动物实验报告
动物运动规律实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本次实验旨在探究动物的运动规律，特别是四足动物的运动特点，包括行走、奔跑、跳跃等不同运动方式的基本原理和规律。
通过观察和分析动物的运动，加深对动物生理和行为学的理解。
二、实验材料与器材1. 实验动物：家兔、小鼠、猫、狗等。
2. 实验器材：高速摄像机、运动捕捉系统、电子秤、计时器、测量尺等。
3. 实验软件：图像处理软件、数据分析软件等。
三、实验方法1. 观察法：通过肉眼观察实验动物在不同运动方式下的运动特点，如行走、奔跑、跳跃等。
2. 记录法：利用高速摄像机记录实验动物的运动过程，并进行详细记录。
3. 测量法：使用电子秤、计时器、测量尺等工具，对实验动物的运动速度、频率、距离等参数进行测量。
4. 数据分析法：利用图像处理软件和数据分析软件，对实验数据进行处理和分析。
四、实验步骤1. 实验动物的选择与准备：选择健康、无病、无伤的实验动物，并对其进行编号、称重等基础处理。
2. 实验动物的运动观察：将实验动物放置在实验室内，观察其行走、奔跑、跳跃等运动方式。
3. 运动数据的记录与测量：利用高速摄像机记录实验动物的运动过程，并使用计时器、测量尺等工具进行数据记录和测量。
4. 数据分析：将记录的数据输入计算机，利用图像处理软件和数据分析软件进行数据处理和分析。
五、实验结果与分析1. 家兔的运动规律：- 行走：家兔的行走速度约为2-3米/秒，行走过程中身体呈波浪状起伏，四肢交替向前迈步。
- 奔跑：家兔的奔跑速度约为4-5米/秒，奔跑过程中身体前倾，四肢前后交替摆动。
- 跳跃：家兔的跳跃高度约为0.5米，跳跃过程中身体后仰，四肢同时发力。
2. 小鼠的运动规律：- 行走：小鼠的行走速度约为0.5-1米/秒，行走过程中身体呈直线运动，四肢交替向前迈步。
- 奔跑：小鼠的奔跑速度约为1-2米/秒，奔跑过程中身体前倾，四肢前后交替摆动。
- 跳跃：小鼠的跳跃高度约为0.2米，跳跃过程中身体后仰，四肢同时发力。
动物观察实验报告范文(一)2024
动物观察实验报告范文（一）引言概述动物观察实验是一项重要的科学研究方法，通过对动物行为、生理、生态等方面的观察和记录，可以深入了解动物的习性和特点。
本文将以动物观察实验为主题，通过分析实验结果，探讨动物行为和生态的相关问题。
正文内容一、动物观察实验的设计1.确定实验对象：选择适合研究的动物种类，确定实验的观察对象和样本数量。
2.确定实验环境：保证实验环境稳定和一致，提供适宜的饲养条件和生活空间。
3.制定观察方案：规划实验观察时间、观察视角和观察指标，确保数据的准确性和可比性。
4.进行数据采集：运用相应的观察仪器和记录方法，采集目标动物的生理、行为等数据。
5.分析实验结果：通过数据分析和统计方法，得出实验结果，并进行科学解读。
二、动物行为与环境的关系1.食物获取行为：探讨不同动物物种的觅食行为特点和策略，分析环境对其觅食行为的影响。
2.族群行为研究：观察动物的社会行为，探讨动物在群体中的角色分工和社会秩序的形成。
3.繁殖行为观察：研究动物的交配行为和育儿行为，揭示动物繁殖与环境因素之间的关系。
4.栖息地选择研究：分析动物对不同环境的选择倾向，了解动物对于栖息地的适应策略。
5.迁徙行为研究：观察动物的迁徙行为，探讨迁徙对于动物生存和繁衍的重要性。
三、动物生理与适应能力1.耐寒能力研究：观察动物对低温环境的适应能力，如冬眠、蓄能等生理现象。
2.耐热能力研究：探究动物对高温环境的耐受能力和热应激反应。
3.水分调节研究：研究动物对水分的需求和调节机制，揭示动物在不同水源条件下的生理适应策略。
4.光线对生物钟的影响：通过观察动物的生物钟调节现象，研究光线对生物节律的影响。
5.飞行行为研究：研究动物的飞行行为和相关生理适应特点，探讨飞行对动物的身体结构和功能的影响。
四、动物生态与环境保护1.食物链研究：通过生态观察和分析，研究不同动物在食物链中的地位和相互关系。
2.生境破坏研究：观察动物栖息地被破坏后的生存情况，揭示生境破坏对动物种群的影响。
实验动物学实验报告(共篇)(一)
实验动物学实验报告(共篇)（一）引言概述：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的学科，通过对动物进行实验来获取科学数据和知识。
本实验报告旨在总结一系列实验结果，探讨实验动物学领域的重要问题，并对其应用前景进行展望。
正文：1. 实验动物的选择：- 考虑实验目的和动物特征选择合适的实验动物；- 常用实验动物包括小鼠、大鼠、兔子等，每种动物具有独特的优势和限制；- 实验动物品种的选择需根据实验要求和研究领域确定。
2. 实验动物的饲养与环境：- 提供适宜的饲养环境，包括饲料、水源和温度控制等；- 动物饲养条件对实验结果有重要影响，需保证实验动物的健康和福利；- 定期进行环境监测和清洁，确保实验动物处于良好的生活环境。
3. 实验动物行为测试：- 利用行为学测试评估实验动物的认知和学习能力；- 常用的行为测试方法包括自由探索、空间记忆和条件反射等；- 结合行为学数据，分析实验动物的行为模式和特征，进一步探讨动物行为学的机制。
4. 实验动物遗传学研究：- 利用遗传学方法，研究实验动物的基因表达和突变；- 应用转基因技术构建基因改造的实验动物模型；- 分析实验动物遗传变异与行为学表现的相关性，深入了解动物行为与遗传之间的关系。
