大鼠侧脑室穿刺步骤
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术是一种常见的神经外科手术，用于治疗脑脊液积聚
或测量脑脊液压力。
以下是脑室穿刺术的基本操作步骤：
1. 患者准备：
- 患者需要空腹，通常在手术前6小时内停止进食和饮水。
- 患者应该在手术前进行全身检查，并提供血液检查和影像学
检查结果。
2. 麻醉：
- 通常使用局部麻醉，但在某些情况下可能需要全身麻醉。
- 当使用局部麻醉时，医生会在头部表面注射麻醉药物，以确
保患者不会感到痛苦。
3. 确定穿刺点：
- 医生会使用影像学技术，如CT或MRI扫描，来确定最佳的
穿刺点。
- 穿刺点通常选择在头骨的特定位置，以便能够准确进入脑室。
4. 穿刺过程：
- 医生会用消毒剂清洁穿刺点的皮肤，并注射局麻药以减少疼痛。
- 接下来，医生会使用尖锐的穿刺针穿过头皮、颅骨和硬膜，最终进入脑室。
- 一旦进入脑室，医生会取出穿刺针的内芯，以便进行样本采集或脑脊液引流。
- 在操作完成后，医生会在穿刺点处覆盖创口以避免感染，并采取必要的应对措施。
5. 后期护理：
- 穿刺术后，患者需要保持卧床休息，直到麻醉效果消退。
- 医生会定期观察患者的症状和体征，并进行必要的检查。
- 患者需要密切关注任何并发症的迹象，如头痛、发热、出血等。
需要注意的是，脑室穿刺术是一项复杂的手术，操作时需要非常谨慎。
在进行手术之前，患者应该与医生详细讨论手术风险和潜在的并发症。
请注意：以上内容仅供参考，具体操作步骤应根据医生的指示和实际情况进行。
侧脑室注射
侧脑室注射一、大鼠侧脑室注射（需定位器）SD大鼠，侧脑室的坐标是以前囟点为中心定好坐标，旁开1.5mm，向后囟方向1.1mm ，深4.5mm。
一、实验器具和药品（一）器具小号的注射用针头（外径为0.7mm,内径为0.5mm,要磨平，磨光滑，长度大概为1cm，中间套有一小的塑料垫片，以便固定），不锈钢的细铁丝（长度大概为1.2-1.5cm，要求与小号针头的内径相一致，用作导管外的塞子，外面套有与小号的注射用针头粗细一致的塑料，用作塞帽，便于打开），小号螺钉（固定用）和螺丝刀，剪毛剪，镊子，眼科剪（镊），手术刀片（柄），小号注射器，注射针头，烧杯，铝饭盒，手术灯，墨水（作标记），棉签，酒精棉球（二）药品生理盐水，青霉素，戊巴比妥钠，H2O2，502胶水，义齿基托树脂，义齿基托树脂液II型二、实验动物健康的成年大鼠，体重在170-200g，动物手术前在实验室条件下适应性饲养1周，并于手术前称重，以确定麻醉剂用量。
三、实验步骤（一）、麻醉麻醉剂为戊巴比妥钠溶液，浓度为20mg/ml，腹腔注射。
体重在170-200g的成年大鼠，注射剂量为0.65ml/只，即可保证整个实验过程动物一直安静。
（二）、固定1、在一水平桌面上，水平调整好立体定向器（江弯I型C），包括水平上的左右2根钢针、前面的牙齿固定针以及上方的钢针部分。
要求左右2根钢针在一水平线上，左右距离一致，牙齿固定针部位水平，与左右2根钢针在一水平面上，并且与左右2根钢针的尖端连接处形成一个等边三角形。
上方钢针保持垂直，其尖端处与牙齿固定处以及2耳蜗连线的中点在同一个竖直平面上。
立体定向器的中空部分用一个空的形状适宜柔软的纸盒垫平，位置与底座左右2根坐杆齐平。
2、将已麻醉的动物（大鼠）水平并以俯卧的姿势置于盒子的上方，并使水平上的左右2根钢针的尖端刚好对准耳蜗，先将牙齿卡好，然后慢慢的旋紧水平钢针，使之尖端缓缓的伸进耳蜗（一边一边进行），直至松紧适宜，整个头颅水平固定，不能摇动为止（可从定向器前方察看）。
侧脑室注射及脑内置管
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢1.脑室内注射液体量并没有绝对的上限,要看注射的时间,如果是微电泳注射,注射量应该大于压力注射法2.直接注射染液,随即断头,速冻,以刀片切至注射位置,观察染液是否在脑室内鉴于侧脑室的容积有限，不推荐注射50ul这么大的量，尤其是一次注射50ul。
