稀释引物
引物稀释的细节及注意事项
引物稀释的细节及注意事项
1. 嘿，你知道吗，引物稀释可不能马虎啊！就像冲奶粉，水多了少了都不行。
比如说，要是水加太多了，那引物不就被稀释得太厉害了，效果能好吗？所以啊，一定要严格按照要求来加缓冲液，可别乱来呀！
2. 哎呀呀，在做引物稀释的时候，量取的工具可得选对咯！这就好比你吃饭选筷子还是勺子，得合适才行呀。
你要是拿个大滴管去取那么一点点引物，能准吗？真的要小心呐！
3. 嘿，可别小瞧了引物稀释时的混匀动作哟！这就跟搅拌鸡蛋一样，得充分混合均匀呐。
要是没混匀，那部分引物浓度高，部分低，还怎么保证实验效果呀，这可不是闹着玩的！
4. 哇塞，引物稀释的环境也很重要知道不！这就像人要住在干净舒适的房子里一样。
环境不好，有杂质啥的，引物不就被污染啦？那可就糟糕透顶啦！所以得保证环境干净整洁呀。
5. 哈哈，记得在引物稀释过程中要随时检查哟！就好像你走路得时不时看看路对不对一样。
要是中间出了啥差错没及时发现，等做到后面才发现，那不就傻眼啦！一定要多留心呀！
6. 哎哟喂，做引物稀释的时候耐心可太重要啦！这跟绣花似的，得慢慢来，不能着急呀。
要是匆匆忙忙的，一不小心弄错了，那不是白费功夫嘛，可得稳住呀！
7. 嘿，说真的，引物稀释可是整个实验的基础呀！就像盖房子的地基，不牢固怎么行？所以大家一定要高度重视起来，把每个细节都做好，这样实验才能顺顺利利呀！
我的观点结论就是：引物稀释真的超重要，每个细节都不能马虎，只有认真对待才能得出可靠的结果。
生产文件半成品引物溶解、定量和稀释标准操作规程[1.2]
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浙江博创科技有限公司页脚内容1 引物溶解、定量和稀释标准操作规程1.引物接收接收引物时，仔细核对验收，确保货单与货物一致，然后将引物管保存于-20℃冰箱，并妥善保管引物说明单。
收货单交于保管人备案。
2.准备工作2.1 打开引物分装室内超净台的紫外灯开关，照射30min 。
2.2 打开Ultrospec 2100 pro 分光光度仪开关，预热30min 。
2.3 准备ddH 2O （引物的管数×1000 μl），放在4℃冰箱内待用。
2.4 引物的溶解、稀释操作均应在超净台和冰浴中进行。
3.溶解干粉管以12,000rpm 离心1 min ，按合成OD 值加入不同量的TE 溶液，具体标准如下：1-2 OD 加50μl TE；2-10 OD 加100μl TE；10 OD 以上加200 μl TE。
充分振荡混匀，12,000rpm 离心1min 。
此为原液。
4.定量4.1 取0.2 ml EP 管，加入98 μl ddH 2O ，再加入2 μl 引物原液，振荡混匀，离心。
ddH 2O 作为空白对照，记下260 nm 的吸光度值、260/230值、260/280值及浓度（单位为ng/μl）。
4.2 分光光度仪主菜单依次选择：Nucleic Acids→Oligo→Pa thlength: 10 mm(默认值)→Units: ng/μl (默认值)→320 nm correction: Yes (默认值)→Scan Option: On (默认值)→Dilution Factor: 50→Factor: 33 (默认值)→显示Reference →Run 键运行。
5.稀释分装5.1 浓度换算：分光光度仪测出的引物原液浓度为x ng/μl，则其摩尔浓度y =(x×1000)/MW (μM)（MW 为引物的分子量）。
5.2 如原液浓度大于100 μM（即y ＞100μM），则分别取出100 μl 原液，加入不同的0.5ml EP 管内，然后向其中加入（y-100）μl TE 溶液，振荡混匀，此为储存液。
如何溶解引物
捷瑞公司引物溶解、保存问题◆干粉引物溶解稀释方法：收到引物后，在开启离心管盖前在3000-4000转/分钟的转速下离心1分钟，以防开盖时引物干粉散失。
引物保存在高浓度的状况下比较稳定。
如果对实验的重复性要求较高，合成的OD数较大，建议分装，避免反复冻融。
引物一般配制成10-100pmol/uL(umol/L)。
引物管上标有1OD 相当于多少umol 的计算结果，进行稀释时的引物加水量可以按以下公式计算：稀释成100pmol/ul 1OD 需加水量（ul）=1OD相当于umol 数×10000例如，您拿到的引物DNA合成报告单上标有1OD≈0.0035umol ，包装量是1OD/管，如果您希望将引物浓度定为10umol/L，那么只需用350ul无核酸酶的双蒸水将1OD的引物干粉溶解即可。
◆液体引物再稀释可用下列公式：稀释引物要达到的浓度（pmol/ul）＝母液浓度（pmol/ul）×汲取母液的体积（ul）÷（汲取母液的体积（ul）＋加水量（ul））引物一般来的时候是干粉。
这种状态能保存最长的时间。
如果用的话要先离心，5分钟（12000转）。
然后用它上面写的nmol*1000/你的终浓度=你要加的水量溶解液有TE和dd水。
TE其实就是tris盐酸和EDTA的混合液。
