大鼠颅骨缺损模型的建立

大鼠弥漫性脑损伤模型的具体方法及步骤

大鼠弥漫性脑损伤模型的具体方法及步骤(1)复制方法健康大鼠，雌雄不限，体重为300～350g。

1)落体撞击装置①有机玻璃管：长为2m、内径为19mm、外径为26mm的有机玻璃管，3点固定于墙上，其下端距地面15cm，以放海绵床和大鼠。

并在管壁上每10cm 钻一直径为5mm的小孔，对应两排，以减少空气阻力。

②打击垫片：直径为10mm、厚为3mm的圆形不锈钢片，用以制作弥漫性轴突损伤模型，另一种在其不锈钢垫片距中心2.5mm处钻一直径1.5mm的小孔，置入一不锈钢圆柱，使之高出垫片平面3mm以制作弥漫性脑损伤同时合并局灶性脑损伤动物模型。

2)脑损伤的方法大鼠经腹腔注射水合氯醛(按350～400mg/kg体重的剂量)或戊丨巴丨比丨妥丨钠(按50～60mg/kg体重的剂量)麻醉。

手术区域皮肤消毒，行气管插管，呼吸机辅助呼吸。

股动脉插管以记录动脉压，并监护心电、血压、脉搏、呼吸等变化。

将大鼠俯卧固定于一已知弹性系数的海绵床上，移至有机玻璃管下端，垫片正对有机玻璃管中央，有机玻璃管上方置一滑轮，在铜柱上端系一小绳，将滑轮调整至绳索跨过滑轮后铜柱处于有机玻璃管中央为止。

待动物开始苏醒，有肢体活动时，将400g重铜柱由1m 高处自由坠落于不锈钢垫片上，立即移开海绵床以免再次损伤，将大鼠移至手术台上接呼吸机给以呼吸支持。

观察打击中及打击前后动物的呼吸、心率及血压。

记录肢体活动、尿失禁、瞳孔改变及神经系统体征。

敲击后可选取3～24h间的时间段，快速断头取脑，记录蛛网膜下腔出血及肉眼所见的脑挫伤情况。

并将全脑浸泡于甲醛液中24h，固定好的脑作冠状切片，层厚2mm HE染色。

也可作心脑灌注，分别取左右顶叶皮层、海马、胼胝体、脑干等组织，处理后超薄切片，进行电镜观察。

(2)模型特点敲击后动物的死亡率在25％左右。

1)一般症状伤后动物表现为竖毛、尿失禁、四肢抽搐、单侧或双侧瞳孔散大、呼吸抑制等症状。

血压立即出现平均动脉压上升，然后是一段时间的低血压，并在30～60min内恢复到伤前水平。

我实验大鼠分级脑损伤模型的建立

关键词：脑：．１５
文献标识码：Ａ
文章编号：１６７１．５８３７（２０１５）１２ — ０２５６．０１
Ａｂｓｔｒａｃｔ：０ｂｊｅｃｔｉｖｅ：ｔｏｍａｋｅａｄｉｆｅｒｅｎｔｄｅｇｒｅｅｏｆｂｒａｉｎｉｎｊｕｒｙｍｏｄｅ１．Ｍｅｔｈｏｄｓ：ｓｅｌｅｃｔｅｄ１００ｈｅａｌｔｈｙｍａｌｅＳＤｒａｔｓ，ｗｅｒｅｄｉｖｉｄｅｄ
处切开头皮，分离骨膜，用牙科钻于中线旁２．５ｍｍ开出一直经５ｍｍ的圆形窗口，保持硬脑膜完整。假手术组开口后缝合头皮，不撞击，手术组首先用２０ｇ砝码从１０ｃｍ、２５ｃｍ处撞击，再用３０ｇ砝码从２５ｃｍ处撞击，分别致轻、中、重
ｉｎｔｏｎｏｒｍａｌｇｒｏｕｐ，ｃｏｎｔｒｏｌｇｒｏｕｐ，ｏｐｅｒａｔｅｄｇｒｏｕｐ，ｂｒａｉｎｔｉｓｓｕｅｉｎｅａｃｈｇｒｏｕｐｗｅｒｅｏｂｓｅｒｖｅｄｂｏｔｈｖｉｓｕａｌｌｙａｎｄｕｎｄｅｒ
的现实意义。本实验脑损伤模型的制作，方法简单，条件可
控，具有可重复性。３．２既往的自由落体硬膜外撞击法存在两大弊端，一是手动控制砝码撞击大脑，二是简单以砝码重乘以落高进行脑损伤程度的分组，但这不能反应脑部所受到的外力量，很难制作出理想的不同程度脑损伤模型，本实验则首先根据材料应力学公式计算出冲击应力，再采用电磁感应模式控制开关，解决了既往实验弊端，制作出可重复性的脑损伤模型，为法医学进一步研究脑损伤提供可靠模型。参考文献［１］ＬｉｇｈｈａｔｌｌＪＷ．Ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄｃｏｒｔｉｃａｌｉｍｐａｃｔ：ａｎｅｗｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌｂｒａｉｎｉｊｕｎｒｙｍｏｄｅ１．Ｎｅｕｒｏｔｒａｕｍａ１９８８；５（１）：

大鼠颅骨缺损模型的建立

取大鼠颅骨极限缺失模型，在每个SD大鼠颅骨上用直径5mm的模钻造成全颅骨缺损，不穿破大脑硬脑膜。

2%戊巴比妥钠40mg/kg腹腔注射麻醉，固定大鼠，头部碘伏消毒，正中切开皮肤约5-8mm，用带直径5mm钻头的电钻在头颅造成直径为5mm圆形骨缺损，骨缺损为颅骨全层缺损，但不损伤硬脑膜，在钻孔的过程中需要用无菌生理盐水冲洗钻头以降温。

将上述4材料放置入5mm颅骨缺损中，用5-0丝线缝合皮下层，消毒后用1#丝线缝合皮肤层。

术后保温直到大鼠苏醒，术后每日腹腔注射青霉素40万单位，连续3天，术后分笼正常喂养。

二、
1.4动物模型建立
大鼠腹腔麻醉后，3.5%用水合氯醛，按0.35/Kg用药，麻醉成功后，将大鼠俯卧位固定于操作台上，顶部去毛，75%酒精消毒，正中切口长约1.5cm，暴露颅骨并钻孔，直径8mm，保护好硬脑膜。

缝合骨膜，关闭切口。

术日及术后3天每天腹腔注射青霉素20万U。

大鼠股骨骨缺损模型步骤

大鼠股骨骨缺损模型步骤
【最新版】
目录
1.实验目的
2.实验材料
3.实验步骤
3.1 实验动物选择与准备
3.2 股骨骨缺损手术
3.3 术后护理与观察
4.实验结果与分析
5.实验结论
正文
一、实验目的
本实验旨在建立大鼠股骨骨缺损模型，以探讨股骨骨缺损的修复与再生机制，为临床治疗股骨骨缺损提供理论依据。