个人推荐sd大鼠侧脑室注射药物控制在3－10ul之间，如果注射体积较大，应控制注射速度，不易过快，以免引起脑室压力过大。
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢-----------------------------------------------------------------------------------------------------------你的实验可能较难做，首先侧脑室的定位是个大问题，估计你可能需要摸索较长时间。
一次注射50ul量太大，建议量控制在5---7ul最好。
我做过SD大鼠的侧脑室注射。
1.牙钻钻开颅骨，按照Paxinox& Watson 大鼠脑立体坐标，取AP＝－1.0mm ，ML＝2.0mm，DV＝4.5mm（250g体重）坐标注射药物，即可进入脑室。
在做实验前先预试验，用胎盘蓝代替药物，注射后半小时取脑观察胎盘蓝的分部。
大鼠脑脊液抽取的新方法
图 1 大鼠固定示意图
收稿日期： 2011 － 06 － 28 * 基金项目： 国家自然科学基金（ No． 30870854） ； 北京市教委科技 创 新 平 台 项 目 （ PXM2011 _014226 _07 _000070 ） ； 北 京 市 优 秀 人 才 基 金 D
类（ 2011D005018000007） 资助 作者简介： 任长虹 （ 1974 － ） ，女，博士。研究方向： 神经生物学。E-mail： ren97hong2001@ yahoo． com． cn 通信作者： 吉训明 （ 1970 － ） ，男，主任医师。研究方向： 神经外科脑血管病的机制及治疗研究。E-mail： jixm70@ hotmail． com
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第 29 卷 第 1 期 2012 年 2 月
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实验动物科学 LABORATORY ANIMAL SCIENCE
Vol． 29 No． 1 February 2012
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大鼠脑脊液抽取的新方法*
任长虹1 高明清1，2 曹金强1，3 李 宁1 Kevin K． W． Wang4 吉训明1
大鼠固定后通过触摸找到枕骨嵴occipitalcrest如果是初学者为了明确具体位置可以在此处用记号笔标识大鼠头部固定后如果角度适中隐约可见枕骨嵴后有一肌肉间隙以枕骨嵴下mm处的肌肉间隙处为进针点用手触摸有三角形凹陷进针角度与身体平行即针与头部的角度约为135图2针尖坡面向上缓慢向前进针到小脑延髓池cisternamagna深度约为cm
脑脊液（ Cerebro-Spinal Fluid，CSF） 为无色透明 的液体，充 满 在 各 脑 室、蛛 网 膜 下 腔 和 脊 髓 中 央 管 内，由脑室中的脉 络 丛 产 生［1］。 若 中 枢 神 经 系 统 发 生 病 变 ，神 经 细 胞 代 谢 紊 乱 ，将 使 脑 脊 液 的 性 状 和 成 分发生改变。因此，大 鼠 脑 脊 液 常 被 用 于 脑 损 伤 机 制 、生 物 标 记 物 、药 物 治 疗 等 研 究 领 域 中 ，但 是 ，由 于 脑脊液提取过程复 杂，且 容 易 刺 穿 延 髓 致 使 大 鼠 死 亡，脑脊液提取的成 功 率 低 也 是 许 多 实 验 室 面 临 的 问题。因此，本文将 介 绍 一 种 简 便 易 行 的 大 鼠 脑 脊 液 的 提 取 方 法 ，为 大 鼠 脑 脊 液 的 相 关 研 究 提 供 参 考 。
脑室穿刺术操作规程
脑室穿刺术操作规程
1适应症：
1)主要应用于作脑室造影。
2)测量脑室内压力和脑脊液成分的变化。
3)用于抢救由后颅凹或中线结构占位性病变引起的脑疝。
