方悬挂一灯泡，在适当距离烤尾静脉也可以使尾静脉充血扩张。

3、注射小鼠尾静脉共三根，一根背侧，另两根分置于两侧，腹侧是动脉。

每只小鼠病毒注射量：以下为建议，具体的注射量需要实验摸索纯化过腺病毒：1-5×109毒量注射(1)，比如纯化腺病毒滴度为1×1011PFU，则每只小鼠注射体积约为10-50ul。

浓缩慢病毒：1-5×107毒量注射，如慢病毒滴度为1×108PFU/ml，则小鼠理论上注射100-500ul，实际上每次注射体积有严格要求（见下方），所以如果量不够，需要分多次注射，每次注射至少间隔1-2天。

每只小鼠病毒注射体积：注射体积不要超过200ul，最好控制在100ul以下，注射剂量过多，也会发生充血性心衰。

关于注射针：一般小鼠尾静脉注射可采用1ml注射器，并更换为4号针头。

（不要用1ml注射器配套的针头，太大了！）建议选用胰岛素注射针（有大小容量，见下图，有很多厂家，图为BD的胰岛素针），可按需选择。

尾静大鼠四号针头300ul小鼠四号针头100ul注意：1.一开始最好从小鼠尾静脉的末端开始注射，如果在中前端注射一旦失败这样可以防止注射的数次失败后液体漏出。

2.注射时手上的感觉很重要，如果针头进入尾静脉，手上会有一种透空感，另外针头如果进入后，液体的推射会很顺利；如果，感觉液体推不进去，很费力，说明针头没有进入尾静脉，而是进入了周围的软组织。

小鼠尾静脉注射操作要点

小鼠尾静脉注射操作要点
1. 嘿，你知道吗，小鼠尾静脉注射关键之一就是得找对位置呀！就像射箭要瞄准靶心一样，得准确找到那细细的尾静脉。

比如用手指轻轻按住小鼠尾巴根部，让静脉鼓起来，这时候可千万别手抖啊！要不然可就扎偏啦。

2. 一定要保持耐心呀！这可不是一下子就能搞定的事儿，就跟你拼图似的，得慢慢来。

注射的时候别着急，慢慢推进药液，你着急了，小鼠也会感受到你的慌张呀！比如稍微快点推药，小鼠可能就会乱动哦。

3. 消毒这个步骤可别小瞧了啊！这就好比出门前要整理好衣服一样重要。

要用酒精好好擦擦，不然感染了可不得了。

就像你受伤了不消毒会发炎一样呢！
4. 注射的角度也很有讲究哦！太斜了不行，太直了也不行，这就像走平衡木一样，得把握好那个度。

比如说角度不对，药液可能就进不去或者漏出来啦。

5. 还有呀，要控制好力度呀！不能太轻也不能太重，这和你开门时用的力气差不多吧。

太轻了门打不开，太重了会把门弄坏呀！要是注射力度不对，小鼠会很不舒服的呢。

6. 最后啊，多练习才能熟能生巧呀！刚开始可能会失败，别灰心，谁还没有个学习的过程呀！就像学骑自行车，一开始会摔倒，但多练几次就会啦。

每次练习都要总结经验，这样下次就会做得更好啦！我觉得呀，只要掌握好这些要点，小鼠尾静脉注射也没那么难嘛！。

小鼠静脉注射

小鼠静脉注射这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。

但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。

操作步骤：1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。

这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。

还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。

圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。

另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。

网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。

圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。

2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。

3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。

可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。

若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。

温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。

等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。

若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。

4. 小鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。

一般要求进针部位靠近小鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。

但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以小鼠尾巴下三分之一的位置比较好。

5. 最关键的就是进针了。

尾静脉注射技巧档

大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得- -大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得关键步骤是:1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。

小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

或者用这个方法：1 小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠；2、注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；3、先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；4、进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。

至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。

多练习，一定很快掌握的，不难，绝对不难！我练习10余只小鼠就比较熟练了2. 用酒精棉球擦拭尾巴,使血管扩张;或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大。

