动物实验
动物实验 临床实验
动物实验临床实验动物实验和临床实验是科学研究领域中广泛应用的方法。
通过这两种实验，科学家们可以更好地了解人类健康问题以及寻找药物和治疗方法。
本文将探讨动物实验和临床实验的概念、意义以及存在的一些争议。
一、动物实验动物实验是指研究人类健康和疾病相关问题时，利用动物作为模型进行试验的方法。
动物实验可以通过许多不同的方式进行，包括使用小型动物（如小鼠和果蝇）以及大型动物（如猴子和狗）进行研究。
动物实验通常包括体内实验和体外实验两种类型。
动物实验的意义在于通过仿真人类疾病或使用动物模型来研究疾病的发生机制以及测试新药物的安全性和有效性。
许多研究表明，动物实验为科学家们提供了诸多重要的发现和突破。
例如，通过动物实验，科学家们发现了多种药物和治疗方法，成功治疗了许多严重的疾病，如癌症和心脏病等。
然而，动物实验也存在一些争议。
一方面，一些人认为动物实验的结果可能并不完全适用于人类，因为人类与动物在生理结构和生物过程上存在差异。
另一方面，一些人则认为进行动物实验是对动物权益的侵犯，因为这可能导致动物受到不必要的伤害。
因此，为了平衡科学研究和动物保护之间的冲突，科学家们正在致力于发展替代动物实验的方法，如体外细胞培养和计算机模拟等。
二、临床实验临床实验是指将新的治疗方法、药物或医疗器械应用于人类患者身上，并通过观察和评估来确定其安全性和有效性的试验方法。
临床实验主要分为四个阶段：I期试验、II期试验、III期试验和IV期试验。
1. I期试验：主要是测试新的药物或治疗方法对健康志愿者的安全性和耐受性。
这个阶段通常涉及小规模的试验人群，目的是确定药物在人体内的代谢和排泄情况，以及确定药物的最佳剂量。
2. II期试验：主要是在患者中测试新的治疗方法的有效性和安全性。
这个阶段通常涉及数百名患者，目的是评估药物在不同患者中的疗效，确定最佳用药方案。
3. III期试验：主要是通过大规模的随机对照试验来评估新的治疗方法的效果。
动物学实验
动物学实验目录
※<实验1—5>
实验1 草履虫的形态结构与原生动物观察
实验2 水螅的形态结构与腔肠动物观察
实验3 涡虫的形态结构与扁形动物观察
实验4 蛔虫和环毛蚓的比较
实验5 河蚌的形态结构与软体动物观察
5※<实验6—10>
实验6 螯虾（或日本沼虾）的形态结构与甲壳纲动物观察
实验7 蝗虫的形态结构和昆虫纲的分类
实验8 海盘车的形态结构与棘皮动物观察
实验9 鲫鱼的形态结构与鱼纲动物观察
实验10 蛙（或蟾蜍）的形态结构与两栖纲、爬行纲的分类
5※<实验11—15>
实验11 家鸽（或家鸡）的形态结构与鸟纲分类
实验12 家兔的形态结构与哺乳纲分类
实验13 孢子植物（1）藻类植物
实验14 孢子植物（2）真菌、地衣、苔藓植物、蕨类植物
实验15 种子植物(1)裸子植物
5※<实验16—20>
实验16 种子植物(2)被子植物各种类型花的解剖观察
实验17 公园或校园植物的调查研究
实验18 农田作物及其伴生植物种类调查
实验19 生物标本的采集与制作
实验20 检索表的使用和编制
5※<实验21—24>
实验21 种子植物的鉴定
实验22 园林植物种类的调查与分析
实验23 公园动植物综合实习
实验24 淡水藻类植物的采集和培养
5※<附录>
一、无脊椎动物的采集、培养与固定保存
二、脊椎动物标本的采集和制作。
临床实验前要动物实验
临床实验前要动物实验在进行临床实验之前，通常需要进行动物实验。
动物实验是医学研究的重要一环，通过在动物体内进行试验，可以评估新药物、治疗方法、手术技术的安全性和有效性，为临床实验提供重要的参考依据。
本文将从动物实验的意义、常见的动物模型以及动物实验的准备工作等方面进行详细论述。
一、动物实验的意义动物实验在临床研究中具有不可替代的作用。
首先，动物模型可以模拟人体器官结构和生理功能，为医学研究提供了实验条件，有助于研究者了解新药物对于不同组织和器官的作用机制。
其次，动物实验可以评估新药物的毒性和副作用，以确保新药物的安全性。
此外，动物实验还可以探究新的治疗方法和手术技术的疗效和可行性，为临床实验提供可靠的依据。
二、常见的动物模型动物实验使用的动物模型多种多样，选择适合的动物模型对于研究结果的准确性和可靠性至关重要。
常见的动物模型包括小鼠、大鼠、猪等。
小鼠和大鼠是最常用的动物模型之一，它们体型较小、生命周期短、繁殖能力强，并且基因组与人类相似度高，因此被广泛应用于各种实验研究中。
猪是另一个重要的动物模型，猪的器官结构和生理功能与人类相似度较高，研究结果更具可比性，因此在心脏病、胃肠疾病等领域得到广泛应用。