2方法
1)手术前剃头，当日晨禁食。
2)依照病人情况给予镇静剂。
3)一般应用于侧脑室前角穿刺，小儿可用前囟穿刺，紧急情况下可用经眶穿刺。
3侧脑室前角穿刺：
1)仰卧位，划线，一般取右侧。
位置在矢状缝外2-5cm与冠状缝(眉间上13cm)前2-5cm交点处，消毒、铺巾、局麻。
2)纵切口直达骨膜，牵开，钻孔，电凝硬脑膜并“十”字切口。
3)电凝蛛网膜后，脑针垂直刺向双外耳孔连线的方向，进针4—6cm，获清楚的突破感即为进入脑室，记录进针深度。
4)拔出脑针后，放入“8”号尿管或硅胶管(注意不要快速放出脑脊液)进入脑室部分不超过3—4cm，脑脊液引流通畅后，自切口旁另切一小口自皮肤引出、固定，缝合原切口。
5)也可用颅锥穿刺法。
6)导管连接脑室引流瓶，置于脑室上方10cm，严密观察病情变化。
大鼠脑脊液、骨髓的采集方法
宝枫林
大鼠脑脊液、骨髓的采集方法
一、大鼠脑脊液的采集方法可以用枕骨大孔直接穿刺法
在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。
头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。
为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。
由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。
抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。
刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。
采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。
二、骨髓的采集
1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。
如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。
2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。
先将动物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮肤，然后估计好皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好。
操作人员用左手把穿刺点周围的皮肤绷紧，右手将穿刺针在穿刺点垂直刺入，穿入固定后，轻轻左右旋转将穿刺针钻入，当穿刺针进入骨髓腔时常有落空感。
狗骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。
狗等大动物常用的骨髓穿刺点：胸骨：穿刺部位是胸骨体与胸骨柄连接处。
肋骨：穿刺部位是第5～7肋骨各点的中点。
胫骨：穿刺部位是股骨内侧、靠下端的凹面处。
如果穿刺采用的是肋骨，穿刺结束后要用胶布封贴穿刺孔，防止发生气胸。
侧脑室穿刺
各位老师，学长好我是麻醉学的学生，导师给我的课题是，侧脑室以预处理的方式，给吗啡，观察其对心肌缺血再灌注的影响现在我遇到的问题是：侧脑室置管模型和心肌缺血再灌注模型的联合建立，对大鼠的影响很大，动辄就死了，心肌Ｉ／Ｒ模型在我已经基本能掌握其精髓，但侧脑室置管模型，依然存在隐患，我给大家说下我的操作步骤，恳请各位老师，学长能我提出宝贵的意见，谢谢麻醉后的大鼠（Ｓ－Ｄ，２５０～３５０克）固定于立体定位仪（振华，蓝星Ｂ）上，暴露前囟，坐标是向后１.０毫米，旁开１.５毫米，自硬脑膜面向下３.５毫米．材料是我们麻醉科用于硬膜外麻醉置管的ＰＥ管，内芯插有细软铁丝，在定位仪的指导下穿刺，５０２胶和牙托粉固定，术后青霉素３０万单位抗感染．单笼饲养三天，再做心脏模型．还有想请教一下各位老师，关于侧脑室给吗啡（剂量？容积？）