试验六1、小鼠采精方法的研究
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
实验用小鼠的人工授精技术研究
实验用小鼠的人工授精技术研究宋世钧，郑继奎，郑海洪，杨永良（哈尔滨医科大学实验动物学部．黑龙江哈尔滨１５０明６）摘要：对小白鼠的人工授精技术进行实验性研究．结果表明：１．人工授精技术应用干小白鼠确实可行：２．受胎率尚不理想；３．影响受胎率的客观因素有．促使雌鼠同步发情的准确度：操作过程中的环境．如室温，噪音等；操作过程中的手段与技巧。
关键词：实验用小鼠：人工授精；繁殖性能中图分类号：Ｓ８１４３文献标识码：Ａ文章编号：１００５—２７３９（２０００）０３一０００４—０２人工授精的最终目的是强过＾为的方法．使受体受精，繁殖后代．按照人们的意愿进行品种或品系的改良。
同时也为受精、着床和胚胎发育等理论研究工作提供技术手段。
ｌ材料与方法１．１材料Ｉ１Ｉ试验动物及分组：取成年未育和已育雌性小鼠加只．分为３组．每组２０只。
雌鼠均用昆明系小白鼠．体质量为２５ｇ±３ｇ．雄性鼠分别为．第１组为ＩｃＲ纯系小鼠．第２组为ｃ５７ＢＬ纯系鼠．第３组为昆明小自鼠．以上３组小鼠体质量均为２５ｇ±３ｇ。
ｌ龋１日期：２０００一０５—２７作者简介：宋世钧【１虻７～），男（汉族）．畜牧师１Ｉ２用品孕马血清：用８５％的氯化钠溶疆配成每毫升含５０ｌｕ的ＰＭｓＧ备用。
人绒毛膜促性腺激索（ＨｃＧ）（长春产）用８５％的氯化钠溶液配成每毫升含５０Ｉｕ的ＨｃＧ备用．精子悬浮液注射器（２５ｍ１）一个：５号封闭针头一个．将针头尖磨纯并弯成９０。
（见图１）。
子宫镜（用金属或玻璃制成）（见图２）。
另外备有止血钳、虹膜剪子、镊子、弯头镊子、游丝镊子、吸管、凹玻片，载玻片．生理盐水等。
１．２方法１．２．１人工阴栓制作：用脱脂棉花做成３ｍｍ×６ｍｍ的棉花塞子．经生理盐水湿润后．蘸取雄性鼠精液腺和凝固腺的混合液．即可代替阴栓。
万方数据宴虢研究１．２．２诱导排卵：每只雌鼠腹腔注射ｐＭｓＧ５ＩＵ。
经４９ｈ慝，再注瓣ＨｃＧ５ｌｕ．１０—１２ｈ§Ｆ霹搂努。
实验一小鼠睾丸附睾及输精管精子采集运动能力检测与结构观察
实验用品
3. 实验动物： 选择60日龄以上，体重达到32-35g的昆明种 公鼠。
实验方法
1. 精子采集：
左手捏小鼠尾部，右手持镊子，或以图3-1所 示方法，以颈部脱臼法处死小鼠。使处死的小鼠 仰卧，用75%的酒精棉球消毒腹部开口部位被毛 及皮肤。剪开腹壁，暴露生殖系统。无菌分离睾 丸、附睾及输精管。在含培养液的表面皿中，用 眼科剪除去睾丸、附睾及输精管周围的系膜及脂 肪，并冲洗干净，以免血液或脂肪球混入液体妨 碍精子观察。
实验方法
采集附睾尾精子时，将其剪成几段。采集输精管 精子时，由于小鼠输精管非常细，不能直接冲洗 管腔，将输精管放入含有1ml培养液的表面皿内， 在实体显微镜下，用一只眼科异物针固定输精管， 用另一支异物针向相反方向纵向撕开输精管，精 子会浮游到培养液中。将大块输精管组织拨开， 用吸管连同精子吸出液体部分，装于乳动物的精子在睾丸内形成，并必须经过 在附睾内发生一系列形态、生理和生化方面的 变化而最终达到成熟，才能获得向前运动的能 力，这种向前运动能力的获得是精子受精能力 的重要指标。哺乳动物精子包括头部和尾部两 个主要部分，颈部介于头部和尾部之间，形成 头部和尾部的连接。精子头部主要由核组成，
实验目的
1. 认识雄性小鼠睾丸、附睾、输精管等 生殖器官结构及位置特点；
2.掌握小鼠睾丸、附睾及输精管精子采 集方法；
3.掌握血细胞计数板法精子计数和运动 能力检查的方法；
4.通过睾丸、附睾及输精管精子运动能 力检测，认识精子在睾丸产生后，在 附睾内成熟的过程；
实验目的
5. 掌握精子抹片方法； 6. 掌握染色法进行精子结构观察和顶体 结构观察的方法，认识精子的正常结构； 7. 使学生得到小鼠精子操作的基础训练。
实验方法
小鼠输精管结扎和简单精子操作
小鼠输精管结扎和简单精子操作121140052 王哲迪 174一、实验目的1、掌握小鼠手术的基本技巧2、学习雄性小鼠生殖系统特点3、练习显微操作技术二、实验结果及分析1、以腹部横切法剪开小鼠腹壁后，用镊子夹住脂肪垫将睾丸、附睾和输精管拉出切口。
实验时我们将下面图片中镊子夹着的地方剪掉了1cm。
但是在仔细观察过右边这个图后发现，我们错把附睾体当做了输精管。
我们剪掉的是附睾体，而不是输精管。
2、下面这张图片是小鼠腹壁缝合后的照片。
我们采取了方洁的打结方式。
在将睾丸放回腹腔的过程中，发现不管怎么推，都不能把睾丸推回阴囊，这给缝合带来了一定的难度。
缝合腹壁时一定要小心，因为缝合针很容易扎到皮肤和腹腔内的脏器。
3、下图为皮肤缝合后的照片，同样采用的是方结的打结方式。
皮肤相对于腹壁而言较容易缝合。
4、下图为在解剖镜下观察得到的照片。
可能由于角度问题，这张图片上只能分辨出脂肪体和睾丸，并不能看到附睾体和输精管。
取出睾丸时的操作也存在问题，并没有注意到输精管在哪里。
上面剪切输精管时也没有找对输精管，所以实验失败在没有观察到输精管。
脂肪体睾丸4、下图为在显微镜下观察精子得到的照片。
正如细线所指的，图中有着尖尖的头部和一条细长的尾巴的就是精子。
由于载玻片上有一些脂肪体残留的脂肪，所以在显微镜下会看到很多油花，影响精子的观察。
但是仔细看还是可以看到许多在快速无规则运动的精子。
精子三、备注1、本人在实验中操作的部分：对小鼠进行断颈处理切开腹壁夹出睾丸、附睾和脂肪体剪掉1cm输精管（其实剪掉的是附睾）部分缝合操作2、实验要求用乙醚麻醉小鼠，但是实验过程中发现用乙醚麻醉的方法并不好，小鼠经常会醒过来，而且用乙醚操作时间长了，实验人员出现头疼恶心等不适症状。
