【精品课件】急性动物实验基本操作技术
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动物实验的基本技术和方法(精编课件).ppt
2. 灌胃给药
在给犬灌胃时，将犬固定于特制的固定
架上，实验时将木制开口器从一侧口角放
入犬的口腔，用左手或绳子固定，右手持
12号胃管由开口器的小圆孔向咽后壁方
向不断插入，导管另一端置于一杯清水中，
若连续出现气泡，说明插入呼吸道，应立
即拔出胃管，重新操作。如无气泡，说明
没有插入气管，插至约20cm，即可到达
四、实验动物的麻醉方法
• 对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程 中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和 动物实验的顺利进行，是动物实验伦理的一个 重要方面。
• 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康 状况等因素进行综合考虑，决定选用的麻醉剂 和麻醉方法。
• 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验 动物的麻醉中绝大多数采用全身麻醉。
精品课件
6.大动物手术时应配备麻醉师，在麻 醉过程中密切观察动物的反应，如 血压、脉搏、呼吸和体温，及时调 节麻醉药剂量，保证手术顺利进行。
7.动物在麻醉期间、手术后至苏醒期 体温会下降，应注意手术室的室温。
8. 注意术后护理。
精品课件
• 麻醉意外的抢救 原因： 麻醉药速度过快、剂量过大、麻醉过深 后果： 中枢神经系统抑制导致呼吸系统、循环系统功能障碍， 引起呼吸、心跳停止。 抢救方法： 要针对具体情况，采取对症治疗的措施。
精品课件
• 吸入乙醚全麻的分期 第一期：镇痛期 指麻醉给药开始到实验动物意识完全丧失的时期。此期实验动物各种反 射存在，肌张力正常，血压升高，心跳加快。 第二期：兴奋期 指实验动物从意识和感觉消失到外科麻醉期开始的时期。实验动物挣扎、 屏气、瞳孔开大、眼球快速转动、血压明显升高、心跳明显加快、呼吸 不规则、各种反射亢进。此期应频频取开面罩，让实验动物多次呼吸新 鲜空气。 第三期：外科麻醉期 指实验动物由兴奋状态转入抑制状态的时期。实验动物的呼吸由不规则 状态变为规则状态，血压和心率平稳、肌肉松弛、反射活动下降，此期 是实验操作的最佳时期。 第四期：麻醉中毒期 指麻醉过深导致实验动物处于垂危状态的时期。此期出现的时间不定，主 要表现为心跳和呼吸微弱、不规则甚至停止，血压急剧下降甚至测不到。 如果抢救不及时会导致死亡。
第九章动物实验基本操作技术
妊娠检查方法有
① 外部检查法 ② 摸胎法 ③ 阴道检查法 ④ 直肠检查法 ⑤ 超声波检查法 ⑥ 孕酮含量测定法 ⑦ 青蛙试验
第五节 分组与编号
动物实验前对实验动物进行随机分组和编号标记 一、随机分组：随机数字表（随机抽样原理） （一） 为二组 例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依
次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方 法，分为甲、乙两组。
第九章 动物实验基本操作技术
2020/9/19
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2020/9/19
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动物实验流程
引进
动物 给药
动 动 动 途径 物 物 物 和方 实抓编 法 验取号 准 固 标 动物 备 定 记 麻醉
体液 采集
实验 术 术 术 外科 前 中 后 技术 准 技 护 操作 备 术 理
动物 处死
动物实验基本操作技术
五、犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、 外形颜色等情况综合判定。
年龄 2个月以下 2～4个月 4～6个月 6～10个月 1岁 2岁 3岁 4～5岁 6～8岁 9～10岁 10岁以上
犬齿更换和磨损情况 仅有乳齿(白、细、尖) 更换门齿． 更换犬齿(白，牙尖圆钝) 更换臼齿 牙长齐，洁白光亮。门齿有尖突 下门齿尖突部分磨乎 上、下门齿尖突大部分磨平 上、下门齿开始磨损呈微斜面，并发黄 门齿磨成齿根，犬齿发黄、磨损 唇部、胡须发白 门齿磨损，犬齿不齐全，牙根黄，唇边胡须全白
第四节 妊娠检查
妊娠诊断(pregnancy diagnosis)：在配种以后能及 时掌握雌性动物是否妊娠、妊娠的时间及胎儿和 生殖器官的异常情况，采用临床和实验室的方法 进行检查。 通过妊娠检查，可以及时地对雌性动物加强护理 或再次配种，以保护母体和胎儿的正常发育，避 免胎儿早期死亡和流产及减少繁育时间的损失。
动物实验基本技术ppt课件
动物实验基本技术
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动物实验基本技术 1 实验动物的分组和编号 2 实验动物的抓取、保定 3 实验动物被毛去除 4 实验动物的给药与取血 55 实验动物的麻醉 6 实验动物的粪便采集 7 实验动物的处死
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一、实验动物编号与分组
（一）编号： 1、被毛涂染法：
实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
大鼠的灌胃 video.tudou/v/XMjAyMTgyMTI0.html?from= s1.8-1-1.2
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frpsala11wwwnordridesigncom28皮内注射wwwnordridesigncom将大小鼠放在金属笼或将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器小鼠固定器中通过中通过金属笼或金属笼或大小鼠固定器大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴的孔拉出鼠尾巴用左手捏住鼠尾巴用左手捏住鼠尾巴中下部用中下部用7575酒精棉球反复擦拭尾精棉球反复擦拭尾注射时以左手拇指注射时以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧和中指捏住鼠尾两侧用食指从下面托起尾用食指从下面托起尾右手持右手持44号针头的号针头的注射器使针头与注射器使针头与静脉平行小于静脉平行小于3030度角度角大鼠亦可用舌下静脉注射小鼠尾静脉注射http