的问题及其阻断剂CTOP，NTD，nor-BNI,的剂量怎么给? 我查了文献大多数文献报道，脑室注射的剂量是有限的1-5ul药物或抑制剂只能是0.1--0.6ug，是腹腔注射或静脉注射的1/100--1/1000但是遗憾的是术后大鼠死亡率很高即模型的成功率很低要多练习，很浪费钱和动物的，初学这一定要用心掌握侧脑室注射的定位和模型的成功率！要熟悉术前术中常规及应对措施，由于术后创伤至脑室压力太高易出现脑疝，导致窒息死亡，再者术后一定要注射大剂量的抗生素防止大鼠感染脑膜炎致死，要求术后大鼠要温度保持在37°C左右这一点很重要，再者术后要注射一定剂量的胰岛素来抵抗术后血糖的升高【高糖导致大鼠昏迷】请在侧脑室注射方面有战绩的战友来支持一下！你的定位没有问题，关键的是导管太粗了，硬膜外导管直径过大，你可以使用4号或是6号头皮针作为外套管，用胰岛素针（29G）作为内针，这样损伤会小多了，成功率自然就提高了。
置管后让动物休息一周再做其他手术比较好，因为颅脑损伤恢复期也要一周的。
手术注意无菌，保温，术后注意营养就可以了。
神经外科脑室穿刺技术操作规范
神经外科脑室穿刺技术操作规范【适应证】1.诊断性穿刺(1)神经系统X线检查，向脑室内注入对比剂或气体做脑室造影。
⑵抽取脑脊液标本行生化和细胞学检查等。
(3)鉴别脑积水的类型，常须做脑室及腰椎的双重穿刺测试脑室与蛛网膜下隙是否通杨。
做脑室酚红(PSP)或∣⅛胭脂试验等。
2.治疗性穿刺(1)因脑积水引起严重颅内压增高的病人，特别是抢救急性枕骨大孔疝导致呼吸功能障碍者，行脑室引流暂时缓解颅内压是一种急救性措施，为进一步检查、治疗创造条件。
(2)脑室内出血的病人，穿刺引流血性脑脊液可减轻脑室反应及防止脑室系统阻塞。
(3)开颅术中为降低颅内压，以改善手术区的暴露，常穿刺侧脑室，引流脑脊液。
术后，尤其是在颅后窝术后，为解除反应性颅内高压，也常用侧脑室外引流。
(4)引流炎性脑脊液，或向脑室内注入药物以治疗颅内感染。
(5)做脑脊液分流手术时、将分流管脑室端置入侧脑室。
【禁忌证】1.穿刺部位有明显感染者。
如头皮感染、硬脑膜下积脓或脑脓肿病人，脑室穿刺可使感染向脑内扩散，且有脓肿破人脑室的危险。
2.有大脑半球血管畸形或血供丰富的肿瘤位于脑室附近时，做脑室穿刺可引起病变出血，必须十分慎重。
3.有明显出血倾向者，禁做脑室穿刺。
4.严重颅高压，视力低于0.1者，穿刺须谨慎，因突然减压有失明危险。
5.弥散性脑肿胀或脑水肿，脑室受压缩小者，穿刺困难，引流亦无价值。
【操作方法及程序】1.依据病情及影像学检查选择穿刺部位，并测量进针深度。
(1)额角穿刺(穿刺侧脑室前角)：常用于脑室造影及抢救性引流，亦可用于脑脊液分流术。
颅骨钻孔部位位于发际内或冠状缝前2~2.5cm,中线旁开2~3cm,穿刺方向与矢状面平行,对准两外耳道假想连线，深度依据影像学资料测量而定。
(2)枕角穿刺(穿刺侧脑室三角医)：常用于脑室造影、侧脑室■小脑延髓池分流术和颅后窝手术中及手术后的持续性脑脊液引流。
颅骨穿刺点位于枕外隆凸上方6-7cm,中线旁开3cm,穿刺方向与矢状面平行，对准同侧眉弓中点。
大鼠脑脊液骨髓的采集方法
大鼠脑脊液骨髓的采集方法步骤一：麻醉大鼠将大鼠置于麻醉箱中，使用一般常用的麻醉方法，如使用注射器将麻醉剂注射到大鼠体内，或将大鼠放入具有麻醉效果的气体环境中（如氧化乙烯、异氟醚等），使大鼠进入深度麻醉状态。
步骤二：准备工具和材料准备需要的实验器材和材料，包括注射器、微量注射器、针头、创口贴、消毒液、手套等。
步骤三：固定大鼠的头部将麻醉好的大鼠放到一块柔软的垫子上，然后将大鼠的头部固定在取样位置上，以保证操作时头部不会有移动。
步骤四：刮除毛发并消毒使用刀片或电动剃刀将取样部位的毛发刮除干净，并用消毒液进行彻底消毒，以避免感染。
步骤五：穿刺脊髓采用腰椎穿刺法，使用无菌注射器和针头将其插入到脊髓腔内。
刺穿脊髓后，抽取相应的脑脊液样品。
步骤六：收集脑脊液利用微量注射器收集抽取的脑脊液样品，注意避免气泡的产生。