三、动物实验的准备工作在进行动物实验之前，需要做好充分的准备工作，以确保实验的顺利进行。
首先，需要制定实验方案和实验流程，明确所要达到的目的和预期结果。
其次，要选择合适的动物模型，并进行动物的饲养和疾病模型的建立。
同时，要进行动物的体检，确保动物的健康状况符合实验要求，以排除体内潜在的影响因素。
此外，实验过程中应严格遵守动物保护伦理要求，确保动物的权益和福利。
四、动物实验的技术要求在进行动物实验时，需要掌握一定的技术要求，以确保实验的可靠性和准确性。
首先，需要掌握动物实验的操作技巧，包括动物的给药方式、实验操作的正确性等。
其次，要进行实验数据的采集和处理，确保数据的准确性和可比性，并进行合理的统计分析。
观察动物行为实验报告
观察动物行为实验报告1. 实验目的本实验旨在观察不同动物在特定环境中的行为表现，探究动物行为及其背后的动机机制。
2. 实验方法2.1 实验材料- 实验动物：小白鼠、实验狗、家养猫- 实验室环境：标准动物实验室，包括固定大小的笼子、活动区域以及水和食物供应等2.2 实验步骤1. 将实验动物分别放置在其对应的笼子中。
2. 记录动物在不同时间段内的行为表现，包括活动频率、睡眠时间、饮食情况等。
3. 根据观察结果，总结和归类动物的行为特点。
3. 实验结果3.1 小白鼠行为观察小白鼠在实验环境中表现出了活跃的行为。
它们频繁地在笼子中走动，有时候还会弹跳。
睡眠时间较短，多数时间用于活动。
小白鼠在实验室环境里吃得很少，但饮水频率较高。
3.2 实验狗行为观察实验狗在笼子中表现出了较为冷静和温顺的行为。
它们大部分时间都在睡觉，只有在被喂食时才会醒来。
实验狗的睡眠时间相对较长，活动时间比较少。
饮食情况正常，进食量稳定。
3.3 家养猫行为观察家养猫在实验环境中表现出了极高的好奇心和活跃性。
它们会四处闻嗅、扑捉和追逐，常常显示出猎食行为。
与小白鼠和实验狗相比，家养猫的睡眠时间稍长。
饮食情况良好，但家养猫的进食量相对较小。
4. 实验分析通过对不同动物行为的观察，我们可以发现它们在实验环境中呈现出的行为特点和活动习性存在差异。
小白鼠作为实验宠物，其活跃和好奇心较高的特点，使其成为实验动物选择的重要对象。
小白鼠的少食多饮可能与其新鲜环境下的适应压力有关。
实验狗对于环境的适应性较强，常常表现出较弱的活动性和较长的睡眠时间。
这可能与狗类作为家养宠物已经习惯了相对稳定和安逸的生活方式有关。
家养猫的高度活跃性和好奇心使其常常成为宠物选择的首选。
其独立性和猎食行为的表现可能与其野生祖先的遗传特质有关。
5. 实验结论不同动物在特定环境中表现出不同的行为特点和活动习性。
小白鼠表现出较高的活跃性和好奇心；实验狗表现出较低的活动性和较长的睡眠时间；家养猫表现出高度活跃性和独立性。
动物实验的例子
动物实验的例子
1. 你知道吗，小白鼠可是动物实验里的“大明星”呢！在医学研究中，经常用它们来测试药物的效果和安全性。
就像我们生病了要吃药一样，得先看看小白鼠吃了会怎样。
哎呀，小白鼠为了人类的健康也是做出了大贡献呀！
2. 嘿，兔子也经常被用于眼科实验呢！想象一下，如果我们的眼睛出了问题，那得多麻烦呀。
所以用兔子来研究眼部疾病的治疗方法，这不是超级重要嘛！难道我们不应该感谢这些小兔子吗？
3. 哇哦，猴子有时候也逃不过实验呢！它们的身体结构和我们有点像哦，所以能帮我们了解很多复杂的生理现象呢。
看着它们，真觉得它们好勇敢呀，为了科学的进步付出了呢！
4. 狗狗也会成为实验对象呢！比如测试一些新的治疗手段，狗狗们就像勇敢的战士一样去尝试。
它们难道不值得我们的敬佩吗？
5. 猪猪也在动物实验里有一席之地呀！在研究某些医疗器械的时候，猪猪的作用可大着呢。
哎呀呀，猪猪也挺了不起的呢！
6. 青蛙也来啦！在生物学实验中，青蛙帮助我们了解肌肉和神经的运作呢。
就像一个小老师在给我们上课，是不是很有趣呀？
7. 猫咪也被卷入了动物实验呢！虽然有点心疼它们，但为了找到更好的办法来治疗疾病，它们也作出了牺牲呀。
猫咪们，你们真的辛苦了！
8. 还有鸽子呀，在研究某些神经系统问题时很有用呢！看着它们小小的身影，却背负着大大的使命，真的让人很感慨呀！
我觉得动物实验虽然有时候会让一些动物经历痛苦，但确实也帮助我们在医学等领域取得了很多进步，我们应该在尽可能减少动物痛苦的前提下，合理地利用动物实验来推动科学的发展。
用动物做实验的例子
用动物做实验的例子
1. 你知道吗，科学家会用小白鼠做各种药物实验。
就好像我们去尝试新的美食一样，他们给小白鼠用不同的药，看看会有什么反应，这有多神奇啊！
