失血性休克动物制备
兔失血性休克实验报告
一、实验目的1. 熟悉家兔失血性休克的病理生理过程。
2. 掌握家兔失血性休克的实验操作方法。
3. 观察家兔失血性休克的治疗效果，分析不同治疗方法的优缺点。
二、实验原理休克是指机体在有效循环血量锐减的情况下，由于组织器官灌注不足而引起的一系列病理生理变化。
失血性休克是指由于失血导致血容量急剧减少，引起组织器官灌注不足，进而发生的一系列病理生理变化。
三、实验材料1. 实验动物：新西兰纯种白兔（体重2.0-2.5kg）3只。
2. 实验仪器：手术器械、注射器、动脉夹、血压计、生理盐水、肾上腺素、去甲肾上腺素、氯化钙、葡萄糖、乳酸林格氏液等。
3. 实验药品：20%乌拉坦、利多卡因注射液、0.9％氯化钠注射液、125U/ml肝素溶液、1％普鲁卡因，7.5％高渗盐水、5％葡萄糖、去氧肾上腺素注射液，异丙肾上腺素注射液，重酒石酸去甲肾上腺素注射液，盐酸肾上腺素注射液，佩尔（乌拉地尔），硝酸甘油注射液。
四、实验方法1. 实验分组：将3只家兔随机分为3组，每组1只。
2. 实验步骤：（1）麻醉：采用20%乌拉坦（5ml/kg体重）进行全身麻醉。
（2）手术：将家兔仰卧固定，常规消毒后，在颈部暴露颈动脉，用动脉夹阻断血流，然后切开皮肤，分离颈动脉，插入动脉导管，连接血压计。
（3）失血性休克诱导：采用快速失血法，即在2分钟内使家兔失血量达到总血量的30%。
（4）观察指标：观察家兔失血性休克发生后的临床表现，如心率、血压、呼吸、精神状态等。
（5）治疗：分别给予3组家兔不同的治疗方法：A组：给予生理盐水（5ml/kg体重）静脉滴注，作为对照组。
B组：给予肾上腺素（0.01mg/kg体重）静脉注射，作为治疗组。
C组：给予去甲肾上腺素（0.1mg/kg体重）静脉注射，作为治疗组。
（6）观察治疗效果：观察治疗前后家兔的临床表现，如心率、血压、呼吸、精神状态等。
五、实验结果1. 家兔失血性休克发生后的临床表现：家兔失血性休克发生时，表现为心率加快、血压下降、呼吸急促、精神萎靡等。
休克_实验报告
1. 了解休克的定义、分类及病理生理变化。
2. 掌握失血性休克模型的建立方法。
3. 观察失血性休克对机体的影响，包括心、肺、肝、肾等器官的功能变化。
4. 探讨失血性休克的治疗方法及其疗效。
二、实验材料1. 实验动物：家兔3只，体重2.5kg左右。
2. 实验器材：手术器械、生理盐水、肝素、无创血压计、心电图机、显微镜等。
3. 实验药品：戊巴比妥钠、肾上腺素、去甲肾上腺素、多巴胺等。
三、实验方法1. 家兔麻醉：将家兔置于实验台上，采用戊巴比妥钠进行麻醉，剂量为40mg/kg，静脉注射。
2. 建立失血性休克模型：将麻醉后的家兔仰卧固定，剪去腹部手术野被毛，暴露腹主动脉，用无创动脉夹阻断血流，剪断腹主动脉，收集血液，造成失血性休克。
3. 观察指标：（1）血压：采用无创血压计测量失血前后及治疗后的血压变化。
（2）心电图：采用心电图机记录失血前后及治疗后的心电图变化。
（3）血液指标：采集血液，检测血红蛋白、红细胞计数、白细胞计数、血小板计数等指标。
（4）器官功能：观察心、肺、肝、肾等器官的功能变化，包括呼吸频率、心率、肝肾功能等。
4. 治疗方法：（1）补充血容量：给予生理盐水静脉注射，维持血容量。
（2）血管活性药物：给予去甲肾上腺素、多巴胺等血管活性药物，维持血压。
（3）肾上腺素：给予肾上腺素，增强心肌收缩力，改善心功能。
1. 血压：失血后血压明显下降，治疗后血压逐渐恢复正常。
2. 心电图：失血后出现心律失常，治疗后心律失常得到改善。
3. 血液指标：血红蛋白、红细胞计数、白细胞计数、血小板计数等指标在失血后明显下降，治疗后逐渐恢复正常。
4. 器官功能：失血后心、肺、肝、肾等器官功能受损，治疗后器官功能逐渐恢复正常。
五、讨论1. 休克是机体在急性循环障碍时出现的一系列病理生理反应，包括心、肺、肝、肾等器官的功能受损。
失血性休克是休克常见类型之一，主要由失血引起。
2. 在本实验中，通过建立失血性休克模型，观察了失血对机体的影响，包括血压、心电图、血液指标、器官功能等方面的变化。
机能综合实验报告失血性休克
机能综合实验报告失血性休克一、实验目的1.了解失血性休克的机制和病理生理变化；2.掌握对失血性休克的处理方法；3.建立对实验动物失血性休克模型的制备方法。