5. 实验动物生理研究：- 通过生理学指标评估实验动物的生物学状态和健康状况；- 分析实验动物的生理参数变化，揭示动物的生理机制；- 在药物研究和疾病模型中应用实验动物，探索潜在的治疗策略。
总结：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的重要学科，通过对实验动物进行一系列实验，我们可以深入了解动物的行为模式、生理机制和遗传特征。
通过合理选择实验动物、提供适宜的饲养环境、进行行为学测试以及遗传和生理研究，我们能够推动实验动物学的发展，为人类和动物健康领域的进展提供有力支持。
动物学实验报告实验三软体、环节动物
章鱼
章鱼属于头足纲，具有高度发达的 神经系统和灵活的触手，常用于研 究软体动物的神经和肌肉系统。
鱿鱼
鱿鱼是头足纲的代表动物，具有高 度发达的喷射推进器和灵活的身体， 常用于研究软体动物的游动和捕食 行为。
环节动物：蚯蚓、水蛭等
蚯蚓
蚯蚓是环节动物的代表动物，具 有分节的圆柱形身体和特殊的肌 肉结构，常用于研究环节动物的 生理和发育特点。
03
观察环节动物的头部和内脏器 官，了解其特征和差异，并比 较不同种类的环节动物头部和 内脏器官的特征。
动物分类实验
01
通过观察和比较不同种类的软体 动物和环节动物的形态特征，进 行分类和鉴别。
02
学习并掌握软体动物和环节动物 的分类标准和分类方法。
动物实验操作技能
学习并掌握基本的动物实验操作技能， 如取样、固定、染色等。
动物学实验报告实验三软体、环节 动物
目录
• 实验目的 • 实验材料 • 实验步骤 • 实验结果与分析 • 实验总结与建议
01 实验目的
了解软体动物和环节动物的形态特征
软体动物特征
软体动物是一类没有硬壳的动物，身体柔软且通常具有螺旋 形、管状、球形等形态。它们通常具有口和肛门两个开口， 消化系统、呼吸系统、循环系统等器官结构简单。常见的软 体动物有蜗牛、章鱼、鱿鱼等。
关注动物保护和生态平衡问题， 将动物学研究与环境保护和可持 续发展相结合，为人类社会的可
持续发展做出贡献。
THANKS FOR WATCHING
感谢您的观看
对于实验报告的撰写和整理，建议加强实验过程中的数据记录和整理，确 保数据的准确性和完整性，同时注意报告的格式和规范。
对后续动物学实验提出展望
希望在后续的动物学实验中，能 够更加注重实验设计的科学性和 严谨性，提高实验的质量和可靠
动物心脏跳动实验报告
一、实验目的1. 观察动物心脏的跳动情况，了解心脏的结构和功能。
2. 掌握心脏跳动的基本规律，包括心跳频率、节律和影响因素。
3. 分析心脏跳动与动物生理活动的关系。
二、实验原理心脏是动物体内的重要器官，负责将血液泵送到全身各部位，为组织细胞提供氧气和营养物质。
心脏跳动的基本原理是心肌细胞在心脏节律性兴奋下产生收缩和舒张，从而推动血液流动。
本实验采用蟾蜍作为实验动物，通过观察蟾蜍心脏的跳动情况，了解心脏的结构和功能。
三、实验材料1. 实验动物：蟾蜍一只2. 实验器材：蛙板、手术刀、镊子、剪刀、培养皿、生理盐水、秒表、显微镜等3. 实验试剂：任氏液、生理盐水四、实验步骤1. 处理蟾蜍：将蟾蜍放入盛有生理盐水的培养皿中，使其适应实验环境。
待蟾蜍安静后，用手术刀沿蟾蜍背中线切开皮肤，暴露心脏。
2. 观察心脏结构：用显微镜观察心脏的结构，包括心房、心室、心瓣膜等。
3. 心脏跳动观察：用镊子轻轻夹住心脏，观察心脏的跳动情况，包括心跳频率、节律和影响因素。
4. 影响因素观察：分别将心脏置于低温、高温、低氧、高氧等条件下，观察心脏跳动情况的变化。
5. 记录数据：记录不同条件下心脏的跳动频率、节律等数据。
五、实验结果与分析1. 心脏结构：蟾蜍心脏由心房、心室和心瓣膜组成。
心房与心室之间有房室瓣，防止血液倒流。
2. 心脏跳动情况：在正常条件下，蟾蜍心脏跳动频率约为每分钟100-120次，节律规整。
3. 影响因素观察：a. 低温条件下，心脏跳动频率降低，节律变慢。
b. 高温条件下，心脏跳动频率升高，节律加快。
c. 低氧条件下，心脏跳动频率加快，节律变快。
d. 高氧条件下，心脏跳动频率降低，节律变慢。
4. 分析：心脏跳动频率和节律受多种因素影响，如体温、氧气浓度等。
在低温条件下，心肌细胞代谢减慢，导致心跳频率降低；在高温条件下，心肌细胞代谢加快，导致心跳频率升高；在低氧条件下，心脏为了满足组织细胞的氧气需求，心跳频率加快；在高氧条件下，心脏跳动频率降低，以降低氧气消耗。
动物观察实验报告范文(二)
动物观察实验报告范文（二）引言：动物观察实验是一种常见的科学实验方法，通过观察和记录动物行为、生理特征等，可以帮助科学家们更好地了解动物的生态习性与生理机能。
本文将围绕动物观察实验展开讨论，分析其优势、实施步骤和结果解读等方面内容。
一、动物观察实验的优势1.1 建立直接联系：动物观察实验可以直接观察动物在其自然环境中的行为特征，建立起与动物之间的直接联系。
1.2 真实反映：观察实验可在动物自然环境中开展，能够真实反映动物的习性、生理特征等。
1.3 信息丰富：通过观察实验我们可以得到丰富的信息，对动物的行为和特征有更深入的了解。
二、动物观察实验的实施步骤2.1 研究目的设定：确定实验研究的目的，明确想要观察的动物行为或生理特征。
2.2 实验对象选择：根据研究目的，选择合适的实验对象，确保实验结果的可靠性。
2.3 实验环境准备：创建与动物自然环境相似的实验环境，为实验创造符合动物行为的背景。
2.4 观察记录：准确记录动物行为的时间、地点、频率等信息，确保实验数据的准确性。