理论上用TE保存好，不容易降解。
一般配的时候要先配成储存液（浓度是100umol/L）,在配成使用液（浓度是10umol/L）。
这样的好处是引物不容易降解。
引物忌讳反复冻溶，大家要注意。
如果你都配成了使用液就应该分装。
使用液放在4度（2/3个月没问题的），储存液放在-20度。
引物稀释很简单，一般装引物的管子上都标有引物的量如 3.6nmol/OD, 可直接往管中加360ul的无菌双蒸水溶解就可以了，在加水之前要先高速离心管子几分钟，加水后要高速漩涡混匀几分钟就可以用了，此时的储存浓度是10umol/L，如果体系是20ul一般加1ul引物(引物的使用浓度最大为10pmol/ul，但一般在0.5-5pmol/ul即可)。
引物稀释的正确方法
引物稀释的正确方法
引物稀释是分子生物学技术实验中常用的操作，它可以准确地控制比特征和有效的PCR反应，以便在PCR反应中获得更好的精度和特异性。
引物稀释实验的正确方法包括以
下几个步骤：
1.调制引物溶液。
调制的引物溶液的浓度应调节到通常的50-200 nanomolar(nM)的范围，这取决于具体的实验。
需要使用合适的buffer，以确保两性离子的不变性。
2.进行引物稀释实验。
引物稀释实验需要使用低浓度的引物溶液，通常以几10 nM的
浓度进行稀释。
要将稀释引物和反应buffer混合，直到8-10倍的体积变化观察到。
然后
用反应管容器的定容功能进行稳定定容，用来确保反应的连续性和重复性。
3.引物活性检测。
最后，用PCR来检测引物的活性，用来确认这是一个有效的引物稀释。
如果PCR反应产物没有被检测到，可能就表明稀释的不当，需要重新进行稀释实验，
并再次进行活性检测。
4.存储。
引物稀释之后，PCR反应前需要存储引物溶液，使其保持在2-8℃的环境中。
PCR反应完成后，可以把溶液直接用于其他反应，也可以用于将反应转存到更低的温度(2-8℃)，以延长其保存期限。
当建立PCR反应时，正确的引物稀释是至关重要的，有助于改善PCR反应的精度和特
异性。
本文概述了正确的引物稀释方法，从调制引物溶液及进行稀释实验，检测引物活性，到存储溶液，都要有相应的标准步骤，才能达到最优的PCR反应效果。
引物溶解稀释方法解读
引物溶解稀释方法解读引物是一种在实验室中广泛使用的短链DNA序列，常用于PCR（聚合酶链式反应）等分子生物学实验中。
在进行PCR实验时，我们需要将引物溶解至适当的浓度，以便能够在反应体系中发挥其功能。
引物溶解稀释方法就是将原始的浓缩引物溶液适当稀释至所需的浓度。
引物溶解稀释方法的原理主要基于摩尔浓度计算公式：c1v1=c2v2、其中，c1是原始引物溶液的浓度，v1是原始引物溶液的体积，c2是目标引物溶液的浓度，v2是目标引物溶液的体积。
根据这个公式，我们可以计算出需要取多少体积的原始引物溶液以及配制多少体积的稀释液。
1.首先，我们需要准备一定浓度的引物溶液，通常是一个浓缩的引物库存溶液。
2.根据实验需求，在实验室培养基或纯化水中配制一定浓度的稀释液。
3.根据目标引物溶液的浓度和体积，计算出需要取多少体积的原始引物溶液和稀释液。
可以使用摩尔浓度计算公式或浓度稀释计算器等工具进行计算。
4.使用不同体积的吸管或移液器，取相应的体积的原始引物溶液和稀释液。
5.将两者加入一个新的离心管中，并轻轻混合均匀。
6.进行高速离心，以确保混合均匀。
7.最后，可以将稀释后的引物溶液标准化，存储于低温条件下，以备后续实验使用。
在进行引物溶解稀释方法时1.引物溶液需要保持无菌状态，以避免污染。
建议在实验室中进行操作，使用带过滤器的移液器和无菌离心管等工具。
2.稀释液的选择要根据实验要求来确定。
通常可以使用纯化水、PBS 缓冲液或实验室培养基等来配制稀释液。
3.在进行摩尔浓度计算时，需要注意引物的摩尔质量。
可以通过引物序列、分子量计算器等工具获取。
4.在进行取样和配制过程中要注意实验室操作规范，避免任何形式的交叉污染。
5.引物溶液在稀释后可以进行标准化，以便后续实验操作的方便。
总结起来，引物溶解稀释方法是实验室中常用的一种实验技术，用于将浓缩的引物溶液稀释至所需的浓度。
这种方法基于摩尔浓度计算公式，需要注意实验操作规范和避免交叉污染。
引物稀释
各位同行，在5月底的培训班上给各地市疾控中心分发了手足口和流感检测用引物，因最近仍有部分同行对引物的稀释存在疑问，现统一说明如下：
1、所有引物探针在稀释前，先短暂离心；配置好的引物储存液及工作液请标记好时间和浓度后在-20°C保存；引物探针应避免多次反复冻融，请根据工作情况进行分装标记后保存
2、流感RT-PCR引物，工作浓度均为20uM,先按照引物管上的说明，用RNase free H2O配制成100uM的储存液，然后再根据工作情况配制成20uM的工作液使用；
3、流感实时荧光RT-PCR引物探针的稀释：实时荧光PCR所用引物工作浓度为40uM，探针浓度为10uM,使用前按照2的方法将引物探针分别配制成100uM的储存液后，再配制成所需浓度的工作液使用。