收集足够的脑脊液样品用于后续实验。
步骤七：处理采集部位在完成采集后，将针头缓慢地拔出，然后用无菌纱布或创口贴轻轻按压采集部位，以止血，防止感染。
大鼠骨髓的采集方法：步骤一：麻醉大鼠将大鼠置于麻醉箱中，使用一般常用的麻醉方法，如使用注射器将麻醉剂注射到大鼠体内，或将大鼠放入具有麻醉效果的气体环境中（如氧化乙烯、异氟醚等），使大鼠进入深度麻醉状态。
步骤二：准备工具和材料准备需要的实验器材和材料，包括注射器、微量注射器、针头、创口贴、消毒液、手套等。
步骤三：固定大鼠的肢体将麻醉好的大鼠放到一块柔软的垫子上，然后将大鼠的肢体固定在取样位置上，以保证操作时肢体不会有移动。
步骤四：消毒使用适当的消毒液对骨髓采集部位进行消毒，以避免感染。
步骤五：穿刺骨髓用带有针头的注射器穿刺骨髓。
穿刺一般选择胫骨、肱骨或股骨中的一根较粗的部位，并确保穿刺角度和力度适合。
步骤六：采集骨髓通过注射器吸取骨髓样品，并将其收集在一支干燥、清洁的离心管中。
确保采集到足够的骨髓样本以供后续实验使用。
步骤七：处理采集部位在完成采集后，将针头缓慢地拔出，然后用无菌纱布或创口贴轻轻按压采集部位，以止血，防止感染。
描述大鼠剥取脑组织的步骤操作要点,注意事项
描述大鼠剥取脑组织的步骤操作要点,注意事项大鼠剥取脑组织是一项非常重要的实验操作，需要严格按照步骤进行，以保证实验结果的准确性。
下面是描述大鼠剥取脑组织的步骤操作要点和注意事项：
步骤操作要点：
1. 麻醉大鼠：使用适当的麻醉剂将大鼠麻醉，注意麻醉剂的剂量和作用时间，以免对实验结果产生影响。
2. 体表消毒：在开始操作之前，对大鼠的手术部位进行消毒，以避免感染。
3. 穿刺颅骨：使用适当的工具在大鼠头部穿刺颅骨，以便进行脑组织的剥离。
4. 剥离脑组织：使用适当的工具将脑组织分离出来，注意不要损伤脑组织，以保证实验结果的准确性。
5. 存储脑组织：在完成剥离后，将脑组织存储在适当的容器中，以便进行后续实验操作。
注意事项：
1. 需要遵守实验室安全规定，穿戴适当的个人防护用品，如手套、口罩等。
2. 在操作过程中，需要保持手术部位的清洁，并注意避免感染。
3. 在麻醉大鼠时，需要根据大鼠的体重和生理状态确定适当的麻醉剂剂量，并在麻醉过程中监测大鼠的生命体征，如呼吸、心率等。
4. 在剥离脑组织时，需要使用适当的工具，并注意不要损伤脑
组织。
5. 在存储脑组织时，需要选择适当的容器，并注意储存条件，如温度、湿度等。
大鼠灌注取脑
大鼠灌注取脑用途：1.用于常规HE染色，免疫组化分析。
2。
冰冻切片可以不做脑组织固定。
3.不可用于western blot和PCR.4。
如果观察脑组织的缺血、损伤或其它病变时,不作灌注固定，而是在取出脑组织后作固定，将大大影响效果.原理：心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定，避免了组织的自溶现象，是脑组织切片观察的常用方法.多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变，从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。
必要性:1.脑组织较软，且细胞成分不易保留，脑组织是较易软化的组织之一,血供也较为丰富，所以最好是在取脑组织前用4％多聚甲醛灌注固。
2.经前固定后，取脑操作时，可减少脑组织损伤.3.脑内血液都在，HE染色后，可去除红细胞背景影响.大鼠灌注取脑标准操作规程（SOP):流程：1)麻醉 2)开胸 3)心脏左心室穿针,剪开右心耳 4）生理盐水冲水 5)4％多基甲醛固定 6)取脑 7)保存或切片。
具体过程：大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上，置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏，经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳，先灌注冰冻无菌生理盐水（4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃）4％多聚甲醛XmL，断头取脑，多聚甲醛浸泡固定24小时。