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2
眼眶静脉丛采血
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按 于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管
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动物实验基本技术 1 实验动物的分组和编号 2 实验动物的抓取、保定 3 实验动物被毛去除 4 实验动物的给药与取血 55 实验动物的麻醉 6 实验动物的粪便采集 7 实验动物的处死
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一、实验动物编号与分组
（一）编号： 1、被毛涂染法：
实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
大鼠的灌胃 video.tudou/v/XMjAyMTgyMTI0.html?from= s1.8-1-1.2
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眼眶静脉丛采血
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按 于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管
动物实验的基本技术操作方法幻灯片PPT
一、动物实验的常用方法
6．移植法
一般是将动物的器官、组织或细胞进展相 互移植的一种方法。如骨髓移植时，将小 鼠A〔供体〕的骨髓注入到小鼠B的血液中 〔受体〕，很快可见脾结节化〔脾造血〕。 脾结节的数量反响了造血干细胞的多少， 由此可以观察干细胞的变化。动物各种组 织、器官的移植也是实验研究中常用的方 法。
动
物 编
1
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9
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号
随
机 数
16
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77
94
39
49
54
43
54
82
17
37
93
23
目
归 组
B
B
A
B
A
A
B
A
B
B
A
A
A
A
四、实验动物的随机分组方法
结果列入A组的动物有8只，列入B组的动物 有6只。如要使两组相等，须将A组减少一只， 划入B组。应把哪一只小鼠划入B组，仍可用 随机数字表，在上述抄录的14个数后面再抄 录一个数字为78，此数以8除之，因为归入A 组的小鼠有8只，故以8除，得余数6。于是把 第6个A〔即编写为第12号的小鼠〕划给B组。
一、动物实验的常用方法
动物实验方法是多种多样的，在医学的各 个领域内都有其不同的应用，其中一些根 本方法都是共同性的，如动物的选择、抓 取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采 尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何 种课题的医学研究都要用这套根本方法， 因此，动物实验根本方法，已成为医学科 技工作者必须掌握的一项根本功。
经过这样调整，两组小鼠的分配如下：
A组 3 5 6 8 11 13 14 B组 1 2 4 12 7 9 10
实验动物的基本操作和家兔急性手术共36页
END
Байду номын сангаас 16、业余生活要有意义，不要越轨。——华盛顿 17、一个人即使已登上顶峰，也仍要自强不息。——罗素·贝克 18、最大的挑战和突破在于用人，而用人最大的突破在于信任人。——马云 19、自己活着，就是为了使别人过得更美好。——雷锋 20、要掌握书，莫被书掌握；要为生而读，莫为读而生。——布尔沃
实验动物的基本操作和家兔 急性手术
26、机遇对于有准备的头脑有特别的 亲和力 。 27、自信是人格的核心。
28、目标的坚定是性格中最必要的力 量泉源 之一， 也是成 功的利 器之一 。没有 它，天 才也会 在矛盾 无定的 迷径中 ，徒劳 无功。- -查士 德斐尔 爵士。 29、困难就是机遇。--温斯顿．丘吉 尔。 30、我奋斗，所以我快乐。--格林斯 潘。
动物实验的基本操作方法PPT课件
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健康实验动物基本标志
28
1．动物的购入
购入或领取实验动物时，实验人员应向供应部门索取所 用动物相应等级的由国家主管部门所颁发的质量合格证书， 动物的遗传背景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和健 康等方面的资料。 若是购入或领取清洁级以上实验动物，应采用带有空气 过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒运输，并严格检查其 密封状况。
1
一、动物实验与实验动物
二、动物实验前准备
三、实验动物的抓取固定与编号标记方法
四、实验动物的随机分组方法
五、实验动物被毛的去除方法
六、实验动物给药途径和方法
七、实验动物用药量的确定及计算方法
八、实验动物的麻醉
九、实验动物采血方法
十、急性动物实验中常用的手术方法
十一、实验动物的急救措施
⑴ 硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。 ⑵ 硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水 75ml。 ⑶ 硫化钠8g，溶于100ml水中。
2. 适用于狗等大动物的脱毛配方 硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用
于狗等大动物的脱毛。
53