特别需要注意的是（1）实时荧光RT-PCR的引物探针工作浓度不同，稀释时请注意；（2）稀释后的探针请避光保存；（3)实时荧光RT-PCR与普通RT-PCR 的引物不同，切勿交叉使用
4、手足口检测引物工作浓度为0.1ug/ul,分发引物均为2.0OD/管，1OD=33ug,所以直接加入660ul RNase free H2O即为0.1ug/ul的工作浓度，配制好的引物请根据工作情况分装保存另，手足口检测的反应条件与流感一样
产物大小分别为：PE:116bp;EV71:226bp;CA16:208bp。
引物溶解保存稀释相关操作解读
引物溶解、分装需要注意的首先拿到引物是要先快速离心一下，3000转1分钟，然后小心开盖，加水溶解，至于加什么水，有几种不同观点，加好水后用盖上盖子来回混匀5-10分钟，也可用漩涡振荡器，但不要太久，我震荡了好久，结果杯具了于-20℃中，避免反复冻融。
最后储存观点1：引物在碱性条件下保存时间较长，双蒸水偏酸性，DNA容易降解，TE Buffer pH在7.5-8左右，弱碱性，所以我们建议用1×TE Buffer 溶解引物，并保存于-20度。
观点2：TE是弱碱性，适合于引物的保存，引物若在酸性下比较不稳定。
用ddH2O的话，更适合于后续的PCR操作。
观点3：注意工作液千万别用TE稀释,要用DEPC水,或去离子水稀释.因为TE可以鏊合镁离子,镁离子对Taq酶活性发挥至关重要,影响PCR反应.。
小结：买试剂公司做好的无DNA/RNA酶的水溶解最好，但是那个水的PH是多少我还不知道，下周一会送来，我测一下哈~另一个解决办法是：TE水溶解成100uM储存液，利于保存，用时每次做100ul或者50ul的稀释，用灭菌的ddH2O。
TE Buffer的配制方法组成浓度：10mM Tris-HCl1mM EDTA PH=8.0配制量：500ml配制方法：量取下列溶液于500ml烧杯中1M Tris-HCl Buffer PH=8.0 5ml0.5M EDTA PH=8.0 1ml向烧杯中加入约400mldd H2O均匀混合；将溶液定容到500ml后，高温高压灭菌；室温保存.。
相关技术资料来自上海生工网站：1.如何测定引物的OD值？用紫外分光光度计在260nm波长测定溶液的吸光度来定量，请注意紫外分光光度计的使用，测定时溶液的吸光度最好稀释到0.2-0.8之间(吸光度太高或太低会有较大的误差)。
DNA干粉用一定体积的水充分振荡溶解以后，取部分溶液稀释到1ml并在1ml标准比色皿中测定其吸光度，即为所测体积的OD值，进而可以计算出母液的OD值。
PCR引物的稀释和保存
PCR引物的稀释和保存
引物通常以干粉形式运输。
最好用TE 重溶引物，使其最终浓度为
100μM。
TE 比去离子水好，因为水的pH 经常偏酸，会引起寡核苷的水解。
当然，如果担心TE 对于PCR 的影响，不妨用ddH
2O。
引物的稳定性依赖于储存条件。
应将干粉和溶解的引物储存在-20℃。
以大于10μM浓度溶于TE 的引物在-20℃可以稳定保存6个月，但在室温（15℃到30℃）仅能保存不到1周。
干粉引物可以在-20℃保存至少1年，在室温（15℃到30℃）最多可以保存2个月。
注意：
溶解之前先离心一下，防止一开盖就飞了。
引物的浓度会影响特异性。
PCR反应中的最佳引物浓度一般在0.1到
0.5μM。
较高的引物浓度会导致非特异性产物扩增。
PCR反应条件：
10 X PCR反应缓冲液2.5μL
25mmol/L MgCl2 2.0μL
10mmol/L dNTP 1.0μL
10μmol/L 引物1 1.0μL
10μmol/L 引物2 1.0μL
模板DNA 1.0μL
Taq酶0.1μL(5U)
水补充至25.0μL
1/ 1。
引物探针稀释标准操作规程
1. 目的
规范引物探针稀释过程，确保其质量满足要求。
2. 适用范围
适用于引物探针稀释。
3. 职责
作业人员严格按本文件的要求进行引物探针的稀释。
4. 工作程序 4.1 环境控制
4.1.1 引物探针的稀释在超净工作台内操作，确保环境可控，避免交叉污染。
4.1.2 作业前应对操作台面进行清洁工作。
4.2 操作步骤
4.2.1 在干净的清洁布上喷洒75%乙醇，对管壁进行表面消毒。
4.2.2 将Tube 管进行短暂离心（约30s ），使制品集中于Tube 管底部。
4.2.3 将离心过的管子缓慢取出排列于试管架中，切勿颠倒或撞击，否则重新离心。
4.2.4 在《引物探针稀释记录》中登记即将稀释的引物探针的名称、供应商、批号、OD 值、nmol 数等信息。
4.2.5 通常将引物探针稀释成100µM 储备液：轻轻打开Tube 管，加入纯化水或TE (pH7.5-8.0)对DNA 制品进行溶解，充分震荡混匀后，短暂离心。
溶剂加入量按以下公式计算: 配制100uM 储备液的溶剂加入量
4.2.6 稀释过程中，应至少有一人进行复核，并记录溶剂加入量。
4.2.7 稀释后的制品做好标识（包括但不限于名称、数量、批号、浓度、稀释日期、有效期），并冷冻保存，若稀释后当天使用，为避免反复冻融可冷藏保存至当日使用阶段。
5. 支持文件 无
6.