由于并不需要对小鼠进行回收，所以为了方便操作我们直接采取了断颈处理的方法。
试验六1、小鼠采精方法的研究
实验六、小鼠采精方法中国比较医学杂志CHINESE JOURNAL OF COMPARATIVEMEDICINE2005年4月第15卷第2期April, 2005 Vol.15 No。
2郑新民,李聚学，魏雁，乔宪凤,周荆荣（湖北省农科院生物技术研究所，武汉430072小鼠是世界上研究最为详尽的哺乳类动物［1］.但是目前人们仍然是通过手术法从小鼠附睾中获取精子，国内外尚无小鼠非手术法采精的报道.手术法采精为众多的科学研究带来了不便：（1)手术法采精必须将雄鼠处死，分离其附睾和输精管来获取精子,过程繁琐，费时费工,且造成不必要的经济浪费［2]。
另外，从附睾中获取的精子由于缺少副性腺中的诸多有益成分，精子品质难以保证[3];（2）不利于小鼠生殖生理的研究,在医学上,人们都是通过“杀鸡取卵”式地宰杀大量的雄鼠来获取精子进行科研分析[4-6],不但造成了很大的经济浪费，而且增加了实验的误差和难度;(3)不利于某些动物模型的建立,例如，由于小鼠精子获取繁琐，人工授精技术不易建立，精子载体转基因技术尚无理想的动物模型,这极不利于该项研究的开展［7］。
由此可见,建立一种方便快速的小鼠非手术法采精技术对解决小鼠手术法采精中存在的问题、小鼠生殖生理的研究和建立某些小鼠动物模型都是很有意义的。
1 材料和方法1。
1 实验动物SPF级昆明小白鼠雄鼠,购自湖北省预防医学科学院。
合格证号为：SYXK(鄂）20035853。
1.2 小鼠假阴道抽吸器的制备小鼠假阴道的制作：取一段长约2 cm,内径8 mm的软质透明塑料管,在其内侧套上一层厚度约0.1 mm的胶膜,胶膜要求透明且有良好的弹性。
在塑料管中部钻一直径为2 mm的小孔,将一外径与小孔相当的硬质插管插入小孔中，深度与塑料管管壁厚度相当,小孔周围用强力胶水密封,向小管中轻轻吹入空气即可将塑料管内侧胶膜充起。
将制好的小鼠假阴道与胶头吸管相连,小鼠假阴道抽吸器即制作完毕。
1.3 电刺激采精仪的制备电刺激采精仪由电刺激发生器和直肠探子两部分组成。
121140066 许克波 小鼠输精管结扎
小鼠输精管结扎及小鼠各时期精子形态观察
121140066 许克波 253
一、实验目的
1、学习小鼠结扎方法；
2、学习雄性小鼠生殖系统特点；
3、观察小鼠生殖系统各部位的精子形态特点；
二、实验原理
断颈法处死小鼠：
小鼠不能用毁髓法处死，最简单的方法便是断颈法对小鼠进行处死。
先给小鼠一个抓着物，然后左手捏住小鼠颈部毛皮并轻摁在桌面上，右手拉住小鼠尾巴后三分之一处向上30度左右使劲一拉，将小鼠颈椎拉断就可以了。
这样处死小鼠可以让小鼠在痛苦最小的情况下死去，是符合动物福利学的一种实验方法。
三、实验动物及器材
雄性小鼠；
基本解剖器械、注射器、显微镜、生理盐水等；
四、实验操作
1、处死小鼠；（我做的）
2、解剖小鼠并找到小鼠生殖系统；
3、输精管结扎；（每人做一边）
4、取精观察；（合作）
五、实验结果
实验中观察到的生殖系统结构：
睾丸内精子图片：
输精管内精子图片：
六、分析及讨论
我们只在睾丸和输精管内取出了精子，但是由于附睾的头、体、尾、三部分过小，而且不能切开取精，注射器也没能吸出来，所以没能观察到附睾内的精子形态。
厦门大学-实验六.小鼠精子畸形试验(讲义)
轻冲洗，晾干。
标本制备
颈椎脱臼处死小鼠
取双侧附睾， 纵向剪开被膜
+ NS 1ml，静置5min 轻摇，剔除大的组织, 收集悬液于1.5ml EP 管，加300 µl NS清洗
1000 rpm离心5 min 弃上清, 余0.15 ml液体
将受试物各剂量组精子畸形发生率分别与阴性对照组进行 比较。 阳性的判断标准是畸形发生率至少为阴性对照组 的倍量或经统计学处理有显著性差异，并存在剂量-反应 关系者。
一般正常小鼠的精子畸形率为0.8%~3.4%
结果分析
分别计算各剂量组的精子畸形发生率。各剂量组的精子畸 形率与阴性对照组之间的差异分析采用秩和检验。
精子畸形发生率和畸形类型分析
试验报告
(1)受试物名称、理化性状、配制方法、所用溶剂； (2)动物种属和品系、体重、数量、来源（注明合格证号
和动物级别）； (3)实验动物饲养环境，包括饲料来源、室温、相对湿度
、实验动物室合格证号； (4)剂量分组，染毒途径和方式； (5)试验方法：简述操作步骤，所用统计学方法； (6)结果：以列表方式报告受试物对动物精子畸形发生率
有条件时，可于给受试物后第1、4和10周处死动物，检查 精子形态 (各种致突变物作用于精子的不同发育阶段，可在接触某种 致突变物后不同时间出现精子畸形)
动物染毒情况记录
操作步骤
标本制备
制片：用颈椎脱臼法处死小鼠，剖开腹腔，暴露睾丸，分 离两侧附睾，放入盛有1 mL 生理盐水(37℃预热)的平皿中 。用眼科剪剖开附睾组织，室温下静置5 min ，轻轻摇动 ，用镊子将大的组织块挑出；收集悬液于1.5 mL 离心管 中；另取300 µL生理盐水冲洗平皿，收集于同一离心管中 ；1000 rpm离心5 min；弃上清，余约0.15 mL液体，吹打 混匀，常规涂片；
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物学和医学研究中常用的实验手段之一，可以用来研究生理学、病理学、药理学等领域。
小鼠实验的基本技术和方法包括实验前准备、实验动物的选取和饲养、实验设计、实验操作和数据分析等环节。
一、实验前准备：1.确定研究目的和假设：明确研究的目的和需要回答的科学问题，设计合理的假设并制定实验方案。
2.文献调研：查阅相关的文献，了解研究背景和前人的研究成果，为实验设计提供参考和依据。