2.5 分析与解读：对实验观察数据进行分析和解读，总结出有关动物行为特征或生理特征的规律和结论。
三、动物观察实验的结果解读3.1 行为特征解读：根据观察数据，分析和解读动物的行为特征，包括食性、繁殖习性、社会行为等方面。
3.2 生理特征解读：通过观察动物的生理指标，分析和解读动物的生理特征，如呼吸频率、体温等。
3.3 与环境关系解读：观察实验还可以帮助研究者了解动物与其生活环境的关系，探究动物对环境的适应能力。
四、实际案例分析4.1 猛禽观察实验案例：以猛禽为实验对象，观察其捕食行为和狩猎策略，研究猛禽的独特适应能力。
4.2 鸟类观察实验案例：以鸟类为研究对象，观察其迁徙行为和鸣叫习性，探究鸟类的社交行为机制。
4.3 水生动物观察实验案例：以水生动物为实验对象，观察其生活方式和栖息环境，了解水生动物的特殊生理特征。
五、总结动物观察实验是一种重要的科学研究方法，能够帮助科学家更好地理解动物世界。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
机能兔子实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解兔子生理机能的基本结构和功能。
2. 观察并分析兔子的心脏、肺脏、肝脏等主要器官的生理活动。
3. 掌握兔子生理机能实验的基本操作技能。
二、实验原理兔子作为一种实验动物，其生理机能与人类有许多相似之处。
通过兔子生理机能实验，可以了解兔子各器官系统的生理功能，为医学研究提供实验依据。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康成年兔子（体重2-2.5kg）3只。
2. 实验器材：手术器械、解剖显微镜、生理盐水、肝素、乌拉坦、注射器、气管插管、动脉插管、动脉夹、玻璃分针、止血钳、皮钳、绳子、毛剪、镊子等。
3. 实验试剂：20%的乌拉坦、肝素、生理盐水、肾上腺素、复方氯化铵、谷氨酸钠等。
四、实验方法与步骤1. 家兔称重，并注射20%的乌拉坦进行麻醉。
2. 家兔固定在解剖台上，备皮，消毒。
3. 暴露气管，插管，连接记录系统。
4. 暴露心脏，观察心脏的结构和功能，记录心率、血压等指标。
5. 暴露肺脏，观察肺脏的结构和功能，记录呼吸频率、潮气量等指标。
6. 暴露肝脏，观察肝脏的结构和功能，记录肝功能指标。
7. 暴露十二指肠，基底部荷包缝合，十二指肠插管（朝向肠腔）。
8. 观察家兔正常生理指标，停止吸入麻醉。
9. 分为甲、乙、丙三组，分别进行以下实验：- 甲组：注射复方氯化铵，观察肝性脑病的发生。
- 乙组：注射复方氯化铵，同时耳缘静脉给予谷氨酸钠进行治疗。
- 丙组：不结扎肝脏，观察肝性脑病的发生。
10. 动态观察家兔各项指标的变化，记录实验数据。
五、实验结果与分析1. 心脏：兔子心脏呈椭圆形，分为四个腔室，即左右心房和左右心室。
心脏跳动时，心房先收缩，心室后收缩，从而推动血液在体内循环。
实验中观察到兔子心率约为每分钟120-150次，血压约为100-150mmHg。
2. 肺脏：兔子肺脏呈粉红色，分为左右两个肺叶。
肺脏是呼吸系统的重要组成部分，负责氧气的吸入和二氧化碳的排出。
实验中观察到兔子呼吸频率约为每分钟30-40次，潮气量约为50-60ml。
狗的生物实验报告(3篇)
第1篇实验名称：狗的生理与行为特性研究实验目的：通过对狗的生理指标、行为表现和遗传特征进行分析，探究狗的生理与行为特性，为动物行为学和生理学的研究提供数据支持。
实验时间：2023年3月1日至2023年3月31日实验地点：某高校动物实验中心实验对象：健康成年狗10只，品种包括拉布拉多、哈士奇、金毛寻回犬等。
实验方法：1. 生理指标测定：- 体重、体长、胸围、腹围等形态指标；- 血液常规指标，包括红细胞计数、血红蛋白浓度、白细胞计数等；- 肝功能、肾功能、血糖等生化指标；- 心电图、血压等生理指标。
2. 行为表现观察：- 社交行为，包括对人类的亲近程度、与其他狗的互动等；- 工作能力，如服从训练、搜救训练等；- 攻击性行为，包括对人类和动物的攻击倾向；- 情绪表现，如兴奋、恐惧、焦虑等。
3. 遗传特征分析：- 通过DNA提取和基因测序，分析狗的遗传背景；- 研究特定基因与狗的行为、生理特征之间的关系。
实验结果：1. 生理指标：- 不同品种的狗在体重、体长等形态指标上存在显著差异；- 血液常规指标、肝功能、肾功能等生化指标均在正常范围内；- 心电图、血压等生理指标表明狗的生理功能良好。
2. 行为表现：- 拉布拉多、金毛寻回犬等品种的狗表现出较高的社交能力，对人类的亲近程度较高；- 哈士奇等品种的狗在服从训练和搜救训练中表现出较高的工作能力；- 所有品种的狗均表现出一定的攻击性，但通过训练可以降低攻击倾向；- 狗的情绪表现多样，兴奋、恐惧、焦虑等情绪均可观察到。
3. 遗传特征：- 通过基因测序，发现不同品种的狗在遗传背景上存在显著差异；- 部分基因与狗的行为、生理特征存在相关性，如与社交能力、工作能力、攻击性等。
实验结论：1. 狗的生理指标和行为表现受到品种、遗传等因素的影响；2. 狗的社交能力、工作能力、攻击性等行为特征可以通过训练和遗传改良进行调控；3. 遗传特征分析为动物行为学和生理学的研究提供了新的视角。
实验动物学实验报告鸡(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解鸡的生物学特性、生理功能及生长发育规律。