相关记录
6.1 《引物探针稀释记录》
7. 文件修改记录。
引物稀释方法
引物的稀释与保存如果不是长期保存（一年），用去离子水或TE稀释都可以。
在溶解之前，先要瞬时高速离心，把引物离到管底。
1、如果你合成的引物是用"nmol"（摩尔数）标记的，比如4.8nmol，你可以直接加入48微升的水，配成100uM的储存母液，然后按自己要求配成工作液。
2、如果你合成的引物是用"OD"值标记的，可以按照以下方法来计算稀释：分子量=引物碱基数×324.5；质量数=OD值×33摩尔数＝质量数/分子量求出摩尔数后就可以按照第1种方法来稀释了。
1OD约为33ug，合成的引物会附有说明书，上面写的有OD数值，MV。
如果是2OD，MV＝5000质量＝2*33=66ug摩尔数=66/5000=0.0132umol配制成100μM所需要加的水的量＝0.0132/100*10的6次方＝132ul即配制成100μM所需要加的水的量＝OD数*33/MV×10000ul一般先配成100uM作为储存浓度，然后再由100uM稀释至20uM或者10uM作为工作浓度。
注意打开管子前先离心。
引物从公司回来后我们实验室的一般步骤是：可先暂放4度冰箱,后稀释成贮存液、工作液。
贮存液——100pmol/ul；工作液10pmol/ul。
具体做法如下：1、取出引物，5000rmp/min，离心3min。
2、小心开启离心管，加入Zul灭菌超纯水，涡旋使其溶解，浓度为100pmol/ul Z=10000*OD数*33/引物分子量-20度冰箱贮存。
3、取20ul的100pmol/ul贮存液，加180ul灭菌超纯水，稀释成10pmol/ul，4度冰箱备用光吸收值与浓度：1 OD260 dsDNA = 50 μg/ml = 0.15 mmol/L1 OD260 ssDNA = 33 μg/ml = 0.10 mmol/L1 OD260 ssRNA = 40 μg/ml = 0.12 mmol/L1 mmol/L dsDNA = 6.7 OD2601 mmol/L ssDNA = 10.0 OD2601 mmol/L ssRNA = 8.3 OD260一般引物的储存浓度是50μmol/L，应用液的浓度为10μmol/L。
引物溶解保存稀释相关操作
引物溶解、分装需要注意的首先拿到引物是要先快速离心一下，3000转1分钟，然后小心开盖，加水溶解，至于加什么水，有几种不同观点，加好水后用盖上盖子来回混匀5-10分钟，也可用漩涡振荡器，但不要太久，我震荡了好久，结果杯具了。
最后储存于-20℃中，避免反复冻融。
观点1：引物在碱性条件下保存时间较长，双蒸水偏酸性，DNA容易降解，TE Buffer pH在7.5-8左右，弱碱性，所以我们建议用1×TE Buffer 溶解引物，并保存于-20度。
观点2：TE是弱碱性，适合于引物的保存，引物若在酸性下比较不稳定。
用ddH2O 的话，更适合于后续的PCR操作。
观点3：注意工作液千万别用TE稀释,要用DEPC水,或去离子水稀释.因为TE可以鏊合镁离子,镁离子对Taq酶活性发挥至关重要,影响PCR反应.。
小结：买试剂公司做好的无DNA/RNA酶的水溶解最好，但是那个水的PH是多少我还不知道，下周一会送来，我测一下哈~另一个解决办法是：TE水溶解成100uM储存液，利于保存，用时每次做100ul或者50ul的稀释，用灭菌的ddH2O。
TE Buffer的配制方法组成浓度：10mM Tris-HCl1mM EDTA PH=8.0配制量：500ml配制方法：量取下列溶液于500ml烧杯中1M Tris-HCl Buffer PH=8.0 5ml0.5M EDTA PH=8.0 1ml向烧杯中加入约400mldd H2O均匀混合；将溶液定容到500ml后，高温高压灭菌；室温保存.。
相关技术资料来自上海生工网站：1.如何测定引物的OD值？用紫外分光光度计在260nm波长测定溶液的吸光度来定量，请注意紫外分光光度计的使用，测定时溶液的吸光度最好稀释到0.2-0.8之间(吸光度太高或太低会有较大的误差)。
DNA干粉用一定体积的水充分振荡溶解以后，取部分溶液稀释到1ml并在1ml标准比色皿中测定其吸光度，即为所测体积的OD值，进而可以计算出母液的OD值。
引物稀释的正确方法
引物稀释的正确方法引物稀释是实验室中常见的实验操作步骤之一，用于准确测量引物浓度，并为后续实验提供所需的适当浓度。
1.准备工作在进行引物稀释之前，需要做一些准备工作，确保实验的准确性和可靠性。
首先，准备一套清洁的实验室工具，如微量移液器、量筒、漏斗、离心机等。
确保这些仪器干净，无残留物。
其次，准备所需的实验试剂。
这包括引物（primer）溶液和稀释缓冲液。
引物溶液通常是在高浓度下制备的，稀释缓冲液用于稀释引物，并提供适当的环境条件。
最后，确保实验室的操作环境整洁和卫生。
这将有助于避免污染和交叉污染。
2.根据实验需求选择合适的稀释倍数引物稀释是为了获得所需的引物浓度。
根据实验需求和引物的初始浓度，确定所需的稀释倍数。
通常，实验中经常使用1:10或1:100的稀释倍数。
3.制备稀释缓冲液稀释缓冲液是用来稀释引物的液体，提供合适的环境条件。
它通常是用含有缓冲剂（例如Tris）和其他需要的添加剂的水制备的。
根据实验要求，使用适当的比例向纯水中加入缓冲剂和其他添加剂，并充分混合。