使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被毛，以节省脱毛 剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在 所需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以 纱布擦干局部，涂一层油脂即可。
3. 对大鼠而言，当大鼠向前爬行时，用左手食指和中指 夹住大鼠颈部，同时拇指和无名指滑向其左右腋下，分开前 肢，拿起动物反转为仰卧位，即可进行实验操作。
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健康实验动物基本标志
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1．动物的购入
购入或领取实验动物时，实验人员应向供应部门索取所 用动物相应等级的由国家主管部门所颁发的质量合格证书， 动物的遗传背景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和健 康等方面的资料。 若是购入或领取清洁级以上实验动物，应采用带有空气 过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒运输，并严格检查其 密封状况。
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一、动物实验与实验动物
二、动物实验前准备
三、实验动物的抓取固定与编号标记方法
四、实验动物的随机分组方法
五、实验动物被毛的去除方法
六、实验动物给药途径和方法
七、实验动物用药量的确定及计算方法
八、实验动物的麻醉
九、实验动物采血方法
十、急性动物实验中常用的手术方法
十一、实验动物的急救措施
⑴ 硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。 ⑵ 硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水 75ml。 ⑶ 硫化钠8g，溶于100ml水中。
2. 适用于狗等大动物的脱毛配方 硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用
于狗等大动物的脱毛。
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使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被毛，以节省脱毛 剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在 所需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以 纱布擦干局部，涂一层油脂即可。
3. 对大鼠而言，当大鼠向前爬行时，用左手食指和中指 夹住大鼠颈部，同时拇指和无名指滑向其左右腋下，分开前 肢，拿起动物反转为仰卧位，即可进行实验操作。
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动物实验基本操作技术课件
*
二、豚鼠 一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽，眼神呆滞，行动迟缓。而年轻豚鼠牙齿短白，爪短软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身体。同样，也可根据体重来推断大致年龄。同日龄豚鼠，雌性体重略高于雄性。与大鼠一样，其体重受多种因素的制约。实验对年龄要求比较严格时，必须由卡片记录提供准确年龄。
*
*
采血时要注意
采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜； 采血用具有采用部位一般需要进行消毒； 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； 若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。
*
*
部 位
动物种类
ａ．尾静脉
大鼠、小鼠
*
*
外部检查法 摸胎法 阴道检查法 直肠检查法 超声波检查法 孕酮含量测定法
妊娠检查方法有
*
*
第五节 分组与编号
动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。 随机分组 当分为二组时 例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法，分为甲、乙两组。 分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第21行第31列的78，则从78开始，由上向下抄12个随机数字，如下：
ｂ．耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉
兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
１．取少量血
*
*
部 位
动物种类
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
ｂ．前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
兔
二、豚鼠 一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽，眼神呆滞，行动迟缓。而年轻豚鼠牙齿短白，爪短软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身体。同样，也可根据体重来推断大致年龄。同日龄豚鼠，雌性体重略高于雄性。与大鼠一样，其体重受多种因素的制约。实验对年龄要求比较严格时，必须由卡片记录提供准确年龄。
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采血时要注意
采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜； 采血用具有采用部位一般需要进行消毒； 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； 若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。