2. 掌握鸡的饲养管理技术，为实验动物学教学和科研提供基础。
二、实验材料1. 实验动物：鸡（品种、年龄、性别等）2. 实验器材：温度计、湿度计、饲料、饮水器、称重器、笼具等3. 实验试剂：消毒液、营养液等三、实验方法1. 观察鸡的外部形态结构，了解其生长发育规律。
（1）观察鸡的头部、颈部、胸部、腹部、尾部等部位，记录其形态、颜色、羽毛等特征。
（2）测量鸡的体长、体重、翼长等指标，了解其生长发育规律。
2. 观察鸡的生理功能。
（1）观察鸡的呼吸、心跳、排泄等生理现象。
（2）观察鸡的采食、饮水等行为。
3. 掌握鸡的饲养管理技术。
（1）了解鸡的饲料种类、营养成分、饲养方式等。
（2）观察鸡的饲养环境，包括温度、湿度、光照等。
（3）掌握鸡的消毒、防疫、疾病防治等技术。
四、实验结果与分析1. 鸡的形态结构（1）头部：鸡的头部呈椭圆形，有喙、眼、耳等器官。
（2）颈部：鸡的颈部细长，肌肉发达，有利于采食和呼吸。
（3）胸部：鸡的胸部宽大，有发达的胸肌，有利于飞行。
（4）腹部：鸡的腹部较宽，有利于消化和生殖。
（5）尾部：鸡的尾部较短，羽毛密实，有利于保温。
2. 鸡的生理功能（1）呼吸：鸡的呼吸以肺为主，气囊辅助呼吸。
（2）心跳：鸡的心脏四腔，心跳较快，有利于血液循环。
（3）排泄：鸡的排泄器官有肾脏、输尿管、泄殖腔等。
（4）采食：鸡的喙尖利，善于啄食。
（5）饮水：鸡的饮水需求较高，需保持充足的水源。
3. 鸡的饲养管理技术（1）饲料：鸡的饲料应富含蛋白质、碳水化合物、脂肪、维生素和矿物质等。
（2）饲养环境：鸡的饲养环境应保持适宜的温度、湿度、光照等，以利于其生长发育。
（3）消毒：定期对鸡舍、饲料、饮水等消毒，预防疾病传播。
（4）防疫：定期进行疫苗接种，预防疫病发生。
（5）疾病防治：发现病鸡应及时隔离治疗，防止疫情扩散。
五、实验总结本次实验通过对鸡的形态结构、生理功能及饲养管理技术的观察，使我们对鸡的生物学特性有了更深入的了解。
动物实验蜥蜴实验报告
一、实验目的本次实验旨在了解蜥蜴的基本生理特性，探究其神经系统和消化系统的功能，并通过实验操作提高对实验动物的基本操作技能。
二、实验材料与仪器材料：1. 蜥蜴（数量：2只）2. 无菌生理盐水3. 精细手术器械4. 消毒剂5. 纱布仪器：1. 显微镜2. 切片机3. 生理盐水浴缸4. 实验台5. 数据记录表三、实验步骤1. 蜥蜴的捕获与固定（1）在野外捕捉两只健康的蜥蜴，确保其活动能力正常。
（2）将蜥蜴放入生理盐水浴缸中，使其适应环境。
（3）使用无菌纱布轻轻包裹蜥蜴，防止其在实验过程中挣扎。
2. 蜥蜴的解剖（1）在蜥蜴的腹部做一长约5厘米的切口，暴露内脏。
（2）依次解剖蜥蜴的消化系统，包括口腔、食道、胃、小肠、大肠和肛门。
（3）观察蜥蜴的消化系统结构和功能，记录相关数据。
（4）解剖蜥蜴的神经系统，包括脑、脊髓和神经节。
（5）观察蜥蜴的神经系统结构和功能，记录相关数据。
3. 蜥蜴的生理指标测定（1）测量蜥蜴的体温、心率、呼吸频率等生理指标。
（2）记录蜥蜴的生理指标数据。
4. 蜥蜴的生理实验（1）观察蜥蜴对电刺激的反应，记录反应时间和反应强度。
（2）观察蜥蜴对疼痛刺激的反应，记录反应时间和反应强度。
5. 实验数据的整理与分析（1）将实验数据整理成表格，进行统计分析。
（2）分析蜥蜴的生理特性和神经系统的功能。
四、实验结果与分析1. 蜥蜴的消化系统蜥蜴的消化系统包括口腔、食道、胃、小肠、大肠和肛门。
口腔内有牙齿，用于咀嚼食物；食道较短，食物通过食道进入胃；胃为单室胃，消化食物；小肠较长，负责吸收营养；大肠较短，负责排泄废物。
2. 蜥蜴的神经系统蜥蜴的神经系统包括脑、脊髓和神经节。
脑负责处理信息，控制蜥蜴的行为；脊髓负责传递神经信号；神经节负责传递神经信号。
3. 蜥蜴的生理指标蜥蜴的体温、心率、呼吸频率等生理指标均正常。
在电刺激和疼痛刺激下，蜥蜴有明显的反应，表明其神经系统功能正常。
五、实验结论通过本次实验，我们了解了蜥蜴的基本生理特性和神经系统的功能。
小鼠日常培养实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解小鼠的生物学特性及其对实验环境的要求。
2. 掌握小鼠的饲养管理方法，包括饲料、饮水、笼具、环境控制等。
3. 观察小鼠的生长发育状况，确保实验动物的健康和繁殖能力。
4. 学习实验动物饲养过程中的常见问题及处理方法。
二、实验原理小鼠作为实验动物，其饲养环境和管理条件对实验结果的准确性具有重要影响。
本实验旨在通过模拟实验室条件，对小鼠进行日常培养，观察其生长状况，确保实验动物的健康和繁殖能力。
三、实验材料1. 实验动物：清洁级昆明小鼠。
2. 实验笼具：金属网笼、塑料笼具、塑料饮水器、塑料食盆。
3. 饲料：颗粒饲料、维生素、矿物质添加剂。
4. 饮水：去离子水或蒸馏水。
5. 环境控制：温湿度控制器、紫外线消毒器。
四、实验方法1. 笼具准备：选用金属网笼和塑料笼具，笼底铺设吸水垫，确保笼内干燥。
2. 饲料准备：将颗粒饲料放入塑料食盆，添加适量维生素和矿物质添加剂。
3. 饮水准备：使用塑料饮水器，保证小鼠随时可以饮用去离子水或蒸馏水。
4. 环境控制：将实验笼具放置在温湿度控制室内，保持室温20～26℃，相对湿度50%～60%。
5. 紫外线消毒：定期使用紫外线消毒器对笼具、饮水器、食盆等进行消毒，防止病原微生物滋生。
6. 观察记录：每天观察小鼠的生长发育状况，包括体重、毛色、食欲、活动等，并做好记录。