二、实验原理失血性休克是由于大量失血导致有效循环血容量减少，心排血量降低而引起的一种严重的循环功能障碍综合征。
在休克发生过程中，机体会发生一系列病理生理变化，包括心排血量减少、心率加快、血压下降、组织缺血、代谢紊乱等。
失血性休克的处理方法主要包括保持呼吸道通畅、控制出血、输血及补充液体。
三、实验器材和试剂1.实验动物：健康成年小鼠；2. 失血性休克模型制备器材：手术刀、医用剪刀、无菌棉签、灭菌贴、100 ml注射器、1 ml注射器、生理盐水；3.计量仪器：注射器、电子天平；4.进行实验的环境：温度适宜的实验室。
四、实验步骤1.处理实验动物：按照实验伦理规定，将实验动物进行饲养，并训练适应环境；2.模型制备：使用手术刀和医用剪刀，在小鼠的背部对称剪切部分，大约剪除小鼠总血量的20%；3.观察指标记录：在实验过程中，记录实验动物的心率、血压、呼吸等指标。
五、实验结果分析在制备失血性休克模型后，我们对实验动物的生理指标进行了观察和记录。
结果显示，剪切失血后，实验动物的心率明显加快，血压迅速下降，呼吸急促。
这些指标的异常变化与失血性休克的病理生理改变相对应，证明了失血性休克模型制备成功。
六、实验讨论失血性休克是一种常见且危险的疾病，对其的处理方法非常重要。
在实验中，我们使用了剪切法制备了失血性休克模型，并记录了相关的生理指标。
实验结果表明，剪切失血后，实验动物出现了典型的失血性休克病理生理变化，验证了所制备的休克模型的可靠性。
然而，在实际应用中，剪切法制备失血性休克模型并不是最常用的方法。
通常，我们会选择钢针法或切割法来制备失血性休克模型，这些方法更加可控、准确，且操作简便。
因此，在下一步的实验中，我们将尝试其他更先进的制备方法，以提高实验结果的可靠性和准确性。
机能学实验-失血性休克实验报告
机能学实验-失血性休克实验报告一、实验目的1、复制失血性休克模型（主要）。
2、观察休克早期大鼠机体的机能变化，探讨休克的发病机制。
3、了解休克早期的治疗原则。
二、实验动物：300g左右SD大鼠，雌雄不限三、实验器械：略四、实验步骤：1.称重麻醉固定：大鼠称重后腹腔注射40mg/kg 2%戊巴比妥钠溶液进行全麻，数分钟后观察，疼痛，翻正反射均消失后，用8%硫化钠脱去一侧耳廓被毛，将大鼠仰卧位固定于鼠恒温实验台上，减去股部手术野被毛。
2.动静脉插管：碘伏消毒手术野，切开股动脉搏动处皮肤组织，止血钳分离股血管神经鞘，暴露神经血管后，利多卡因擦拭。
用玻璃分针分离股动静脉与股神经，股静脉插管，结扎远心端，近心端插入静脉留置针，打结固定，2.5ml/kg经股静脉推注50U/ml肝素。
股动脉插管连接压力换能器。
腹部手术完成后，以湿生理盐水纱布覆盖。
3.尿道插管：选取硬膜外导管前端约七厘米与尿液计滴器相连，碘伏会阴处消毒，将导管沿尿道插入约4cm。
4.肛温测量：用液体石蜡涂抹动物肛温仪前端，插入大鼠肛门约二厘米，但数值稳定后读取肛温。
5.观察记录正常指标。
6.抢救：经股静脉回输自身血液加出血量二倍的生理盐水。
观察记录指标变化。
五、实验结果：平均压/脉压呼吸中心静脉压心率血细胞比容皮肤黏膜颜色肛温耳廓微循环正常113.45/38.03 正常正常212 正常红润37.6 正常放血后代偿后下降/增加54.74/48.22变浅变慢加深加快下降增加减慢294不变降低苍白苍白下降35.2微循环收缩微血管收缩治疗后99.25/45.84 加深加快进一步回升272 增加红润36.3 恢复正常六、讨论1、各观察指标的变化及其变化机制？血压：放血后，血容量降低，回心血量急剧下降，导致心脏搏出量迅速降低，血压也就急剧下降；代偿后，通过心率加快，外周阻力增加，自身输液等机制，血压有所回升。
治疗后，血容量得到扩充，血压进一步回升。
脉压：放血后血容量下降，心率减慢，舒张期偏长，心舒期末外周残留血液较少，舒张压显著减少，脉压增加，代偿后，心率加快，外周血管收缩，外周阻力增加，血液流速减慢，大多残留在外周，舒张压增加，脉压减小，治疗后心率高于正常，血容量恢复，微循环恢复，舒张压应增高，脉压相较正常应该减小，实验数据有一定问题，呼吸：放血后，脑组织缺氧，抑制呼吸中枢，而且呼吸肌缺氧，呼吸频率变浅变慢，代偿后，呼吸中枢恢复，血氧分压降低，刺激外周化学感受器，反射性引起呼吸加深加快，治疗后进一步缓解呼吸肌缺氧，呼吸加深加快。
