2014-9-神经生物学实验报告-动物脑的立体定位技术
动物脑实验报告
一、实验目的通过本实验，了解动物大脑的结构、功能及其与行为的关系，掌握动物脑实验的基本操作方法。
二、实验材料1. 实验动物：小白鼠（体重约20g）1只；2. 实验仪器：解剖显微镜、解剖剪、镊子、手术刀、解剖盘、生理盐水、酒精、生理盐水浸泡的棉球、生理盐水浸泡的纱布、剪刀、解剖针、生理盐水浸泡的牙签；3. 实验试剂：生理盐水、1%的苯巴比妥钠、1%的盐酸普鲁卡因、1%的福尔马林、1%的硫酸铜、1%的氢氧化钠、1%的氯化钠、1%的葡萄糖、1%的肾上腺素、1%的胰岛素。
三、实验方法1. 麻醉：将小白鼠放入麻醉箱中，用1%的苯巴比妥钠溶液进行麻醉，观察小鼠出现麻醉反应后取出；2. 解剖：用手术刀沿小白鼠背部中线切开皮肤，暴露出头部，用解剖剪剪开颅骨，取出大脑；3. 观察大脑结构：用解剖显微镜观察大脑的表面结构，包括大脑皮层、脑干、小脑等；4. 功能实验：a. 刺激实验：用解剖针轻轻刺激小白鼠大脑皮层，观察小鼠的行为反应；b. 睡眠实验：给小白鼠注射1%的苯巴比妥钠溶液，观察小鼠的睡眠状态；c. 疼痛实验：用牙签轻轻刺激小白鼠足部，观察小鼠的疼痛反应；d. 呼吸实验：观察小白鼠的呼吸频率和深度；e. 肌肉实验：观察小白鼠肌肉的收缩情况；5. 实验数据记录：记录实验过程中小鼠的行为反应、生理指标等数据；6. 实验结束：将小白鼠放入生理盐水浸泡的棉球中，观察其恢复情况。
四、实验结果与分析1. 大脑结构观察：通过解剖显微镜观察，小白鼠大脑具有典型的哺乳动物大脑结构，包括大脑皮层、脑干、小脑等；2. 刺激实验：刺激小白鼠大脑皮层后，小鼠表现出跳跃、尖叫等行为反应；3. 睡眠实验：注射苯巴比妥钠后，小鼠进入睡眠状态，呼吸均匀，肌肉松弛；4. 疼痛实验：刺激小鼠足部后，小鼠表现出扭动、缩腿等疼痛反应；5. 呼吸实验：观察小鼠呼吸均匀，频率和深度无明显变化；6. 肌肉实验：观察小鼠肌肉收缩情况，无明显异常。
五、结论通过本实验，我们了解了动物大脑的结构、功能及其与行为的关系。
神经生物学实验报告动物脑的立体定位专业技术
脑立体定位技术及切片制备一、实验目的通过本实验,了解动物脑立体定位及切片制备,并基本掌握动物脑立体定位技术及切片制作。
二、实验设备及要求实验分两部分：Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）［器材和药品]立体定位仪、10％水合氯醛溶液、1ml注射器、手术刀、粗剪刀、组织剪、止血钳、牙科钻或骨钻、金属定位针、脱脂棉花、３%双氧水（H2O2)、生理盐水、75%酒精,墨水。
[实验动物]雄性SD大鼠（200-300 g）Ⅱ大鼠脑切片制备[器材和药品］器械:手术刀、组织剪、止血钳、咬骨钳、无齿钳、5ｍｌ注射器、6号针头、灌注瓶、恒冷切片机液体：４％多聚甲醛溶液三、实验步骤Ⅰ大鼠脑立体定位(纹状体）1. 立体定位仪的一般校验2. 动物麻醉：动物称重后,水合氯醛溶液按３.6ｍl／kg作腹腔注射麻醉。
3．头部固定:(1）插入耳棒：先将一侧耳棒轻轻插入外耳道，碰到骨性外耳道底后固定耳棒，继之同样插入固定另一耳棒。
检查大鼠头部固定是否稳定，松斜，两侧耳棒刻度是否对称,轻移耳棒使两侧刻度一致头位完全居中,再次固定耳棒。
三个标准检测是否固定成功：鼻对正中,头部不动,提尾不掉。
（２)固定上颌:将大鼠的上门牙塞进上齿固定板的槽内，旋紧螺丝。
从各方向推压动物头部,均不应出现移动。
通过定位针的测量调节前后囟在同一矢状线上,并使前后囟在同一水平线上。
4．开颅：剪去头部的毛，用７5％酒精棉球作头部皮肤的消毒,沿矢状缝作切口,剥离筋膜及肌肉，推开骨膜,并用3%双氧水洗净，用干棉球擦拭，暴露骨缝,止血。