二、实验材料
1.大鼠：健康成年大鼠，品系、性别、年龄一致。

2.手术器械：手术刀、镊子、止血钳等。

3.麻醉药：氯胺酮。

4.骨缺损模具：用于制作股骨骨缺损的模具。

5.其他：消毒器械、消毒液、生理盐水等。

三、实验步骤
1.实验动物选择与准备
选择健康成年大鼠，分为实验组与对照组。

实验前对大鼠进行称重、分组，并进行麻醉。

2.股骨骨缺损手术
(1) 将大鼠仰卧在手术台上，充分暴露股骨部位。

(2) 使用手术刀在股骨上进行纵向切口，暴露股骨。

(3) 使用骨缺损模具在股骨上制作骨缺损。

(4) 将制作好的骨缺损部位进行冲洗，清除血迹和碎骨片。

(5) 缝合切口，将大鼠放回笼子中。

3.术后护理与观察
(1) 每天观察大鼠的精神、食欲、活动等情况，记录异常情况。

(2) 定期更换笼子中的垫材，保持清洁。

(3) 每周对大鼠进行称重，了解其恢复情况。

(4) 实验结束后，处死大鼠，取股骨进行病理检查。

四、实验结果与分析
通过对术后大鼠的观察和病理检查，分析股骨骨缺损模型的成功率以及大鼠的恢复情况。

大鼠创伤性脑损伤模型2

TBI模型建立步骤
一.麻醉。用20％乌拉坦注射液，按5 ml／kg在实验前半小时腹腔注射麻醉。
二.暴露大鼠颅骨,固定撞垫。
大鼠顶枕部毛剪，常规消毒后于顶部中线切开头皮，钝性剥开软组织、骨外膜，暴露颅骨，在冠状缝与人字缝中间置放撞垫，撞垫为一直径10 mm、厚3 mm的不锈钢圆片，通过一薄层牙科水泥固定于大鼠颅顶。
二.脑创伤的模型
脑创伤的常用建模方法
1.液压冲损伤模型
2.控制性皮层撞击模型
3.重物坠落模型 (自由落体脑损伤法)
4.爆炸冲击波致脑外伤模型
实验动物选择：雄性SD大鼠
30只(SPF级，川北医学院动物实验中心提供)，平均质量(30025)g，共分2组，脑损伤组15只，打击重力为250 g×1 m，假手术对照组15只。
实验用品：
• 1.TBI落体损伤装置（支架、落体砝码、导引管、定向光和撞垫5部分组成） • 2.外科操作器械3.20％乌拉坦注射液、注射器。 4.碘伏、75%酒精等常规消毒液。5、牙科水泥
4 6 5
TBI落体损伤装置
1.底座
2垂直住 3.连接条 4.砝码
3
2
7
5.定位孔 6.导引管 7.泡沫床
1
大鼠创伤性脑损伤模型的建立
讲解：陈怡制作：闵旭立课题设计：夏中友
2013级3班
创伤性脑损伤( traumatic brain injury, TBI) 专指由外伤引
起的脑组织损害, 又称颅脑损伤或头部外伤。社会意义：随着社会发展，交通、工矿机械所致创伤性脑(traumatic brain Injury，TBI)的发生率逐年升高。研究其致伤机制，对于救治TBI及其并发症具有重要意义。动物模型的复制一直是探讨TBI发生机制和研究神经损伤后修复的重要组成部分。因此,用简易行的方法创建TBI模型将使科研事半功倍。

大鼠股骨骨缺损模型步骤

大鼠股骨骨缺损模型步骤1.动物选择与麻醉准备：在实验开始前，选择健康的成年大鼠作为实验动物。

在实施手术前，大鼠需要进行一般的麻醉准备，如禁食水和食物4-6小时，然后以麻醉药（如异氟醚）进行麻醉。

2.操作器材准备：准备好所需要的手术器械和材料，如手术刀、医用剪刀、钳子、缝线、针和缝线的皮肤清洗剂。

3.手术部位消毒：使用皮肤清洗剂对大鼠的手术部位进行消毒，确保手术区域干净无菌。

4.皮肤切割：在大鼠股骨近端进行中线垂直切割，将皮肤、皮下脂肪组织与肌肉切开，暴露出股骨。

5.缺损制备：使用尖头钝微锯骨刀或者电动骨锯，在大鼠股骨近端制作一个骨缺损。

缺损的大小可以根据研究的需要来确定，通常为3-5毫米。

6.处理骨缺损：根据实验设计的需要，可以选择对骨缺损进行特定处理。

例如，使用成骨细胞移植、骨替代物或生物活性分子等。

7.缝合创口：使用缝线和针将切割的皮肤和皮下组织进行缝合，确保创口处无菌，并加快伤口愈合。

8.术后护理：实施手术后，将大鼠观察和放置在干燥、温暖和舒适的环境中。

观察大鼠的活动、食欲、伤口愈合和其他不适症状。

9.骨缺损评估：在特定的时间点，可以通过断层扫描、X射线或组织学等方法来评估骨缺损部位的修复情况。

根据需要，可以选择不同的评估方法。

总结：大鼠股骨骨缺损模型是一种常用的实验动物模型，用于研究骨修复、再生和骨疾病治疗等方面的问题。

模型的步骤包括动物选择与麻醉准备、操作器材准备、手术部位消毒、皮肤切割、缺损制备、处理骨缺损、缝合创口、术后护理和骨缺损评估等。

通过建立此模型，可以更好地研究骨缺损修复的机制和方法。

大鼠脑缺血再灌注损伤模型造模方法

大鼠脑缺血再灌注损伤模型造模方法
方法简述：
体重230-260g雄性SD大鼠，禁食，自由饮水，麻醉，颈部去皮，仰卧位固定，颈正中线切口，沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜，分离左侧颈总动脉(CCA)、颈外动脉(ECA) 和颈内动脉(ICA)，在CCA 远心端和近心端及ECA处挂线备用。

用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。

然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口，将栓线插入到ICA, CCA远心端的细线轻轻系牢栓线，用眼科镊轻推栓线，从血管分叉处开始算距离，当插入深度在18mm时，结扎固定好栓线及ECA血管，后拔除栓线至ECA，再次扎紧ECA，缝合，术后给予青霉素抗炎。