用酒精或热水擦拭，擦拭的时候，可把尾巴用力扯在桌面上。

注射状态为尾巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。

3.用左手的食指,中指,无名指及大拇指将小鼠尾巴固定,; 手法：握住1ml注射器前面0.1ml处。

右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处按此手形进针；看针尖前面那个斜面有3/4（关键），如果血管充盈则进1/2，进入，停，上挑针头，进针；左右轻摆动，如可动，可注射。

原则是：把你第一次打进的手形，完全固定下来，每次都重复。

4.注射:注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一般选择距尾尖1/4或1/3处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。

小鼠尾静脉注射心得(附有图片)

1、固定：很重要，我们实验室自制了一个小圆筒（50ml的离心管），筒的直径正好容下一直小鼠，筒的一端是盲端，筒身上
开了N个通气空，有一个后盖，后盖上留有一圆孔，正好容下尾巴。

由于小鼠有钻洞的习性，把它往筒口一放，自己就钻进去了，然后把尾巴从盖孔中穿过，盖上后盖即可。

这样比较稳妥。

我一般找一张桌子，把尾巴压在桌边沿上，由于边沿
是个直角，把尾巴的下1/3处压在直角上能使尾部暴露很好。

2、扩张血管：关键，我一般用热水泡，直至发红即可，不能太热，容易把皮烫掉了；小鼠尾巴如果发白，那是没烫到位，再多泡一会即可。

3、手法：这要靠多练，熟能生巧。

一开始最好从小鼠尾静脉的末端开始注射，如果在中前端注射一旦失败这样可以防止注射的数次失败后液体漏出。

4：注射时手上的感觉很重要，如果针头进入尾静脉，手上会有一种透空感，这种感觉只有自己亲自经历后才会有比较深的体会，另外针头如果进入后，液体的推射会很顺利；如果，感觉液体推不进去，很费力，说明针头没有进入尾静脉，而是进入了周围的软组织。

5：在注射时，一个很重要的原则是注射要缓慢，均匀推射，速度不可以快，一旦速度快，小鼠会发生充血性心衰；如果一旦出现这种情况，立即停止注射，对小鼠实行心脏按摩，也许可以救活（自己曾经这样救活过2只小鼠）！
6：每次注射的剂量：不可以超过0.2毫升；注射剂量过多，也会发生充血性心衰。

现在我基本上是100％的成功率，关键是要对自己有信心！！。

1裸鼠尾静脉

【求助】小鼠尾静脉注射，注射了三十只，只成功了两只！求教！各位ＧＧＪＪ：我做小鼠尾静脉注射，注射了三十只，只成功了两只！求教最好用几号针头？尾巴如何处理？将针头扎入静脉，可以看回血么？可是小鼠奥！还有扎入静脉后，注射的时候，尾巴与注射器该如何抓，才不会移位置？谢谢！据说小鼠比大鼠还好注射呢。

关于注射的操作帖子，本版有好多。

你可以search一下。

建议，先找几只练练手，熟练了在正式做。

>..............................谢谢谢谢谢谢我喜欢大鼠尾静脉!~感觉比小鼠好大!~--------------------------------------------------------------------------------谢谢谢谢谢谢?????????????????????????我觉得都难打，太小了。

我做过小黑鼠的尾静脉注射，也来说说体会：首先，要用固鼠器固定好，尽量把鼠尾拉直，用酒精擦鼠尾（必要时再用手拍打），好让静脉充分扩张，在鼠尾两侧可找到两条尾静脉（小黑鼠比较难看一点，但认真还是可以看到的）。

用细针头皮下进针（我用的是4号）从远端打起，后面的皮薄一点，较容易打成功（个人看法），打成功时进针会很顺畅，注药没有阻力，一般不会自己回血，若不成功再往近端打，但一般一条血管打过三次还不成功的话最好先暂停，因为刺激后血管会收缩，很难打，歇一会儿换另一边打。