5．脑内核团定位:（１)根据脑图谱,确定所要纹状体的立体位置，(纹状体:前囟前1 ｍm, 旁开2．5 mm, 深 3．5 mm)。
（2)用定位针参照中线和前后囟在颅骨上标记进针的部位后,在指定位置钻孔,有突破(落空)感后，停止钻孔。
６. 定位标记及组织学鉴定:(１）定位标记:根据定位坐标,插入微量注射针，注入染料。
（2)组织学鉴定：动物处死后，大鼠用左心室—主动脉插管（右心室开孔,便于灌洗液流出）,先后用生理盐水和4％多聚甲醛溶液灌流固定, 取脑作冰冻连续切片,观察确定注射位置是否准确。
立体定位技术
实验6 小动物脑立体定位技术一、实验目的1. 了解脑立体定位技术。
2. 掌握脑立体定位仪及脑图谱的使用方法。
二、实验原理脑立体定位技术被广泛的运用于脑的损毁、刺激和脑电记录的精确定位中，成为研究脑结构和功能必不可少的工具。
脑立体定位技术主要是使用脑立体定位仪作为定位仪器，利用某些颅骨外面的标志（如前囟、后囟、外耳道、眼眶、矢状缝等）或其它参考点所规定的三度坐标系统，来确定皮层下某些神经结构的位置，以便在非直视暴露下对其进行定向的刺激、破坏、注射药物、引导电位等研究，是神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域内的重要研究方法。
常用的实验动物，如大鼠、小鼠、猫等高等哺乳动物以及鸟类，其均有完全的外耳道，可用（耳棒）来定位。
在确定了颅外标记之后，就可按脑立体定位图谱所提供的数据进行定位操作。
三、实验器材江湾-Ⅰ型脑立体定位仪，MC-5微操作仪，常规手术器械，钻孔针，纱布，干棉球，酒精，0.4%戊巴比妥钠（麻醉剂，现配现用），生理盐水，1ml注射器，3%双氧水，小白鼠。
四、实验步骤1. 江湾Ⅰ型脑定位仪的使用1.1 校验仪器定位仪经过搬动或长期不用后，使用前需先加以校验。
重点是检验电极移动架各滑尺是否保持直角，可用三角板测定各滑尺所成的角度是否是直角；各衔接部与螺丝有没有松动；滑尺是否太松；检查主框两臂的平行情况；最后观察固定头的装置两侧对称程度，小框是否与主框平行。
检查仪器无故障后，可进行下列校验性操作：（1）将两侧耳杆柱旋松，在主框上前后滑动，然后再按照原规定刻度装好，看两侧耳杆尖是否完全对正。
（2）取下一侧耳杆，将一侧电极移动架装好，前后左右上下移动各滑尺，使装在电极夹上的金属定位针尖正对耳杆尖的中心，记下各滑尺的刻度读数，再卸下移动架再装上，并按上法测定耳杆尖的部位，记下三个滑尺的读数，反复操作取平均数首先将放置水平的脑立体定位仪上的两个滑道，按实验的要求调节好合适的高度后。
（3）然后再用水平尺调正好两个滑道的前后、左右水平。
神经生物学实验报告-家兔大脑
神经生物学实验-家兔大脑实验一、实验目的1.记录家兔大脑皮层诱发电位；2.了解家兔大脑皮层运动区的刺激效应；3.学习去大脑方法。
二、实验原理大脑皮层诱发电位是指感觉传入系统受到刺激时，在大脑皮层上某一局限区域所引导的电位变化。
诱发电位一般由主反应、次反应和后发放三个部分组成：主反应（潜伏期：8~20ms ）出现在代表区中心，电位先正后负，反应突触前和突触后的电活动；次反应（潜伏期：30~80ms ）出现在代表区的周围区域，阈值较高，波形呈高幅正电位；后发放（次反应之后）是周期性、单向动作电位，可能是丘脑神经元周期性的电活动。
本实验是以适当的电刺激作用于左前肢的浅桡神经，在右侧大脑皮层的感觉区引导家兔的诱发电位。
用这种方法可以确定动物的皮层感觉区，在研究皮层机能定位上起着重要作用，但是在实验过程中需要考虑自发放电对诱发电位的影响。
由于大脑皮层随时都存在自发放电活动，诱发电位经常出现在自发电活动的背景上，为了减少自发放电的影响，我们可以利用电子平均装置，自发电位多次叠加，相互抵消（人的诱发电位），或者对实验动物深度麻醉，压抑自发放电活动的幅度。