注意事项：
1. 保温:60W白炽灯高度为37cm，直接照射能使肛温保持在37℃。

2. 推栓线时，要将血管放松至原来状态,且保证标记点在分叉处。

3. 栓线事先剪好。

4. 栓线不能在血管里反复进退，否则极容易造成蛛网膜下腔出血。

5. 插入线栓要轻柔熟练，速度尽可能快，以避免时间长了血管内血栓形成。

颅脑损伤大鼠模型构建方法

颅脑损伤大鼠模型构建方法
颅脑损伤大鼠模型的制备
建模方法：
1. 称量大鼠，腹腔麻醉，头部正中剃毛后用碘酒及酒精擦拭手术区域。

2. 沿头部正中稍偏右切开头皮约 2 cm，钝性分离软组织及骨外膜后暴露颅骨，在人字缝前方2 mm，颅骨中线旁2 mm，用颅骨钻打开直径为4 mm 的圆形骨窗，保持硬脑膜完好无损，采用自由落体撞击至脑挫伤的方法。

3. 用一个 40 g 的金属重物自 25 cm 高处垂直坠落，撞击置在硬脑膜上的圆柱体，致伤冲击力为1000 g·cm 造成右顶叶脑挫裂伤，致伤面积为4 mm × 4 mm，致重度脑损伤，然后用骨蜡封闭骨窗，缝合头皮。

4. 待大鼠苏醒后自由饮水，正常饲养。

5. 对照组仅作右顶叶相应部位颅骨开窗，不致伤。

大鼠股骨骨缺损模型步骤

大鼠股骨骨缺损模型步骤
大鼠股骨骨缺损模型主要分为以下几个步骤：
1. 动物准备：选择适宜的大鼠品系，并提前进行一定的运动适应，饲喂适宜的饲料以维持其体质健康。

2. 麻醉：使用合适的麻醉方法对大鼠进行麻醉，以确保手术过程的无痛和安全。

3. 手术准备：在麻醉后，将大鼠固定在手术台上，进行术前消毒，并采取无菌操作。

4. 制作骨缺损：通过切开软组织，暴露出大鼠股骨，并使用特定的骨切割器或骨凿切割大鼠股骨，制作出一定大小和形状的骨缺损。

5. 验血/止血：在制作骨缺损后，根据需要可以进行验血或止血的处理，以防止术中或术后出血。

6. 手术修复：根据需要，可以选择不同的修复方法，如应用骨替代材料、支架、外固定等方式来修复骨缺损。

7. 术后护理：术后适当观察动物的恢复情况，并给予适当的药物和护理措施，如使用抗生素预防感染等。

8. 动物福利：术后几天内，确保动物得到足够的食物和水，观察其活动情况和一般健康状况，定期检查伤口愈合情况，并根
据需要进行相应的疼痛管理和康复治疗。

需要注意的是，大鼠股骨骨缺损模型的建立需要严格按照实验伦理规范和相关的动物实验法规进行操作，确保对动物造成的痛苦和伤害最小化，并确保实验结果的可靠性和可重复性。

一种改良大鼠颅骨缺损动物模型的构建及应用

doi:10.3969/j.issn.1674-5817.2020.03.009一种改良大鼠颅骨缺损动物模型的构建及应用张雅雯】，朱光旭2李雅詰3,李昊4,王绍晔4,张皓云】，王凤斌1(1.潍坊医学院基础医学院，潍坊261053;2.潍坊医学院临床医学院，潍坊261053;3.华中农业大学动物科学技术学院/动物医学院，武汉430070;4.潍坊医学院生物科学与技术学院，潍坊261053)［摘要］目的探讨理想的大鼠颅骨缺损模型构建方法，提高骨缺损动物模型成功率。

方法选取成年雄性SD大鼠40只,随机分为对照组和实验组，对照组应用传统的颅骨缺损模型手术方法，只用空心环钻头，垂直于颅骨表面用力，钻取颅骨全层缺损；实验组应用改良的手术方法，用空心和实心两种钻头，而且在钻取颅骨过程的不同阶段改变钻头的用力方向。

比较两组模型的手术钻孔时间，以及术中有无骨膜、硬脑膜、脑组织损伤和出血等并发症，术后8周观察两组模型中植入的氧化铝生物陶瓷材料有无移位、松动以及与骨结合的情况，并比较两组造模成功率。

结果与对照组相比，实验组手术钻孔时间明显缩短(P<0.01),术中骨膜、硬脑膜、脑组织损伤和出血等并发症显著减少(P<0.05),且术后氧化铝生物陶瓷材料无移位和松动情况发生(P<0.05),材料与颅骨结合良好，造模成功率明显提高(卩<0.05)。

结论改良的大鼠颅骨缺损模型构建方法具有手术钻孔时间短、并发症少等优点，可大大提高造模成功率，并能有效评价骨科植入材料在体内的骨修复性能。

［关键词］颅骨缺损；动物模型；氧化铝生物陶瓷；大鼠［中图分类号］Q95-33［文献标志码］A［文章编号］1674-5817(2020)03-0227-05大段骨缺损是临床骨科的一大难题，研发理想的骨科材料对于骨缺损的修复有着广阔的发展前景。

大鼠颅骨缺损模烈貝有可重复性强、适宜于多种不同类梨骨科材料的应用评估等优点，现已广泛应用于骨组织工程实验研究［1-2］。

大鼠脑瘫的动物模型构建技术原理

大鼠脑瘫的动物模型构建技术原理
1.新生大鼠窒息后实验性脑瘫动物模型：
新生大鼠清醒局麻状态下，行右侧颈总动脉结扎术，再将动物置于恒温密闭玻璃容器中，通以8%氧气+92%氮气的混合气体，2 h后取出，观察幼鼠表现，然后分组断头取脑。

2.大鼠中枢性痉挛性瘫痪模型：
按手术先后随机将上述上肢痉挛性脑瘫的大鼠分为2组，每组8只大鼠。

实验组：切断C6神经根。

3.大鼠痉挛性脑瘫模型的改进：
wister大鼠，雌雄不限，200－250g，戊巴比妥30mg/kg腹腔麻醉。

延颅顶矢状缝作纵形切口，暴露前囟，采用改良的de groot定位系统，选折前囟后6.6mm，矢状缝左侧1mm，用小型电钻在颅骨板上钻孔，直径约2mm，将阳极针电极，直径约0.5mm，垂直插入9.7mm，阴极接鼠尾，通直流电刺激以摧毁椎体束，刺激后拔出电极，关闭切口，当即处死大鼠，取标本。

Exos-ADSCs-nHACPLGA组织工程骨对大鼠颅骨缺损修复的实验研究

•基础研究论著•Exos-ADSCs-nHAC/PLGA组织工程骨对大鼠颅骨缺损修复的实验研究曹骑麟王婷熊伟郭澍【摘要】目的探索大鼠脂肪来源干细胞(adipose-derived stem cells,A D SCs)来源外泌体(exosomes,Exos)联合A D SC s负载于纳米羟基磷灰石/胶原/聚乳酸-羟基乙酸共聚物(nHAC/PLGA)支架对大鼠颅骨缺损修复的作用。