2. 猴子也常被用于复杂的行为实验呢！想象一下，让猴子去完成一些类似我们解谜题的任务，来研究它们的智力，这不是很有意思吗？
3. 兔子可惨啦，会被用来做化妆品的刺激性实验。
哎呀，我们涂在脸上的那些东西，却是它们遭罪换来的，真是让人心情复杂！
4. 果蝇也没能逃过被实验的命运啊！科研人员通过研究果蝇来了解基因的秘密，这简直就像是在探索一个微小而神奇的世界，难道不是吗？
5. 狗狗也会被用于一些医学研究中呢，看着它们乖巧地配合实验，真的让人又心疼又佩服呀！
6. 青蛙在生物学实验里可常见啦。
就像我们拆开一个玩具看里面的结构，对青蛙进行各种实验来了解生命的奥秘，真让人惊叹！
7. 豚鼠有时候也会成为实验对象呢。
哎呀，这些小可爱们要为了科学去经历那些未知，这是多大的牺牲呀！
总之，用动物做实验是科学研究中一个重要但又充满争议的部分，我们要谨慎对待，努力寻找更合适的方法来推动科学进步呀。
动物实验具体流程
动物实验具体流程1.【问题】动物实验具体流程【答案】动物实验具体流程整理如下，供大家学习参考。
动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以获得很多有价值的科学信息。
然而，动物实验涉及到伦理道德和动物福利的问题，因此在进行动物实验时需要遵循一定的流程和规范，以确保实验的科学性和伦理性。
一、确定实验目的和设计实验方案在进行动物实验之前，首先需要明确实验的目的和研究问题。
然后，根据实验目的和问题，设计合理的实验方案，包括实验组和对照组的设定、样本大小的确定、实验的时间安排等。
二、申请和获取伦理道德审批动物实验涉及到动物福利和伦理道德的问题，因此在进行实验之前，研究人员需要向相关机构或委员会提交伦理道德审批申请。
该申请需要包括实验目的、实验方案、动物使用的合理性等内容，并经过审批机构的评估和决策。
三、动物选取和预实验准备根据实验方案的要求，选择适合的动物种类和数量，并根据实验要求对动物进行预实验准备工作。
这包括动物饲养环境的搭建、动物的适应训练、动物身体状况的检查等。
四、实施实验进行实验前，需要确保实验环境的卫生和安全。
实验过程中，严格按照实验方案进行操作，记录实验数据。
同时，注意动物的健康和福利，避免对动物造成不必要的伤害和痛苦。
五、实验数据的收集和分析在实验过程中，及时收集实验数据，并进行统计和分析。
根据实验结果，对实验方案进行评估和修正。
六、实验结果的解读和讨论根据实验数据的分析结果，进行实验结果的解读和讨论。
分析实验结果的优点和不足，探讨可能存在的误差和偏差，并提出进一步的研究方向和改进措施。
七、实验报告和学术交流根据实验结果，撰写实验报告，并提交给相关科研机构或期刊进行评审和发表。
同时，还可以通过学术会议、学术讲座等形式，与同行学者进行学术交流和分享实验经验。
八、动物实验的伦理道德和动物福利评估动物实验结束后，需要对实验过程和结果进行伦理道德和动物福利的评估。
评估结果可以用来改进实验方案和操作规范，以提高动物实验的科学性和伦理性。
动物实验造福人类的例子
动物实验造福人类的例子
1. 疫苗研制：动物实验对于疫苗研制是非常重要的一环，例如狂犬病疫苗、麻疹疫苗、流感疫苗等，都是在动物身上进行了实验验证其有效性和安全性之后，才投入使用。
2. 药物研究：动物实验对于药物研究也是非常重要的一环，例如抗生素、抗癌药、心血管药等都是在动物身上进行了实验验证其疗效和安全性之后，才投入使用。
3. 外科手术：动物实验对于外科手术研究也非常重要，例如心脏病手术、器官移植手术等都是在动物身上进行了实验验证其疗效和安全性之后，才可以在人类身上进行。
4. 基础科学研究：动物实验还对于基础科学研究有很大的帮助，例如基因研究、神经科学研究、生理学研究等都需要动物实验来验证相关的假设和理论。
总之，动物实验虽然存在争议，但是在现代医学研究中扮演着非常重要的角色，促进了医学的进步和人类健康的提升。
动物实验操作规程
动物实验操作规程1.实验目的和背景动物实验是科学研究的重要手段之一，为了确保实验的准确性和可靠性，制定一套严格的操作规程至关重要。
本文将详细介绍动物实验操作规程，确保实验过程的规范性和实验结果的可信度。
2.实验材料和设备在进行动物实验之前，需要准备以下材料和设备：2.1. 动物实验对象：根据实验目的选择适当的动物，如小鼠、大鼠、兔子等。
2.2. 动物饲料和水：确保给动物提供合适的饲料和饮水，以满足它们的基本需求。
2.3. 实验器械：根据实验需要准备各种实验器械，如手术器械、注射器、天平等。