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部 位
动物种类
ａ．尾静脉
大鼠、小鼠
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外部检查法 摸胎法 阴道检查法 直肠检查法 超声波检查法 孕酮含量测定法
妊娠检查方法有
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第五节 分组与编号
动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。 随机分组 当分为二组时 例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法，分为甲、乙两组。 分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第21行第31列的78，则从78开始，由上向下抄12个随机数字，如下：
ｂ．耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉
兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
１．取少量血
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部 位
动物种类
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
ｂ．前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
兔
动物实验基本操作精品PPT课件
22.01.2020
实验动物中心 12
7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心
电、肌电、脑电等； 对动物组织中各种活动物质用生物化学法测定，如各种酶，
激素等。
22.01.2020
实验动物中心 13
8．病理解剖学、组织学观察法
采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、分析动物各 种疾病时病理组织学改变。可从组织学的角度来探讨疾 病防治机理，近年来由于电子显微技术的进展，不仅可 以观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结构的变化，而 且也可以运用电子扫描方法对动物器官的微小结构进行 完整的表层观察。
实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反 应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。 依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。
22.01.2020
实验动物中心 20
（四）豚鼠的抓取固定方法
豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时， 必须稳、准和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住 鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只 手托住臀部。固定的方式基本同大鼠。
22.01.2020
实验动物中心 33
五、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中 常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和 脱毛三种。
22.01.2020
实验动物中心 34
剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛 时需注意以下几点：
⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； ⑵依次剪毛，不要乱剪； ⑶剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术桌和操作
22.01.2020
实验动物中心 15
动物实验基本操作方法课件
动物实验基本操作方法课件
动物实验基本操作方法课件
(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前， 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75％酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已 进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始， 另外，左右两根血管可交换选择使用。
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
动物实验基本操作方法课件
三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
动物实验基本操作方法课件
动物实验基本操作方法课件
五、犬、猫等的抓取与固定
动物实验基本操作方法课件
六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”
动物实验基本操作方法课件
(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前， 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75％酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已 进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始， 另外，左右两根血管可交换选择使用。
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
动物实验基本操作方法课件