方法自2020年6月至2021年1月，结合以上三者，中国医科大学附属第一医院整形外科建立S D大鼠双侧颅骨直径8 m m缺损模型，随机分为空白对照组、nHAC/P L G A支架组、A D S C s支架组、Exos-A D SC s支架组，其中，空白组和nHAC/P L G A支架组分別放置于大鼠矢状缝两侧缺损处，共10只;A D SC s支架组与Ex〇s-ADSCS支架组分别置于大鼠颅骨矢状缝两侧，共10只。

各组大鼠分别于术后 4、12周取材制备标本，行大体观察及影像学和组织学检测。

结果通过大体观察及影像学分析和组织学分析发现，Exas-ADSCs 组支架在新骨生成质量、成骨速度、血管长入等情况均优于nHAC/P L G A和A D S C s支架组(P<0.05)。

结论经E x o s处理过的 A D SC s在大鼠颅骨缺损实验显示出良好的成骨作用，有望成为临床中治疗骨缺损修复的新方法。

【关键词】外泌体;脂肪来源干细胞;纳米羟基磷灰石/胶原/聚乳酸-羟基乙酸共聚物支架;大鼠颅骨缺损;骨组织工程Study on Exos-ADSCs-nHAC/PLGA tissue engineering bone model in the repair of skull defects in ratCAO Qi-lin, WANG Ting, XIONG Wei, GUO Shu. (Department of Plastic Surgery, The First Hospital o f China Medical University, Shenyang 110002, China)Corresponding author: GUO Shu, Email:************.cn;XIONG Wei, Email:*******************【Abstract】Objective To explore the effect of nHAC/PLGA scaffolds loaded with exosomes(Exos)derived from rat aclipose-de- rived stem cells(ADSCs)combined with ADSCs in the repair of skull defects in rats.Methods The bilateral skull model with 8 mm defects was established in SD rats.All rats were randomly assigned to blank control group,nHAC/PLGA scaffolds group,ADSCs scaffolds group and Exos-ADSCs scaffolds group.In the blank group and nH AC/PLGA scaffolds group,the scaffolds were placed at the defects on both sides of sagittal suture,with a total of10 rats.In the ADSCs scaffolds group and the Exos—ADSCs scaffolds group,the scaffolds were placed on both sides of sagittal suture of the skull,with a total of10 rats.The rats in each group were killed at4 and 12 weeks.The samples were collected for gross observation,imaging and histological rletection.Results The gross observation,imaging and histological analysis showed that the quality of new hone formation,osteogenic speed and vessel growth in the Exos-ADSCs scaffolds group were better thanthose in the other groups.The difference was statistically significant(P<0.05). Conclusion The ADSCs treated by Exos showed good osteogenic effect in the experiment of skull defects in rats.This method is expected to be a new way in the repair of bone defects in clinic.【Key words】Exosomes;A dipose-derived stem cells;Nano-liydroxyapatite;-collagen/poly(lactide-co-glycolide)scaffold;Skull de- fects in rats;Bone tissue engineering对各种创伤、先天性畸形和颌面部肿瘤术后等原因造成的颌面部骨缺损修复是整形外科医师在临床上常面临的难题。

大鼠脑损伤模型制作的具体方法及步骤

大鼠脑损伤模型制作的具体方法及步骤(1)复制方法健康雄性大鼠，体重为230～260g。

采用改进的Feeney自由落体硬膜外撞击方法。

损伤装置由底板、固定支架、垂直导杆、下落击锤和聚乙烯撞击圆锥组成。

撞击圆锥头端直径为4mm、高为2.5mm。

经腹腔注射水合氯醛(按350～400mg/kg 体重的剂量)或戊丨巴丨比丨妥丨钠(按50～60mg/kg体重的剂量)麻醉。

将其头部固定于立体定向仪上，剪去顶部毛发，手术区域皮肤消毒。

沿中线左侧切开头皮，分离骨膜，用牙科钻于中线旁2mm、紧挨冠状缝后开一直径5mm的圆形窗，硬膜保持完整。

用20g砝码于10cm和30cm高处通过一金属导杆坠落，撞击置于硬膜上的圆锥上致轻、中型损伤，另用40g砝码于25cm高处坠落致重型损伤。

轻、中、重三型损伤的致伤冲击力分别为200g·cm、600g·cm和1000g·cm，用锌汀粉封闭骨窗，缝合头皮，置鼠笼喂养。

(2)检测指标1)脑含水量测定动物断头处死后，30s内取出大脑，用滤纸吸尽脑表面血丨渍后，锐性分离左侧顶叶皮质约100mg，用电子分析天平称湿重后，置于110℃恒温干燥箱内烤干(24h)，称干重。

用Elliot公式计算各部位脑含水量百分率：脑含水量(％)＝[(湿重－干重)/湿重]×比率2)血脑屏障定量测定动物于损伤前1h注射2％伊文斯蓝(3ml/kg体重)。

在取脑组织前，为清除血液中染料，可用生理盐水经左心室灌注至右心室流出清亮液体为止。

取损伤侧皮质分别称重，加入二倍体积的二甲基甲酰胺，50℃水浴中孵育72h，1500g离心，离心10min，取上清液。

应用分光光度计在伊文斯蓝大吸收光谱635mm处检测吸光度，从标准曲线上查得伊文斯蓝含量，结果以μg/g脑组织表示。

3)病理学观察损伤后24h再次麻醉，经升主动脉快速灌注生理盐水150ml，继之快速灌注冰冷的4％多聚甲醛200ml，随后再用其300ml在2h内慢速灌注，取脑组织浸入4％多聚甲醛内4℃后固定48h，常规乙醇脱水，石蜡包埋，行5μm冠状切片，作HE 染色及尼氏小体染色，光镜下观察。