2.4. 试剂和药物：根据实验设计准备所需的试剂和药物，确保其纯度和质量。
3.实验前准备在进行动物实验之前，需要做好以下准备工作：3.1. 实验环境准备：确保实验室环境的整洁和安静，维持适宜的温度、湿度和光照条件。
3.2. 动物饲养和适应：提前将实验动物饲养在实验室环境中，让它们适应新的环境，保证实验结果的可靠性。
3.3. 实验材料和设备核对：核对所需材料和设备，确保其完整和准备充分。
3.4. 实验方案制定：针对具体实验目的，制定详细的实验方案，包括实验步骤、操作要点等。
4.实验操作步骤根据实验方案和操作规程，按照以下步骤进行实验操作：4.1. 实验前记录：记录实验前动物的基本信息，包括动物种类、数量、性别、体重等。
4.2. 动物准备：根据实验需求，对动物进行体表消毒、麻醉或固定等操作。
4.3. 实验操作：按照实验方案进行具体的实验操作，如注射、取样、观察等。
4.4. 数据记录：在实验过程中，及时记录相关数据和观察结果，确保实验数据的准确性和完整性。
4.5. 实验结束：完成实验后，做好对实验动物的后续处理，如恢复麻醉、放回饲养箱等。
5.实验安全和伦理在进行动物实验过程中，应确保实验操作的安全和伦理合规性：5.1. 安全措施：在实验操作中，严格遵守安全操作规程，做好个人防护，如佩戴手套、口罩等。
5.2. 实验伦理：遵循相关法律法规和伦理原则，确保对动物实验的合理性和必要性评估，并尽量减少对动物的痛苦和伤害。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验科目
动物实验科目
动物实验科目包括但不限于以下几个方面：
1. 药物测试：使用动物模型来测试新药物的疗效、毒性和安全性。
这可以包括口服、注射或其他途径给动物灌输药物，并通过观察动物的生理反应和病理变化来评估药物的效果。
2. 疾病研究：使用动物模型来研究人类疾病的发病机制、病理变化和治疗方法。
例如，使用小鼠模型研究癌症、心血管疾病、神经系统疾病等。
3. 基础生理学研究：使用动物模型来研究生物体的生理功能，包括呼吸、循环、消化、代谢等。
这可以帮助科学家更好地理解生命的基本运作原理。
4. 行为研究：使用动物模型来研究动物的行为特征、学习能力、记忆力等。
这有助于了解动物行为背后的机制，以及与人类行为相关的基因和神经途径。
5. 遗传学研究：使用动物模型来研究基因的功能和遗传变异对生物体的影响。
这可以通过基因敲除、基因突变、基因转导等技术来实现。
6. 毒性测试：使用动物模型来评估化学品、环境污染物等对生物体的毒性和安全性。
这可以通过观察动物的生理反应、组织病理学变
化等来评估。
需要注意的是，动物实验在伦理和道德上存在争议，并且一些科学家和动物权益组织认为应该尽量减少或替代动物实验。
因此，在进行动物实验时应该遵守相关的伦理和法律规定，并尽量采用替代方法来减少动物使用。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
动物科学小实验幼儿园
动物科学小实验幼儿园幼儿园是孩子们成长的重要阶段，其中一个重要的学习领域是科学。
在动物科学方面，小实验的引入可以帮助幼儿们更好地了解动物的特征和行为。
本文将介绍一些适合幼儿园的动物科学小实验，旨在激发幼儿的学习兴趣，并促进他们对动物世界的探索。
一、蚂蚁的食物偏好实验蚂蚁是生活在我们周围的小动物，但你知道它们喜欢吃什么吗？通过一个简单的实验可以帮助幼儿们了解蚂蚁的食物偏好。
实验材料：- 两个透明的容器- 砂土- 纸巾或棉花球- 不同的食物，如糖、面包屑、水果等实验步骤：1. 将砂土倒入两个容器中，使其表面平坦。
2. 在一个容器的一侧放置糖，另一个容器的一侧放置面包屑，最后一个容器的一侧放置水果。
3. 在每个容器的中间放置一片纸巾或棉花球，使其稍微潮湿。
4. 将蚂蚁放入容器中，并观察它们的行为。
实验结果：观察蚂蚁会选择去哪个容器的食物。
是否有一些特定的食物它们更喜欢呢？通过这个实验，幼儿们可以了解到蚂蚁的食物偏好，并从中学习到一些关于蚂蚁的基本知识。
二、观察不同动物的移动方式不同的动物有不同的方式来移动，幼儿们可以通过观察和比较来学习这些动物的特点。
实验材料：- 图片或模型，包括鸟、鱼、猫、狗、蛇等不同动物。
实验步骤：1. 拿出一张动物图片或者模型展示给孩子们，询问幼儿们可能通过什么方法来移动。
2. 让孩子们观察动物的特征，比如他们是怎么样行走、游泳、爬行等的。
3. 引导孩子们选择其他不同的动物图片或模型，并重复步骤2。