Tips:1。
多聚甲醛的配置：一般方法为：4％多聚甲醛PBS缓冲液配法：称取40g PFA溶于装有500mlDEPC水的玻璃容器（烧杯或烧瓶)中，持续加热磁力搅拌至60～65℃,使成乳白色悬液。
用1。
0mol/L的NaOH 值至7.4，使呈清亮状（滴加），再加入约500ml PBS,充分混匀（在冰浴或冷水浴中），可再检测一下pH，过滤后定容至1000ml,室温或4℃保存备用。
简便方法：先配好PBS，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或温箱密封放置2天，就能全溶。
若是很急,55℃水浴一天,期间不时震荡。
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术操作步骤1.术前准备：-患者评估：包括详细询问病史、身体检查和必要的实验室检查。
-患者定位：以便确定最佳的穿刺点，通常选择在侧脑室角或额角区域。
-术前麻醉：给予患者全身麻醉或局麻（局部麻醉也可在一些特殊情况下使用）。
2.皮肤消毒和铺盖：在术前对患者的头部进行消毒，使用无菌铺盖覆盖患者的头部。
3.骨窗制备：-术前相的定位：使用透视设备或图像引导找到最佳穿刺点，并对相关解剖结构进行标记。
-皮肤切口：用手术刀在被标记的穿刺点处切开皮肤。
-穿刺针进入：使用专用的穿刺针（如穿刺针导航装置）在切口处穿透头骨。
-骨窗制备：使用骨窗刀和钝器，将骨窗扩大到足够的尺寸以供穿刺进入脑室。
4.穿刺进入脑室：-穿刺引导器插入：将穿刺引导器插入骨窗，以确保穿刺的准确度和稳定性。
-引导器定位：使用透视设备或图像引导确保引导器位于正确的位置。
- 转子刺入：将旋转式刺入器（如Rotex Stepper）插入引导器，以确保穿刺目标的精确性。
-穿刺进入：通过转子刺入器推动，将穿刺器引入脑室。
5.操作和处理：-定向检测：使用透视设备或图像引导确定穿刺器的位置和方向。
-脑脊液采集：一旦在脑室内确认了穿刺器的位置，可以通过穿刺器从脑室内采集脑脊液样本。
-减压：如果需要进行减压，可以使用针或导管将一部分脑脊液排出体外。
-检查和治疗：根据需要，进行进一步的检查（如脑室造影）或治疗（如给药或脑室引流）。
6.穿刺器的拔除：-拔除引导器：在完成操作后，小心地拔出穿刺引导器。
-验证止血：在引导器拔出后，使用药物或电凝止血以避免出血。
7.伤口处理：-伤口处理：根据需要进行伤口缝合或贴合处理。
-敷料：在伤口处覆盖干燥无菌敷料。
8.完善术后护理：-监护：将患者转入监护室，密切监测术后情况。
-术后护理：根据需要提供恰当的护理和照顾，包括药物治疗、饮食和活动限制等。
需要注意的是，脑室穿刺术是一项复杂的手术，需要由经验丰富的神经外科医生进行操作，并在术前进行了详细的评估和准备。
侧脑室穿刺术
侧脑室穿刺术
适应症
1．枕骨大孔疝抢救。
2．置颅内压监测器。
3．脑室内出血引流。
4．脑室置入Ommaya贮液器，注射化疗药治疗肿瘤性脑膜炎、淋巴瘤或白血病。
5．颅内压增高的颅后窝手术，枕角穿刺（参见脑室-腹腔分流术）引流可以降低颅内压。
禁忌症
小脑幕上占位病变造成大脑中线结构明显移位，侧脑室扩大不明显。
操作步骤演示
1．病人仰卧。
一般选用右侧（非优势侧），如果左、右脑室不通，穿刺压力高的一侧（或双侧）。
2．双侧额部备皮。
穿刺点避开运动区和矢状窦，冠状缝前1cm（定位冠状缝：沿外眦与外耳道连线的中点向上）；中线旁开2~3cm（近似于2横指）。
3．局部麻醉。
直切口长轴位于矢状面，分开骨膜；应用自动牵开器；钻孔，骨蜡止血；切开硬脑膜并用双极电灼。
4．穿刺脑室。
垂直脑表面插入导管（或颅内压监测管）达5~7cm深。
进针3~4cm 深一般可获得脑脊液（正常脑室为4~5cm）。