3.实验设备和试剂准备：检查和准备实验所需的设备和试剂，确保实验过程中的顺利进行。
4.伦理审批：确保实验符合相关伦理要求，并获得实验伦理委员会的审批。
二、实验动物的选取和饲养：1.动物选用：选择与研究目的相符的小鼠品系，例如野生型小鼠、转基因小鼠、敲除小鼠等。
确保选取的小鼠具有一定的年龄和性别分布，以保证实验数据的可靠性和统计学的可行性。
2.饲养条件：提供适宜的饲养环境，保证小鼠的健康和生长。
饲养室要维持适宜的温度、湿度和光照条件，并保持清洁度。
提供适宜的饲料和水源，并定期更换和清洁。
三、实验设计：1.随机分组：将实验动物随机分为不同的处理组和对照组，以减小实验误差和对结果的干扰。
2.正反平衡：在实验设计中应该考虑到正负对照组的平衡，通过随机分组来减轻实验误差。
3.重复性：为了确保实验结果的可靠性，应该重复实验，将同样的处理方法在不同的时间或不同的实验动物上进行。
四、实验操作：1.麻醉和解剖：使用适当的麻醉剂将小鼠麻醉，然后进行解剖，取出需要分析的组织样本。
2.组织处理：对取出的组织样本进行适当的处理，例如固定、冷冻等，以保持样本的完整性和稳定性。
3. 实验操作：根据实验设计的要求，对样本进行相应的实验操作，例如染色、PCR、Western blot等。
4.实验观察：在实验进行过程中，对实验动物的反应、实验操作的结果等进行观察和记录。
五、数据分析：1.统计方法：根据实验数据的类型和分布情况，选择合适的统计方法进行数据的分析和处理，例如t检验、方差分析等。
小鼠的非手术法采精
动物学报 50(4):657-661,2004A cta Zoologica S i nica 2003210223收稿,2004203218接受 3国家“863”计划项目(No.2001AA216071)[The research was funded by a grant from “863”in HAAS (No.2001AA216071)]33通讯作者(Corresponding author ). E 2mail :zhengmail @mail 1china 1com ,lijuxue1118@sina 1com ν2003动物学报Acta Zoologica Si nica小鼠的非手术法采精3李聚学1 郑新民233 乔宪凤2 周荆荣2 魏庆信2 曹斌云111西北农林科技大学动物科技学院,陕西杨凌71210021湖北省农业科学院生物技术研究所,武汉430064摘 要 用徒手法、假阴道抽吸法和电刺激法进行小鼠非手术法采精探索,结果表明:假阴道抽吸法和电刺激法可采出精子,两者采精成功率、平均精子量和精子活率均差异不显著;小鼠不同射精阶段的精子含量不同,其中精子主要集中在射精的第二阶段和第三阶段;假阴道抽吸法和电刺激法对小鼠首次采精后,用同样的方法对相应的小鼠重复采精,成功率、平均精子量和精子活率与首次采精相比差异均不显著[动物学报50(4):657-661,2004]。
关键词 小鼠 非手术法采精 总精子数 精子活率A method of mouse artif icial spermiation 3L I J u 2Xue 1,ZHEN G Xin 2Min 233,Q IAO Xian 2Feng 2,ZHOU Jing 2Rong 2,WEI Qing 2Xin 2,CAO Bin 2Yun 111College of Animal Science and Technology ,Northweastern Agriculture University ,Y angling ,Shanxi 712100,China ;21Biotechnology Institute ,Hubei Academy of Agriculture Sciences ,Wuhan 430064,ChinaAbstract Mouse artificial spermiation was studied by hand massage with artificial vagina and electrostimulation.The re 2sults show that artificial vagina and electro 2stimulation are achievable.The s permiation rate ,average spermatozoa quantity and motility did not differ significantly between artificial vagina and electrostimulation.The s permatozoa quantity was dif 2ferent in each s permiation stage.The greatest quantity was in the second and third stage [Acta Zoologica S inica 50(4):657-661,2004].K ey w ords Mouse ,Artificial s permiation ,Electros permiation 小鼠在分类学上属于哺乳纲、啮齿目、鼠科、小鼠属,来源于野生小家鼠。
小鼠发育生物学实验内容
小鼠发育生物学实验内容实验一：小鼠卵母细胞和精子的形态观察一、实验目的：掌握胚胎体外操作工具的制备、小鼠超数排卵方法以及小鼠精子和不同发育阶段观卵母细胞的收集方法，观察精子结构和运动状态，评估精子活力，观察卵母细胞结构，了解体外授精操作过程。
二、操作过程：1 胚胎体外操作工具制备在酒精喷灯上将玻璃管拉成直径1mm的细管，连上乳胶管即可。