实验结果：通过这个实验，幼儿们可以观察不同动物的移动方式，从而认识到每种动物都有其独特的特征。
他们可以发现鸟会飞，鱼会游泳等等。
三、动物发声实验动物通过发出声音来与其他动物沟通，这个实验可以帮助孩子们了解一些动物的发声方式以及这些声音的作用。
实验材料：- 图片或模型，包括鸟、猫、狗、青蛙等各种动物。
实验步骤：1. 展示一种动物的图片或模型给孩子们，询问他们可能发出什么样的声音。
2. 让孩子们试着模仿这些动物的声音，以及想象这些声音的作用是什么。
动物实验基本操作 图文
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
01.02.2020
实验动物中心 23
2．固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗棉绳活结绑住， 拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹 固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
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二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观 察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固 定动物的方法依实验内容和动物种类而定。抓取固定动物 前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既 要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓 取固定动物的目的。
编号的原则是：先左后右， 从上到下。一般把涂在左前 腿上的计为1号，左侧腹部计 为2号，左后腿为3号，头顶 部计为4号，腰背部为5号， 尾基部为6号，右前腿为7号， 右侧腰部为8号，右后腿计 为9号。
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若动物编号超过10或更大数字时， 可使用上述两种不同颜色的溶液， 即把一种颜色作为个倍数，另一 种颜色作为十位数，这种交互使 用可编到99号，假使把红的记为 十位数，黄色记为个位数，那么 右后腿黄斑，头顶红斑，则表示 是49号鼠，其余类推。
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动物实验的方法很多，如有生理学的动物实验方法；病 理生理学的动物实验方法；药理学的动物实验方法；病 理解剖学、组织学的动物实验方法；微生物学和免疫学 的动物实验方法等等。下面举一些动物实验的常用方法：
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动物实验基本技术
（4）左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号， 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号， 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。
（二）穿耳孔法
用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔或 缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表十位， 右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪
盐酸氯胺酮
水合氯醛
乌拉坦
mg/kg 35 50 25 50 30 40 30 40 30
途径 IV IP IV IP IV IP IV IP IV
mg/kg 25 50 20 40 20 55 20
途径 I.V. IP IV IP IV IP IV
mg/kg 22-44 22-44
途径 IM IM
mg/kg 400 300
方法步骤：
(1) 将兔放在保定架内保定。 (2) 酒精消毒并揉搓血管， 使兔的耳缘静脉充盈。