三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
动物实验基本操作方法课件
动物实验基本操作方法课件
五、犬、猫等的抓取与固定
动物实验基本操作方法课件
六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”
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股神经（白色） 股动脉（粉红色） 外→内 股静脉（蓝色） （5）股动脉插管：方法同颈总动脉插管
7、胸内压的测定和气胸
（1）胸内压的测定
①右腋前线第4~5肋间作2cm的水平切口 ②水检压计的针头沿肋骨上缘斜插入胸腔 ③检压计的水柱向胸腔一测升高 ，并随呼吸波动 ④观察吸气和呼气时的胸内压数值
（2）气胸
4、常用哺乳类动物手术器的使用方法
5、家兔颈部手术 （1）剪毛
（2）局部麻醉：1%普鲁卡因2~3ml 皮下注射
（3）切口和止血
（4）气管插管
气管插管术示意图
气管插管术示意图-示气管切口
气管插管术示意图-示固定插管
气管插管
减压神经
交感神经
迷走神经 颈总动脉
家兔颈部血管神经示意图
（5）神经和血管的分离
兔抓取 称重 麻醉
乌拉坦，4ml/kg)
（25% 固定
角 膜 反 射 皮 反肤 应夹 捏
注射要点：
①抽取药液后应排净空气 ②从兔耳尖端注射 ， ③推注时阻力小才能继续注射； ④先快后慢，注意观察麻醉的指征； ⑤补充剂量不能超过总量的1/5 ⑥ 拔针头后盐水纱布压迫止血。
3、家兔的固定
（1）头部的固定 （2）四肢的固定
急性动物实验的基本操作技术和气胸
[实验目的]
1、初步掌握急性动物实验的基本操作步骤。 2、掌握切开皮肤与识别，分离颈部神经、血
管、气管及股动脉。 3、初步了解家兔颈总动脉、气管、股动脉插
管方法。 4、学习测定胸内压的方法，观察气胸时胸内
压和呼吸的变化。 5、掌握处死动物的方法。
[实验对象]
健康家兔，体重2kg左右，雌雄不拘。
[实验药品及器材]
25%氨基甲酸乙脂（乌拉坦） 0.9%NaCl溶液 哺乳类动物手术器械1套
哺乳类手术器械
用于切开皮肤和脏器。常用手术刀由刀片和刀柄组成。 根据手术的部位与性质，可以选用大小、形态不同的手术 刀片。
哺乳类手术器械
哺乳类手术器械
三、实验内容
➢ （一）称重、麻醉 ➢ （二）固定、剪毛 ➢ （三）颈部手术
最粗 最细
分离神经和血管
神经分离示意图
神经分离示意图-示迷走神经
（6）颈总动脉插管
动脉插管：
先在远心端结扎左侧颈 总动脉，再用动脉夹在 近心端将其夹闭。用眼 科剪将动脉剪开一斜口， 将注满肝素生理盐水的 插管向心脏方向插入动 脉，结扎固定。
颈总动脉
动脉插管
6、家兔股部的手术
（1）用手触摸股动脉搏动，辨明动脉走向 （2）在皮肤上切3~5cm长的切口 （3）分离皮下组织及筋膜 （4）辨别神经血管
①在胸壁上造成1cm2的创口，使胸膜腔与 大气相通
②观察：胸内压的变化 呼吸的变化 肺组织的萎缩
8、处死动物 （1）空气栓塞 （2）大量放血
[实验步骤]
1、家兔的捉拿及称重。
×
××
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2、家兔的麻醉
（1）麻醉药的选择 25%氨基甲酸乙脂(乌拉坦)，4ml/kg。
（2）麻醉的方法及部位：耳缘静脉注射
耳缘静脉（厚） 动脉
⊙ 耳缘静脉（薄）
麻醉效果的观察：指导P67页 （1）呼吸：呼吸变慢且均匀 （2）反射活动：角膜反射迟钝 （3）肌张力：全身肌肉松驰 （4）皮肤夹捏反应：消失
7、胸内压的测定和气胸
（1）胸内压的测定
①右腋前线第4~5肋间作2cm的水平切口 ②水检压计的针头沿肋骨上缘斜插入胸腔 ③检压计的水柱向胸腔一测升高 ，并随呼吸波动 ④观察吸气和呼气时的胸内压数值
（2）气胸
4、常用哺乳类动物手术器的使用方法
5、家兔颈部手术 （1）剪毛
（2）局部麻醉：1%普鲁卡因2~3ml 皮下注射
（3）切口和止血
（4）气管插管
气管插管术示意图
气管插管术示意图-示气管切口
气管插管术示意图-示固定插管
气管插管
减压神经
交感神经
迷走神经 颈总动脉
家兔颈部血管神经示意图
（5）神经和血管的分离
兔抓取 称重 麻醉
乌拉坦，4ml/kg)
（25% 固定
角 膜 反 射 皮 反肤 应夹 捏
注射要点：
①抽取药液后应排净空气 ②从兔耳尖端注射 ， ③推注时阻力小才能继续注射； ④先快后慢，注意观察麻醉的指征； ⑤补充剂量不能超过总量的1/5 ⑥ 拔针头后盐水纱布压迫止血。
3、家兔的固定
（1）头部的固定 （2）四肢的固定
急性动物实验的基本操作技术和气胸
[实验目的]
1、初步掌握急性动物实验的基本操作步骤。 2、掌握切开皮肤与识别，分离颈部神经、血
管、气管及股动脉。 3、初步了解家兔颈总动脉、气管、股动脉插
管方法。 4、学习测定胸内压的方法，观察气胸时胸内
压和呼吸的变化。 5、掌握处死动物的方法。
[实验对象]
健康家兔，体重2kg左右，雌雄不拘。
[实验药品及器材]
25%氨基甲酸乙脂（乌拉坦） 0.9%NaCl溶液 哺乳类动物手术器械1套
哺乳类手术器械
用于切开皮肤和脏器。常用手术刀由刀片和刀柄组成。 根据手术的部位与性质，可以选用大小、形态不同的手术 刀片。
哺乳类手术器械
哺乳类手术器械
三、实验内容
➢ （一）称重、麻醉 ➢ （二）固定、剪毛 ➢ （三）颈部手术
最粗 最细
分离神经和血管
神经分离示意图
神经分离示意图-示迷走神经
（6）颈总动脉插管
动脉插管：
先在远心端结扎左侧颈 总动脉，再用动脉夹在 近心端将其夹闭。用眼 科剪将动脉剪开一斜口， 将注满肝素生理盐水的 插管向心脏方向插入动 脉，结扎固定。
颈总动脉
动脉插管
6、家兔股部的手术
（1）用手触摸股动脉搏动，辨明动脉走向 （2）在皮肤上切3~5cm长的切口 （3）分离皮下组织及筋膜 （4）辨别神经血管
①在胸壁上造成1cm2的创口，使胸膜腔与 大气相通
②观察：胸内压的变化 呼吸的变化 肺组织的萎缩
8、处死动物 （1）空气栓塞 （2）大量放血
[实验步骤]
1、家兔的捉拿及称重。
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2、家兔的麻醉
（1）麻醉药的选择 25%氨基甲酸乙脂(乌拉坦)，4ml/kg。
（2）麻醉的方法及部位：耳缘静脉注射
耳缘静脉（厚） 动脉
⊙ 耳缘静脉（薄）
麻醉效果的观察：指导P67页 （1）呼吸：呼吸变慢且均匀 （2）反射活动：角膜反射迟钝 （3）肌张力：全身肌肉松驰 （4）皮肤夹捏反应：消失