五、实验结果与分析1. 小鼠生长发育状况：实验过程中，小鼠生长状况良好，体重逐渐增加，毛色光亮，食欲旺盛，活动自如。
2. 繁殖能力：在适宜的饲养条件下，小鼠繁殖能力较强，雌鼠平均产仔数在8～12只。
3. 常见问题及处理方法：- 食欲不振：检查饲料是否变质，及时更换新鲜饲料；调整饲料种类，满足小鼠营养需求。
- 腹泻：检查饮水是否清洁，及时更换；调整饲料成分，避免过量摄入脂肪和蛋白质。
- 皮肤病变：检查笼具是否清洁，及时更换笼垫；定期使用紫外线消毒器对笼具进行消毒。
- 呼吸道疾病：保持室内空气流通，避免过度拥挤；定期对笼具和饮水器进行消毒。
观察动物行为实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 通过观察动物的行为，了解动物在不同环境下的行为特征。
2. 学习运用观察法、实验法等方法对动物行为进行研究。
3. 培养科学观察、分析问题的能力。
二、实验时间与地点实验时间：2023年4月15日实验地点：某动物园三、实验对象实验对象包括以下动物种类：1. 非洲象2. 长颈鹿3. 狮子4. 羊驼5. 鹦鹉四、实验方法1. 观察法：在自然状态下，运用感官和辅助工具对动物的行为进行观察和记录。
2. 实验法：在人为控制的环境下，对动物的行为进行观察和记录。
五、实验内容与过程1. 观察非洲象的行为（1）观察时间：上午9:00-10:00（2）观察地点：非洲象馆（3）观察内容：- 非洲象的进食行为：观察非洲象如何用长鼻子取食树叶，以及如何用牙齿咀嚼食物。
- 社群行为：观察非洲象的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察非洲象如何用鼻子在地面划出领地范围。
2. 观察长颈鹿的行为（1）观察时间：上午10:30-11:30（2）观察地点：长颈鹿馆（3）观察内容：- 进食行为：观察长颈鹿如何用长颈取食树叶，以及如何用蹄子清理树叶上的灰尘。
- 社群行为：观察长颈鹿的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察长颈鹿如何用蹄子在地面上划出领地范围。
3. 观察狮子的行为（1）观察时间：下午1:00-2:00（2）观察地点：狮子馆（3）观察内容：- 捕食行为：观察狮子如何捕食猎物，以及如何分配食物。
- 社群行为：观察狮子的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察狮子如何用爪子在地面上划出领地范围。
4. 观察羊驼的行为（1）观察时间：下午2:30-3:30（2）观察地点：羊驼馆（3）观察内容：- 进食行为：观察羊驼如何用蹄子挖掘食物，以及如何用嘴巴取食。
- 社群行为：观察羊驼的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察羊驼如何用蹄子在地面上划出领地范围。
5. 观察鹦鹉的行为（1）观察时间：下午4:00-5:00（2）观察地点：鹦鹉馆（3）观察内容：- 社交行为：观察鹦鹉如何与其他鹦鹉进行交流，以及如何进行群体活动。
小鼠实验操作实验报告
1. 掌握小鼠的抓取、固定和给药等基本操作方法。
2. 学习观察小鼠的行为反应，了解药物对小鼠的影响。
3. 培养实验操作的规范性和准确性。
二、实验材料1. 小鼠：成年昆明种小鼠，体重20-25g，雌雄不限。
2. 实验器材：小鼠实验箱、手术器械、注射器、生理盐水、药物等。
三、实验方法1. 实验分组：将小鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。
2. 给药方法：实验组给予药物，对照组给予等量生理盐水。
3. 实验步骤：（1）抓取小鼠：用左手抓住小鼠尾部，用右手轻轻抓住小鼠背部皮肤，将其翻转至实验者面前。
（2）固定小鼠：将小鼠放在实验台上，用左手握住小鼠头部，右手握住小鼠尾部，轻轻将小鼠固定在实验台上。
（3）给药：将注射器插入小鼠的耳静脉，缓慢注入药物。
（4）观察小鼠行为反应：给药后，观察小鼠的行为变化，包括活动度、呼吸、瞳孔等。
四、实验结果1. 实验组小鼠给药后，活动度明显降低，呼吸减慢，瞳孔缩小。
2. 对照组小鼠给药后，活动度、呼吸和瞳孔无显著变化。
五、实验分析1. 给药后，实验组小鼠出现的行为反应，提示药物对小鼠具有一定的抑制作用。
2. 对照组小鼠给药后无显著变化，说明生理盐水对小鼠无影响。
1. 实验操作过程中，应严格按照操作规程进行，确保实验结果的准确性。
2. 抓取、固定和给药等操作要轻柔，避免对小鼠造成伤害。
3. 观察小鼠行为反应时，要全面、细致，避免遗漏重要信息。
七、实验总结本次实验通过观察小鼠给药后的行为反应，了解了药物对小鼠的影响。
在实验过程中，掌握了小鼠的抓取、固定和给药等基本操作方法，培养了实验操作的规范性和准确性。
同时，本次实验也提高了对实验动物福利的认识，为今后的实验研究奠定了基础。
八、注意事项1. 实验过程中，严格遵守实验动物福利法规，确保实验动物的权益。
2. 操作过程中，注意个人安全，防止意外伤害。
3. 实验结束后，妥善处理实验器材和实验动物，保持实验室环境卫生。
九、参考文献[1] 张华，李明. 小鼠实验操作教程[M]. 北京：科学出版社，2015.[2] 王晓东，张晓红. 小鼠实验技术[M]. 北京：人民卫生出版社，2013.。