失血性休克 实验报告
失血性休克实验报告失血性休克实验报告引言：失血性休克是一种严重的疾病，常常由于大量失血导致血液容量不足，进而引发多器官功能衰竭。
为了更好地了解失血性休克的病理机制和治疗方法，我们进行了一系列实验。
本实验旨在通过模拟失血性休克的过程，观察动物体内的生理变化，并探索有效的治疗方法。
实验设计：我们选择了小鼠作为实验动物，将其分为实验组和对照组。
实验组小鼠经过大量失血处理，而对照组则不进行任何处理。
在实验过程中，我们使用了多种检测手段，包括生理学指标监测、组织病理学观察等。
实验过程：首先，我们给实验组小鼠进行了大量失血处理，模拟失血性休克的情况。
失血量的控制是实验的关键，我们在此过程中采取了严格的控制措施，确保失血量达到预定的标准。
随后，我们对实验组小鼠进行了生理学指标的监测，包括血压、心率、呼吸频率等。
结果显示，失血后实验组小鼠的生理指标明显下降，与对照组相比存在明显的差异。
接下来，我们进行了组织病理学观察。
我们选择了心脏、肝脏、肾脏等重要器官进行切片，并使用染色技术进行观察。
实验结果显示，失血后实验组小鼠的器官组织发生了明显的病理变化，包括细胞水肿、坏死等。
结果分析：通过以上实验结果，我们可以得出以下结论：失血性休克会导致生理指标的下降，器官组织发生病理变化。
这些结果与临床观察相符，进一步验证了我们模拟失血性休克的实验的可靠性。
讨论：在实验过程中，我们还尝试了一些治疗措施，以期找到有效的方法来缓解失血性休克的病理变化。
我们给实验组小鼠进行了输血治疗，结果显示，输血能够明显提高实验组小鼠的生理指标，并减轻器官组织的病理变化。
这表明，输血是一种有效的治疗手段，可以在一定程度上挽救失血性休克患者的生命。
然而，我们也发现输血并非完美的治疗方法。
在实验过程中，我们观察到一些实验组小鼠在输血后出现了过敏反应，甚至死亡。
这提示我们需要进一步研究输血治疗的适应症和副作用，以期提高治疗的安全性和有效性。
结论：通过本次实验，我们深入了解了失血性休克的病理机制和治疗方法。
家兔失血性休克实验报告
家兔失血性休克实验报告引言失血性休克是指由于大量失血导致血容量急剧减少，无法维持正常体循环而引起的一种严重病理状态。
该病理条件在临床上较为常见，但其发病机制尚未完全明确。
本实验旨在通过实验动物家兔模型，研究失血性休克的发生过程以及相关生理指标的变化。
材料与方法实验动物本实验选用3只健康雄性家兔（品系：新西兰白兔），体重均在2.5-3.0kg之间。
实验分组将3只家兔随机分为以下两组：1.实验组（n=2）：给予家兔产生失血性休克的处理2.对照组（n=1）：不进行任何处理，作为对照实验过程1.家兔饭前禁食12小时，但可以自由饮水。
2.每只家兔在实验前进行术前准备，包括固定家兔以及检查基础生理指标。
3.实验组的家兔进行1.5 mL/kg的大量出血处理，同时监测动脉血压、心率、血液氧饱和度和血红蛋白浓度的变化。
4.对照组的家兔不进行任何处理，只进行基础指标的监测。
数据处理与统计分析分析实验组与对照组中动脉血压、心率、血液氧饱和度和血红蛋白浓度的变化，并进行统计分析。
使用SPSS软件进行t检验，p值小于0.05视为统计学意义。
结果实验组中，家兔在大量出血后，动脉血压和心率明显下降，血液氧饱和度和血红蛋白浓度显著降低。
对照组中，这些指标变化不明显或无明显变化。
具体数据如下表所示：指标实验组（n=2）对照组（n=1）动脉血压（mmHg）78.5 95.2心率（次/min）110 92血液氧饱和度（%）86 95血红蛋白浓度（g/dL）7.2 9.5经过统计分析，实验组与对照组之间的动脉血压、心率、血液氧饱和度和血红蛋白浓度的差异具有统计学意义（p<0.05）。
讨论本实验以家兔模型进行失血性休克的研究，结果表明在大量出血后，家兔的动脉血压和心率会明显下降，血液氧饱和度和血红蛋白浓度也会显著降低。
这些结果与临床上的失血性休克表现一致，说明该模型具有较好的可行性和可靠性。
然而，实验结果仅仅是初步验证了家兔模型在失血性休克研究中的适用性，还需要进一步进行更加详细的研究。
失血性休克实验报告
失血性休克实验报告失血性休克实验报告休克，作为一种严重的生理状态，是由于全身有效循环血量不足而导致的组织灌注不足。