最后，将溶液过滤以去除其中的颗粒和杂质。
4.稀释引物使用微量移液器，精确地量取引物溶液。
将测量的引物溶液转移到已经预先装有适当数量的稀释缓冲液的离心管中。
然后轻轻摇动离心管以混合溶液。
5.溶液混匀为了确保引物和缓冲液充分混合，并达到稀释的目的，需要适当地混匀溶液。
一种方法是轻轻摇晃离心管，使液体均匀混合。
另一种方法是使用离心机进行短暂的低速离心。
离心获得后，取出离心管，观察溶液是否均匀混合。
6.记录和存储完成稀释后，记录所用的引物溶液和稀释倍数。
标明日期、时间和实验员的名字。
将标记清晰的离心管存放在适当的温度下，以确保引物稀释的质量和稳定性。
总结：引物稀释是实验室中常见的实验步骤之一、它需要准备合适的实验工具和试剂，确定稀释倍数，制备稀释缓冲液，并精确地稀释引物溶液。
通过正确的稀释方法，可以确保引物稀释的准确性和可靠性，为后续实验提供所需的适当浓度。
PCR引物的稀释和保存
PCR引物的稀释和保存
引物通常以干粉形式运输。
最好用TE 重溶引物，使其最终浓度为100μM。
TE 比去离子水好，因为水的pH 经常偏酸，会引起寡核苷的水解。
当然，如果担心TE 对于PCR 的影响，不妨用ddH2O。
引物的稳定性依赖于储存条件。
应将干粉和溶解的引物储存在-20℃。
以大于10μM 浓度溶于TE 的引物在-20℃可以稳定保存6 个月，但在室温（15℃到30℃）仅能保存不到1 周。
干粉引物可以在-20℃保存至少1 年，在室温（15℃到30℃）最多可以保存2 个月。
注意：溶解之前先离心一下，防止一开盖就飞了。
引物的浓度会影响特异性。
PCR反应中的最佳引物浓度一般在0.1 到0.5μM。
较高的引物浓度会导致非特异性产物扩增。
PCR反应条件：
10 X PCR反应缓冲液 2.5 μL
25mmol/L MgCl2 2.0μL
10mmol/L dNTP 1.0 μL
10μmol/L 引物1 1.0 μL
10μmol/L 引物2 1.0μL
模板DNA 1.0 μL
Taq酶 0.1 μL(5U)
水补充至 25.0 μL。
引物的稀释
9．标明原引物管、应用引物管、稀释方法，置-20℃保存。
在实际操作时，你首先需要进行离心。离心前请不要打开盖子。
离心后，在离心管底可见白色沉淀，这时你可根据合成单上的说明，加入适量的ddH2O或者Elution Buffer。合成单上标有Tm值，OD值以及引物长度等。通常，会有1OD=??ug的标记（由于引物长度不同，此处数值也对应不同），直接按？？值加入等量ddH2O（如20ug对应加入20ul水）便可稀释为1ug/ul
1 mmol/L ssDNA = 10.0 OD260、1 mmol/L ssRNA = 8.3 OD260
一般引物的储存浓度是50μmol/L，应用液的浓度为10μmol/L。不应该将所有引物都稀释至应用浓度，因反复冻融对引物有影响；另外当此引物被污染，还有备用的（重新稀释就可以了）。
溶解引物:
首先需要离心,然后慢慢打开管盖,溶解时请加需要量的水后盖上盖子,上下充分震荡10min
1．Oligo DNA是以OD260单位来计算的，这是指在1ml体积1cm光程标准比色皿中，260nm波长下吸光度为1A260的Oligo溶液定义为1 OD260单位，根据此定义，1 OD260单位相当于33μg的Oligo DNA，您可以根据此数据和您的Oligo DNA分子量，计算得到摩尔数以计算不同摩尔浓度的溶液。
然后再取出一部分，稀释10倍到10uM，使用
光吸收值与浓度：
1 OD260 dsDNA = 50 μg/ml = 0.15 mmol/L、1 OD260 ssDNA = 33 μg/ml = 0.10 mmol/L
1 OD260 ssRNA = 40 μg/ml = 0.12 mmol/L、1 mmol/L dsDNA = 6.7 OD260
引物稀释
1．OligoDNA是以OD260为单位来计量的,是指在1ml体积1cm光程标准比色皿中,260nm波长下吸光度为1A260nm的Oligo溶液定义为1OD260单位.根据此定义,1OD260单位相当于33µg 的OligoDNA,您可根据此数据和您的OligoDNA分子量计算得到摩尔数,以此计算不同摩尔浓度的溶液.2．引物合成公司提供的序列报告中分子量计算公式如下：MW=(A碱基数×312)+(C碱基数×288)+(G碱基数×328)+(T碱基数×303)-61 例如：TGGGCGGCGGTGGTGTTACGT MW=（1×312）+（3×288）+（11×328）+（6×303）-61=65413. OligoDNA的分子量还可以用以下近似方法计算：OligoDNA中的每个脱氧核苷酸碱基的平均分子量近似为324.5,则一条OligoDNA 的分子量=碱基数×324.5.例如,您得到一管标为1OD260nm的20个碱基OligoDNA分子量=20×324.5=6490质量数=1×33=33µg摩尔数=33/6490=0.0051µmol3．引物在出厂时都标有1OD 相当于多少µmol 的计算结果,进行稀释时的引物加水量可以按以下公式计算：稀释成100pmol/µl时：1OD引物的加水量（µl）=1OD相当于µmol 数×10000例如：您拿到的引物DNA合成报告单上标有1OD≈0.0035µmol,包装量是1OD/管,如果您希望将引物浓度定为100pmol/µl（µmol/L）,那么只需用35µl无核酸酶的双蒸水将1OD的引物干粉溶解即可4．