(3) 用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉 的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和 小指放在耳郭下作垫。 (4) 右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将 针头从远心端插入血管，放松对静脉近心 端的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用 棉球止血。
三、豚鼠的抓取保定
器材：大鼠饲养盒+带面罩 l套。
方法步骤：
1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。 2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。 3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 否则易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔的抓取保定：
(一) 方法1： 步骤： 1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻 轻把兔提起。 2、用左手托住兔的臀部。
2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下 适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂： (1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。 ——作为“个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。——作为“十”位数。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
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动物实验●动物的选择选择的原则：一切实验动物应具有个体间的均一性，遗传的稳定性和容易获得三个基本要求。
1.从研究目的和实验要求选择，尽量选择与研究对象的机能，代谢，结构，疾病性质的动物。
2.是否易获得，是否经济，是否容易饲养。
●实验动物本实验室常用的实验动物多为小鼠和家兔1.小鼠(Mus musculus)实验小鼠是目前教学，医学科学研究工作中经常应用的，使用量最大的一种动物。
其性成熟早，产仔多，繁殖快，体型小，便于管理，价格低廉，应用极广，特别使用于需要大量动物进行的实验，如药物筛选，半数致死量，药物的效价比较等。
用人工接种或化学致癌物方法可以导致生长各种响应肿瘤，因此也很适应抗癌药物的研究。
我国医学实验中常用的小鼠是野生鼷鼠的变种，属于哺乳纲，啮齿目，鼠科，鼠属。
小鼠1.5-2 月龄体重达20g以上，可供实验使用。
常用的实验小鼠，尤其是纯品系小鼠，经过人们长期的定向培育与纯化之后，一般具有与野生动物或家畜不同的独有特性（对实验的敏感性和实验结果的一致性，个体动物遗传的均一性），这些都是衡量实验小鼠质量好坏的重要标志。
我国常用的实验小鼠品种有：Balb/c鼠，昆明鼠等。
2．家兔(Oryctolagus cunieulus Rabbits)兔形目，兔科。
常用的家兔为真兔属，由欧洲野生穴兔驯化而成，目前已有五十多个品种。
生物医学研究中常用的家兔均为欧洲兔的后代，使用最多的有新西兰兔，大耳白兔，青紫兰兔，荷兰兔，弗莱密西兔。
●抗原剂量的选择不同抗原的免疫原性强弱不同，取决于其分子量，化学活性基团，立体结构，物理性状和弥散速度等。
抗原的免疫剂量依照给予抗原的种类，免疫次数，注射途径以及受体动物的种类，免疫周期及所要求的抗体特性等而不同。
剂量过低不能形成足够强的免疫刺激，剂量过高，又有可能造成免疫耐受。
在一定范围内，抗体效价随注射抗原的剂量而增高。
蛋白质抗原的免疫剂量比多糖类抗原宽。
一般而言，小鼠首次抗原剂量为50-400μg/次，大鼠为100μg-1mg/次，加强免疫的剂量为首次剂量的1/5-2/5。
如需制备高度特异性的抗血清，可选用低剂量抗原短程免疫法，反之，欲获得高效价的抗血清，宜采用大剂量抗原长程免疫法。
●佐剂的应用对可溶性抗原常需加用佐剂，以增强抗原的免疫原性或改变免疫反应的类型，以刺激机体产生较强的免疫应答。
如用可溶性蛋白质抗原内免疫家兔或山羊，在加用佐剂时一次注入量一般为0.5-1mg/kg.，不加佐剂，则抗原剂量应加大10-20倍。