如无脑脊液流出，向深处送导管，直到脑脊液流出。
5．缝扎引流管，并且固定在骨膜上。
6．缝合头皮，包扎切口。
7．根据需要连接引流袋或颅内压监测器。
大鼠脑脊液抽取操作流程
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经外耳道针吸大鼠垂体
经外耳道针吸大鼠垂体
（1）抽吸器械的准备：
将12号注射针头的头端稍磨圆，并稍向开口面弯曲，外加套管（壁厚0.3mm），露出的针尖长短根据大鼠个体大小而定。
将注射针头接在玻璃接管上，用皮管连接玻璃接管与负压吸引器。
玻璃接管上开一小孔，用以调节负压的大小。
（2）手术方法：
大鼠麻醉后，头侧朝向术者。
术者左手拇指、示指、中指三指将大鼠头部固定，右手持抽吸器，示指按于玻璃接管的小孔上，针尖斜面严格指向大鼠颅底侧。
先将穿刺针头缩入套管内，沿外耳道插入，至套管抵达耳道有触骨感觉后，将套管固定，针芯用力插入，穿破颅骨，此时针尖从鼓泡内壁进入颅内达蝶枕缝附近，下丘脑下方，垂体腺上方。
血管、神经被针尖弯曲面推向上方，针尖斜面朝向下方的垂体。
开动负压吸引器，轻轻地小幅度转动穿刺针，示指按紧玻璃接管开孔，待玻璃接管内有灰白色垂体组织被吸出后，拔出穿刺针，手术结束。
（3）注意事项：
①穿刺针的针尖斜面严格朝向颅底，否则负压吸引时会吸及周围脑组织。
若方向相反，则吸及下丘脑组织。
②穿刺针刺入颅内后严禁大范围摆动，以免损伤颅内血管、丘脑下部。
③术后可连续3天腹腔
内注射5%葡萄糖和抗生素，以提高成活率。
最初两天还可肌内注射可的松，减轻炎症反应。
病毒脑区注射实验操作方法
病毒脑区注射实验操作方法对于动物体内实验，想要达到预期实验效果，所需病毒量一般都比较大。
不同的注射部位，不同的感染方式，所需要的病毒注射量和体积都不一样。
一般而言，用于动物在体注射的病毒，慢病毒小鼠一般需要5x108PFU的病毒，而大鼠一般要1x109PFU，腺病毒则需要达到1x1011PFU。
不同的种属，不同的注射部位，需要注射不同的病毒总量以达到效果，因此，根据病毒的大致使用量，除以滴度，可以得到需要注射的病毒体积。
然而，更多的时候，动物目的部位所能容纳的体积有较高的要求，而这也是注射的时候往往容易被忽略的问题。
不同的注射部位和方式，注射体积不一样。
比如脑区只能接收极小体积（1-5ul）的注射体积，尾静脉为100-500ul，而腹腔则可以接受ml级别的病毒注射量。
下面我们将大小鼠不同部位的病毒注射操作方法和所能注射的体积进行总结一下。
脑部注射注射体积：小鼠不超过2ul，大鼠不超过5ul[1,2,3]病毒脑区注射实验操作方法：1、脑室注射大鼠:经腹腔注射10%的水合氯醛（0.4g/kg体重）麻醉后，固定于脑立体定位仪上[4]，头顶部去毛，消毒皮肤，头顶部正中切口，暴露前囟，按大鼠脑立位图谱，向实验组大鼠第三脑室注射病毒，脑室立体定向坐标为：AP=-1mm,VD=4.5mm;微量注射器自脑表面垂直进针2.6mm。
小鼠: 用0.2ｍＬ0.4%戊巴比妥钠麻醉小鼠,将小鼠固定在定位仪上[5],剪开头顶部皮肤,酒精棉擦拭,暴露出前囟。
采用右侧脑室定位,自前囟向后2ｍｍ,矢状缝旁开1.5ｍｍ处,即为侧脑室的体表部位。
用微量注射器在此位置穿一小孔,深度为颅骨表面向下2.5ｍｍ处[1],快速恒速注射。
2、海马注射大鼠：1%戊巴比妥钠麻醉，固定于脑立体定位仪上，头顶部去毛，消毒皮肤，头顶部正中切口，暴露前囟，按大鼠脑立位图谱，于前囟后3.0mm，中线右侧2.0mm处，微量注射器自脑表面垂直进针2.8mm[1]，向双侧海马缓慢注入，-20度保存，，每侧注射时间5min, 留针2min，缓慢退针[6]。
大鼠灌注取脑
大鼠灌注取脑用途：1.用于常规HE染色，免疫组化分析。
2.冰冻切片可以不做脑组织固定。
3.不可用于western blot和PCR。
4.如果观察脑组织的缺血、损伤或其它病变时，不作灌注固定，而是在取出脑组织后作固定，将大大影响效果。