2 小鼠的抓去与保定3 收集精子断颈处死公鼠，打开腹腔，找到睾丸和附睾，剪取附睾尾，剪碎，置1.5ml离心管底部，加0.5ml 生理盐水，置37度水浴锅20分钟，用吸管从离心管上部取50微升液体，置细胞计数板，观察精子结构、密度和活力。
精子活力计算公式：精子活力＝视野中直线运动的精子数/视野中总精子数4 收集卵母细胞成熟卵母细胞的收集：母鼠腹腔注射孕马血清促性腺激素PMSG（每只10单位），48小时后再注射人类绒毛膜促性腺HCG（每只10单位），18小时后断颈处死母鼠，打开腹腔，剪下输卵管，用镊子刺破输卵管壶腹部，释放卵母细胞，用透明质酸酶溶液（10毫克/毫升生理盐水）处理卵母细胞以除去颗粒细胞，在实体显微镜下观察卵母细胞的结构。
未成熟卵母细胞的收集：断颈处死性成熟前母鼠，打开腹腔，剪取卵巢，加入1毫升盐水，用刀片或镊子捣碎卵巢，寻找生发泡状态的卵母细胞，观察卵母细胞结构。
5 体外授精将卵母细胞与精子共培养（微滴培养法）（演示）三、实验结果各种精子和卵子的形态绘图；精子活力；精子密度四、实验收获与体会，存在问题和改进意见。
实验二：小鼠早期不同发育阶段胚胎的收集、观察以及胚胎移植一、实验目的：掌握小鼠附植前胚胎收集方法，观察不同发育阶段小鼠胚胎的结构，认识小鼠早期胚胎形态学，并了解体内发育阶段与所处生殖器官位置的关系，了解小鼠胚胎移植的基本原理和操作过程。
二、操作过程：1 小鼠超数排卵程序中午12时腹腔注射PMSG，48小时后腹腔注射HCG并与公鼠合笼交配，次日清晨检查阴道栓，如果发现阴道栓则妊娠0.5天。
小鼠精子畸形实验报告
小鼠精子畸形实验报告本实验旨在研究小鼠精子畸形对生育能力的影响，通过对小鼠进行精子畸形实验，观察其繁殖能力和后代健康状况，以期为人类生殖健康提供参考依据。
实验方法：首先，我们从实验室中选择了一组健康的雄性小鼠作为实验对象。
然后，我们对这些小鼠进行了一段时间的观察和饲养，以确保它们的身体状况良好。
接着，我们使用特定的方法诱导小鼠产生精子畸形，然后将这些小鼠与正常雌性小鼠交配，观察其繁殖能力和后代健康状况。
实验结果：经过一段时间的观察和记录，我们得出了以下实验结果：1. 精子畸形对小鼠的生育能力产生了显著影响。
精子畸形的小鼠在交配过程中出现了较低的交配成功率，且受孕率也明显降低。
2. 精子畸形对后代健康状况产生了一定影响。
经过观察发现，由精子畸形小鼠交配后所生的后代中，出现了较多的畸形现象，且部分后代的生长发育也受到了一定程度的影响。
实验结论：综合以上实验结果，我们得出了以下结论：1. 小鼠精子畸形对生育能力存在着显著的负面影响，这一影响主要表现在交配成功率和受孕率的降低上。
2. 精子畸形对后代健康状况也产生了一定的不良影响，这表明精子畸形可能会对后代的遗传健康产生一定的影响。
实验意义：本实验结果对人类生殖健康具有一定的参考价值。
精子畸形作为一种常见的生殖健康问题，其对生育能力和后代健康的影响一直备受关注。
通过本实验，我们对精子畸形的影响有了更深入的了解，这有助于人类更好地预防和治疗精子畸形相关的生殖健康问题。
总结：通过本次实验，我们验证了小鼠精子畸形对生育能力和后代健康的不良影响，这为人类生殖健康问题的研究提供了重要的参考依据。
希望本实验结果能够为相关领域的研究和临床实践提供一定的借鉴和指导。
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作小鼠是最常用的实验动物之一，其体型较小、繁殖能力强、生命周期短、易于饲养和管理，因此被广泛用于生物医学研究中。
以下是小鼠实验的基本操作。
一、小鼠的选育与管理1.小鼠的品系选择：选择适合研究目的的小鼠品系，例如常用的C57BL/6、BALB/c等。
2.饲养环境控制：为小鼠提供适宜的饲养环境，包括控制温度、湿度、光照和气流等。
3.饲料和水的供给：提供适宜的饲料和清洁的饮用水，确保小鼠的正常营养摄入。
二、小鼠的配对与繁殖1.配对：选取性成熟健康的雄性和雌性小鼠，进行自然配对或人工配对。
2.孕期管理：雌性小鼠受孕后，需要监测妊娠情况，并做好相应的饮食和环境管理。
3.胚胎获取：根据需要，可以选择在特定生理时期采集小鼠胚胎，用于后续的胚胎移植或体外培育等实验。
三、小鼠手术操作1.解剖手术：通过解剖手术，可以获取特定组织或器官的标本，从而进行病理学和生理学研究。
2.移植手术：如肾移植、心脏移植等，用于研究器官功能和移植排斥反应等问题。
3.慢性操作：如植入插管或取样等，用于定期获取生理参数的连续监测。
四、小鼠的药物处理1.静脉注射：通过静脉注射给小鼠药物，用于研究药物的药理学和药效学等。
2.腹腔注射：通过腹腔注射给小鼠药物，多用于给予抗肿瘤药物、化疗和免疫细胞的移植等。
3.给药途径选择：根据研究目的和药物性质，选择合适的给药途径，如口服、皮下注射等。
五、小鼠的行为测试1. 空间记忆测试：如Morris水迷宫，用于评估小鼠的空间记忆能力。
2.暗箱测试：用于评估小鼠的焦虑状态和厌恶反应。
3.Y型迷宫测试：用于评估小鼠的学习和记忆能力。
六、小鼠的标本采集和检测1.组织标本采集：根据研究需要，取出小鼠的特定组织，如血液、脑组织等。
2. 分子生物学检测：如PCR、Western blot等，用于检测基因表达和蛋白质水平的变化。
3.组织病理学检测：用于观察和评估小鼠组织病变情况，如光镜下观察和组织染色等。
小鼠受精卵怎么采集？
小鼠受精卵怎么采集？小鼠受精卵（早期胚胎）采集在基因工程小鼠的制备和保种中都是非常重要的步骤。
只有采集到足够数量和质量的受精卵，才能更有效地进行显微注射、胚胎移植或冻存复苏，保证获得高质量的子代小鼠。
那么受精卵到底是怎么采集的呢？今天我们就来介绍一下1细胞期与2细胞期胚胎的收集方法。
哺乳动物的受精过程发生在输卵管内，小鼠胚胎进入子宫着床时间大约为4天左右。
