第十一章 动物实验技术 ppt课件
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基础医学-动物实验技术(研)
实验动物的选择原则与标准
选择原则
选择对人类疾病具有代表性的动物，如灵长类动物在神经系统研究中常用；选择 繁殖快、饲养成本低的动物，如小鼠、大鼠等。
标准
健康状况良好，遗传背景清晰，年龄、体重、性别等符合实验要求。
实验动物的管理与饲养
管理
建立实验动物档案，记录动物来源、 品种、品系、繁殖情况等；定期对动 物进行体检，保证其健康状况。
环境污染物研究
动物实验可以用于研究环境污染物对生物体的影响，如空气污染、 水污染等。
致癌性研究
动物实验可以用于研究物质的致癌性，揭示致癌机制和风险因素。
04
动物实验技术的挑战与展望
动物实验技术的局限性
01
伦理问题
动物实验涉及到对动物的伤害和死亡，引发了伦理和道德的争议。
02
人类疾病模型的局限性
动物模型不能完全模拟人类疾病的复杂性和多样性。
3
实验后的护理
对实验动物进行适当的护理，确保动物的健康和 福利。
动物实验数据的采集与处理
数据采集的方法
根据实验目的选择合适的数据采集方法，如生理信号 采集、生化指标检测等。
数据的整理与清洗
对采集到的数据进行整理和清洗，去除异常值和重复 数据。
数据分析与建模
运用统计分析方法和数学模型对数据进行处理和分析， 挖掘数据背后的规律和趋势。
发展
近年来，随着基因编辑技术的发展，如CRISPR-Cas9技术， 科学家们能够更精确地编辑实验动物的基因，以模拟特定的 人类疾病。这为研究人类疾病提供了更准确、更可靠的模型 。
动物实验技术的伦理与法规
伦理
动物实验技术在实施过程中必须遵循伦理原则，确保动物的福利和权益。伦理 审查是动物实验的必要环节，以确保实验的必要性、科学性和人道性。
第十一章 动物实验技术 ppt课件
2
40
1
15-20
1
10-40
10
100～200
10
80-100
2
50
2
750-1000
30
800-1000
20
第五节 动物实验基本设计
一、设计原则 1.对照（antitheses）性原则：
是要求在实验中设立可与实验组比较，用于消除 各种无关因素影响的对照组。
空白对照：不施加任何处理因素 实验条件对照：
第十一章 动物实验技术
▪第一节 实验动物的固定、标记 ▪第二节 实验动物的给药途径和采血方法 ▪第三节 实验动物用药量的确定及计算方法 ▪第四节 实验动物的麻醉和处死方法 ▪第五节 动物实验基本设计
常用药物的最大给药量
动物 大鼠 小鼠 豚鼠 家兔
项目 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头
举例：
给某种动物饲喂一种药物，预实验中每月体重增 长比对照增加30±15g（均值±标准差）。设显著水 平为95%，检验能力为80%，则正式实验所需样本含 量n为：
n=2152（1.96+0.842）2/302=3.93
即每组只需4只动物。
二、基本设计方法
1. 单组比较设计 指在同一个体上观察实验处理前后某种观测指
人与实验动物之间药物剂量的换算
人与实验动物对同一药物的耐受性，动 物比人大，即单位体重的用药量比人要 大。 1. 一般可按下列比例换算，每单位体重人 的药量为1，则小鼠、大鼠为25-50，兔、 豚鼠为15-20，狗、猫为5-10。
2. 在新药药效研究中多以下列公式转换人 及不同动物之间的药量：
人及不同实验动物之间药物量对应值
动物实验的基本技术和方法(精编课件).ppt
2. 灌胃给药
在给犬灌胃时，将犬固定于特制的固定
架上，实验时将木制开口器从一侧口角放
入犬的口腔，用左手或绳子固定，右手持
12号胃管由开口器的小圆孔向咽后壁方
向不断插入，导管另一端置于一杯清水中，
若连续出现气泡，说明插入呼吸道，应立
即拔出胃管，重新操作。如无气泡，说明
没有插入气管，插至约20cm，即可到达
四、实验动物的麻醉方法
• 对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程 中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和 动物实验的顺利进行，是动物实验伦理的一个 重要方面。
• 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康 状况等因素进行综合考虑，决定选用的麻醉剂 和麻醉方法。
• 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验 动物的麻醉中绝大多数采用全身麻醉。
精品课件
6.大动物手术时应配备麻醉师，在麻 醉过程中密切观察动物的反应，如 血压、脉搏、呼吸和体温，及时调 节麻醉药剂量，保证手术顺利进行。
7.动物在麻醉期间、手术后至苏醒期 体温会下降，应注意手术室的室温。
8. 注意术后护理。
精品课件
• 麻醉意外的抢救 原因： 麻醉药速度过快、剂量过大、麻醉过深 后果： 中枢神经系统抑制导致呼吸系统、循环系统功能障碍， 引起呼吸、心跳停止。 抢救方法： 要针对具体情况，采取对症治疗的措施。
精品课件
• 吸入乙醚全麻的分期 第一期：镇痛期 指麻醉给药开始到实验动物意识完全丧失的时期。此期实验动物各种反 射存在，肌张力正常，血压升高，心跳加快。 第二期：兴奋期 指实验动物从意识和感觉消失到外科麻醉期开始的时期。实验动物挣扎、 屏气、瞳孔开大、眼球快速转动、血压明显升高、心跳明显加快、呼吸 不规则、各种反射亢进。此期应频频取开面罩，让实验动物多次呼吸新 鲜空气。 第三期：外科麻醉期 指实验动物由兴奋状态转入抑制状态的时期。实验动物的呼吸由不规则 状态变为规则状态，血压和心率平稳、肌肉松弛、反射活动下降，此期 是实验操作的最佳时期。 第四期：麻醉中毒期 指麻醉过深导致实验动物处于垂危状态的时期。此期出现的时间不定，主 要表现为心跳和呼吸微弱、不规则甚至停止，血压急剧下降甚至测不到。 如果抢救不及时会导致死亡。
动物实验【PPT课件】
一、动物实验的常用方法