科学动物小实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解蚂蚁的觅食行为特点；2. 探究蚂蚁觅食过程中的信息传递方式；3. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义。
二、实验材料1. 实验对象：蚂蚁（种类不限，数量若干）2. 实验器材：培养皿、透明胶带、食物（如糖水、肉末等）、放大镜、尺子、计时器等三、实验方法1. 观察蚂蚁觅食行为：将蚂蚁放入培养皿中，观察蚂蚁在培养皿内的活动情况，记录蚂蚁觅食行为的特点。
2. 探究蚂蚁觅食过程中的信息传递方式：在培养皿内放置食物，用透明胶带将食物与培养皿边缘粘合，防止蚂蚁爬出。
观察蚂蚁觅食过程中的行为变化，如触角、身体弯曲等，分析蚂蚁觅食过程中的信息传递方式。
3. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义：结合观察结果，分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义，如蚂蚁在生态平衡、土壤改良等方面的作用。
四、实验步骤1. 准备实验材料，将蚂蚁放入培养皿中；2. 观察蚂蚁在培养皿内的活动情况，记录蚂蚁觅食行为的特点；3. 在培养皿内放置食物，用透明胶带将食物与培养皿边缘粘合；4. 观察蚂蚁觅食过程中的行为变化，分析蚂蚁觅食过程中的信息传递方式；5. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义；6. 整理实验数据，撰写实验报告。
五、实验结果与分析1. 观察结果：蚂蚁在培养皿内表现出明显的觅食行为，如爬行、触角接触、身体弯曲等。
蚂蚁觅食过程中，触角起到了重要的作用，它们通过触角感知食物的气味，从而确定食物的位置。
2. 信息传递方式：在实验过程中，蚂蚁通过触角感知食物的气味，并将这一信息传递给其他蚂蚁。
当一只蚂蚁发现食物后，它会通过触角与其他蚂蚁接触，将信息传递给它们，从而引导其他蚂蚁前往食物所在地。
3. 蚂蚁觅食行为对人类生活的意义：蚂蚁在生态平衡、土壤改良等方面具有重要作用。
它们能够分解有机物质，促进土壤肥力；同时，蚂蚁还能够控制害虫，维持生态平衡。
六、实验结论1. 蚂蚁的觅食行为具有明显的特点，如触角感知、身体弯曲等；2. 蚂蚁觅食过程中的信息传递方式主要是通过触角；3. 蚂蚁觅食行为对人类生活具有重要作用，如生态平衡、土壤改良等。
作文动物实验报告总结(3篇)
第1篇一、实验背景随着科学技术的不断发展，动物实验在医学、生物学、药理学等领域扮演着至关重要的角色。
本实验旨在探究某种药物对特定动物模型的影响，为后续的临床应用提供实验依据。
本次实验选取了XX动物作为实验对象，通过给予其不同剂量的药物，观察并记录其生理和行为变化。
二、实验目的1. 评估该药物对XX动物生理指标的影响；2. 观察药物对XX动物行为的影响；3. 为该药物的临床应用提供实验依据。
三、实验方法1. 实验动物：选取健康、年龄相当的XX动物XX只，随机分为实验组和对照组，每组XX只。
2. 实验分组：实验组给予不同剂量的药物，对照组给予等体积的生理盐水。
3. 实验步骤：（1）实验前，对实验动物进行适应性饲养，使其适应实验环境。
（2）实验过程中，定期监测实验动物的生理指标，如心率、血压、体温等。
（3）观察并记录实验动物的行为变化，如活动能力、睡眠质量、摄食情况等。
（4）实验结束后，对实验数据进行统计分析。
四、实验结果1. 生理指标变化：（1）实验组动物的心率、血压、体温等生理指标与对照组相比，无显著性差异（P>0.05）。
（2）实验组动物的心率、血压、体温等生理指标在不同剂量组间无显著性差异（P>0.05）。
2. 行为变化：（1）实验组动物的活动能力、睡眠质量、摄食情况等行为与对照组相比，无显著性差异（P>0.05）。
（2）实验组动物的行为在不同剂量组间无显著性差异（P>0.05）。
五、实验结论本次实验结果表明，该药物对XX动物无明显的生理和行为影响。
根据实验结果，该药物在临床应用中具有较大的安全性。
六、实验讨论1. 实验过程中，我们选取了健康、年龄相当的XX动物作为实验对象，确保了实验结果的可靠性。
2. 实验过程中，我们采用了随机分组的方法，避免了人为因素的影响。
3. 实验结果显示，该药物对XX动物无明显的生理和行为影响，表明该药物在临床应用中具有较高的安全性。
七、实验展望1. 在后续的研究中，我们将进一步探讨该药物在不同动物模型中的药效和安全性。
动物组织提取实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握从动物组织中提取DNA的基本原理和方法。
2. 熟悉实验操作流程，包括组织处理、裂解、纯化、沉淀和溶解等步骤。
3. 学习使用酚-氯仿法提取DNA，并掌握相关试剂和仪器的使用。
二、实验原理动物组织中的DNA主要以染色体的形式存在于细胞核内。
提取DNA的目的是将DNA与蛋白质、脂类和糖类等分离，同时保持DNA分子的完整性。
本实验采用酚-氯仿法提取DNA，其原理如下：1. 使用SDS（十二烷基硫酸钠）和蛋白酶K处理组织，破坏细胞膜，使蛋白质变性并溶解。
2. 加入酚和氯仿/异戊醇，通过酚的变性作用和氯仿/异戊醇的相容性，使蛋白质和DNA分离。
3. 通过离心，将蛋白质和杂质与DNA分离。
4. 用乙醇沉淀DNA，得到纯净的DNA。