大脑皮层运动区是躯体运动机能的高级中枢，电刺激该区的不同部位，可以引起躯体不同部位的肌肉运动。
人大脑皮层运动区的定位一般有交叉支配、倒置分布、区域大小与精细程度呈正比这三个原则。
除上面部肌受双侧皮层支配外，躯体其他部分肌肉则是受对侧皮层支配，同样除去头面部对应大脑皮层运动区是正立分布，躯体其他部分肌肉对应的大脑皮层运动区均为倒置分布。
从中脑四叠体的前、后丘之间切断脑干的动物，称去大脑动物。
在切断脑干前后丘的过程中，由于神经系统内，中脑以上水平的高级中枢对肌紧张的抑制作用被阻断，而中脑以下各级中枢对肌紧张的易化作用相对加强，因此出现了伸肌紧张亢进的现象。
动物表现为四肢图 1 诱发电位过程图 图 2 大脑皮层运动区交叉倒置僵直，头向后仰，尾向上翘的角弓反张状态，称为去大脑僵直。
立体定位技术
实验6 小动物脑立体定位技术一、实验目的1. 了解脑立体定位技术。
2. 掌握脑立体定位仪及脑图谱的使用方法。
二、实验原理脑立体定位技术被广泛的运用于脑的损毁、刺激和脑电记录的精确定位中，成为研究脑结构和功能必不可少的工具。
脑立体定位技术主要是使用脑立体定位仪作为定位仪器，利用某些颅骨外面的标志（如前囟、后囟、外耳道、眼眶、矢状缝等）或其它参考点所规定的三度坐标系统，来确定皮层下某些神经结构的位置，以便在非直视暴露下对其进行定向的刺激、破坏、注射药物、引导电位等研究，是神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域内的重要研究方法。
常用的实验动物，如大鼠、小鼠、猫等高等哺乳动物以及鸟类，其均有完全的外耳道，可用（耳棒）来定位。
在确定了颅外标记之后，就可按脑立体定位图谱所提供的数据进行定位操作。
三、实验器材江湾-Ⅰ型脑立体定位仪，MC-5微操作仪，常规手术器械，钻孔针，纱布，干棉球，酒精，0.4%戊巴比妥钠（麻醉剂，现配现用），生理盐水，1ml注射器，3%双氧水，小白鼠。
四、实验步骤1. 江湾Ⅰ型脑定位仪的使用1.1 校验仪器定位仪经过搬动或长期不用后，使用前需先加以校验。
重点是检验电极移动架各滑尺是否保持直角，可用三角板测定各滑尺所成的角度是否是直角；各衔接部与螺丝有没有松动；滑尺是否太松；检查主框两臂的平行情况；最后观察固定头的装置两侧对称程度，小框是否与主框平行。
检查仪器无故障后，可进行下列校验性操作：（1）将两侧耳杆柱旋松，在主框上前后滑动，然后再按照原规定刻度装好，看两侧耳杆尖是否完全对正。
（2）取下一侧耳杆，将一侧电极移动架装好，前后左右上下移动各滑尺，使装在电极夹上的金属定位针尖正对耳杆尖的中心，记下各滑尺的刻度读数，再卸下移动架再装上，并按上法测定耳杆尖的部位，记下三个滑尺的读数，反复操作取平均数首先将放置水平的脑立体定位仪上的两个滑道，按实验的要求调节好合适的高度后。
（3）然后再用水平尺调正好两个滑道的前后、左右水平。
鼠脑定位
大鼠脑立体定位技术1.麻醉: 水合氯醛0.36ml/100g, i.p.准备：水合氯醛10g/ 100ml Deionize water, 1ml 注射器2.将大鼠头部固定于脑立体定位仪上, 门齿3.3mm, 耳间距大约22mm. 3个标准检测是否固定成功（鼻对正中，头部不动，提尾不掉）3.剪毛, 碘酒酒精消毒, 切皮准备：剪毛剪，碘酒酒精，棉球（大，小），直剪刀4.剥开皮下组织, 双氧水烧至骨缝清晰准备：30％双氧水5.用铅笔在前囟和后囟(转角中线连线中点)各做一标志, 测量其距离是否为9mm. 如不是,按比例换算bregma后距离准备：铅笔6.定位原点, 记下AP, R准备：针7.定位MFB (AP: +0.2 R: 2.0 DV: 8.0)mmSN ( AP: -4.8 R:1.6 DV: 8.2)mmICV(AP: -1.0 R 1.5 DV: 3.8)mm做标志, 钻孔, (ICV用大钻头，6—OHDA注射用小钻头)8.给6-OHDA : 将注药管连至定位针上, vicle清洗, 排净液体，取下1ml注射器。