1．复制动物模型法 2．切开、分离法 3．切除和注入提取液法 4．离体组织器官法 5．瘘管法
6．移植法 7．生物电、活性观察法 8．病理解剖学、组织学观察法 9．免疫学观察法 10．其它
1．复制动物模型法
此法是动物实验最基本的方法，是采用人 工的方法使动物在一定致病因素（机械、化学、 生物和物理）作用下，造成动物的组织，器官或 全身的一定损伤，复制成与人类疾病相似的动物 疾病模型，来研究各种疾病的发生、发展规律及 防治方法。
8．病理解剖学、组织学观察法
采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观 察、分析动物各种疾病时病理组织学改变。 可从组织学的角度来探讨疾病防治机理，由 于电子显微技术的进展，不仅可以观察到病 变时细胞内细胞器等亚细胞结构的变化，而 且也可以运用电子扫描方法对动物器官的微 小结构进行完整的表层观察。
9．免疫学观察法
戊巴比妥纳 狗、兔 静脉
30
3
2-4
大、小鼠、腹腔 40-50
2
2-4
豚鼠 腹腔 40-50
2
2-4
硫喷妥纳 狗、兔 静脉 15-20
2
15-30分钟
大白鼠 腹腔 40
1
15-30分钟
小白鼠 腹腔 15-20 1
15-30分钟
氯醛糖 兔
8．里基特（Charles Ricet）法国生理学家，在 用实验动物试验海葵触手提取物，以测定其毒素 剂量时，突然发现，与第一次相隔一段时间第二 次的微小剂量常使动物迅速死亡。
9．洛伊（Otto Loewi），格次茨大学药物学教 授。1921年，他以创造性的思维，仅采用简单的 动物实验方法，就发现了副交感神经的神经介质 为乙酰胆硷。
2．切开、分离法
小鼠实验的基本技术和方法ppt课件
重。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
动物实验基本技术ppt课件
动物实验基本技术
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动物实验基本技术 1 实验动物的分组和编号 2 实验动物的抓取、保定 3 实验动物被毛去除 4 实验动物的给药与取血 55 实验动物的麻醉 6 实验动物的粪便采集 7 实验动物的处死
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一、实验动物编号与分组
（一）编号： 1、被毛涂染法：
实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
大鼠的灌胃 video.tudou/v/XMjAyMTgyMTI0.html?from= s1.8-1-1.2
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frpsala11wwwnordridesigncom28皮内注射wwwnordridesigncom将大小鼠放在金属笼或将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器小鼠固定器中通过中通过金属笼或金属笼或大小鼠固定器大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴的孔拉出鼠尾巴用左手捏住鼠尾巴用左手捏住鼠尾巴中下部用中下部用7575酒精棉球反复擦拭尾精棉球反复擦拭尾注射时以左手拇指注射时以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧和中指捏住鼠尾两侧用食指从下面托起尾用食指从下面托起尾右手持右手持44号针头的号针头的注射器使针头与注射器使针头与静脉平行小于静脉平行小于3030度角度角大鼠亦可用舌下静脉注射小鼠尾静脉注射http
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2
眼眶静脉丛采血
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按 于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管
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动物实验基本技术 1 实验动物的分组和编号 2 实验动物的抓取、保定 3 实验动物被毛去除 4 实验动物的给药与取血 55 实验动物的麻醉 6 实验动物的粪便采集 7 实验动物的处死
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一、实验动物编号与分组
（一）编号： 1、被毛涂染法：
实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
大鼠的灌胃 video.tudou/v/XMjAyMTgyMTI0.html?from= s1.8-1-1.2
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2
眼眶静脉丛采血
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按 于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管
第十一章微生物的分类和鉴定ppt课件
例1：苏云金芽孢杆菌蜡螟亚种 Bacillus thuringiensis （subsp）galleria 例2：椭圆酿酒酵母（或酿酒酵母椭圆变种） Saccharomyces cerevisiae （var）ellipsoideus
由于细菌分类单元的划分缺乏一个易于操作的统一标准， 为了减少因采用不同标准界定分类单元所造成的混乱， 细菌系统分类也像其他生物分类一样采用“模式概念”
学名（scientific name）
指一个菌种的科学名称，它是按照《国际 细菌命名法规》命名的、国际学术界公认并通 用的正式名字。
一、双名法（binominal nomenclature）
