君子兰组织培养

摘要：君子兰的有性繁殖后代为高度杂合型，亲本的优良性状不能通过杂交得到稳定保存，这极大地限制了君子兰的生产和开发。

近年来，为了解决君子兰繁殖率低的问题，许多科研工作者开始利用组织培养技术进行快速繁殖，以提高其繁殖系数，并取得了一定的成果。

目前，本文综述近几年来君子兰组织培养的研究。

关键词：君子兰组织培养外植体外源激素
君子兰为石蒜科(Ama-,rIlidaeeae)君子兰属(Ciirh Lindl)的多年生常绿草本植物。

其具有株型端庄，叶片左右对称，排列整齐，翠绿挺拔，四季常青，侧看一条线、正看如扇面的特征。

其花形端正素雅、美观大方，娇美的姿态如婀娜少女。

其果为球形，未成熟时为绿色，成熟时为红色。

因此，它具有“三季看果，一季看花，四季赏叶”的特性。

君子兰原是产于南非的野生花卉，于19世纪中叶传入我国。

因为君子兰较高的观赏价值，其很快就成为了我国花卉市场的一枝独秀。

目前君子兰(Clivia miniata Regei)生产主要采用播种和分株繁殖。

但君子兰为高度杂合体，播种繁殖难以保持其优良性状，而分株繁殖系数低，繁殖速度慢，远远不能满足商品化生产的需求。

为此，许多学者开始探索君子兰的快速稳定繁殖的新途径。

植物组织培养是将植物的离体培养接种在合成培养基上，诱导其脱分化，再分化进而生长成完整植株的技术。

近年来，花卉组织培养及快速繁殖脱毒技术越来越多的应用于花卉种苗繁殖生产中。

从20世纪80年代开始，植物组织培养技术就已经开始广泛用于君子兰的研究中。

科研工作者们通过大量实验证明：君子兰的组织培养过程大体可分为培养材料的选择、培养前的消毒处理、愈伤组织的诱导、愈伤组织继代和增殖培养、芽的分化培养、展叶培养、根的分化培养和试管苗移栽等阶段。

一般来说从组织培养开始到君子兰试管苗移栽至少需要一年或更长的时间。

1．外植体（培养材料）选用
经试验表明，君子兰的许多部分都可作为外植体，且易于经愈伤组织．不定芽分化途径再生。

如成熟胚、未开放花蕾的子房、花托、花丝、花被筒、花柱、子房壁、胚珠、胎座、幼胚、幼叶、茎夹、叶片甚至根尖曲折等等。

当选用充分生长又未开花的花蕾，消毒后取出幼嫩子房，将其纵切后剥除胎座和胚珠，再适当切块后将伤口向上接于培养基。

而胎座和胚珠可直接接于培养基。

花托和花丝取材时将无菌花切成0.5cm2切块。

花丝则切成1 cm的段。

对于幼叶、茎夹、叶片的取材，研究者则采取不同的方式，如刘福平等将种子消毒后在MS 培养基上培养，待其发芽长苗后获取外植体，而夏万由等则直接选用污染较小的壮年君子兰，通过消毒得到外植体。

2.消毒处理
外植体的消毒一般采用常规的升汞消毒法。

取种子的胚作为外植体时，在超净台内将种子用0．1％升汞l0min+70％酒精10 S进行消毒后进行接种。

邢桂梅等通过对比试验得出，花器官外植体用70％酒精棉球擦拭，再加上0.1％升汞消毒5 min或10min后接种，污染率较低。

对君子兰叶片等消毒时，先用自来水冲洗10 min，浸入0.1％HgCl2溶液中10~20 min，同时振荡，然后用无菌水冲洗4~5次，最后用无菌滤纸吸去叶片表面的水分，切下生长叶片组织作为外植体。

3.培养基与外源激素
君子兰的组织培养的各个阶段都要在基本培养基和植物激素组成的混合培养基进行。

主要采用的基本培养基为MS(3%蔗糖和0.7%琼脂)和Mille 培养基。

但是君子兰的不同组织甚至相同的组织在不同的阶段所需要的激素的种类及浓度都不同。

所以选用正确浓度的各种激素是组织培养成功的一个关键因素。

3.1愈伤组织阶段
不同材料的愈伤组织培养阶段对生长调节剂的要求有所不同。

对于君子兰种胚的培养，周南鹏用MS+2，4—Dmg/L+水解蛋白（LH）500mg/L完成了愈伤组织的诱导，邓晓敏等认为种子在MS+2，4一D2 mg／L+BA2 mg／L的培养基上外植体愈伤组织诱导率最高。

关于子房愈伤组织阶段外源激素的研究也很多，李春荣等的研究指出MS+BA1 mg／L+NAA2 mg ／L培养基既可以作为君子兰子房的脱分化培养基又可以作为其分化成苗的培养基，鲍雪珍和宋锡权等用MS+2，4—1Dmg/L+KT 2mg／L培养基子房的脱分化成功率也很高。