大鼠临界颅骨缺损

大鼠临界颅骨缺损下载温馨提示：该文档是我店铺精心编制而成，希望大家下载以后，能够帮助大家解决实际的问题。

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【doc】实验性大鼠液压分级颅脑损伤模型的建立与研究

实验性大鼠液压分级颅脑损伤模型的建立与研究淑仁程型亍～实验性大鼠液压分级颅脑损伤模型的建立与研究①.尺/.盱属湘雅医院神经外丰三方加胜袁贤瑞刘运生'-'-一——_-,一R提要用自制瘫压中击颅脑揣伤仪对太鼠的头部由轻王li重的4种冲击力产生4鳗恼粕伤1红可以无明显病理生理变化{2～4组琏冲击力的加重病理生理变化亦加重.这些变化包括心率.呼吸,血压,颅内压.脑水份合量与伊文思蓝蓝染范围剥定及病理学的变化.关键词脑损伤;液压性;疾病模型,动物;大鼠四十年代以来,许多学者先后建立了多种颅脑损伤动物模型,常用的方法包括:落体撞击法,头部加速法,直接脑变形与冷冻法等尽管如此,目前仍没有一个实验性脑损伤模型能够完全成功地复制类似人类闭合性颅脑损伤.这些模型的稳定性与重复性差,致伤能量不能测定,物体撞击时间与临床上不一致,也不恒定,有时存在持续性压迫状态".".液压颅脑损伤动物模型由于实验稳定性和重复性好,伤情可以分级,能测定致伤能量,在欧美等国的颅脑损伤中心已广泛应用",国内迄今未见报道.我科自1993年以来,根据液压颅脑损伤装置原理.",自行设计与改进研制了WHMI液压颅脑损伤动物模型装置,观察了大鼠液压颅脑损伤后病理生理等变化,现报告如下1材料与方法1.1材料SD大鼠100只一体重3∞～500g,雌雄各半.由本棱实验动物学部提供,为清洁缎(I级)台格实验动物(医动第2O一010号).实验动物被丹为5组:对照组(一12).轻伤组(=26).中伤组(一25),重伤组(=28),授重伤组(一9){其中1O只测脑水丹含量.8只观察伊文思蓝蓝染.1.2方法1.2.1液压装置的设计与改进根据美国液压装置进行设计与改进,经过近三年的时间反复摸索研制.由本校仪修科耩工组加工完成液压装置由底座,液压柱,打击锤,致伤支架,温度控制以及压力传感器等6部分组成(图1).底座平台用1.2m×0.8m胶木板构成;液压柱为园形有机玻璃,长64cm,内直径为45~m,打击近端连接一橡皮活塞,正中处连接3cm长金属导管与三通开关相联.第一开关与动物头部管相联: 第二开关连接打击压力传感器;第三开关与鱼属导管柑连接.打击锤由3775g的纯铜铸成园拄形,可以减少空气中的阻力;致伤支架由二根纯铜柱和上下二根横粱牢固固定.避免在打击时重锤摆动而带的附加力为减少打击活塞在液压柱内的阻力,在活塞的前,后两姓各设置了橡皮圈.液压柱表面不带任何装置,可避免或减少打击力的吸收.压力的大小由量角器指示, 指示高度与打击锤横轴上的微调刻度所控制为避免打击液体过冷或过热对脑组织带来温差损伤.率装置设计了自动控制恒温装置.实验打击压力,血压,心率, 呼吸,颅内压力等通过压力换能器或传感器(美国GouyLD生产)联接四道生理记录倥(美国GouyLD.3600型)四道仪与电脑(美国IBM)相联.打击前后各生理参数的变化由四道仪与电晦同时进行动态监测,记录和储存,最后应用彩色绘图仪(羹国GouyLD.6120型】将实验全过程生命体征的生理参数定量丹析.结果由电瞄显示自动计算并打印.1996一o6一l0收稿①国家教委回国凡员启动基金资助项日(教留司研1994.99号)"1照～报旺学M学N托A南F胡湖南医科^学1996,21【51.温度计2.压力监护9世调10清压I主囤1大鼠{懂压脑损伤模型仪Fig1Thefluidpercussionmode]ofmechanicalbraininjuryin【raI.22颅脑损伤动物模型制喜实验组采用笔者经预试验进行设计与改进的液压颅脑损伤动物模型装置建立大鼠分级脑损伤模型.应用2戊巴比妥钠作大限腹腔注射麻醉后,气管内插管.俯卧位嘲定在脑立体定向仪(汕头医学仪器厂,T033)支架上.正中切开头皮.分别在左:右侧冠状缝上3ram矢状缝旁开2nlm(顶部),用牙钻(上海医H{分析仪器厂3076型)行颅骨钻孔骨窗直径为3ram.小心不伤及硬脑膜.在定仪导引下将灭菌打击营(B.Braum,批号04095]20进口)用自柽牙托粉(重庆东方红化工厂生产)加自凝牙托水(湖北医夫口腔药物材料厂生产)封闭,固定于骨窗中,在对倒冠状缝上3ram与矢状缝旁开2ram处钻直径1.5ram 骨密.用1.5ram硅睦昔置于硬瞄膜外豫^5ram,用上述牙托钎密封固定,怍硬脑膜外颅内压力监护.分别行尾动昧,右股动脉,静味捕管;动脉插管连接输艘装置.手术操作完毕后,将太鼠置于渡压打击平台上.打击管与坡压装置相连接.安装呼吸换能器.讣别接通血压,心率,颅内压传感器,开始记录皿压,心率,呼吸,颅内压力从静脉插管注^2.5伊文恩蓝生理盐水溶液0.Iml?10Og～,按照设计要求给予不同打击力.建立分级颅脑损伤模型.打击力mmHg表示:1∞～250为轻伤.251～380为中伤,381～550为重伤,55O～1000为擞重伤对照组不予撞击,但一切手术过程与宴验组完全扣同.在建立大鼠分级颅瞄损伤模型过程中连续监测生命体征的变化观察Z~24h后在麻醉下开脏『心内灌注取脑,分别送光镜与电镜检查.1.2.3脑组织台枣量蔺If定在麻醉下断头处_北动物取瞄取右半球灰白质约0.3g腑组织,置恒温电烤筘105C烤干至重量恒定(两次干重差别≤0.!m),分别称量湿重和干重.计算脑组织含水量.12.4脑组织病理学观察率实验1∞只人鼠全部进行病理学观察.大鼠经实验观察2～24h后在摊麻下开颅,用l0福尔马林行心脑灌注,断头取憾.作夫悼观察,光镜,电镜检查(脑组织病理学观察将另史报道)2结果2.】液压打击力与捐伤的关系液压损伤时.液体压力脉冲冲击完整无损伤的硬脑膜.依据打击力的大小,可引起脑皮质局部或广泛性脑挫裂伤.