双名法指一个物种的学名由前面一个属名（generic name）和后面一个种名加词（specific epithet）两部分
Ainsworth从1966年起，就把真菌界分为两大门 （粘菌门和真菌门），并把真菌门再分成五个亚门。 目前，该系统已为各国广大真菌分类学者所普遍采 用，影响较大。
三、酵母菌的分类
酵母菌的分类普遍采用荷兰的Loddov在1970 年提出的分类系统。
在这个分类系统中，以是否形成各类有性孢子 作为分类的起点，
细致的观察和测试，参照一定的，用对比的方法来 确定该微生物的分类地位。
第一节 通用分类单元
三、种以下的分类单元
亚种（subspecies，subsp.，ssp.） 变种（variety，var.） 型（form） 类群（group） 菌株（strain） 小种（race） 相（phase） 态（state）
一般指自然存在的微生物交互变异中的一定阶段。
（八）态（state）
通常指微生物的菌落变异状态，如粗糙、光 滑或粘液状等。
动物实验的基本技术和方法ppt课件
编辑版pppt
32
六、实验动物的给药方法
• 经口给药法 • 注射法 • 其它途径给药方法 1. 呼吸道给药 2. 皮肤给药 3. 脊髓腔内给药 4. 脑内给药 5. 直肠内给药 6. 关节腔内给药
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33
• 经口给药 1. 拌入饲料、饮水中自由摄取
优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃 优点：能准确定量 缺点：给动物造成一定的痛苦，需 熟练掌握技术
编辑版pppt
34
大小鼠灌胃注意点
1. 用灌胃针。
2. 从嘴角处插入，到达咽部后 改变灌胃针的方向，使其与 食管的走向一致，然后顺利 插入。
3. 成年大鼠由于体型较大，不 易保定。办法：
1）一人保定，一人灌胃
2）操作者抓取后，将大鼠尾部按 在自己的胸部，达到固定尾 部的目的，然后灌胃。
灌胃量：小鼠0.2-0.4ml/10克，
编辑版pppt
18
按体重分层随机区组分组
编辑版pppt
19
三、动物编号常用的标记方法
适用需要个体识别的实验 1. 染料标记法：适合白色被毛的动物，如小鼠
、大鼠、豚鼠、兔等。 黄色：常用3~5%苦味酸溶液 红色：常用0.5%中性红溶液 咖啡色: 2%硝酸银溶液 黑色：煤焦油酒精溶液
优点：简单、易识别 缺点：长期易退色；不能编大号码。
停止吸入后很快苏醒
• 缺点：
需要一定的仪器设备，
注意自身防护。
编辑版pppt
27
大小鼠麻醉法
编辑版pppt
28
（2）注射麻醉法 注射麻醉法是使用非挥发性麻醉药进行全麻
的方法。在动物实验中比较常用。 常用麻醉药： 戊巴比妥钠 硫喷妥钠 氯氨酮 乌拉坦 大动物：静脉注射或肌肉注射 啮齿类动物：腹腔注射
动物实验技术PPT课件
不同种系的实验动物对相同因素的刺激反 应既有共同性的一面，也存在一些特殊反应， 同样的刺激对一些动物敏感，但对另外一些动 物可能不敏感。因此在实验研究中选用那些有 特殊反应、对实验研究敏感的动物作为实验对 象，也是保证实验成功的重要因素。
38
（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
38
（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
动物实验基本技术和方法PPT课件全文编辑修改
动物，即2号动物调整到B组。 ⑦最终分组
A：3，9，10，12
B；1， 2 ，4，6 C：5，7，8，11
第49页，共115页。
七、去毛
1、剪毛：弯头剪毛剪。 2、拔毛：大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉
注射。 3、剃毛：将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，
蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方 向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛 向剃毛。
组别： B， C， A， B， C， B， C， C， A， A，C， A
第48页，共115页。
⑤ A：3，9，10，12 Bห้องสมุดไป่ตู้1，4，6
C：2，5，7，8，11
⑥调整分组：接刚才随机数字10继续抄表得随机 数字61，用61除以5（因为需要把C组的5个数 字调整掉一个），得余数1，所以把C组的第1个
第39页，共115页。
五、编号和标记
1、染色法：浅色动物 3.5-5％苦味酸溶液（黄色） 0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） 煤焦油酒精溶液（黑色） 龙胆紫溶液（紫色）
第40页，共115页。
第41页，共115页。
2、打耳孔法：小型动物
第42页，共115页。
3、剪趾法：小型动物
第43页，共115页。
第52页，共115页。
（三）灌胃（i.g)
1、小鼠、大鼠、豚鼠
灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住 鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器， 将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。 动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针 拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
随机数字78，用78除以8（因为需要把A组的 8个数字调整掉一个），得余数6，所以把A组 的第6个动物，即12号动物调整到B组
A：3，9，10，12