佐剂有福氏（Freund’s）佐剂，脂质体佐剂及氢氧化铝佐剂等。
其中最常用的福氏佐剂，根据其组成分为完全福氏佐剂(complete Freund’s adjuvant ,CFA)和不完全佐剂（incomplete Freud’s adjuvant,IFA ）两种。
IFA通常由羊毛脂1份，石蜡油5份组成，每毫升IFA 中加入1-20mg 卡介苗即为CFA.●免疫方案通常根据抗原性质，免疫原性及动物的免疫反应性决定注射途径，免疫次数，间隔时间等。
抗原注射途径可根据不同抗原及试验要求，选用皮内，皮下，肌肉，静脉或淋巴结内等不同途径注入抗原进行免疫。
一般常采用背部，足掌，淋巴结周围，耳后等处皮内或皮下多点注射。
初次免疫与第二次免疫的间隔时间多为2-4周。
常规免疫方案为抗原加CFA皮下多点注射进行基础免疫，再以免疫源加 IFA做2-5次加强免疫，每次间隔2-3周，皮下或腹腔注射加强免疫。
●编号标记法有耳号法和色素突变涂布法。
染色法。
用化学试剂再动物身体明显部位如被毛，四肢等处进行染色，或用不同颜色等来区别各组动物常用的标记液有：3%-5%苦味酸溶液（黄色）0．5%中性红或品红溶液（红色）2%硝酸银溶液（咖啡色，涂后需光照10分钟）煤焦油酒精溶液（黑色）标记时蘸取溶液在动物体表不同部位涂上斑点，编号原则通常为：先左后右，从前到后。
一般左前脚记为1号，左侧腹部为2号，左后腿为3号，头顶部为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰部为8号，右后腿为9号。
若更大，可用不同颜色交互使用，可编到99号该法多用语实验周期较短，动物数量不多的情况。
烙印法挂牌法耳孔法一般，小型动物适宜用耳孔法和染色法，中型动物使用挂牌法和烙印法●动物的抓取抓取小鼠先用右手抓住鼠尾提起放在鼠笼盖或操作台上，用力拉尾，在其向前爬行时，再以左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部的皮肤，将小鼠置于左手中，将后肢拉直，以无名指及小指按住尾巴和后肢，以中指固定前肢。
抓取小鼠的整个动作要求轻快，切不可粗暴，否则可能会把小鼠捏伤，甚至捏死。
●实验物品给予方法选择依据：1．根据药物的性质选择给药途径2．根据实验要求选择给药途径：要求药物作用出现快时可采用注射途径，消化道给予多用灌胃法注射给予1)皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。
注射应以左手将皮肤捏成皱襞，右手持注射器使针头与皮肤呈30度刺入皮肤内，在注射部位呈现小丘疹状隆起为注射正确。
皮内注射若推入阻力小，表明注于皮下，应重新进针，注射后不要用力压迫，以免药液流出。
当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上回鼓起橘皮样小跑，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。
此小泡如不很快消失，则证明药液确实注射在皮内，如很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。
2)皮下注射：其部位多为大腿内侧，颈背部等破下脂肪少的地方。
皮下注射是将投入液推入皮下结缔组织内，经淋巴管，毛细血管吸收进入循环。
局部消毒后，左手拇指，中指捏起皮肤，用食指压其顶点，使其成三角窝，右手呈持笔式持注射器垂直与皮下凹窝中，迅速刺入皮肤，刺入后放开左手，抽动活塞若无回血，即可注射。
正确刺入皮下时，针头可自由摆动。
拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。
此法可用于大批注射时，注射药量3)肌肉注射：应选择肌肉内血管丰富的部位。
其注射吸收快，比皮下疼痛轻。
给动物注射不溶于水而溶于油或其它溶剂中的药物时，常采用此法。
操作时，针头刺入肌肉应迅速，回抽针栓若无回血，即可注射。
小鼠肌注时每腿不超过100 ul.4)腹腔注射：吸收能力强，注射剂量大。
以左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于剂量大。
以左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于尾部，右手持注射器将针头刺入左（或右）下腹部皮下，使针头向前推。
0。
5-1cm，再以45度斜穿过腹肌，固定针头，缓慢注入药液。
5)静脉注射：大，小鼠多选用尾静脉。