因此，需要在配种后或受精后的适当时间从超排供体收集不同时期的胚胎。
小鼠受精后4.5天内早期胚胎发育的过程：[图片来自：Genetics & Development]人、小鼠、大鼠胚胎发育阶段对应时间点：受精卵获得的方法分自然排卵、激素诱发排卵和体外受精三种方法。
我们今天介绍的是诱发排卵（超排）后采集受精卵的方法。
诱发排卵（超排）后采集受精卵的方法雌鼠超排与合笼超排不同背景的小鼠超排周龄都是不同的，剂量也是不同的。
那以常用的C57小鼠为例，超排周龄为3-4周龄。
当达到超排周龄后，向雌小鼠腹腔内注射5个国际单位(IU)的孕马血清促性腺激素(PMSG)，然后约46-48h后再注射5 IU的人绒毛膜促性腺激素(hCG)，12h后即可诱发排卵。
图1. 雌鼠超排与受精卵早期发育时间轴。
[图片来自：Ivan Bedzhov, et al. In vitro culture of mouse blastocysts beyond the implantation stages. Nature Protocols volume 9, pages 2732–2739 (2014)]合笼1）雌小鼠给予hCG后与成熟雄性小鼠进行合笼。
雄鼠交配一般是在夜晚发生，交配过程中建议不换笼，交配过的雄小鼠，间隔一周后才进行下次交配。
2）交配后过夜易见小鼠的阴道栓。
1-cell期胚胎采集输卵管切开1）通过断颈快速处死见栓0.5天的小鼠。
2）将小鼠背部靠尾部剃毛并用70%的乙醇彻底涂搽手术部位。
《小鼠精原干细胞分离、纯化与去分化研究》范文
《小鼠精原干细胞分离、纯化与去分化研究》篇一
一、引言
小鼠精原干细胞作为研究细胞生物学和生殖医学的重要工具，其分离、纯化与去分化研究对于深入理解生物生殖过程、探究潜在治疗策略及优化实验室动物模型有着极其重要的意义。
本研究的目的是为了通过系统地探讨小鼠精原干细胞的分离、纯化及去分化过程，为相关领域的研究提供新的思路和实验依据。
二、材料与方法
1. 材料
本实验使用小鼠睾丸组织，培养基及酶等常规实验室材料。
2. 方法
（1）小鼠精原干细胞的分离：采用酶消化法结合机械剪切法分离小鼠睾丸组织中的精原干细胞。
（2）纯化：利用流式细胞术和细胞筛选技术对分离得到的细胞进行纯化。
（3）去分化：通过特定培养条件和生长因子诱导精原干细胞去分化为多潜能细胞。
三、实验结果
1. 精原干细胞的分离与纯化
通过酶消化法和机械剪切法成功从小鼠睾丸组织中分离出精原干细胞，经过流式细胞术和细胞筛选技术，我们成功地对这些细胞进行了纯化，得到的细胞纯度达到了95%。
动物采精方法范文
动物采精方法范文动物采精是一种常见的繁殖技术，用于保护、增殖珍稀动物种群、提高品质和增加育种效益。
下面是一种常见的动物采精方法。
一、动物采精前的准备1.选择健康的动物：只有健康的雄性动物才能保证精子的质量和数量。
因此，在进行采精前需要对动物进行全面体检，确保它们没有任何潜在疾病。
2.准备采精设备：采精需要一些专用设备，如人工阴道、人工肛门、电动采精枪、鳞状固定夹等。
这些设备需要事先清洗和消毒，以确保其无菌。
3.提前准备交配对象：为了成功采精，需要提前安排好雌性动物作为交配对象。
雌性动物的选择应考虑其健康状态以及是否处于合适的交配期。
二、动物采精的具体步骤1.接触激素治疗：在进行采精前，可以通过注射激素来促使动物大量产生精子。
激素的注射剂量和使用时间应根据动物的品种和性别来确定，同时应严格按照兽医的指示进行操作。
2.培养精子：在接受激素治疗后，动物需要有充分的休息和饮食补充，以帮助身体产生更多的精子。
此时，动物还需要提供宽敞、安静和干净的环境，以确保它们的身心健康。
3.采精前的准备：在开始采精之前，需要对动物进行清洗和消毒，以防止污染。
同时，还需准备好采精设备，并确保其清洁和无菌。
4.采精操作：采精可以通过不同的途径进行，如阴茎人工授精、人工阴道授精或电动采精枪采精等。
具体操作方法如下：a.阴茎人工授精：将动物放入配合场或单个围栏中，用一只手握住动物的阴茎，在另一只手中抓住人工阴道或人工肛门。
然后缓慢地推动阴茎，将精液收集到容器中。
b.人工阴道授精：将动物放入专用的配合场中，然后用人工开放阴道将雌性动物固定在配合场中。
之后，将雄性动物引入配合场，让它们自行交配。
在交配过程中，将收集到的精液存放在容器中。
c.电动采精枪采精：将动物放入固定夹中，使用电动采精枪进行采精。
操作时，将电动采精枪插入动物的阴茎内，并根据需要设定抽取时间和抽取速度，将采集到的精液收集到容器中。
5.精液的处理和储存：将收集到的精液转移到专用的试管或冰盒中，并在短时间内尽快送至实验室进行检查和处理。
小鼠精子采集方法对体外受精的影响
小鼠精子采集方法对体外受精的影响张艳;江一平【期刊名称】《福建医科大学学报》【年(卷),期】2011(045)002【摘要】目的进一步改良"双舱浮游法"采集小鼠精子,提高收获精子的前向运动率;判断自制的培养皿是否影响精子的受精功能和发育潜能.方法自制简易的双舱培养皿;同一只小鼠的两侧附睾,分别用"常规浮游法(A法)"和"双舱浮游法(B法)"采精,左、右两侧的附睾尾交替地用两种方法采精,同时取5例做体外受精,并统计受精率.数据进行配对t检验,统计两种方法收获精子的前向运动率和受精率的差异.结果两种方法得到的平均前向运动精子百分率分别为(68.54±8.176)%(CV 11.93%)和(85.38±4.073)%(CV 4.77%),组间有高度显著性差异;两种方法的平均受精率分别为(62.44±11.41)%(CV 18.27%)和(83.39±13.59)%(CV 16.30%),组间有显著性差异.结论改良的"双舱浮游法"不仅可以获得稳定的高前向运动率的精子,还可使受精率显著提高,为需要高活率精子的相关研究提供一个简便的精子采集技术.