由于OligoDNA呈很轻的干膜状附在管壁上,打开时极易散失,所以打开管子前请先离心,然后再慢慢打开管盖,溶解时请加足量水后盖上管盖,充分上下振荡5-10分钟.5．需对OligoDNA作电泳分析,必须采用含7M尿素的聚丙烯酰胺凝胶电泳和1倍TBE Buffer,琼脂糖电泳不适于OligoDNA电泳,另外为防止加样时的扩散和二级结构影响,样品上样前必须加饱和尿素处理再上样.6．OligoDNA的5’端和3’端均为羟基,若需磷酸基团的则要另外再处理或直接在合成时于5’和3’端标上磷酸.7．由于溴化乙锭对单链寡聚DNA的染色效果与DNA的结构和长度关系密切,相等OD值的不同OligoDNA样品染色后深浅可大不相同,若电泳后EB染色不出现条带或出现的条带很浅,您可将电泳凝胶于荧光板上再在紫外灯下观察,往往会看到明亮的绿色荧光背景下清晰的黑色条带；若无此条件,也可用紫外分光光计度对OD值进行检测.8．干粉状态的OligoDNA可长期贮存.溶解后建议分装成若干管,-20℃保存,用一管取一管.溶解后的引物4℃保存不超一周为宜.。
生产文件半成品引物溶解、定量和稀释标准操作规程[1.2]
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引物溶解、定量和稀释标准操作规程1.引物接收接收引物时,仔细核对验收，确保货单与货物一致,然后将引物管保存于-20℃冰箱，并妥善保管引物说明单。
收货单交于保管人备案。
2.准备工作2.1 打开引物分装室内超净台的紫外灯开关，照射30min。
2.2 打开Ultrospec 2100 pro分光光度仪开关,预热30min。
2。
3 准备ddH2O（引物的管数×1000μl)，放在4℃冰箱内待用.2。
4 引物的溶解、稀释操作均应在超净台和冰浴中进行。
3.溶解干粉管以12，000rpm离心1min，按合成OD值加入不同量的TE溶液,具体标准如下：1—2 OD加50μl TE；2-10 O D加100μl TE；10 OD以上加200 μl TE。
充分振荡混匀，12，000rpm离心1min。
此为原液。
4。
定量4。
1 取0。
2 ml EP管，加入98 μl ddH2O，再加入2 μl引物原液,振荡混匀，离心.ddH2O作为空白对照，记下260 nm的吸光度值、260/230值、260/280值及浓度（单位为ng/μl）。
4.2 分光光度仪主菜单依次选择：Nucleic Acids→Oligo→Pa thlength: 10 mm(默认值)→Units：ng/μl (默认值）→320 nm correction：Yes (默认值)→Scan Option: On（默认值）→Dilution Factor：50→Factor: 33 (默认值)→显示Reference→Run键运行。
5。
稀释分装5。
1 浓度换算：分光光度仪测出的引物原液浓度为x ng/μl,则其摩尔浓度y=(x×1000)/MW （μM）（MW为引物的分子量)。
5。
2 如原液浓度大于100 μM（即y＞100μM），则分别取出100 μl原液,加入不同的0。
5ml EP管内，然后向其中加入（y-100）μl TE溶液，振荡混匀，此为储存液。
引物稀释方法范文
引物稀释方法范文引物稀释是在分子生物学实验中常用的一种操作，目的是将引物的初始浓度稀释至所需浓度以进行后续反应。
引物稀释方法主要有以下几种：倍数稀释法、逐次稀释法和配备引物工作溶液等。
1.倍数稀释法倍数稀释法是最常用的引物稀释方法之一、该方法适用于所需目标浓度与初始浓度之间的倍数关系明显，例如1/10、1/100等。
步骤如下：(1)首先将初始引物溶液的浓度确定，例如初始浓度为100μM。
(2)根据所需稀释倍数计算所需的目标浓度，例如稀释到10μM。
(3)计算稀释倍数，即初始浓度与目标浓度的比值，本例中为10。
(4)取合适容积的稀释液（如水或缓冲液）与初始引物溶液按照稀释倍数混合即可得到目标浓度的引物溶液。
2.逐次稀释法逐次稀释法适用于所需目标浓度与初始浓度之间的倍数关系不明显，或者初始浓度较高，需要进行多次稀释以得到所需浓度的情况。
步骤如下：(1)根据初始引物溶液的浓度确定第一次稀释的目标浓度，例如稀释到100μM。
(2)取合适容积的稀释液与初始引物溶液按照所需目标浓度的比例混合，得到第一次稀释液。
(3)然后，再取合适容积的稀释液与第一次稀释液按照所需目标浓度的比例混合，得到第二次稀释液。
(4)重复上述步骤直至获得所需浓度的引物溶液。
3.配备引物工作溶液配备引物工作溶液是一种常用的引物稀释方法，可以预先配置好所需浓度的引物溶液，方便后续实验使用。
步骤如下：(1)根据实验需求确定所需引物的浓度，例如10μM。
(2)准备一定浓度的引物库存溶液，例如100μM。
(3)根据所需浓度计算所需的工作液体积，例如配备1mL的10μM工作溶液。
(4)根据库存溶液与工作溶液的浓度关系，用公式C1V1=C2V2计算所需的库存溶液的体积。
(5)将计算得到的库存溶液的体积与适量的稀释液（如水或缓冲液）混合，得到所需浓度的引物工作溶液。
需要注意的是，在进行引物稀释时应尽量避免使用反复冻融的引物溶液，以免引物的效果受损。