其中，失血性休克是一种常见的休克类型，通常由于大量失血引起。
为了深入了解失血性休克的发展过程以及可能的治疗方法，我们进行了一系列的实验。
实验一：失血性休克的模拟在这个实验中，我们使用了动物模型来模拟失血性休克的过程。
选择小鼠作为实验对象，通过控制失血量来观察休克的发展过程。
首先，我们将小鼠随机分为两组，一组为实验组，一组为对照组。
实验组的小鼠将被抽取一定量的血液，模拟大量失血的情况，而对照组的小鼠则不进行任何处理。
在实验进行的过程中，我们密切观察了小鼠的生理指标，如血压、心率、呼吸等。
结果显示，实验组的小鼠在失血后很快出现了血压下降、心率加快以及呼吸急促等症状，而对照组的小鼠则保持了相对稳定的生理状态。
实验二：失血性休克的影响因素在实验一的基础上，我们进一步探究了失血性休克的影响因素。
我们改变了实验组小鼠的失血速度，以模拟不同程度的失血情况。
结果显示，失血速度的增加导致了休克的发展更为迅速。
失血速度越快，小鼠出现休克的时间越早，并且休克的程度也更加严重。
这一结果表明，失血速度对于休克的发展过程具有重要的影响。
实验三：失血性休克的治疗方法在实验一和实验二的基础上，我们进一步探究了失血性休克的治疗方法。
我们尝试了不同的治疗手段，如输血、血管活性药物等，来评估它们对休克的影响。
结果显示，输血可以明显改善休克的症状，提高小鼠的生存率。
而血管活性药物的使用则对休克的治疗效果有限。
这一结果提示，输血是目前治疗失血性休克最有效的方法之一。
讨论与结论通过以上实验，我们对失血性休克的发展过程以及可能的治疗方法有了更深入的了解。
失血性休克的发展过程可以迅速而严重，而失血速度对于休克的发展具有重要的影响。
在治疗方面，输血是一种有效的治疗手段，可以明显改善休克的症状。
然而，我们也意识到实验中存在一些局限性。
失血性休克及其抢救实验报告
失血性休克及其抢救实验报告摘要：本实验旨在探讨失血性休克的发病机制及抢救方法。
实验采用动物模型，对不同程度的失血性休克进行模拟，并进行适当的抢救措施。
实验结果表明，适时的输血和容量复苏是抢救失血性休克的关键，能有效恢复循环系统功能，提高动物存活率。
引言：失血性休克是一种常见的急性危重症，严重威胁患者的生命。
尽早识别和抢救失血性休克可以有效提高患者的生存率。
目前，输血和容量复苏是常用的抢救措施，但对于失血性休克的最佳抢救方法仍有争议。
因此，本实验拟通过动物模型的建立，模拟失血性休克情况，评估不同抢救措施的效果，为临床抢救工作提供指导。
材料与方法：1.实验动物：选取健康的实验动物，共40只。
2.实验分组：将实验动物随机分为四组，每组10只。
-A组：正常对照组，不接受任何处理。
-B组：模拟轻度失血性休克组，失血量为全血量的10%。
-C组：模拟中度失血性休克组，失血量为全血量的20%。
-D组：模拟重度失血性休克组，失血量为全血量的30%。
3.实验操作：-通过穿刺法取得实验动物的全血量，确定失血量。
-对B、C、D组实施相应失血量的失血模拟。
-适时给予B、C、D组输注血液或盐水进行容量复苏。
-监测各组动物的生命体征变化和心血管功能参数。
4.实验指标：-血压、心率、血氧饱和度、尿量等生命体征指标的监测。
-大血管压力、心输出量等心血管功能参数的监测。
-动物的存活率和病理切片观察。
结果：1.生命体征变化：B、C、D组实验动物在失血后，血压、心率和血氧饱和度明显下降，尿量减少。
2.心血管功能参数：B、C、D组实验动物的大血管压力和心输出量显著低于正常对照组。
3.存活率：B组的存活率为90%，C组为70%，D组为40%。
4.病理切片观察：D组实验动物出现明显的组织坏死、器官功能受损等病理变化。
讨论：实验结果表明，失血性休克会导致动物的心血管功能受损，严重影响其生命体征和生存率。
容量复苏是抢救失血性休克的主要措施，早期输血和适时补液能有效维持循环系统功能，提高动物的存活率。
家兔失血性休克实验设计
家兔失血性休克实验设计实验背景：失血性休克是由于大量失血导致循环血量减少、组织缺氧和血压下降的一种病理状态。
家兔是广泛应用于医学实验中的模型动物之一，因其相对容易操作、解剖方便以及结构与人类相近等特点而受到研究者的广泛青睐。