%Objective To improve the method for sperm collection and to evaluate whether the improved method could affect the capability of sperm to fertilize the egg and the developmental potency of fertilized egg. Method The different side of epididymides of the same mouse were placed into two difference dishes respectively, the sperm was collected by conventional methods and improved "double-chamber dish"methods,respectively. The forward motile rate and density was counted. The collected sperm was ultilized in IVF. Result The means of the rate offorward motile sperm collected were (68.54±8.176)％ with CV 11.93％ in "conventional swim-up" group and (85.38±4.073)％ with CV 4.77％ in "double chambers swim" group, respectively(P＜0.01). The means of the rate of fertilization were (62.44±11.41)％ with CV 18.27％ in "conventional swim-up" group and (83.39±13.59)％ with CV 16.30％ in "double chambers swim" group, respectively(P＜0.05). Conclusion The "double chambers swim" method can improve the percentage of the forward motile sperm stably and the rate of fertilization markedly and will not affect the cleavage of the fertilized egg.【总页数】4页(P122-125)【作者】张艳;江一平【作者单位】福建医科大学细胞与发育工程研究中心,福州,350004;福建医科大学细胞与发育工程研究中心,福州,350004【正文语种】中文【中图分类】R322.64;R321.1;R321.2【相关文献】1.获能培养液等因素对遗传工程小鼠冻融精子体外受精率的影响 [J], 左琴;范涛;张翠平;杨文东;王劲松;范昌发;刘佐民;贺争鸣;李保文2.影响小鼠冻融精子体外受精率的主要因素探讨 [J], 赵丹凤;刘丽均;狄敏;赵立虎;张春燕;张守纯;徐平3.低精子浓度下不同处理方式对小鼠卵母细胞体外受精及发育的影响 [J], 宁方勇;韩伟;杜智恒;付晶;杨春山;白秀娟4.小鼠精子授精前不同孵育时问对体外受精结果的影响 [J], 李学余;刘艳美;梁荣伟;刘新雄;5.精子数量对小鼠体外受精与胚胎早期发育的影响 [J], 黎桂玲; 刘科; 杨林; 黎雄才; 邝少松; 王刚因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。
小鼠精子细胞活性调控之研究
小鼠精子細胞活性調控之研究The Role of [Ca2+]i in Capacitation and Decapacitation Processes in Mouse Sperm中文摘要精子獲能作用指的是精子經過射精之後會經過一連串生化反應的調控來使得精子具有與卵結合的能力，反之，稱為去獲能作用。
精子從雄性睪丸分化到進入雌性生殖道的過程中，存在著一些獲能因子以活化精子，同時也存著一些去獲能因子使精子不被提早活化，避免在與卵受精之前就已耗盡能量，使精子能在適當的時間和適當的地點和卵結合。
我們實驗室對於調控精子活性之獲能作用及去獲能作用機制深感興趣。
我的論文分成兩部分：在獲能作用方面，我們承接之前已發表一專一表現於睪丸之孤兒受體（orphan receptor）鳥?酸環化?G(mGC-G)的研究，繼續進行此mGC-G可能扮演的功能性分析。
RT-PCR結果得知mGC-G 高度表現於性成熟的小鼠睪丸中；利用免疫組織染色法、免疫細胞染色法和共軛焦顯微技術得知，此mGC-G表現於成熟精子頭部與尾部中段。
利用流式細胞儀和電腦輔助精子分析系統得知，由牛血清白蛋白(bovine serum albumin)所引發的細胞內鈣離子上升和高泳動力皆可被抗mGC-G-ECD抗體所抑制，然而，對A23187所引發的頂體反應結果並不明顯，因此我們推論其功能與精子游動力相關。
在去獲能作用方面，我們發現一貯精囊分泌蛋白SVA(貯精囊自體抗原)，可以和PAF(platelet-activating factor)及富含膽鹼(choline)的脂質，如神經磷脂(sphingomyelin)和磷脂膽鹼(phosphatidylchoine)結合。
此外，我們發現SVA藉由降低細胞內鈣離子濃度來調控精子活性。