还有一点，信心很重要！！有了信心才能找到感觉。

所以楼主一定要坚信自己能行，这样才能很轻松打中了谢谢，我练练不过还是难，痛苦中．．．．．．．．．首先，我觉得你打不进去小鼠的尾静脉，不应该发这个帖子，有这个时间和工夫，还不如去练习。

尽管我体验过几十只老鼠只打进去几只的崩溃心情。

我记得刚刚开始打尾静脉，很多老鼠都打废了，中午的时候我一个人在动物房对着一笼老鼠有放声大哭的冲动，心里难过得要命，可就是打不进去，我一个师姐买了包子让我吃了再做，包子是和眼泪一起吞到肚子里的，下午5点多回家以后我才意识到，一整天从早上起床到下午五点，我除去吃了师姐的一个包子外，没有吃任何东西，没有喝一口水，甚至没有上过厕所。

小鼠尾静脉注射方法---精品资料

尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。

注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。

我推药液时也挺顺的。

但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。

但推走后，看到的就是血管变白了。

是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。

我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。

5－普通细针容易移位和穿破血管。

进针时角度要小一些，一般15°就行了。

进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。

注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。

左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。

在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。

小鼠尾静脉注射的基本操作过程及注意事项

⼩⿏尾静脉注射的基本操作过程及注意事项
尾静脉注射是常见的的系统性注射⽅式，通过这种⽅式可以感染全⾝的⼤多数器官，它的优
点是操作简便，对动物的损伤较⼩，缺点是⽆法实现特异性感染，尤其是肝脏、⾎管等更易
感。

具体步骤如下：
尾静脉注射⽰意图
1. 实验前准备
准备内容：⼩⿏、⼩⿏固定器 ( 或 50ml 离⼼管）、1ml 注射器、酒精棉球、病毒 ( 冰浴融化）、⽣理盐⽔或 PBS。

2. ⼩⿏固定
a. ⾸先提取⼩⿏尾巴，将其放在⿏笼盖或⼿臂上，并进⾏适当安抚；
b. 然后将⼩⿏装⼊固定器( 可⽤50ml 离⼼管改造）中，盖紧盖⼦，并使其尾巴朝外露
出；
c. ⽤酒精棉球擦拭⼩⿏尾巴，使其⾎管扩张 ( 也可⽤热⽔、加热器等）。

3. 病毒注射
a. ⽤⽣理盐⽔或 PBS 将病毒稀释⾄合适滴度 ( 控制病毒注射体积在100-200μl）；
b. ⽤ 1ml 注射器吸取 100~200μl 病毒；
c. 将⼩⿏尾巴拉直使其红⾊静脉清晰可见，在距尾尖1/3 处进针，缓慢注⼊病毒后拔出，
⽤棉球按压注射点 1min 左右以⽌⾎。

4. 动物恢复
将⼩⿏从固定器上取下，放回原饲养笼中。

一种小鼠尾静脉注射方法[发明专利]

专利名称：一种小鼠尾静脉注射方法专利类型：发明专利
发明人：李泓胜
申请号：CN201811015891.2
申请日：20180901
公开号：CN110870798A
公开日：
20200310
专利内容由知识产权出版社提供
摘要：一种小鼠尾静脉注射方法，涉及一种注射方法，逆时针旋拧松紧螺栓（24），U型夹板（12）夹持松动，用手顺时针转动置具（1），使置具（1）处于竖直放置状态，再顺时针旋拧松紧螺栓（24）使U型夹板（12）与立板（23）之间夹持紧固，固定置具（1）的位置；本发明公开了一种小鼠尾静脉注射方法，在药理实验过程中，可实现满足不同规格、体重大小的小鼠固定以及小鼠安放与注射过程一体化，解决了传统药理实验中，固定装置对小鼠体重有限定以及小鼠填装时需要“硬塞”的不便，本发明操作便捷，优化小鼠填装方式及鼠尾静脉注射操作。

申请人：辽宁泓新科技成果转化服务有限公司
地址：124010 辽宁省盘锦市兴隆台区石油大街17号东方银座城市广场沉香街94号
国籍：CN
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小鼠尾静脉注射技巧