本实验旨在通过家兔建立失血性休克模型，在休克状态下观察生物学指标的变化，为进一步研究失血性休克的发病机制、病理变化以及相关治疗方法提供实验依据。
实验设计：1.动物选择和处理：选择健康的成年家兔作为实验对象，除毛洗净并寄生虫处理，随后进食禁食12小时，并限水制禁水12小时。
2.分组设计：将家兔随机分为实验组和对照组，每组10只家兔。
实验组：进行失血性休克模型制备，并观察指标变化。
对照组：未进行任何处理，作为对照。
3.失血性休克模型制备：3.1实验组家兔经过前期处理后，进行麻醉，使用无菌条件下的1%戊巴比妥钠溶液注射麻醉，麻醉控制在较浅的水平。
3.2每只家兔将其右侧颈部动脉用吸引管插入失血组中，通过微创方法控制失血量。
3.3失血量控制为总血量的30%，通过控制失血时间和抽取失血速度实现。
3.4控制失血后立即停止失血，并进行下一步观察。
4.实验观察指标：4.1血压测定：使用无菌条件下的血压计测定家兔麻醉前和失血后不同时间点的平均动脉血压。
测定方案：在颈部动脉上一根合适的动脉进行逐秒测量，记录测得的数据并计算平均值。
4.2血液生化指标测定：失血后不同时间点采集适量的静脉血样本，采用血液生化分析仪测定血红蛋白浓度、白细胞计数、血小板计数等指标。
4.3组织病理学观察：失血后不同时间点处死家兔，取出心脏、肝脏、肾脏等重要器官进行组织取样，固定、染色、制片并进行镜检。
5.数据处理和统计：将数据进行统计学分析，使用SPSS软件进行方差分析，结果以均值±标准差表示，并进行显著性检验。
实验预期结果：预计实验组家兔在失血后将出现血压下降、血液生化指标异常等现象，家兔组织病理学观察也将显示出失血所导致的病理变化。
失血性休克_实验报告
1. 建立失血性休克动物模型，观察休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化。
2. 了解抢救失血性休克时扩容血容量的意义，并探讨不同血管活性药物治疗失血性休克的疗效。
3. 观察肠系膜微循环，了解休克的机理。
二、实验材料与仪器1. 实验动物：雄性SD大鼠6只，体重200-250g。
2. 仪器：手术显微镜、手术器械、生理盐水、肝素、肾上腺素、去甲肾上腺素、生理盐水、恒温箱、微循环显微镜等。
三、实验方法1. 动物分组：将6只大鼠随机分为3组，每组2只。
对照组、实验组1、实验组2。
2. 建立失血性休克模型：（1）将大鼠置于恒温箱中预热至37℃。
（2）采用腹主动脉插管法，将大鼠的腹主动脉结扎，使血液流出，建立失血性休克模型。
（3）观察失血性休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化。
3. 治疗方案：（1）对照组：不进行任何治疗。
（2）实验组1：给予扩容治疗，静脉注射生理盐水。
（3）实验组2：在扩容治疗的基础上，给予血管活性药物治疗，静脉注射去甲肾上腺素。
4. 观察指标：（1）心率、血压、呼吸频率等生命体征。
（2）心脏、肾脏及微循环的变化。
（3）肠系膜微循环的变化。
1. 对照组：心率、血压、呼吸频率等生命体征在实验过程中逐渐下降，直至死亡。
心脏、肾脏及微循环出现明显障碍。
2. 实验组1：心率、血压、呼吸频率等生命体征在扩容治疗后有所回升，但仍然低于正常水平。
心脏、肾脏及微循环障碍得到一定程度的改善。
3. 实验组2：心率、血压、呼吸频率等生命体征在扩容治疗和血管活性药物治疗后明显回升，接近正常水平。
心脏、肾脏及微循环障碍得到显著改善。
五、讨论与分析1. 失血性休克是临床常见的危急重症，其发病机制复杂，主要表现为微循环障碍、组织灌注不足和器官功能障碍。
2. 本实验通过建立失血性休克动物模型，观察到休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化，为临床治疗提供了理论依据。
3. 扩容治疗是抢救失血性休克的基本措施，可改善组织灌注，减轻器官功能障碍。
失血性休克动物模型复制及抗休克药物作用观察
失血性休克
各种强烈致病因子作用于机体，引起以急性微 循环障碍为主的综合征。其特点是微循环障碍，重 要脏器的灌流不足和细胞功能代谢障碍，由此引起 的全身危重的病理过程。
休克的致病因素-急性失血、严重创伤及感染 休克的本质-微循环障碍 休克的后果-重要生命器官机能及代谢障碍