B；1， 2 ，4，6 C：5，7，8，11
第49页，共115页。
七、去毛
1、剪毛：弯头剪毛剪。 2、拔毛：大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉
注射。 3、剃毛：将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，
蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方 向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛 向剃毛。
组别： B， C， A， B， C， B， C， C， A， A，C， A
第48页，共115页。
⑤ A：3，9，10，12 Bห้องสมุดไป่ตู้1，4，6
C：2，5，7，8，11
⑥调整分组：接刚才随机数字10继续抄表得随机 数字61，用61除以5（因为需要把C组的5个数 字调整掉一个），得余数1，所以把C组的第1个
第39页，共115页。
五、编号和标记
1、染色法：浅色动物 3.5-5％苦味酸溶液（黄色） 0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） 煤焦油酒精溶液（黑色） 龙胆紫溶液（紫色）
第40页，共115页。
第41页，共115页。
2、打耳孔法：小型动物
第42页，共115页。
3、剪趾法：小型动物
第43页，共115页。
第52页，共115页。
（三）灌胃（i.g)
1、小鼠、大鼠、豚鼠
灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住 鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器， 将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。 动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针 拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
随机数字78，用78除以8（因为需要把A组的 8个数字调整掉一个），得余数6，所以把A组 的第6个动物，即12号动物调整到B组
《动物实验基本技术》PPT课件
40
4.腹腔注射
➢准备：注射器吸入待注射药液 ➢过程：
✓一手固定动物，腹部向上，且呈头低位 ✓局部皮肤消毒 ✓一手持注射器刺入下腹部皮下，针头向前推
进3mm后，注射针头与皮肤面呈45°角刺 入腹肌
2021/6/10
41
4.腹腔注射
➢准备：注射器吸入待注射药液 ➢过程：
✓一手固定动物，腹部向上，且呈头低位 ✓局部皮肤消毒 ✓一手持注射器刺入下腹部皮下，针头向前推
2021/6/10
3
1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
2021/6/10
4
1.小鼠的抓取保定
➢抓取：
✓右手抓住鼠尾并提起，把小鼠置于笼盖或其 他粗糙面上，向后方轻拉
✓左手拇指和食指捏住其两耳和颈部皮肤 ✓右手拉紧小鼠尾部，拉直鼠身， ✓左手无名指和小指压紧尾巴和后肢，中指和
手掌心夹住背部皮肤，使小鼠呈一直线
➢保定：四肢及门牙用棉线固定在解剖台上
2021/6/10
5
2.大鼠的抓取保定
12
分组原则--随机分组(1)
➢完全随机分组--如小鼠20只，分甲、乙两组
✓小鼠编为1号～20号
✓随机数表中取出20个随机数依次分配给1～20 号动物
✓设单数为甲组，双数为乙组（表1-3-2），结 果甲组9只，乙组11只
✓再查随机数表的第21个数为13，将13÷11＝1
余2。则将乙组中的第二位（6号动物）取出
动物实验技术ppt课件
的药液。
2、左手捉持小鼠，使小鼠头部向上。 3、右手将灌胃针头尖端从小鼠口角处进针 放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌 胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内。灌胃针插 入约3cm. 4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射 器中的药液灌入小鼠的胃中。
10
剂量：约0.5ml／10g体重。 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。
22
三、小鼠的采血—— 摘除眼球采血法：
原理：将小鼠的眼球摘除后取血液 的方法。
器材：眼科弯镊、试管。
23
方法步骤：
(1)左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实 验台上，取侧卧位;
(2)左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈 后压，使眼球突出。
24
(3)用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立， 用试管接住流出的血液。 (4)采血完毕立即用纱布压迫止血。 采血量：每次0.6-1.0ml/次。
26
二、大鼠的给药方法： (一)灌胃给药 原理：将药液直接注入大鼠的胃内。 器材：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠
饲养盒+面罩l套、生理盐水、烧杯。
27
方法步骤：
1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量 的药液。 2、左手捉持保定大鼠，右手将灌胃针头尖 端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推， 灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内。 灌胃针插入约5cm.