弥漫性轴索与原发性脑干损伤,发生不同程度的病理生理变化(附表).2.2大鼠液压分组颅脑损伤模型病理生理变化啦性大鼠演压分缎颅脑损伤模型加牲等2.2.1颅内压变化实验组jO只犬鼠打击前后行硬膜外颅内压监护,颅内压均出现不同程附表液压撞击压力大小与损伤的结果度的升高,升高的幅度与持续时间与损伤压力的大小有关,轻度损伤时,颅内压升高的幅度一般为5mmHg.持续时间一般在2rain以内恢复伤前水平.在个别轻度颅脑损伤时,如颅内压持续升高提示有颅内出血的可能.中伤组颅内压升高多出现中间高峰期,持续时间在30min左右,升高幅度达45=l0mmHg,提示广泛性脑水肿或蛛网膜下腔出血的可能.重伤组颅内压力呈现持续性升高,可长达2h,并可在高水平上反复波动,多达12次,波动范围在30～50mmHg之间同时呼吸长时间抑制与血压持续}生升高颅内压与血压升高可持续在较高水平.极重伤组颅内压力与血压呈现持续下降,同时伴有长时间呼吸抑制的特征.2.2.2血压变化轻伤组血压未见明显变化.中伤组血压较明显升高,一般持续30rain后陕复到打击水平前重伤与极重伤组血压表现暂时性升高或持续性下降.4组之间差异有非常显着意义(P<O,O1)2.23脑灌注压(CPP)变化对照组CPP无变化,轻伤组与中伤组CPP有轻度的降低,但均在正常范围(75～100mmHg),重伤组伤后CPP有普遍性上升,超过正常值在10～30mmHg之间,极重伤组CPP显着降低,通常在l7~50mmHg之间.2.2.4平均动脉压(MABP)变化轻伤组MABP变化不明显,随损伤压力的加大,MABP 上升的幅度逐渐随之增加.中伤组和重伤组MABP升高较轻伤组更为显着(Pd0.01),中伤组持续升高约20rain后缓慢地下降并维持在伤前水平重伤组血压呈现波动性下降,持续时间可达2h,但大多数血压逐渐下降.极重伤组MABP呈持续性下降.2.2.5呼吸变化轻伤组呼吸无明显变化;中伤组伤后可发现短时间的呼吸暂停或呼吸变慢等呼吸抑制现象,一般在5rain内恢复正常;重伤组呼吸变慢或停止一般持续约10min,自主呼吸恢复后表现深而慢继之变为浅而快;极重伤组伤后几乎全部出现呼吸长时间的抑制,表现呼吸不规则,叹息样呼吸与呼吸暂停交替出现.2.2.6心率变化轻伤组伤后心率加快{中,重伤组伤后随颅内压的升高,心率减慢或心律不齐,有15只大鼠表现为三联律,而极重伤组心率减慢约为伤前的一半2.27组织病理学损伤后大脑出血的范围,水肿的轻重,伊文思蓝蓝染的范围,随打击力的加大而加重轻伤组一般无出血或水肿,但少数例外,如26只中有3只可见蛛网膜下出血,一般病变多局限在半球;中伤组病变多局限在半球与胼胝体;重伤组病变广泛,可达胼胝体膝部与脑干;极重伤组病变广泛且严重,常达脑干与延髓(见附表).3讨论1987年Dixon等首创大鼠液压颅脑损伤模型,由于其实验重复性与稳定性好,伤情可分级,致伤能定量测定,是目前较为理想的颅脑损湖南医科大学1996.21(5伤动物模型在欧美和日本等国各大颅脑损伤研究中心已得到广泛应用",但目前国内尚无产生这种模型的装置,本研究在国内首次成功地研制成此种装置,并加以改进.液压损伤模型主要是通过一重锤(3.7kg)撞击活塞使盐水冲击硬脑膜,导致脑组织变形和移位,造成颅脑损伤本实验证明大鼠液压损伤后,几乎都有短暂性心动过速或tL"律不齐等现象:中伤,重伤组伴有血压升高.30min~2h后降至正常,极重伤组血压明显下降伴心率减慢,可能是脑干升压中枢损伤的结果.颅内压变化:临床和实验性颅脑损伤在进行颅内压监护的同时测定血压借以了解脑灌注压,对判断伤情,指导治疗与评估预后是十分重要的.从本组50只大鼠脑损伤后颅内压监测结果分析,ICP升高的幅度与脑损伤程度成正比. 脑损伤轻,ICP无明显变化,脑损伤愈重.ICP越高.重伤组在伤后2min颅内压升高达51.2mmHg,且反复出现波动,持续时间达2h 时,波动频率达12次,波动范围在30～50mmHg之间,本实验结果证实ICP愈高,伤情越重.一般在ICP增高明显者,血压常同时增高(可能属代偿性增高)然而,重伤与极重伤组,可出现低血压等,机体多器官功能衰竭现象,预后极差,一般常在3～5h内死亡.本实验液压颅脑损伤颅内压升高的原因可能是:l,脑损伤引起微血管床破裂出血(BBB损伤),发生广泛性蛛网膜下腔或脑室内出血.2, 脑血管自动调节功能损害,微血管床扩张,脑血容量增加发生脑容积增加.3,继发性脑水肿,进一步加重脑组织损伤.呼吸变化:本实验中伤组大鼠脑损伤后均出现短暂的窒息期,持续时间不一,一般在12 ～20s不等而重伤与极重伤组45～50的大鼠在伤后立即出现呼吸骤停,呼吸减慢或快慢交替出现,在极重伤组可见到典型的去大脑强直伴潮式呼吸,借助呼吸机辅助呼吸.因为本研究轻伤组呼吸无明显变化,损伤重除呼吸抑制外还伴有心率变慢或变快,血压升高或下降, 平均动脉压与脑灌注压(CPP)下降或上升等一系列生命体征的变化.从重伤与极重伤组病理组织学观察分析,大鼠胼胝体,海马,间脑与脑干小脑扁桃体下蚓部均有广泛性蓝染,点状出血与微血管内皮细胞微绒毛增多,进而形成脑水肿.极重伤组有2只大鼠出现呼吸的幅度和时间顺序完全没有规律即延髓呼吸中枢受损的"运动失调性"呼吸,因此,重度的呼吸障碍主要是脑组织广泛性损伤的结果.但临床和实验时很难判断颅内压本身对呼吸功能的影响.本实验在中伤组伤后5只大鼠呼吸骤停为一过性. 持续2O～35s后自主呼吸逐渐恢复.据此.在临床上抢救严重颅脑损伤病人时.应及时加强辅助呼吸,力争挽救更多的危重病人.脑水肿:脑水肿的定义是脑组织水分含量增多.为此脑组织水分的测定可直接反映脑水肿是否存在.常用伊文思蓝(分子量961)这一血脑屏障(BBB)受损指示剂以测定BBB的损伤,干湿重法作为检测实验性脑水肿的重要依据,本实验从上述二项指标分析,对照组与轻伤组无明显脑水肿存在,中伤组脑水肿局限在大脑半球,而重伤与极重伤组发生广泛陛脑水肿, 并累及胼胝体,海马,间脑,脑干和小脑扁桃体, 极重伤组颈髓上段可见出血与肿胀,蓝染范围达到颈4处.光镜下重伤与极重伤组显示血管周围间隙增宽,周围可见小灶性出血;电镜显示毛细血管基底膜破坏,胶质细胞突肿胀,说明重伤与极重伤可引起BBB损害脑损伤后脑水肿通常在伤后1h后开始,一般持续至3～5天后逐渐消退.