以免疫細胞螢光染色法與流氏細胞儀偵測得知，細胞膜PMCA (Ca2+-ATPase通道)抑制劑，CE(Carboxyleiosin-AM)，可回復SVA所降低細胞內鈣離子濃度的現象，顯示SVA的降低細胞內鈣離子機制調節與PMCA相關。
小鼠精原细胞分离及体外分化培养的研究的开题报告
小鼠精原细胞分离及体外分化培养的研究的开题报告一、选题背景精子是动物生殖的重要组成部分，精子的形成涉及到精原细胞的分化和成熟过程。
小鼠精原细胞是小鼠生殖细胞系的始终点，而且能够进行不同程度的体外培养和分化。
因此，研究小鼠精原细胞分离及体外分化培养技术对于探究动物的生殖发育和繁殖机制、研发生殖健康治疗药物等领域具有重要的意义。
二、选题意义1. 探究小鼠精原细胞的分化和成熟过程，为了解哺乳动物精子形成机制提供参考。
2. 开发小鼠精原细胞培养技术，为繁育珍稀动物、治疗不育症等提供新途径。
三、研究目的1. 优化小鼠精原细胞的分离方法，提高分离纯度。
2. 开发小鼠精原细胞的体外培养技术，探究其分化和成熟机制。
四、研究内容1. 小鼠睾丸组织的分离和酶消化。
2. 小鼠精原细胞单细胞悬浮液制备和分离。
3. 对小鼠精原细胞的Percoll梯度离心分离纯化。
4. 小鼠精原细胞的体外培养条件的优化。
5. 小鼠精原细胞的分化与成熟评价。
五、研究方法1. 小鼠睾丸的分离和酶消化：选择正常雄性小鼠，将其睾丸取出，去除囊膜，剪成小碎片，然后进行酶消化。
2. 小鼠精原细胞单细胞悬浮液制备和分离：将酶消化后的小鼠睾丸组织制成单细胞悬浮液，再通过筛选、过滤等操作将小鼠精原细胞分离出来。
3. 对小鼠精原细胞的Percoll梯度离心分离纯化：使用Percoll梯度对小鼠精原细胞进行离心分离纯化，提高小鼠精原细胞的纯度。
4. 小鼠精原细胞的体外培养条件优化：对小鼠精原细胞的体外培养条件进行优化，包括培养基、增殖因子、生长激素等，以期实现小鼠精原细胞的体外培养和分化。
5. 小鼠精原细胞的分化与成熟评价：通过细胞学、生化学和遗传学等方法评价小鼠精原细胞的分化和成熟情况。
六、预期成果1. 建立小鼠精原细胞的分离和体外培养技术。
2. 掌握小鼠精原细胞的分化和成熟过程，深入理解动物精子形成机制。
3. 向生殖健康治疗药物开发提供难得的研究材料和技术。
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实验六、小鼠采精方法
中国比较医学杂志CHINESE JOURNAL OF COMPARATIVEMEDICINE
2005年4月第15卷第2期April, 2005 Vol.15 No.2
郑新民,李聚学,魏雁,乔宪凤,周荆荣
(湖北省农科院生物技术研究所,武汉430072
小鼠是世界上研究最为详尽的哺乳类动物[1]。
但是目前人们仍然是通过手术法从小鼠附睾中获取精子,国内外尚无小鼠非手术法采精的报道。
手术法采精为众多的科学研究带来了不便:(1)手术法采精必须将雄鼠处死,分离其附睾和输精管来获取精子,过程繁琐,费时费工,且造成不必要的经济浪费[2]。
另外,从附睾中获取的精子由于缺少副性腺中的诸多有益成分,精子品质难以保证[3];(2)不利于小鼠生殖生理的研究,在医学上,人们都是通过“杀鸡取卵”式地宰杀大量的雄鼠来获取精子进行科研分析[4-6],不但造成了很大的经济浪费,而且增加了实验的误差和难度;(3)不利于某些动物模型的建立,例如,由于小鼠精子获取繁琐,人工授精技术不易建立,精子载体转基因技术尚无理想的动物模型,这极不利于该项研究的开展[7]。
由此可见,建立一种方便快速的小鼠非手术法采精技术对解决小鼠手术法采精中存在的问题、小鼠生殖生理的研究和建立某些小鼠动物模型都是很有意义的。
1 材料和方法
1.1 实验动物
SPF级昆明小白鼠雄鼠,购自湖北省预防医学科学院。
合格证号为:SYXK(鄂)20035853。
1.2 小鼠假阴道抽吸器的制备
小鼠假阴道的制作:取一段长约2 cm,内径8 mm的软质透明塑料管,在其内侧套上一层厚度约0.1 mm的胶膜,胶膜要求透明且有良好的弹性。
在塑料管中部钻一直径为2 mm的小孔,将一外径与小孔相当的硬质插管插入小孔中,深度与塑料管管壁厚度相当,小孔周围用强力胶水密封,向小管中轻轻吹入空气即可将塑料管内侧胶膜充起。
将制好的小鼠假阴道与胶头吸管相连,小鼠假阴道抽吸器即制作完毕。
1.3 电刺激采精仪的制备
电刺激采精仪由电刺激发生器和直肠探子两部分组成。
电刺激发生器由交流变压器、电流表、电压调节器,变频器,电源开关等部件组成。
直肠探子可用小塑料管自行制成,探子上装有电极,电极与电刺激发生器插座用电线相连。
电刺激采精仪的特点:
电压连续可调,范围为0~20 V;频率选择范围为0~50 Hz;通电间歇时间可根据不同情况自行选择。
1.4 小鼠采精实验
1.4.1 小鼠保定:利用筒式法保定小鼠,小鼠保定筒可用与小鼠体躯相似的塑料筒制成,塑料筒两端钻有插孔,一端锯有缺口。
待小鼠钻入筒内后,迅速将铁钉插入插孔中,限制小鼠伸缩,即可将小鼠保定。
将保定好的小鼠在筒内旋转,使其生殖器暴露在缺口中,以利精液收集。
1.4.2 小鼠徒手法采精:小鼠保定后,用75%的酒精将其生殖器消毒,待酒精挥发后,用手指轻轻按摩小鼠生殖器。
1.4.3 小鼠假阴道抽吸法采精:小鼠假阴道消毒后,用凡士林将其内侧胶膜润滑,从插管中轻轻吹入空气,待内侧胶膜充起后,迅速将插孔堵住,以防气体外逸。
用手轻轻按摩小鼠生殖器,待小鼠阴茎勃起后,将阴茎迅速吸入37℃预热后的假阴道内,然后用手指挤压吸管胶头,小鼠阴茎便在管腔负压的作用下做活塞运动,这时可向假阴道内不断吹入气体,以增加胶膜对小鼠阴茎的压力。
抽吸频率可由慢至快,直至小鼠射精。
1.4.4 小鼠电刺激采精:直肠探子用75%的酒精消毒后,用石蜡油或凡士林将其润滑,轻轻地插