6
二、小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+面罩1套。
方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养合的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后、 颈背部的皮肤，将小鼠提起。
7
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。
4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。
2、左手捉持小鼠，使小鼠头部向上。 3、右手将灌胃针头尖端从小鼠口角处进针 放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌 胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内。灌胃针插 入约3cm. 4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射 器中的药液灌入小鼠的胃中。
10
剂量：约0.5ml／10g体重。 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。
22
三、小鼠的采血—— 摘除眼球采血法：
原理：将小鼠的眼球摘除后取血液 的方法。
器材：眼科弯镊、试管。
23
方法步骤：
(1)左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实 验台上，取侧卧位;
(2)左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈 后压，使眼球突出。
24
(3)用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立， 用试管接住流出的血液。 (4)采血完毕立即用纱布压迫止血。 采血量：每次0.6-1.0ml/次。
26
二、大鼠的给药方法： (一)灌胃给药 原理：将药液直接注入大鼠的胃内。 器材：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠
饲养盒+面罩l套、生理盐水、烧杯。
27
方法步骤：
1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量 的药液。 2、左手捉持保定大鼠，右手将灌胃针头尖 端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推， 灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内。 灌胃针插入约5cm.
6
二、小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+面罩1套。
方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养合的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后、 颈背部的皮肤，将小鼠提起。
7
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。
4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。
实验十一鸡血细胞融合PPT课件
细胞形态比较
比较不同处理组之间的细胞形态差异，分析诱导因素对 细胞形态的影响。
诱导因素对细胞融合的影响
诱导因素分析
分析不同诱导因素对细胞融合的作用，如化 学物质、物理因素等。
诱导因素比较
比较不同诱导因素对细胞融合的影响程度， 确定最佳诱导条件。
05 实验总结与展望
实验总结
实验原理
鸡血细胞融合实验涉及细胞生物学、 遗传学和分子生物学等多个领域，通 过实验，我们深入了解了细胞融合的 过程和机制。
疾病治疗
通过细胞融合技术可以制备具有 特定功能的细胞系，用于治疗某 些遗传性疾病、肿瘤和免疫系统
疾病等。
药物研发
利用细胞融合技术可以制备具有特 定功能的细胞系，用于药物筛选和 药效研究，有助于发现新的药物和 治疗方案。
生物材料
通过细胞融合技术可以制备具有特 定功能的生物材料，如人工皮肤、 骨骼和器官等，用于医学和生物工 程领域。
细胞融合的诱导和检测
诱导细胞融合
将分离出的细胞用细胞融合诱导剂处 理，诱导细胞融合。
检测细胞融合
使用荧光染料或免疫学方法检测细胞 融合的情况，观察融合细胞的形态和 数量。
细胞融合的鉴定和观察
鉴定细胞融合
通过检测细胞膜的连续性和荧光染料的 分布情况，鉴定细胞是否融合成功。
VS
观察融合细胞
在显微镜下观察融合细胞的形态、生长情 况及功能表现，记录相关数据。
实验十一鸡血细胞融 合ppt课件
目录
CONTENTS
• 实验目的 • 实验原理 • 实验步骤 • 实验结果分析 •胞融合的过程
鸡血细胞融合是指将两个或多个鸡血细胞通过特定手段融合成一个细胞的过程。 这个过程涉及到细胞膜的改变和细胞内物质的交换，是研究细胞结构和功能的重 要手段。
动物实验基本操作精品PPT课件
22.01.2020
实验动物中心 12
7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心
电、肌电、脑电等； 对动物组织中各种活动物质用生物化学法测定，如各种酶，
激素等。
22.01.2020
实验动物中心 13
8．病理解剖学、组织学观察法
采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、分析动物各 种疾病时病理组织学改变。可从组织学的角度来探讨疾 病防治机理，近年来由于电子显微技术的进展，不仅可 以观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结构的变化，而 且也可以运用电子扫描方法对动物器官的微小结构进行 完整的表层观察。