镜下主要为损伤部位神经细胞核周质消失,胞膜破裂,细胞空泡状,类似气球样变. 毛细血管内皮细胞轴索肿胀弯曲.本研究经过三年的摸索与实验研究,制成液压颅脑损伤模型显示以下特点:(1)液压模型与临床加速运动颅脑损伤机理基本相似,因为液压损伤主要利用液体压力冲击半液体状态的脑组织(正常脑组织含水量约占72..".诱导正常的脑组织弹性形变与移位,类似人类头部撞击后发生的脑变形.(2)液压冲击力与l一吏验性大鼠液压分缎颅脑损伤模型方加胜等颅脑损伤程度呈线性关系,打击力轻(<250mmHg)脑组织损伤轻,常不产生明显的组织病理学改变,打击重(380～550mmHg)产生蛛网膜下腔出血和脑实质甚至脑干出血,发生坏死与空洞形成.生命体征发生一系列的严重变化,打击力极重时(>550mmHg)太鼠呼吸停止,血压下降,去大脑强直,一般在3h内死亡. (3)实验重复性与稳定性好,撞击时间(21ms土2)和撞击面积,撞击部位保持恒定,严格按照操作程序,确保必要的实验条件,本实验证明重复性与稳定性好.(4)能复制分级颅脑损伤模型, 按照液压装置冲击峰压和打击指示刻度与微调可以确立分级脑损伤模型.(5)能测定致伤能量,实验采用压力换能器将打击力直接显示在电脑荧光屏和四道记录仪上自动记录,自动计算与打印.(6)打击力大小可根据重锤的高度来词节,并辅助四道仪与电脑监控,(7)受外来影响因素小,打击定量客观.根据液压装置上的定量刻度,结合电脑监测,客观,准确可以避免宴殓对象个体差异和人为因素干扰.(8)实验对蒙广泛,可用于小猪,猫,狗,猴,大小鼠等动物(9)自动控制水温,撞击液体可恒定在37土0.)5c,避免撞击液体过冷或过热对脑组织的干因素.(1o)模型复制简单,损伤容易,符合规范化,标准化与科学化.(11)可以复制弥漫性轴突损伤与脑干原发性损伤模型.(12)液压损伤模型应用广泛,目前已广泛应用于颅脑损伤后神经病理,神经电生理,神经生化,神经递质和受体,神经行为功能,脑能量代谢,脑血流量调节以及药物和各种治疗措施疗效判断的研究末研究在曹姜鸿教授,虞佩兰教授指导下完成,谨此致谢参考文献1】ightha1]JW.Di㈣CE,AndersonTEtExperi一㈣ta【modelofbraininiuryJNeurotraun),1989.683942Sul【ivanHG.MartineatB~ckerDP"alFluid—percus sionmode【ofHlechanica【braininluryin㈣lie.JNeuro—urg.1976.45:520—5323方加胜.袁贤瑞.刘运生,等实验性液压颅舾损伤模型的建立与研究.I液压模型的研制中国现代医学杂志.1995. 5—46.664McintoshTK.VinkRNone【_.甜alAumaticBrainIn—JuryintheRat;Characteri~tionofaMidlineFtuidpercus—sionModdCentNervSystTrauma.1987,4:119--132McimoshTk.Noblel_AndrewsB.时TraummicbraininjuryintheTBt:characterE拍tl0ⅡOfa1月tefFIuldpercus—sionmodelNeuroscien.1989.28=233—2436DixonCE.LeythBG.PovtishockJT,eta1.Afluidper—cussionmode【olexperio~enta[braininjuryinthera【JNe…urg.1987,67:110—1187McintoshTK.YUT.Gennarel【iTA.eta1AIterationsinregiona【braincatecbolamineconce*rationsafterexperimen talbraininjuryintherat.JNeHrocbem.1994.63:142614338韩哲生,曹美鸿.虞佩兰.主编.颅内压与颅内压增高兰州;甘肃科学技术出咂社,1993:82929刘湘梅编着.周惠民.石珍荣译.神经生长的生物学与病理学.科学出版社,i985:156—166ANEWFLUID—PERCUSSIONM0DEL0FEXPERIMENTAL BRAININJURYINTHERATSFangJiashengYuanXianruiLiuYunshengIb'partmoetofNeurosurgery-XiangY aHoxpttal—HunanMedicalUniversity AnewdeviceoffluidpercussionmodeIofexperimentalbraininjuryinratwasmadeinthis stady+Fourdegreesofbraininjurieswereproducedbyusingvariousfluidpercussionforces withtfisdevice.Intheistdegree,thepathophysiologicalchangeswerenotsignificant,From2ndto 4hdegree,thepatho—physiologicalchangesbecamemoreandmoresevereasthepercussion f~cesincreased.Thesepatho—physiologicalchangesincludeheartrate,respiration,bloodpres—slre,intracranialpressure,brainwaterdeterminationandbluecolorationbyEvenisblueand p;thologicalchanges.Keywordsbraininjuries;fluid—percussion;diseasemodels,animal;rats。