注射前先将鼠尾浸入50度温水中升温3分钟或用酒精插拭使血管扩张，并软化表皮角质，用无名指和小指夹注尾巴末梢，右手持注射器平行与尾后右一定角度（30）进行注射。
初血者可丛尾远端（距尾间1cm）开始注射，此处皮肤薄易于刺入。
刺入后，先回栓少许，看有否回血。
有回血，表明针头再静脉内，再缓缓推入少量药液。
若针头不在血管内，推入投入液后局部皮肤变白色，应停止注射，重新向尾端换一位置注射。
兔多用于耳静脉注射，较常用外缘静脉。
实验动物的取血方法常见动物的最大安全采血量与最小致死采血量如下：动物种类最大安全采血量ml 最小致死采血量ml小鼠 0。
1 0。
3大鼠 1 2一次采血过多或连续多次采血可影响动物健康，造成贫血或导致死亡。
小鼠采血1．尾尖取血：当所需血量很少时，采用本法。
将尾尖剪去很小的一段（约1mm），用手轻轻从尾根部向尾尖部按摩，血自尾尖流出，用容器接取。
2.摘眼球取血：此法能采取较大的血液，可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象。
先握住小鼠使眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将小鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入容器，直至不流为止。
一般可取4-5%鼠体重的血液量，是一种较好的取血法。
本实验室动物实验相关工作：◆根据注射量决定注射样品体积：现行实验小鼠初次注射量为30 ug /鼠，加强剂量亦为30 ug /鼠，多数蛋白采用注射方式为肌肉注射，考虑到小鼠的体积，每次注射剂量尽量控制在100ul内（包括免疫佐剂，即蛋白体积应控制在50ul内）。
据此，蛋白洗脱后，应进行浓缩。
粗估样品浓度后，计算所需体积。
◆注射前样品的准备：在注射前，应使蛋白样与免疫佐剂以1：1的比例混合均匀。
具体操作：1．超净台取两倍体积所需样品（若所需样品体积小于20 ul，应取5倍体积，在考虑操作各步骤的损失和残余后，才有足够量用于注射）的免疫佐剂置于4 ml eppendoff 管中。
* 不完全免疫佐剂保存在4度冰箱内，黄色粘稠状物。
为防止污染，应在超净台吸取。
不完全佐剂可灭菌。
若是初次免疫，需使用完全佐剂。
完全佐剂是在不完全佐剂中添加一定量的卡介苗。
本实验室使用的卡介苗为冻干粉末状物，保存在4度冰箱内。
使用前，取所需一管或数管卡介苗，用相配的无菌水配制。
现行使用标准为10mg/ml。
取所需量加入不完全佐剂中，混合均匀。
*卡介苗配制后应在30分钟内使用完，未用尽的丢弃。
2．如相同体积的蛋白样品，取一支1ml注射器，反复吹吸样品混合液，直至混合液呈白色乳状物，一般需30 分钟。
反复吹吸后，静置约10分钟，若混合物不分层，即可。
* 混匀后，将注射器注明记号，保存，在注射时使用，以减少样品损失量。
◆需携带物品75%酒精棉球，手术剪，镊子，止血钳，棉球，记号笔，卷纸，报纸（用于铺实验台）◆注射通常两人一组，一人抓取小鼠，用右手抓住鼠尾提起放在鼠笼盖或操作台上，用力拉尾，在其向前爬行时，再以左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部的皮肤，将小鼠置于左手中，将后肢拉直，小鼠腹部向上，便于操作。
一人注射小鼠，应尽量多点注射，以得到最好的免疫效果。
肌肉注射选择四肢，可4-6点注射。
先用酒精棉球擦拭要注射的部位，针尖斜面向上，按前述要求刺入注射器，推进，确认已到达指定部位，开始注射样品。
注射完毕，缓慢拔出注射器，* 注射前注意样品是否分层，若分层，应再吹吸混匀。
* 用注射器吸取样品后，将注射器下拉，用手轻弹，使气泡上浮，轻轻上推注射器，直至针尖出现样品滴。
* 注射时注意不要损伤血管。
* 若注射时样品从注射部位外漏，应补打样品。
* 现行加强时间为2-4周。
* 实验结束后，应将操作台收拾干净，将垃圾放入垃圾筒内。
◆采血采血前用1.5ml eppendoff管装取适量的生理盐水，现行标准是200ul,目的是防止凝血。
采血时，通常两人操作，一人用手轻抓颈部皮肤，不要让小鼠蹿动。
注意不要用力往下压，防止小鼠死亡。
另一人首先用酒精棉球擦拭手术剪，将尾尖剪去很小的一段（约1mm），用手轻轻从尾根部向尾尖部按摩，血自尾尖流出，用eppendoff管接取。
立刻轻轻颠倒管子，使血滴与生理盐水混和均匀，小心不使之溶血。
不要让血滴变干贴附在管壁上。
* 实验结束后，应将操作台收拾干净，将垃圾放入垃圾筒内。
本实验室10天采血一次。