实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反 应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。 依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。
22.01.2020
实验动物中心 20
（四）豚鼠的抓取固定方法
豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时， 必须稳、准和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住 鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只 手托住臀部。固定的方式基本同大鼠。
22.01.2020
实验动物中心 33
五、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中 常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和 脱毛三种。
22.01.2020
实验动物中心 34
剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛 时需注意以下几点：
⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； ⑵依次剪毛，不要乱剪； ⑶剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术桌和操作
22.01.2020
实验动物中心 15
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第十一章 动物实验技术
▪第一节 实验动物的固定、标记 ▪第二节 实验动物的给药途径和采血方法 ▪第三节 实验动物用药量的确定及计算方法 ▪第四节 实验动物的麻醉和处死方法 ▪第五节 动物实验基本设计
第十一章 动物实验技术
1
常用药物的最大给药量
动物 大鼠 小鼠 豚鼠 家兔
项目 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头
动物种类 犬、兔
大鼠、小鼠、 豚鼠 犬、兔 大鼠 小鼠
犬、猫
大鼠、小鼠 兔
大鼠 兔
大鼠、小鼠
给药途径 静脉 腹腔 腹腔
静脉 腹腔 腹腔 腹腔
腹腔 静脉 腹腔 静脉 皮下或肌肉
剂量(mg/kg) 30
40～50 40～50
常用浓度(％) 3 3 2
15-20
2
40
1
15-20
1
10-40
10
100～200
5 1/2号 4mL 7号 5mL 7号
静脉注射 4mL 5号 0.8mL 4号 5mL 5号 10mL 6号
第十一章 动物实验技术
2
精品资料
你怎么称呼老师？
如果老师最后没有总结一节课的重点的难点，你 是否会认为老师的教学方法需要改进？ 你所经历的课堂，是讲座式还是讨论式？ 教师的教鞭
“不怕太阳晒，也不怕那风雨狂，只怕先生骂我 笨，没有学问无颜见爹娘 ……” “太阳当空照，花儿对我笑，小鸟说早早早……”
第十一章 动物实验技术
18
举例：
给某种动物饲喂一种药物，预实验中每月体重增 长比对照增加30±15g（均值±标准差）。设显著水 平为95%，检验能力为80%，则正式实验所需样本含 量n为：
n=2152（1.96+0.842）2/302=3.93
即每组只需4只动物。
第十一章 动物实验技术
19
二、基本设计方法
标准对照 ：
用现有标准方法对照，如已知有效药物、公认标 准疗法。
第十一章 动物实验技术
14
2．随机（random）化原则 动物实验一般采用完全随机分配或分层随机分配。
小动物实验一般先配对或配伍，然后“对”内或“伍” 内进行随机分配
大动物多半先分层，然后在层内随机分配。
第十一章 动物实验技术
15
3．重复（repetition）的原则
1. 单组比较设计 指在同一个体上观察实验处理前后某种观测指
标的变化。
▪ 优点：能排除个体间生物差异。
▪ 缺点：不适用于在同一个体上多次进行实验和观察 的情况。
第十一章 动物实验技术
20
2. 配对比较设计
第十一章 动物实验技术
6
人及不同实验动物之间药物量对应值
第十一章 动物实剂量为 21.0g.kg-1 . d-1， 一只5kg的猴为53.6 g.kg-1 . d-1， 一只10kg重的犬为40.4 g.kg-1 . d-1 ， 一只20g的小鼠则为260.6 g.kg-1 . d-1 。
第十一章 动物实验技术
11
常用实验动物的 最大安全采血量与最小致死采血量
动物种类 小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 狗 猴
最大安全采血量(mL) 最小致死采血量(mL)
0.1
0.3
1
2
5
10
10
40
50
300
15
60
第十一章 动物实验技术
12
常用麻醉剂的用法及剂量
麻醉剂 戊巴比妥钠
硫喷妥钠
氯胺酮 氯醛糖 乌拉坦
指同一处理要设置多个样本例数降低试验误差。
应该在保证实验结果具有一定可靠性的条件下，确定 最低的样本例数
第十一章 动物实验技术
16
1) 一般估测的样本数 小动物(大鼠、小鼠、蛙、鱼)：每组10-30例,计量资 料每组不少于10例, 计数资料每组不少于30例；
中等动物(豚鼠、家兔) 每组8-20例,计量资料每组不 少于8例, 计数资料每组不少于20例；
灌 胃 皮下注射
2mL
lmL
16号(钝头) 6号
lmL 9号(钝头)
0.4mL 5 l/2号
3mL
LmL
16号(钝头) 6 1/2号
20 mL
10号导尿 管
2mL 6 1/2号
肌肉注射 0.4mL 6号 0.4mL 5 1/2号 0.5mL 6 1/2号 2mL 6 1/2号
腹腔注射 2mL 6号 lmL
大动物(犬、猫、猪、羊等) 每组6-20例,计量资料每 组不少于6例, 计数资料每组不少于20例.