2. 气管插管，
右颈总动脉插管(血压)；左颈总动脉插管(取血)
颈外静脉(给药)
心电：白(右上)，红(左下)，黑(右下)
Copyright© Dept. of Pathophysiology, N. Bethune College of Medicine 3
失血性休克
3. 动物稳定10min，描记正常血压，心率，呼吸幅度、频率 4. 打开左颈总动脉插管的三通，缓慢放血5ml，离心
颈外静脉插管
Copyright© Dept. of Pathophysiology, N. Bethune College of Medicine 10
颈总动脉放血
缓慢放血 放血量=BW(kg)±40%±70ml， MBP维持在45 mmHg, 5 min内不再回升。
注：可以用注射器抽血。 如果手术过程失血较多，放血至60-70 mmHg
Copyright© Dept. of Pathophysiology, N. Bethune College of Medicine 9
观察指标
ECG BP Heart rate Respiration rate Respiration depth Normal
Shock
0 min
30 min
60 min
120 min
180 min
失血性休克实验【目的要求】
0.7%肝素。
■兔手术台，电子称，
i-STAT血气分析仪，微循环生物
信号处理系统，手术器械一套，动脉插管、气管插管、 静脉插管，注射器。
【手术步骤】
1．全身麻醉：静脉内注射25％乌拉坦溶液(3ml/kg)。 2．动物固定：颈前部和腹部的手术部位剪毛备皮。 3．气管插管：手术分离出气管，并插入气管插管， 其一端连接PowerLab生物信号处理系统。 4．动脉插管：钝性分离出双侧颈总动脉，分别插入动
回输血
放 血 前
第 3 次 放 血 维 持 回输血
放 血 前
第 4 次 放 血 维 持
回输血
失血性休克实验血气指标的测定记录表 检测项目 pH PaO2 放血前 第三次放血后
PaCO2
SB BE K+ Na+
Cl-
【思考题】
1．失血是否引起了休克的发生？ 2．实验观察的各项指标与休克时主要功能代谢变化的 关系？
■第4次严重大量失血
再次由颈动脉快速放血，使收缩压降至2.6～0kPa时， 记录失血量和失血时间，以及各项指标变化。
【数据分析】 《略》
【注意事项】
1．生物信号处理仪上的各种旋钮、开关，切忌随意 扳动；电脑显示屏上显示的各种参数，亦忌随意 切换更改。 2．实验过程中的记录应保持连续性，若遇到图象异
失血性休克实验
【目的要求】
1．观察实验动物血压、呼吸等生理指标的变化。 2．观察和了解休克发生、发展过程中，实验动物 肠系膜微循环血液灌流的变化特点。 3．分析实验指标变化的原因及其病理生理学意义。
【实验动物】
家兔，体重 1.5～2.0 kg。
【药品与器材】
■25％乌拉坦溶液，25％葡萄糖溶液，0.9％生理盐水，
讲稿-家兔失血性休克
家兔失血性休克一、实验目的：1、复制失血性休克的动物模型2、观察失血性休克时的动物表现3、探讨失血性休克的机理及救治方法。
二、实验对象：家兔三、实验方法：1、实验动物准备(1) 麻醉与固定取1只兔，称重，经耳缘静脉注射20％乌拉坦(5nll／kg)进行麻醉，将动物以仰卧位交叉固定于兔手术台上。
分别剪去颈部、下腹部正中及股部的被毛。
(2) 手术①颈部手术：做颈部正中切口，剪开筋膜，钝性分离肌肉、气管并穿线，在甲状软骨2～3个软骨环处作“上”形切口，插入气管插管并固定。
钝性分离左侧颈总动脉和右侧颈外静脉，分别置双线备用。
②下腹部手术：在耻骨联合上方作5 cm左右的纵行切口。
沿腹白线剪开，找出膀胱，将膀胱顶端向下翻，找出膀胱三角区(即输尿管进入膀胱的入口处)，沿此处向上钝性分离出双侧输尿管，分别置双线，结扎远心端，接近结扎线处用眼科剪以45。
角剪一小口，插入输尿管插管并结扎固定，左右侧操作相同。
③股部手术：于右侧股三角触到股动脉明显搏动处，作一垂直腹股沟韧带的纵行切口，在股神经和股静脉之间分离出股动脉(注意勿损伤周围的分枝)，并置双线备用。
(3) 肝素化经耳缘静脉注射1％肝素溶液(1 ml／kg)。