大鼠股骨骨缺损模型步骤

大鼠股骨骨缺损模型步骤1. 实验动物选择：常用实验动物为大鼠，如SD大鼠或Wistar大鼠。

选择雄性或雌性大鼠根据研究需要确定。

2.器械准备：准备必要的手术器械，包括手术刀、镊子、骨钻、缝合针和线、生理盐水等。

3.麻醉：将大鼠置于麻醉箱中，使用适量的麻醉药物（如异氟醚或恩氟烷）进行麻醉。

确保动物完全麻醉后，将其固定在手术台上。

4.消毒：使用适当的消毒剂对手术部位进行消毒，通常是在腹部或背部。

5. 切口：用手术刀在消毒的部位做一个约2 cm的切口。

6.分离肌肉组织：使用镊子或其他适当的工具将肌肉组织从切口处分离，暴露出股骨。

7. 制作骨缺损：使用骨钻在股骨上制作一个合适大小的骨缺损，通常是直径2-5 mm。

骨缺损的深度应根据研究目的来确定。

8.清洗伤口：用生理盐水对伤口进行冲洗，以清除可能残留的骨碎片或其他杂质。

9.引导材料植入：根据需要，在骨缺损处植入合适的引导材料，如生物陶瓷、羟基磷灰石或聚乳酸等。

引导材料的选择应根据研究目的和所需的骨再生效果来确定。

10.缝合伤口：使用缝合针和线将伤口缝合，确保伤口完全封闭。

11.术后护理：将动物放置在恒温箱或保温笼中，确保其温暖和恢复。

观察动物是否正常恢复麻醉，确保其生命体征稳定。

12.术后处理：术后一段时间内，定期观察和处理动物伤口，预防感染和其他并发症。

根据研究需求，可在伤口处进行适当的处理，如加入药物或使用特定的敷料。

13.骨缺损评估：根据研究设计，定期评估骨缺损的愈合和再生情况。

评估方法包括X射线检查、组织切片染色、生物力学测试等。

总结：大鼠股骨骨缺损模型主要包括动物选择、麻醉、消毒、切口、骨缺损制作、清洗伤口、引导材料植入、缝合伤口、术后护理和骨缺损评估等步骤。

正确执行这些步骤可以获得一个稳定和可重复的大鼠股骨骨缺损模型，用于研究骨生物学和骨修复机制。

大鼠颅骨骨缺损局部持续灌注β-神经生长因子给药模型的建立

大鼠颅骨骨缺损局部持续灌注β-神经生长因子给药模型的建立陈伟辉;卓丽莉;茅传青;王锦;卢萌;王承勇【摘要】目的：建立大鼠颅骨骨缺损局部持续灌注β‐神经生长因子（β‐NGF）给药模型。

方法利用外科手术方法切取SD大鼠颅骨顶部左右两侧5 mm的骨质，建立配对大鼠颅骨缺损，利用Alzet微渗透泵右侧骨缺损区持续灌注含β‐NGF的PBS溶液，左侧仅灌注PBS溶液，持续灌注7 d。

术后28 d通过H‐E染色和Gomori改良三色染色观察颅骨缺损的愈合情况，检测建模是否成功。

结果实验大鼠未发现术后伤口感染、裂开及微渗透泵脱落丢失现象。

H‐E及Gomori改良三色染色结果显示，骨缺损区均可见有新骨的形成和骨矿化。

结论在大鼠颅骨骨缺损的基础上，建立利用Alzet微渗透泵行局部持续灌注β‐NGF的给药模型是可行的。

%Objective To evaluate the effect of nerve growth factor beta(β‐NGF) on bone forma‐tion and bon e remodeling ,topical continuous infusion of β‐NGF in rat skull critical bone defects was estab‐lished . Methods Two 5 mm diameter bone defects were symmetrically created surgically on the parietal bone . The bone defect on the right side was given by β‐NG F PBS solution and the left side was given only by PBS solution via Alzet osmotic pump over 7 days after surgery . New bone formation was evaluated using H‐E staining and Gomori modified trichrome staining at 28 days postoperation . Results All the wounds healed well withoutinfection ,dehiscence and pump lost . According to the H‐E staining and Gomori modified trichrome staining ,new bone formation and bone remodeling were showed after 28 days . Conclusion The animal model oftopical continuous infusion of β‐NGF via osmotic pump followed mak‐ing rat skull bone defects were established successfully .【期刊名称】《福建医科大学学报》【年(卷),期】2014(000)005【总页数】5页(P303-307)【关键词】神经生长因子类;颅骨损伤;骨生成;骨重建【作者】陈伟辉;卓丽莉;茅传青;王锦;卢萌;王承勇【作者单位】福建医科大学附属协和医院口腔科，福建医科大学牙颌面畸形防治研究室，福州 350001;福建医科大学附属协和医院口腔科，福建医科大学牙颌面畸形防治研究室，福州 350001;福建医科大学附属协和医院口腔科，福建医科大学牙颌面畸形防治研究室，福州 350001;福建医科大学附属协和医院口腔科，福建医科大学牙颌面畸形防治研究室，福州 350001;福建医科大学附属协和医院口腔科，福建医科大学牙颌面畸形防治研究室，福州 350001;福建医科大学附属协和医院口腔科，福建医科大学牙颌面畸形防治研究室，福州 350001【正文语种】中文【中图分类】R-332;R349.32;R651;R336;R322.71;R452骨缺损的修复是临床研究的热点和难点问题。

大鼠颅骨极量缺损模型的建立

大鼠颅骨极量缺损模型的建立曹永国;陈傲第;冯晓声;谢光洪;邓旭明;张乃生;王博;许超;吴殿君;周昌芳【期刊名称】《中国兽医学报》【年(卷),期】2009(29)4【摘要】通过大鼠颅骨极量缺损(Critical size defect,CSD)模型的建立,比较骨膜缝合与否对极量骨缺损修复的差异。

手术制造大鼠颅骨极量缺损模型,分为骨膜缝合组(FH)与骨膜不缝合组(BF),分别于2、4、8、12周时进行大体观察、X线检查、病理组织学观察;24 h和2、4、8周进行血清中碱性磷酸酶(ALP)的测定。

结果显示,FH组、BF组大体观察没有明显差异;BF组和FH组血清碱性磷酸酶(ALP)均高于正常值,且BF组高于FH组(P<0.01);X光检查,缺损部未见明显的质密度变化及修复作用,BF组和FH组修复效果差异不明显;病理组织学检查表明:BF组和FH组均为膜内成骨,可见极少量的新生骨,并有少量的成骨细胞和胶原纤维。

大鼠极量骨缺损模型是评价生物植骨材料修复作用的有效方法,骨膜缝合与否对极量缺损模型的修复意义不大,选择不缝合方式较好。

【总页数】4页(P507-510)【关键词】颅骨极量缺损;模型;骨修复;骨膜缝合【作者】曹永国;陈傲第;冯晓声;谢光洪;邓旭明;张乃生;王博;许超;吴殿君;周昌芳【作者单位】吉林大学畜牧兽医学院,吉林长春130062;北京大学工学院,北京100871【正文语种】中文【中图分类】S857.14【相关文献】1.大鼠骨质疏松伴颅骨极量缺损模型的建立 [J], 黄馗;罗道文;王雷;罗世洪;姚志浩;李勇;肖金刚2.大鼠骨质疏松伴颅骨极量缺损模型的建立 [J], 黄馗;罗道文;王雷;罗世洪;姚志浩;李勇;肖金刚;3.C57小鼠骨质疏松症伴颅骨极量缺损模型的建立 [J], 罗道文;黄馗;王雷;罗世洪;饶鹏程;肖金刚;;;;;;;4.C57小鼠骨质疏松症伴颅骨极量缺损模型的建立 [J], 罗道文;黄馗;王雷;罗世洪;饶鹏程;肖金刚5.多孔双相磷酸钙陶瓷修复骨质疏松症大鼠颅骨极量缺损的实验研究 [J], 彭双麟;姚志浩;罗道文;杨双林;李勇;肖金刚因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。