三、实验材料1. 实验动物：小鼠或鸡2. 试剂：SDS、蛋白酶K、酚、氯仿/异戊醇、乙醇、TE缓冲液、NaCl、EDTA、液氮、离心机、移液器、玻璃匀浆器、离心管、吸头等四、实验步骤1. 组织处理- 称取适量动物组织（如肝脏、肌肉等），用液氮迅速冷冻。
- 将冷冻的组织移入研钵中，加入适量的裂解缓冲液（含SDS、蛋白酶K、NaCl、EDTA等），用研钵研磨至匀浆状。
- 将匀浆移入离心管中，加入等体积的酚和氯仿/异戊醇，充分混匀。
- 4℃下静置30分钟，待蛋白质变性沉淀。
2. 离心分离- 将离心管以12,000 rpm离心10分钟，弃去上清液。
- 将沉淀中加入适量的TE缓冲液，充分混匀。
- 再次以12,000 rpm离心10分钟，弃去上清液。
3. DNA沉淀- 向沉淀中加入适量的乙醇，混匀后静置2-3分钟。
- 将沉淀移入新的离心管中，以12,000 rpm离心5分钟。
- 弃去上清液，用75%乙醇洗涤沉淀1次。
- 将沉淀干燥，加入适量的TE缓冲液溶解。
4. DNA纯化- 将溶解的DNA溶液通过0.22 μm滤膜过滤，去除杂质。
- 使用紫外分光光度计测定DNA浓度。
基础科研动物实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本研究旨在探究XX动物模型在XX疾病发生发展中的作用，为XX疾病的预防和治疗提供新的理论依据。
二、实验材料1. 实验动物：XX种，XX月龄，体重XX克，共XX只。
2. 实验试剂：XX试剂、XX试剂、XX试剂等。
3. 实验仪器：XX仪器、XX仪器、XX仪器等。
三、实验方法1. 实验分组：将实验动物随机分为XX组，包括对照组和实验组。
2. 实验动物处理：对照组给予正常饲养，实验组给予XX处理。
3. 实验指标检测：- XX指标：采用XX方法检测。
- XX指标：采用XX方法检测。
- XX指标：采用XX方法检测。
4. 数据分析：采用XX统计软件进行数据分析。
四、实验结果1. XX指标检测结果：- 对照组XX指标：XX（单位）。
- 实验组XX指标：XX（单位）。
2. XX指标检测结果：- 对照组XX指标：XX（单位）。
- 实验组XX指标：XX（单位）。
3. XX指标检测结果：- 对照组XX指标：XX（单位）。
- 实验组XX指标：XX（单位）。
五、讨论本研究通过XX动物模型，成功模拟了XX疾病的发生发展过程。
实验结果显示，实验组动物的XX指标显著高于对照组，提示XX处理可能对XX疾病的发生发展具有促进作用。
进一步分析表明，XX处理可能通过XX途径影响XX指标，从而导致XX 疾病的发生。
本研究结果为XX疾病的预防和治疗提供了新的思路。
然而，本研究也存在一定的局限性，如实验动物数量有限、实验指标单一等。
未来研究将进一步扩大实验动物数量，增加实验指标，以期为XX疾病的预防和治疗提供更全面的理论依据。
六、结论本研究通过XX动物模型，成功模拟了XX疾病的发生发展过程，并初步揭示了XX 处理对XX疾病的影响。
这为XX疾病的预防和治疗提供了新的思路，但还需进一步研究以证实其临床应用价值。
七、参考文献[1] XX，XX. XX研究进展[J]. XX杂志，XX（XX）：XX-XX.[2] XX，XX，XX，等. XX疾病的研究[J]. XX杂志，XX（XX）：XX-XX.[3] XX，XX，XX，等. XX动物模型建立及研究进展[J]. XX杂志，XX（XX）：XX-XX.八、附录1. 实验动物饲养记录表。
动物实验人类实验报告
一、引言实验研究是科学研究的重要手段，动物实验和人类实验在医学、生物学等领域发挥着重要作用。
本报告主要介绍了一项动物实验和一项人类实验的研究过程、结果和结论。
二、动物实验1. 实验目的本研究旨在探讨某新型药物对小鼠肝损伤的保护作用。
2. 实验方法（1）实验动物：选取60只体重（20±2）g的雄性C57BL/6小鼠，随机分为6组，每组10只。
（2）实验分组：空白组、模型组、低剂量组、中剂量组、高剂量组和阳性对照组。
（3）实验步骤：①模型制备：采用CCL4诱导小鼠肝损伤模型。
②药物处理：低、中、高剂量组分别给予不同浓度的实验药物，阳性对照组给予已知保护作用的药物，空白组和模型组给予生理盐水。
③肝功能检测：于实验第7天，采集各组小鼠血液，检测ALT、AST、TBIL等肝功能指标。
④肝组织观察：于实验第7天，处死小鼠，取肝组织，进行HE染色和Masson染色，观察肝组织形态学变化。
3. 实验结果（1）肝功能指标：与模型组相比，低、中、高剂量组和阳性对照组ALT、AST、TBIL等肝功能指标均明显降低（P<0.05）。
（2）肝组织观察：与模型组相比，低、中、高剂量组和阳性对照组肝组织损伤程度明显减轻，肝细胞排列整齐，肝窦扩张减轻。
4. 结论本研究结果表明，该新型药物对小鼠肝损伤具有明显的保护作用。
三、人类实验1. 实验目的本研究旨在探讨某新型药物对慢性乙型肝炎患者肝功能的影响。
2. 实验方法（1）实验对象：选取60例慢性乙型肝炎患者，随机分为3组，每组20例。
（2）实验分组：空白组、低剂量组和阳性对照组。
（3）实验步骤：①治疗前，采集各组患者的血液，检测ALT、AST、TBIL等肝功能指标。
②给予低剂量组和阳性对照组患者相应剂量的实验药物，空白组给予安慰剂。
③治疗3个月后，再次采集各组患者的血液，检测ALT、AST、TBIL等肝功能指标。
3. 实验结果（1）肝功能指标：与治疗前相比，低剂量组和阳性对照组ALT、AST、TBIL等肝功能指标均明显降低（P<0.05）。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
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动物实验报告This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取～血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
2）眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2～3mm。
当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后，拨出毛细管。
若手法恰当，小鼠约可采血～。
3）心脏取血动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。
在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。
此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。
若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为~1ml；2）皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
3）肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过10g体重。
4）腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5）尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
动进入注射器。
6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。
用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。
3）肝：附于隔上，呈暗褐色，分5叶。
4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。
5）肠：分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。
7）胰：在十二指肠附近，呈粉红色。
8）肾：右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。
小鼠为双角子宫，为Y字形。
10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。
轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。
注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。
3.给药1）灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。
抓取固定大鼠后，使大鼠头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。
若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。
2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。
针头刺入皮肤后进针3nm 左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。
注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。
4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。
注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。
若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。
为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。
4.麻醉：抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。
若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5.釆血1）尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次。
2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。
右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏的位置，继续采血。
采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。
（每次采血量可达2~3ml）。
3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。