(4) 血管插管①右侧颈外静脉：提起近心端的线，于血管充盈后结扎远心端，靠近结扎线处剪一小口，将已排完空气并与测中心静脉压和输液的装置相连的静脉插管插入右侧颈外静脉内5～7 cm(可见液面随呼吸上下移动)，并结扎、固定，以5-10滴／分的速度维持输液，以利于测中心静脉压和进行输液。
②左侧颈总动脉：结扎远心端，近心端用动脉夹夹闭，在接近结扎线处向心端剪一小口，插入已排完空气并与微机相连的动脉插管，结扎、固定，以备测血压时使用。
③右侧股动脉：提起近心端的线，结扎远心端，在接近结扎线处的向心端剪一小口，将已充满肝素溶液并用动脉夹夹闭的股动脉插管插入股动脉内，结扎、固定，以备放血时使用。
2、仪器操作开机后启动计算机生物信号采集处理系统，在MedLab ql，依次选择“实验／常用生理学实验”“动脉血压记录”。
失血性休克
狗失血性休克[实验目的]通过复制失血性休克动物模型，观察休克时机体的表现及机能变化，并探讨休克时采取有效的急救措施，以验证理论加深对休克的认识。
[实验动物] 狗[实验器材及药晶]大动物手术器械一套，犬手术台，集光灯，台秤，RM6240生物信号采集系统，中心静脉压测定装置一套，动脉插管、气管插管各一只，动脉夹二只，电炉一只，盐水壶一个，调节血压储血瓶一只，输液架、瓶各2个，绑嘴绳一条，绑腿绳四条。
10%葡萄糖、3%戊巴比妥钠、5%枸橼酸钠、3.8%枸橼酸钠，1%普鲁卡因、去甲肾上腺素、可拉明、阿托品、2.5%肝素（2mg/kg），生理盐水。
[方法、步骤]1、取健康狗一只，绑嘴，称重后用3%戊巴比妥钠按lml/kg体重进行麻醉，然后固定在狗手术台上。
2、手术步骤见前述急性动物实验基本操作方法 1、2 、3 分别作气管、动脉、中心静脉压和输尿管插管，并连于相应的装置上。
3、连接RM6240生物信号采集系统, 描记一段正常呼吸及血压曲线，记录血压，心率、呼吸频率，中心静脉压，尿量等数值，作减压反射。
4、小量放血：暴露、分离出股动脉并作一插管，在插管处连接一个调节血压的储血瓶，用以克服动脉放血后血压的波动，以保证血压稳定于所需低压状态。
先小量放血，由股动脉快速放出动物全血量10%（全血量按体重的8%计算），置于备有抗凝剂的储血瓶中，（抗凝剂用肝素，每公斤体重按 2mg计），重复测量上述各项指示，与记录的正常数值比较。
5、大量放血：待血压呼吸平稳后，再于3～5分钟内放出全血量的30～40%（累计数值。
实验时以动物血压下降到30～4OmmHg为宜）。
维持10～20分钟重复测量上述各项指标，并与正常指标作出比较。
6、可将两组实验动物一只给予 2mg 正肾素（加于100ml盐液中），10分钟内输入，另一只给予2mg异丙肾上腺素或 2mg654-2（加于100ml盐液中）于10分钟内滴入。
对照观察两次放血后的动物因注入不同药物其上述各项指标及肠系膜微循环有何异同，有何实践意义。
失血性休克实验报告-失血性休克实验
病理生理实验报告实验名称：失血性休克实验目的：复制失血性休克动物模型，观察失血性休克动物机能代谢变化。
实验动物：家兔实验方法：2.1实验装置与连接：①将压力换能器固定于铁支架上，使换能器的位置尽量与实验动物的心脏在同一水平面上。
然后将换能器输入至RM6240生物信号采集系统一通道。
②压力换能器的另一端与三通管相连。
三通管的一个接头将与动脉插管相连。
在将动脉插管插入左颈总动脉前，先用盛有肝素的注射器与三通管另一接头相连，旋动三通管上的开关，使动脉插管与注射器相通，推动注射器，排空动脉插管中的气体，使动脉插管内充满肝素溶液，然后关闭三通管。
2.2仪器调试：在菜单中选择“血压”。
双击一通道，调节增益、采样参数，使基线归零，令图形位于屏幕中央，便于观察。
2.3麻醉固定：家兔称重后，将氨基甲酸乙酯以5ml/kg 的体重剂量13.5ml由兔耳缘静脉内缓慢注入，注意观察家兔的反应。
待麻醉后，将家兔仰卧固定于兔手术台上，先后固定四肢及兔头。
(以上步骤在做血压调节因素时已完成)2.4 手术：剪去家兔颈部的被毛，切开颈部皮肤5～7cm,钝性分离颈部肌肉，暴露颈部气管和血管，用玻璃分针分离两侧颈总动脉和右侧颈外静脉，各穿两线备用。
2.5 动脉插管：在左颈总动脉的近心端夹一动脉夹，然后结扎其远心端(保留此结扎线头)，在动脉夹与结扎之间一般应相距2cm以上。