并且也可以在此培养基上进行出苗培养。

在花丝和花托的诱导愈伤组织阶段，陈为民等用MS+KT 2mg／L或3mg／L+NAA0.5 mg／L以及MS+NAA2 mg／L+KT 0.5mg／L的培养基也取得了成功。

当在选择君子兰的幼苗作为外植体时，刘福平等采用了MS+BA2 mg／L+NAA2 mg ／L+2，4一D1 mg／L和MS+BA5mg／L+NAA0.5 mg／L+2，4一D1 mg／L进行了成功的诱导分化。

很多科研工作者都做过叶片作为外植体的研究，而且都取得了较好的成果。

刘继红等为用MS+6—BA1mg／L+NAA4.5 mg／L+2，4一D2.25 mg／L+ZT 1mg／L+水解蛋白10mg／L的培养基和MS+6—BA1mg／L+NAA2 mg／L+2，4一D1mg／L+ZT 1mg／L+水解蛋白10mg／L+蔗糖4%的培养基进行了愈伤组织的诱导。

加天然复合物水解蛋白可以提供全面的氨基酸营养，但是容易染菌。

同时，绝大多数人都认为在接种时的叶片正面叶片朝下较好，这样能有效防止叶片褐化。

3.2芽的分化阶段
关于芽的分化阶段添加各种生长调节剂的研究也非常的多，在这而不具体介绍每位科研工作者的研究成果，在此对他们的结论做一个简单的总结。

长的以未成熟胚为培养材料，在Mille 或MS培养基上附加KT（0.5~2.0mg／L）和NAA（0.25~2.0mg／L）有利于芽的诱导。

以胚、花萼、叶、花丝、根、花柱、子房壁为培养材料，在MS培养基里添加一定质量浓度的2，4一D（0.5~2.0mg／L）、6—BA1mg／L和NAA（0~5.0 mg／L）可促进芽的分化。

也有研究表明，以叶片为培养材料，可采用一定质量浓度的NAA、6—BA和LH进行芽的诱导；以花托、子房为培养材料，可采用1/2MS无机盐、MS有机物和一定质量浓度的ZT、NAA和IA进行芽的诱导。

3.3生根培养阶段
以未成熟胚为培养材料，Mille 或MS培养基上附加一定质量浓度的KT和NAA有利于长根，但所使用的激素质量浓度不宜过高；采用胚、花萼叶、花丝、根、花柱、子房壁为培养材料在MS培养基上附加一定质量浓度的2，4一D、NAA和6—BA有利于长根；以花托、子房为培养材料，采用MS1/2 无机盐+MS有机物+一定质量浓度的IBA、6—BA、IAA，有利于根的诱导。

4.培养条件
培养基的PH值，不仅可以影响到培养物对离子的吸收，还能影响到培养基的凝固程度以及硬度。

君子兰的最适PH为5.8，但一般在5.6~6.0之间并不会对外植体的生长造成明显阻碍。

君子兰组织培养时温度的选择也起着重要作用，多采用20~25摄氏度。

光照强度和光照时间对组织培养也有影响，一般一月后每日光照12~14h，光照强度为1500~2500lx，生根阶段可适当提高光照强度，以利于小苗生根，提高幼苗移栽成活率。

一般梅30天更换一次培养基。

当移栽时，先用清水试管洗掉组培苗的培养基，然后移入盛有君子兰培养土的盆中，为了保证培养湿度，可在盆上套上塑料袋培养1~2周，之后正常栽培管理。

5.前景
君子兰是我国著名的观赏花卉，同时也是长春市的市花，但其较低的繁殖率是君子兰在商业化生产上应用的一个制约因素。

君子兰的组织培养解决了其生速度慢，分蘖少的问题。

使君子兰的工厂化生产成为可能。

而利用有限材料切取较多外植体以提高其繁殖系数，增加外植体的分化率，更加缩短其生长周期则需要我们广大学者和生产者的孜孜不倦的探索。

6.参考文献：1岳粹纯君子兰栽培养护疑难问答
2 夏万由君子兰无性繁殖试验研究
3 白华君子兰组织培养的研究进展
4邢桂梅，毕晓颖，雷家军君子兰花器官离体培养
5林淦，韩萍，王海燕君子兰快速离体繁殖研究
6 邓小敏，雷家军，薛晟岩君子兰和子离体培养的研究
7 刘福平等君子兰的组织培养
8 周南鹏君子兰的离体繁殖
9刘继红等植物组织培养简报
10 鲍雪珍等大花君子兰幼嫩子房培养再生植株的研究
11 宋锡权等大花君子兰单细胞培养再生绿色植株。