入小鼠直肠中,深度约2.5~3 cm。
如在插入过程中遇有阻力,则表明小鼠粪便尚未排出,这时将探子退出,用手指轻揉小鼠下腹部,促使小鼠排便,然后再将直肠探子插入。
打开电刺激采精仪,以频率为20 Hz,起点电压为2 V,占空比为5P5 s秒通电刺激,刺激30 s后,电压上升1~2 V,重复以上步骤,直到小鼠生殖器充血勃起而向外突出,这时应作好集精准备。
1.4.5 精液的收集:小鼠精液刚射出时为白色粘稠液体,但会在短时间内凝固成白色固体,因此应迅速收集精液到有稀释液的离心管中。
如伴有淡黄色液体流出,则为尿液,应用灭菌纱布迅速擦干,以免污染精液。
另外,在射精过程中,有透明液体伴随精液流出,可用移液枪将其收集。
1.5 总精子量和精子活率的测定
反复吹吸精液,待精子在精液稀释液中充分游离后,用血细胞记数板测定精子的密度和活率,然后根据稀释液的体积和所测定的精子密度计算总精子数。
表2 射精不同阶段精子量和活率的比较
Tab.2 Comparisons of spermatozoa quantity and
motility at different ejaculation stages
项目 1 2 3 4
Item First Second Third Fourth
精子量(亿)
Semen quantity 0.05 1.2 0.8 0.15 活率(%) 40 82 83 83
Motility %
从表2可以看出,第一阶段射出的精子量(0.05亿)很小,活率很低(40%)。
精子主要富集在第二(1.2亿)和第三阶段(0.8亿),且所获得的精子活率较高(分别为82%和83%)。
第四阶段获得的精子量较少(0.15亿),但活率较高(83%)。
2.3 小鼠重复采精效果
用假阴道抽吸法和电刺激法采精后,间隔5 d,用同样的方法重复采精,结果见表3。
表3 假阴道抽吸法重复采精结果
Tab.3 Results of repeated collection of semen
by artifical vagina pump
重复次数采精成功率(%) 精子量(亿) 活率(%)
Frequency Rate % Semen quantity Motility %
(in hundred million)
第一次采精(First) 77a 2.3b 80c
第二次采精(Second) 73a 2.0b 81c
注:同一竖栏内相同标注者表示差异不显著(The same superscripts in
a vertical column show no difference)
表4 电刺激法重复采精结果
Tab.4 Results of repeated semen collection by electroejaculation
重复采精采精成功率(%) 精子量(亿) 活率(%)
Frequency Success rate % Semen quantity Motility % 第一次采精(First) 70a 2.0b 82c
第二次采精(Second) 75a 2.1b 83c
注:同一竖栏内相同标注者表示差异不显著(The same superscripts in a
vertical column show no difference)
从表3和表4可以看出,与首次采精相比,假阴道抽吸法和电刺激法对小鼠进行重复采精的成功率(73%和77%,75%和70%)、平均总精子量(2.0亿和2.3亿,2.1亿和2.0亿)和精子活率
(81%和80%,83%和82%)均差异不显著。
3 讨论
(1)小鼠个体小,其生殖器也较小,直接用手指进行徒手按摩很难控制力度,不能对小鼠阴茎进行有效的刺激,且易导致小鼠生殖器官的感染,对8只小鼠用徒手法进行了采精尝试,无一例采出精子,故我们认为徒手法采精不适合于小鼠。
小鼠假阴道抽吸采精器则能很好的解决这一问题,它能较好地控制假阴道内壁对小鼠阴茎的压力,其刺激频率可以通过控制吸管抽吸频率得以调节,采精成功率可达77%。
电刺激采精是通过脉冲电流刺激生殖器引起动物性兴奋并射精来达到采精目的[8]。
该法在牛、狐狸、鹿、海狸鼠和多种野生动物上已成功地应用[8-11]。
我们将其应用于小鼠,获得了70%的采精成功率。
长期以来,人们已习惯于手术法从小鼠附睾中获取精子,而非手术采精则被忽视。
我们的实验结果却表明:小鼠非手术法采精是完全可行的。
(2)与其他动物不同,小鼠精液在射出体外的瞬间即发生凝固现象,这与小鼠的特殊性腺凝固腺有关[12]。
凝固腺分泌促精液凝固的蛋白成分,当射出的精液在体外遇到空气,小鼠精液便迅速发生凝固现象,精子主要附着在凝固物上。
凝固物的作用是在刚交配的母鼠阴道中形成阴道栓,阻止精子外流。
与猪等家畜相似,小鼠射精也分成多个阶段,第一阶段射出的精液精子含量少,且以死精居多,精子活率低[13]。
小鼠精子主要富集在第二和第三阶段,这两阶段射出的精液精子活率高(81%~82%),末尾射出的精液所含的精子较少。
(3)小鼠重复采精实验表明,小鼠可在休息一段时间后重复采精,假阴道抽吸法和电刺激法对小鼠采精无明显影响。
假阴道抽吸器主要是根据小鼠自然交配的特点制作而成,对小鼠生殖器刺激小,不会对生殖器造成器质性损伤。
电刺激法在牛、狗熊、熊猫、小灵猫等多种动物上都已证明其对动物生殖功能无不良影响,我们在采精中发现,在操作得当、刺激电压适当的情况下,电刺激采精对小鼠重复采精无显著影响[8、14-16]。
在电刺激采精中应当注意,采精电压不宜过高,一般以4~5 V为宜,不要超过10V,过高的电压易灼伤小鼠生殖器及直肠壁,还可造成小鼠阴茎过度充血,甚至出血。
另外,在电刺激采精时,对小鼠轻微麻醉保定效果较好,这样操作方便,又可避免因小鼠剧烈挣扎而造成直肠探子对小鼠直肠的损伤。