第十一章 动物实验技术
17
2) 按统计学方法测算的样本数
n=2б2(tα+tβ)2/δ2 n为样本含量，б为标准差；
tα取有显著性的t分布值，t0.05=1.96； tβ为无显著性的t分布值，1-β为实验检验能力，动物 实验一般取1-β=0.80，t0.20=0.842； δ为处理组与对照组均值间的差异，可从预实验或文 献资料库中获得。
第十一章 动物实验技术
8
实验动物的血样采取
一、小、大鼠 剪尾采血
1) 此法每鼠可采10次以上。 2) 小鼠每次0.1ml。 3) 大鼠每次0.4ml。
2. 眼眶后静脉丛采血 1) 小鼠每次0.2-0.3ml。 2) 大鼠每次0.5ml。
第十一章 动物实验技术
9
3. 股动脉采血 1) 小鼠每次0.5ml。 2) 大鼠每次2.0ml。
3) 二、豚鼠 1. 耳缘切口采血： 0.5ml。 2. 心脏采血： 3. 足背正中静脉采血：
第十一章 动物实验技术
10
三、家兔 1. 耳缘静脉采血：5-10ml。 2. 耳中动脉采血：15ml。 3. 心脏采血：20-25ml。
4. 四、犬 5. 前肢皮下头静脉和后肢外侧小隐静脉采血：10-20ml。 6. 颈静脉采血： 7. 心脏采血：
人与实验动物之间药物剂量的换算
人与实验动物对同一药物的耐受性，动 物比人大，即单位体重的用药量比人要 大。 1. 一般可按下列比例换算，每单位体重人 的药量为1，则小鼠、大鼠为25-50，兔、 豚鼠为15-20，狗、猫为5-10。
第十一章 动物实验技术
5
2. 在新药药效研究中多以下列公式转换人 及不同动物之间的药量：
10
80-100
2
50
2
750-1000
30
800-1000
20
第十一章 动物实验技术
13
第五节 动物实验基本设计
一、设计原则
1.对照（antitheses）性原则： 是要求在实验中设立可与实验组比较，用于消除
各种无关因素影响的对照组。
空白对照：不施加任何处理因素
实验条件对照：
不用处理因素，但施加某种与处理因素相同的实 验条件。
▪第一节 实验动物的固定、标记 ▪第二节 实验动物的给药途径和采血方法 ▪第三节 实验动物用药量的确定及计算方法 ▪第四节 实验动物的麻醉和处死方法 ▪第五节 动物实验基本设计
第十一章 动物实验技术
1
常用药物的最大给药量
动物 大鼠 小鼠 豚鼠 家兔
项目 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头
动物种类 犬、兔
大鼠、小鼠、 豚鼠 犬、兔 大鼠 小鼠
犬、猫
大鼠、小鼠 兔
大鼠 兔
大鼠、小鼠
给药途径 静脉 腹腔 腹腔
静脉 腹腔 腹腔 腹腔
腹腔 静脉 腹腔 静脉 皮下或肌肉
剂量(mg/kg) 30
40～50 40～50
常用浓度(％) 3 3 2
15-20
2
40
1
15-20
1
10-40
10
100～200
5 1/2号 4mL 7号 5mL 7号
静脉注射 4mL 5号 0.8mL 4号 5mL 5号 10mL 6号
第十一章 动物实验技术
2
精品资料
你怎么称呼老师？
如果老师最后没有总结一节课的重点的难点，你 是否会认为老师的教学方法需要改进？ 你所经历的课堂，是讲座式还是讨论式？ 教师的教鞭
“不怕太阳晒，也不怕那风雨狂，只怕先生骂我 笨，没有学问无颜见爹娘 ……” “太阳当空照，花儿对我笑，小鸟说早早早……”
第十一章 动物实验技术
18
举例：
给某种动物饲喂一种药物，预实验中每月体重增 长比对照增加30±15g（均值±标准差）。设显著水 平为95%，检验能力为80%，则正式实验所需样本含 量n为：
n=2152（1.96+0.842）2/302=3.93
即每组只需4只动物。
第十一章 动物实验技术
19
二、基本设计方法
标准对照 ：
用现有标准方法对照，如已知有效药物、公认标 准疗法。
第十一章 动物实验技术
14
2．随机（random）化原则 动物实验一般采用完全随机分配或分层随机分配。
小动物实验一般先配对或配伍，然后“对”内或“伍” 内进行随机分配
大动物多半先分层，然后在层内随机分配。
第十一章 动物实验技术
15
3．重复（repetition）的原则
1. 单组比较设计 指在同一个体上观察实验处理前后某种观测指