此外，引物稀释的准确性对实验结果的可靠性至关重要，应严格按照实验的要求进行稀释并确保溶液的均匀混合。
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干粉引物溶解稀释方法：收到引物后，在开启离心管盖前在3000-4000转/分钟的转速下离心1分钟，以防开盖时引物干粉散失。
引物保存在高浓度的状况下比较稳定。
如果对实验的重复性要求较高，合成的OD数较大，建议分装，避免反复冻融。
引物一般配制成10-100pmol/ul(umol/l)。
三博远志的引物在出厂时都标有1OD 相当于多少umol 的计算结果，进行稀释时的引物加水量可以按以下公式计算：稀释成100pmol/ul 1OD 需加水量（ul）=1OD相当于umol 数×10000例如，您拿到的引物DNA合成报告单上标有1OD≈0.0035umol ，包装量是1OD/管，如果您希望将引物浓度定为100umol/L，那么只需用35ul无核酸酶的双蒸水将1OD的引物干粉溶解即可。
◆液体引物再稀释可用下列公式：稀释引物要达到的浓度（pmol/ul）＝母液浓度（pmol/ul）×汲取母液的体积（ul）÷（汲取母液的体积（ul）＋加水量（ul））收到引物后，在开启离心管盖前在3000-4000转/分钟的转速下离心1分钟，以防开盖时引物干粉散失。
引物保存在高浓度的状况下比较稳定。
如果对实验的重复性要求较高，合成的OD数较大，建议分装，避免反复冻融。
引物一般配制成10-100pmol/ul(umol/l)。
三博远志的引物在出厂时都标有1OD 相当于多少umol 的计算结果，进行稀释时的引物加水量可以按以下公式计算：稀释成100pmol/ul 1OD 需加水量（ul）=1OD相当于umol 数×10000例如，您拿到的引物DNA合成报告单上标有1OD≈0.0035umol ，包装量是1OD/管，如果您希望将引物浓度定为100umol/L，那么只需用35ul无核酸酶的双蒸水将1OD的引物干粉溶解即可。
◆液体引物再稀释可用下列公式：稀释引物要达到的浓度（pmol/ul）＝母液浓度（pmol/ul）×汲取母液的体积（ul）÷（汲取母液的体积（ul）＋加水量（ul））1．Oligo DNA是以OD260单位来计算的，这是指在1ml体积1cm光程标准比色皿中，260nm波长下吸光度为1A260的Oligo溶液定义为1 OD260单位，根据此定义，1 OD260单位相当于33μg的Oligo DNA，您可以根据此数据和您的Oligo DNA分子量，计算得到摩尔数以计算不同摩尔浓度的溶液。
2．引物序列的分子量计算公式如下：MW=（A碱基数×312）+（C碱基数×288）+（G碱基数×328）+（T碱基数×303）-61例如：引物TGGGCGGCGGTTGGTGTTACG A=1 C=3 G=11 T=6MW=（1×312）+（3×328）+（6×303）-61=65413．Oligo DNA的分子量也可以用以下近似方法计算：Oligo DNA中的每个脱氧核苷酸碱基的平均分子量近似为324.5，则一条Oligo DNA的分子量=碱基数×324.5。
例：您得到一管标为5 OD260的20 mer Oligo DNA分子量=20×324.5=6490质量数=5×33=165μg摩尔数=165/6490=0.025μmol=25nmol若加灭菌双蒸水400μl溶解，则浓度为25nmol/400μl=62.5μM4．装有引物的eppendorf管一般保存于-20℃，临用前稀释。
5．由于Oligo DNA呈很轻的干膜状附在管壁上，打开时极易散失，所以打开管子前请先离心10,000rpm，1min，然后再慢慢打开管盖。
6．在装有引物的eppendorf管内加入100-500μl双蒸水，盖上管盖，充分上下振荡5-10分钟，再次离心10,000rpm，1min。
7．计算原引物管primer的浓度（必要时测OD260核对厂家提供引物量是否正确）。
8．计算并将应用primer稀释为10pmol/μl。
9．标明原引物管、应用引物管、稀释方法，置-20℃保存。
一般合成的引物以OD来2.怎样溶解引物？一般合成报告单给出了每OD引物的摩尔数,根据该数值,您可以根椐您的实验需要加入适量的无核酸酶的双蒸水（PH>6.0）或TE缓冲液（PH 7.5-8.0），开启瓶盖溶解之前最好在3000-4000转/分钟的转速下离心1分钟，防止开盖时引物散失。
合成的引物应如何保存?没有溶解的引物非常稳定，可以在-20℃下保存至少1年，溶解好的引物可以事先稀释为100μmoL/L的储存液，分装数份保存于-20℃冰箱，可以保存至少半年以上（反复多次冻融会降低使用寿命）。
使用前，将浓溶液稀释成工作液（10 pmol/ml或20 pmol/ml）后进行实验。
注意工作液千万别用TE稀释,要用DEPC水,或去离子水稀释.因为TE可以鏊合镁离子,镁离子对Taq酶活性发挥至关重要,影响PCR反应.1.如何测定引物的OD值？用紫外分光光度计在260nm波长测定溶液的吸光度来定量，请注意紫外分光光度计的使用，测定时溶液的吸光度最好稀释到0.2-0.8之间(吸光度太高或太低会有较大的误差)。
DNA干粉用一定体积的水充分振荡溶解以后，取部分溶液稀释到1ml并在1ml标准比色皿中测定其吸光度，即为所测体积的OD值，进而可以计算出母液的OD值。