小鼠尾静脉注射技巧一小鼠保定：据说有专门給小鼠尾静脉注射用的保定装置，叫什麽我不知道，因为我没用，但这个可以用。

师姐给我做示范的时候，是用一个小烧杯罩住小鼠，把尾巴拽出来操作，这种方法好像好多人都在用，可是，需要另一个人按住烧杯才行。

我在网上看到有个人把50ml的离心管帽中央打了一个可以把小鼠尾巴伸出来的洞，离心管尖端锯开一个小口通气，试验时把小鼠放进离心管，拽住尾巴塞入帽上的小孔，把帽拧上就行了。

我觉得这招挺好，照着做了一个，不用怕小鼠回身咬人，很安全也很省钱，不用买仪器了，而且，我找了个铁架台（带夹子那种的），把小鼠塞进离心管后，可以把离心管固定在铁架台上，操作就更方便了。

二小鼠尾静脉：把小鼠塞进离心管前，我先在小鼠尾巴正背侧用记号笔画了一个竖道，拧上帽后，不管小鼠在离心管里面怎麽翻转打滚，把尾巴拉出来可以轻松地判定尾巴的背侧方向，不会整混了。

可以注射的静脉有两根，在正背侧的两边，很容易就能看到，但看到不代表能把针插进去，想进针顺利，尾静脉能够膨胀就行了，开始我把小鼠尾巴放到50度热水里泡这，静脉也膨胀了，也可以进针，可就是尾巴湿漉漉的，很容易滑手，水还得勤热着，不然就凉了，要不就得在旁边放个水浴锅或者电磁炉什麽地，太麻烦了。

后来，还是我师姐厉害，她让我拿个打火机，把尾巴拉出来，一燎，就完事了，而且还能把尾巴上的毛燎掉，我现在就用这种方法，很好使，打火机在尾巴上来回快速燎两下，等两三秒钟侧面的尾静脉颜色就变得特别深，深红色吧好像，不过燎的时间一定把握好，时间短了，静脉不膨胀，长了尾巴会烫坏甚至着火，建议开始时快一点燎，多燎两次就知道应该多久是最好地了。

三进针：我用的是1ml的针，每次注射大约100~200ul。

按照上述方法处理完尾静脉后，左手中指和食指夹住鼠尾大约二分之一处，大拇指和无名指夹住尾巴下部，别太靠近尾尖，容易失手，还有，就是中指和食指固定位置后把鼠尾前部分顺着离心管帽上的孔往里塞，直到这两根手指卡到官帽，放置注射的时候小鼠挣扎而打偏。

小鼠尾静脉注射方法

小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。

二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。

2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9± 0 .7 mm。

可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。

如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。

3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。

背部1天，两侧各1条。

由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。

4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。

注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。

5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。

将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。

如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。

若针头不在血管中，手感针行有阻力。

进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。

如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。

小鼠尾静脉注射方法及注意事项

小鼠尾静脉注射方法及考前须知两侧尾静脉比拟容易固定，故常被采用。

操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替),用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。

开始注射时宜少量缓注，如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。

如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，尽量从尾的末端开始。

一次的注射量为每10g 体重0.1-0.2ml。

操作要点及考前须知：一．将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。

1 小鼠固定，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠；2、注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；3、先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；4、进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。

至于能否穿进，个人手感如何，全看自己二. 用酒精棉球擦拭尾巴,使血管扩张;或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比拟大。

用酒精或热水擦拭，擦拭的时候，可把尾巴用力扯在桌面上。

注射状态为尾巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。

三.用左手的食指,中指,无名指及大拇指将小鼠尾巴固定,; 手法：握住1ml注射器前面0.1ml处。

右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处按此手形进针；看针尖前面那个斜面有3/4〔关键〕，如果血管充盈那么进1/2，进入，停，上挑针头，进针；左右轻摆动，如可动，可注射。

个人体会：把第一次打进的手形，完全固定下来，每次都重复。

四.注射:注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一般选择距尾尖1/4或1/3处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。