动物实验

动物实验

●动物的选择

选择的原则：一切实验动物应具有个体间的均一性，遗传的稳定性和容易获得三个基本要求。

1.从研究目的和实验要求选择，尽量选择与研究对象的机能，代谢，结构，疾病性质

的动物。

2.是否易获得，是否经济，是否容易饲养。

●实验动物

本实验室常用的实验动物多为小鼠和家兔

1.小鼠(Mus musculus)

实验小鼠是目前教学，医学科学研究工作中经常应用的，使用量最大的一种动物。其性成熟早，产仔多，繁殖快，体型小，便于管理，价格低廉，应用极广，特别使用于需要大量动物进行的实验，如药物筛选，半数致死量，药物的效价比较等。用人工接种或化学致癌物方法可以导致生长各种响应肿瘤，因此也很适应抗癌药物的研究。

我国医学实验中常用的小鼠是野生鼷鼠的变种，属于哺乳纲，啮齿目，鼠科，鼠属。小鼠1.5-2 月龄体重达20g以上，可供实验使用。常用的实验小鼠，尤其是纯品系小鼠，经过人们长期的定向培育与纯化之后，一般具有与野生动物或家畜不同的独有特性（对实验的敏感性和实验结果的一致性，个体动物遗传的均一性），这些都是衡量实验小鼠质量好坏的重要标志。

我国常用的实验小鼠品种有：Balb/c鼠，昆明鼠等。

2．家兔(Oryctolagus cunieulus Rabbits)

兔形目，兔科。常用的家兔为真兔属，由欧洲野生穴兔驯化而成，目前已有五十多个品种。生物医学研究中常用的家兔均为欧洲兔的后代，使用最多的有新西兰兔，大耳白兔，青紫兰兔，荷兰兔，弗莱密西兔。

●抗原剂量的选择

不同抗原的免疫原性强弱不同，取决于其分子量，化学活性基团，立体结构，物理性状和弥散速度等。抗原的免疫剂量依照给予抗原的种类，免疫次数，注射途径以及受体动物的种类，免疫周期及所要求的抗体特性等而不同。剂量过低不能形成足够强的免疫刺激，剂量过高，又有可能造成免疫耐受。在一定范围内，抗体效价随注射抗原的剂量而增高。蛋白质抗原的免疫剂量比多糖类抗原宽。一般而言，小鼠首次抗原剂量为50-400μg/次，大鼠为100μg-1mg/次，加强免疫的剂量为首次剂量的1/5-2/5。如需制备高度特异性的抗血清，可选用低剂量抗原短程免疫法，反之，欲获得高效价的抗血清，宜采用大剂量抗原长程免疫法。

●佐剂的应用

对可溶性抗原常需加用佐剂，以增强抗原的免疫原性或改变免疫反应的类型，以刺激机体产生较强的免疫应答。如用可溶性蛋白质抗原内免疫家兔或山羊，在加用佐剂时一次注入量一般为0.5-1mg/kg.，不加佐剂，则抗原剂量应加大10-20倍。

佐剂有福氏（Freund’s）佐剂，脂质体佐剂及氢氧化铝佐剂等。其中最常用的福氏佐剂，根据其组成分为完全福氏佐剂(complete Freund’s adjuvant ,CFA)和不完全佐剂

（incomplete Freud’s adjuvant,IFA ）两种。IFA通常由羊毛脂1份，石蜡油5份组成，每毫升IFA 中加入1-20mg 卡介苗即为CFA.

●免疫方案

通常根据抗原性质，免疫原性及动物的免疫反应性决定注射途径，免疫次数，间隔时间等。

抗原注射途径可根据不同抗原及试验要求，选用皮内，皮下，肌肉，静脉或淋巴结内等不同途径注入抗原进行免疫。一般常采用背部，足掌，淋巴结周围，耳后等处皮内或皮下多点注射。初次免疫与第二次免疫的间隔时间多为2-4周。常规免疫方案为抗原加CFA皮下多点注射进行基础免疫，再以免疫源加 IFA做2-5次加强免疫，每次间隔2-3周，皮下或腹腔注射加强免疫。