原理：心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定,避免了组织的自溶现象,是脑组织切片观察的常用方法。
多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变，从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。
必要性：1.脑组织较软，且细胞成分不易保留，脑组织是较易软化的组织之一，血供也较为丰富，所以最好是在取脑组织前用4％多聚甲醛灌注固。
2.经前固定后，取脑操作时，可减少脑组织损伤。
3.脑内血液都在，HE染色后，可去除红细胞背景影响。
大鼠灌注取脑标准操作规程(SOP)：流程：1)麻醉2)开胸3)心脏左心室穿针,剪开右心耳4)生理盐水冲水5)4%多基甲醛固定6)取脑7)保存或切片.具体过程：大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上,置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏,经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳,先灌注冰冻无菌生理盐水(4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃)4%多聚甲醛XmL,断头取脑,多聚甲醛浸泡固定24小时。
Tips：1.多聚甲醛的配置：一般方法为：4％多聚甲醛PBS缓冲液配法：称取40g PFA溶于装有500mlDEPC水的玻璃容器（烧杯或烧瓶）中，持续加热磁力搅拌至60～65℃，使成乳白色悬液。
用1.0mol/L的NaOH 值至7.4，使呈清亮状（滴加），再加入约500ml PBS，充分混匀（在冰浴或冷水浴中），可再检测一下pH，过滤后定容至1000ml，室温或4℃保存备用。
简便方法：先配好PBS，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或温箱密封放置2天，就能全溶。
若是很急，55℃水浴一天，期间不时震荡。
注意，4%的多聚甲醛需临用前配制,配制后需过滤去除小的杂质,避免心脏灌流时造成栓塞影响灌流效果。
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中枢神经系统是神经生物学研究中常用的实验手段，多用于观察目的核团或脑区对某些药物刺激的反应。
优点：将药物直接注入脑内可以直接作用于载体状态下感兴趣的神经元及胶质细胞，比其他途径更直接。
得出的结果较体外实验，如细胞培养等更接近生理状态下的反应。
目前国际上公认的脑内给药方法为：在立体定位仪的引导下，将一合适直径和长度的带内芯的管道埋置于需要的位置，用牙托粉将管道的外露部分固定于颅骨表面。
术后5到10天，手术应激已经基本消失，血脑屏障基本恢复。
此时，可以在动物清醒状态下把内芯抽出，将一内针插入管道达目的部位注射给药后将内针抽出，再插入内芯封闭管道以再次给药。
手术步骤
1用10%的水合氯醛麻醉大鼠（SD，250-350克）后，动物呈俯卧姿势，将大鼠头部固定于脑立体定位仪上，门齿杆-3.3mm，三个标准检测是否固定成功，鼻对正中，头部不动，提尾不掉。
2 头顶皮肤剃毛，消毒，在头部正中做一长约0.5-1cm切口，分开头骨上附着的骨膜及肌肉，撕开颅顶筋膜，以棉球蘸少量双氧水涂擦颅骨表面，清楚暴露前囟点，并用墨水标记。
3 以前囟点为0点寻找进针点，其坐标为：AP:1.0mm，L:1.5mm，H:4.5mm，墨水标记。
4 用牙科钻将标记点钻开至硬脑膜，用针尖刺破硬脑膜，用消毒棉签止血，干燥术野。
5 将穿刺导管垂直插入约4.5mm，用95%的酒精涂搽，使颅骨表面干燥。
6 将牙托粉粉剂和水剂按比例混合调匀后涂到导管周围，等待牙托粉完全凝固。
7 缝合大鼠头皮切口，保证头皮完整，同时更好地固定导管。
8 术毕，单笼饲养，青霉素8万单位肌肉注射连续3天。