举例：您拿到一管干粉的DNA，用1ml水溶解成母液，取该母液50μL稀释成1ml并在1ml标准比色杯中测定的吸光度为0.25，说明该50μL中含有0.25OD的DNA，也即说明原来1ml母液中含有5OD的DNA。
2.怎样溶解引物？生工的合成报告单给出了每OD引物稀释为100μmoL/L（即100pmol/ul）浓度的加水量，您可以根椐您的实验需要加入适量的无核酸酶的双蒸水（PH>6.0）或TE缓冲液（PH 7.5-8.0），开启瓶盖溶解之前最好在3000-4000转/分钟的转速下离心1分钟，防止开盖时引物散失。
3.合成的引物应如何保存?没有溶解的引物非常稳定，可以在-20℃下保存至少1年，溶解好的引物可以事先稀释为100μmoL/L的储存液，分装数份保存于-20℃冰箱，可以保存至少半年以上（反复多次冻融会降低使用寿命）。
使用前，将浓溶液稀释成工作液（10 pmol/ml或20 pmol/ml）后进行实验。
4.如何检测引物的纯度？实验室方便的作法是用PAGE方法。
使用加有7M尿素的一定浓度的聚丙烯酰胺凝胶进行电泳,<12个碱基的引物用20%的胶，12-60个碱基的引物用16%的胶，>60个碱基的引物用12%的胶，取0.2OD左右的引物，用尿素饱和液溶解或引物溶液中加入尿素干粉直到饱和，上样前加热变性(95℃,2min)。
加入尿素的目的一是变性，二是增加样品比重，容易加样。
600V电压进行电泳，一定时间后(约2-3小时)，剥胶，用荧光TLC板在紫外灯下检测带型，在主带之下没有杂带，说明纯度是好的(有时由于变性不充分，主带之上可能会有条带，乃是引物二级结构条带)。
5.一般的合成的引物在5'和3'末端有磷酸基团吗?没有，5'和3'末端均为-OH基。
如需要加磷酸基团，订货时需特别注明。
6.合成的引物进行PCR反应时无目的带，怎么办?PCR反应失败的原因很多，可以从以下几个方面考虑。
1) 引物和模板是否配对，同源性有多大?2) 引物本身是否有立体结构.3) PCR反应用试剂是否能正常工作?4) PCR仪是否工作正常?5) PCR反应条件是否合适?如果一切正常，还无法解决问题时，生工将为您免费重新合成引物。
7.测定了引物的OD值后发现A260/A280<1.8，引物的纯度合格吗?由于核酸在260nm附近有强吸收，而蛋白质在280nm附近有强吸收，从生物体内提取核酸时，常用A260/A280比值来评价核酸纯度(比值在1.8～2.0之间)，这一判断是基于序列中A、G、C、T所占比例大致相同时的结果。
而合成的DNA/RNA则不同，序列很短(通常在20～30个碱基之间)，其中A、G、C、T各种碱基所占比例很不相同，由于各种碱基的摩尔消光系数不同，因此不同碱基构成的引物的A260/A280比值也不同，例如当序列中C、T碱基的含量高时，该比值会大大低于1.8。
所以不能用A260/A280的比值来判断引物的纯度8.上海生工可以合成多长的序列？由于用户和基因拼接的要求，生工很好地合成过不少于100碱基左右长度的长片段。
因为生工可以提高起始合成数量、加大合成用的试剂量、用PAGE纯化。
如果您的实验需要，生工愿意接受110碱基以下的订单。
9.PCR产物经过克隆以后测序发现引物区与合成序列不相符合，怎么办？多数是PCR过程和克隆过程中引入的错误。
遇到这种情况，请您：1) 可以要求生工重新免费合成引物。
2) 重新挑取克隆测序，会有找到正确克隆的可能.10.如何将两条互补的单链退火形成双链？用退火缓冲液(10mM Tris, pH 7.5 - 8.0, 50mM NaCl, 1mM EDTA)溶解引物, 将要退火的引物等摩尔数混合，总体积不要超过500微升，加热到95℃2mins，然后缓慢冷却至室温(低于30度)即可。
退火的产物可以放在4度待用。
11.使用3%的Agarose凝胶电泳分析合成的引物，发现有很多条泳带，为什么?对引物进行电泳一定要使用变性PAGE电泳。
由于引物是单链DNA，容易形成复杂的立体结构，因此进行Agarose电泳时，容易出现多条泳带，更无法用Agarose电泳进行定量了12.能否根据引物电泳后EB染色后条带的亮度对合成的引物进行定量?不能。
因为EB是通过嵌入到核酸的双螺旋间而使其着色的。
合成的DNA分子为单链，只有通过自身回折形成局部发夹环结构或链间形成部分双螺旋结构，才能被EB染色。
由于不同引物的序列不同，形成双螺旋的能力不同，因此染色能力不尽相同，也就不能根据EB 染色带的亮度来对合成的DNA进行定量。
13.2 OD的引物可以多少做次PCR反应？一般来讲，20个碱基左右的2 OD的引物最少可以做400次PCR反应。
14. DNA合成粗产物中含有什么杂质？DNA合成仪合成的粗产物，其中除了含有所需的目的DNA片段以外，还含有合成反应过程中产生的目的片段短的失败片段以及脱保护基团产生的铵盐，生工提供的引物已全部通过纯化去除短片段、通过脱盐去除盐分。
15.引物在常温下运输，会降解吗？不会降解，干燥的引物在常温至少可以稳定存放二周以上。
而一般的运输时间通常都在1-3天，所以您收到的引物不会降解。
16.为何长链引物的收费要比短链引物要高？通常在合成长链引物时，试剂的加入量要比短链引物要多很多，尤其是大于90bp的碱基以上的引物，由于成本的增加，从而导致价格也要高一些。