标的变化。
▪ 优点：能排除个体间生物差异。
▪ 缺点：不适用于在同一个体上多次进行实验和观察 的情况。
第十一章 动物实验技术
20
2. 配对比较设计
第十一章 动物实验技术
6
人及不同实验动物之间药物量对应值
第十一章 动物实剂量为 21.0g.kg-1 . d-1， 一只5kg的猴为53.6 g.kg-1 . d-1， 一只10kg重的犬为40.4 g.kg-1 . d-1 ， 一只20g的小鼠则为260.6 g.kg-1 . d-1 。
第十一章 动物实验技术
11
常用实验动物的 最大安全采血量与最小致死采血量
动物种类 小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 狗 猴
最大安全采血量(mL) 最小致死采血量(mL)
0.1
0.3
1
2
5
10
10
40
50
300
15
60
第十一章 动物实验技术
12
常用麻醉剂的用法及剂量
麻醉剂 戊巴比妥钠
硫喷妥钠
氯胺酮 氯醛糖 乌拉坦
指同一处理要设置多个样本例数降低试验误差。
应该在保证实验结果具有一定可靠性的条件下，确定 最低的样本例数
第十一章 动物实验技术
16
1) 一般估测的样本数 小动物(大鼠、小鼠、蛙、鱼)：每组10-30例,计量资 料每组不少于10例, 计数资料每组不少于30例；
中等动物(豚鼠、家兔) 每组8-20例,计量资料每组不 少于8例, 计数资料每组不少于20例；
灌 胃 皮下注射
2mL
lmL
16号(钝头) 6号
lmL 9号(钝头)
0.4mL 5 l/2号
3mL
LmL
16号(钝头) 6 1/2号
20 mL
10号导尿 管
2mL 6 1/2号
肌肉注射 0.4mL 6号 0.4mL 5 1/2号 0.5mL 6 1/2号 2mL 6 1/2号
腹腔注射 2mL 6号 lmL
大动物(犬、猫、猪、羊等) 每组6-20例,计量资料每 组不少于6例, 计数资料每组不少于20例.
第十一章 动物实验技术
17
2) 按统计学方法测算的样本数
n=2б2(tα+tβ)2/δ2 n为样本含量，б为标准差；
tα取有显著性的t分布值，t0.05=1.96； tβ为无显著性的t分布值，1-β为实验检验能力，动物 实验一般取1-β=0.80，t0.20=0.842； δ为处理组与对照组均值间的差异，可从预实验或文 献资料库中获得。
第十一章 动物实验技术
8
实验动物的血样采取
一、小、大鼠 剪尾采血
1) 此法每鼠可采10次以上。 2) 小鼠每次0.1ml。 3) 大鼠每次0.4ml。
2. 眼眶后静脉丛采血 1) 小鼠每次0.2-0.3ml。 2) 大鼠每次0.5ml。
第十一章 动物实验技术
9
3. 股动脉采血 1) 小鼠每次0.5ml。 2) 大鼠每次2.0ml。
3) 二、豚鼠 1. 耳缘切口采血： 0.5ml。 2. 心脏采血： 3. 足背正中静脉采血：
第十一章 动物实验技术
10
三、家兔 1. 耳缘静脉采血：5-10ml。 2. 耳中动脉采血：15ml。 3. 心脏采血：20-25ml。
4. 四、犬 5. 前肢皮下头静脉和后肢外侧小隐静脉采血：10-20ml。 6. 颈静脉采血： 7. 心脏采血：
人与实验动物之间药物剂量的换算
人与实验动物对同一药物的耐受性，动 物比人大，即单位体重的用药量比人要 大。 1. 一般可按下列比例换算，每单位体重人 的药量为1，则小鼠、大鼠为25-50，兔、 豚鼠为15-20，狗、猫为5-10。
第十一章 动物实验技术
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2. 在新药药效研究中多以下列公式转换人 及不同动物之间的药量：
10
80-100
2
50
2
750-1000
30
800-1000
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第十一章 动物实验技术
13
第五节 动物实验基本设计
一、设计原则
1.对照（antitheses）性原则： 是要求在实验中设立可与实验组比较，用于消除
各种无关因素影响的对照组。
空白对照：不施加任何处理因素
实验条件对照：
不用处理因素，但施加某种与处理因素相同的实 验条件。