●编号标记法

有耳号法和色素突变涂布法。

染色法。用化学试剂再动物身体明显部位如被毛，四肢等处进行染色，或用不同颜色等来区别各组动物

常用的标记液有：

3%-5%苦味酸溶液（黄色）

0．5%中性红或品红溶液（红色）

2%硝酸银溶液（咖啡色，涂后需光照10分钟）

煤焦油酒精溶液（黑色）

标记时蘸取溶液在动物体表不同部位涂上斑点，编号原则通常为：先左后右，从前到后。一般左前脚记为1号，左侧腹部为2号，左后腿为3号，头顶部为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰部为8号，右后腿为9号。若更大，可用不同颜色交互使用，可编到99号

该法多用语实验周期较短，动物数量不多的情况。

烙印法

挂牌法

耳孔法

一般，小型动物适宜用耳孔法和染色法，中型动物使用挂牌法和烙印法

●动物的抓取

抓取小鼠先用右手抓住鼠尾提起放在鼠笼盖或操作台上，用力拉尾，在其向前爬行时，再以左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部的皮肤，将小鼠置于左手中，将后肢拉直，以无名指及小指按住尾巴和后肢，以中指固定前肢。抓取小鼠的整个动作要求轻快，切不可粗暴，否则可能会把小鼠捏伤，甚至捏死。

●实验物品给予方法

选择依据：

1．根据药物的性质选择给药途径

2．根据实验要求选择给药途径：要求药物作用出现快时可采用注射途径，

消化道给予

多用灌胃法

注射给予

1)皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。注射应以左手将皮肤捏成皱襞，右手持

注射器使针头与皮肤呈30度刺入皮肤内，在注射部位呈现小丘疹状隆起为注射正确。

皮内注射若推入阻力小，表明注于皮下，应重新进针，注射后不要用力压迫，以免药液流出。当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上回鼓起橘皮样小跑，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。此小泡如不很快消失，则证明药液确实注射在皮内，如很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。

2)皮下注射：其部位多为大腿内侧，颈背部等破下脂肪少的地方。皮下注射是将投入液推

入皮下结缔组织内，经淋巴管，毛细血管吸收进入循环。局部消毒后，左手拇指，中指捏起皮肤，用食指压其顶点，使其成三角窝，右手呈持笔式持注射器垂直与皮下凹窝中，迅速刺入皮肤，刺入后放开左手，抽动活塞若无回血，即可注射。正确刺入皮下时，针头可自由摆动。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。此法可用于大批注射时，注射药量

3)肌肉注射：应选择肌肉内血管丰富的部位。其注射吸收快，比皮下疼痛轻。给动物注射

不溶于水而溶于油或其它溶剂中的药物时，常采用此法。操作时，针头刺入肌肉应迅速，回抽针栓若无回血，即可注射。小鼠肌注时每腿不超过100 ul.

4)腹腔注射：吸收能力强，注射剂量大。以左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于剂量

大。以左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于尾部，右手持注射器将针头刺入左（或右）下腹部皮下，使针头向前推。0。5-1cm，再以45度斜穿过腹肌，固定针头，缓慢注入药液。

5)静脉注射：大，小鼠多选用尾静脉。注射前先将鼠尾浸入50度温水中升温3分钟或用

酒精插拭使血管扩张，并软化表皮角质，用无名指和小指夹注尾巴末梢，右手持注射器平行与尾后右一定角度（30）进行注射。初血者可丛尾远端（距尾间1cm）开始注射，此处皮肤薄易于刺入。刺入后，先回栓少许，看有否回血。有回血，表明针头再静脉内，再缓缓推入少量药液。若针头不在血管内，推入投入液后局部皮肤变白色，应停止注射，重新向尾端换一位置注射。

兔多用于耳静脉注射，较常用外缘静脉。

实验动物的取血方法

常见动物的最大安全采血量与最小致死采血量如下：

动物种类最大安全采血量ml 最小致死采血量ml

小鼠 0。1 0。3

大鼠 1 2

一次采血过多或连续多次采血可影响动物健康，造成贫血或导致死亡。

小鼠采血

1．尾尖取血：

当所需血量很少时，采用本法。将尾尖剪去很小的一段（约1mm），用手轻轻从尾根部向尾尖部按摩，血自尾尖流出，用容器接取。

2.摘眼球取血：此法能采取较大的血液，可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的

现象。先握住小鼠使眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将小鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入容器，直至不流为止。一般可取4-5%鼠体重的血液量，是一种较好的取血法。