在结扎端的下方用眼科剪作一“V”型斜口，向心脏方向插入动脉插管，用已穿好的丝线扎紧插入管尖嘴部分稍后处，并以远心端丝线将插管缚紧固定，以防插管从插入处滑出。
此三通管用于连接电脑，进行血压的记录。
2.6 静脉插管：用一丝线将右侧颈外静脉远心端提起，用眼科剪在其下方做一“V”型斜口，向心脏方向插入静脉插管，用已穿好的丝线扎紧插入管尖嘴部分稍后处，并以远心端丝线将插管缚紧固定，结扎血管同时防插管从插入处滑出，静脉插管成功后立即开始输液，并将输液速度调慢。
随后，对另一侧的颈总动脉进行插管，以进行抽血。
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管，一侧同输液瓶相连后，缓缓输入生理盐水 （5-10滴/min）以保持导管及静脉通畅，压力 换能器与BL-402生物信息系统相连测CVP。同 理，在左侧游离左股动脉，然后插入股动脉导 管，与储血瓶相连，以备放血。 记录放血前 动物的血压、呼吸、心率、皮肤黏膜颜色。 ⑷腹部正中切口 钝性分离肌层，打开腹腔。推开大网膜，找出 一段游离度较大的小肠肠袢，观察肠系膜、微 循环（cap数、口径、流速）。
mmHg后，加高晶高胶 正常
ml 正常 正常
放血后
放血多长后，动脉血压上升还是下降，动物死亡
根据血压下降，脉压差小，CVP下 降，心率加快，尿量减少，皮肤黏 膜苍白到发绀、肠系膜微循环痉挛 （流速下降，口径变小，CAP数减 少），以上为典型的休克表现，由 此判断休克模型复制成功。
失血性休克动物模型制备
目的： 复制失血性休克动 物模型并观察其表现， 探讨失血性休克的发病 机制，探讨不同治疗方 案对失血性休克的作用。
方法: 取健康成年犬三只，分为三组， 采用股动脉放血法复制休克模型，并 通过BL-410实验记录分析系统记录其 通过测量血流动力学参数，微循环参 数等指标，分别采用：1、生理盐水+ 纳洛酮；2、右旋糖酐+多巴胺；3、 高晶高胶+山莨菪碱进行治疗，比较 不同治疗手段对狗失血性休克的治疗 作用。
4.方法
4.1狗ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ血性休克模型的制备 ⑴取已麻醉的动物犬一只，称记体重后，将 动物仰卧固定于犬实验 上。 ⑵剪去手术部位毛发，在甲状软骨下缘沿颈 正中线作一直切口，下达胸骨上切迹。 ⑶左右股三角切口 在右侧股三角区沿动脉行走方向做一长约 3cm切口，游离右股静脉，插入长度约为 50cm股静脉导管至下腔静脉入右心房处， 导管外端接三通
CVP （mmH2O)
肛温 (℃）
MC微循环 Cap数 正常 管径 正常 流速 正常
放血前 放血后20' 5' 1组 治 疗 后 15' 30' 60' 放血前 放血后20' 5' 2组 治 疗 后 15' 30' 60' 血压降至 mmHg时，加高晶高胶 ml，血压上升到 放血前 3组
正常
正常
正常
⑸将温度计插入直肠，测量体温。 ⑹记录各项指标。 ⑺放血制备狗失血性休克模型 降低储血瓶，松开动脉夹，快 速从左股动 脉放血，10min内使MAP 降低至40mmHg，维持20min（通过 改变储血瓶高度来调节血压），记录 各项指标。
4.2 狗失血性休克分组抢救 第一组：生理盐水+纳洛酮 立即通 过静脉输液系统向犬体内输入生理盐水 （4ml/kg），记录治疗后5min、15min 犬的各项指标。在治疗30min后，向犬 静脉内注入纳洛酮（4ml/kg），于30min、 60min记录犬的各项指标。
第二组：右旋糖酐+多巴胺 通过静脉 输液系统向犬体内输入右旋糖酐 （4ml/kg），记录治疗后5min、 15min犬的各项指标。在治疗30min 后，向犬静脉内注入多巴胺 （4ml/kg），于30min、60min记录 犬的各项指标。
组别
时间
MAP (mmHg)
Ps-d (mmHg)
HR （次/min）
材料与方法 实验对象 1、犬（第一组：A；第二组B；第三组C） 2、实验器材与药品： BL410生物信号采集分 析系统，大型哺乳类动物手术器械，微循环观 察装置，静脉输液装置，储血瓶，动脉导管和 静脉导管，烧杯，注射器，纱布，狗手术台， 铁支架，温度计，磅秤 3. 药品：肝素，0.9%氯化钠溶液，高晶高胶 液（7.5%氯化钠和6%低分子右旋糖酐混合 液），碳酸氢钠溶液，多巴胺，纳洛酮，山莨 菪碱。