连上微量进样器，待针头有一滴液体滴出时, 将针头移至孔上，液体滴下,添满孔, 针尖斜面中点进入孔内时, 记高度。
缓慢进针至DV，推药, 1ul/min, 留针10min. 缓慢拔针.立即清洗针和管以防堵塞准备：管，微量进样器，vehicle,注射器，6－OHDA，9.碘酒消毒颅骨表面10.缝皮准备：针，线，持针器，11．皮肤表面消毒12．苦味酸标号13．放回笼中，打penicillin ,16wan/ml qd , for 3 days14.1,7,14 day 检测行为，筛选成功模型入组准备：opo。
脑立体定位技术
华南师范大学生命科学学院 神经生理学研究室
普鲁士蓝资料 成分：氰化铁合亚铁，不溶于水，难褪色， 成分：氰化铁合亚铁，不溶于水，难褪色，最初 由德国人发明因此叫普鲁士蓝！ 由德国人发明因此叫普鲁士蓝！普鲁士蓝 K[FeⅡ(CN)6FeⅢ] (Ⅱ表示 Ⅱ Ⅲ Ⅱ表示Fe2+,Ⅲ表示 Ⅲ Fe3+) 普鲁士蓝是一种无毒色素， 普鲁士蓝是一种无毒色素，铊可置换普鲁士蓝上 的钾后形成不溶性物质随粪便排出，对治疗经口 的钾后形成不溶性物质随粪便排出， 急慢性铊中毒有一定疗效。用量一般为每日250 急慢性铊中毒有一定疗效。用量一般为每日 mg／kg，分4次，溶于 ／ ， 次 溶于50 ml 15％甘露醇中口 ％ 高钾能增加肾对铊的清除， 服。适量补充氯化钾 高钾能增加肾对铊的清除， 可能与钾竞争性阻断肾小管对铊的吸收有关， 可能与钾竞争性阻断肾小管对铊的吸收有关，同 时钾可动员细胞内的铊到细胞外， 时钾可动员细胞内的铊到细胞外，使血铊含量增 可使临床病情加重，因此要慎用。 加，可使临床病情加重，因此要慎用。
华南师范大学生命科学学院 神经生理学研究室
定向技术 读懂脑立体定位图谱和参数 学会使用脑立体定位仪（江湾I型 立体定位仪 立体定位仪） 学会使用脑立体定位仪（江湾 型 C立体定位仪） 实验动物头颅骨特点 电极制作 慢性埋植电极技术 动脉灌流及固定 冰冻切片染色技术 电损毁技术
华南师范大学生命科学学院 神经生理学研究室
华南师范大学生命科学学院 神经生理学研究室
材料 大鼠 小鼠 鸟 灌流装置： 灌流装置：注射器 胶管 手术器械 麻醉药 戊巴比妥钠 电损毁仪 显微拍照仪 冰冻切片机 包埋法 亚铁氰化钾+4%甲醛 灌流液 0.9%NaCl+1%亚铁氰化钾 亚铁氰化钾 甲醛 （或10%） ） 硫酸亚铁
神经生物学实验
体激活后第二信使、G 蛋白、膜离子流、调控蛋白及
产生磷酸化和脱磷酸化等各种反应的酶变化；
图 2 LTP 电位示意图
⑶突触前或突触后结构的可塑性，包ห้องสมุดไป่ตู้突触前树突棘体积增大，数目增多 ，
突触界面扩大及突触后致密物质增大增厚等；
⑷非神经元修饰：如胶质细胞及胶质-神经元相互作用的变化；
⑸上述某些变化或所有变化的综合表现。
（蔡 葵）
6
实习二 大鼠海马 LTP 的实验观察
1. LTP 的基本概念
LTP(long-term potentiation, 长时程增强), 对突触前神经元进行高频强直
电刺激后导致突触后神经元产生突触传递效应增强的现象，该效应可持续一
个小时以上，其具体表现为：
①峰电位幅值增大；
②潜伏期缩短；
③兴奋性突触后电位(EPSP)幅值增大；
兔脑：兔的头部固定在脑定位仪上时，其前囟(Bregma，即冠状缝与矢 状缝的交点)比λ(人字缝与矢状缝的交点)高 1.5mm，在这种情况下，以通过 前囟的水平面作参考平面，而以在该平面下 12mm 处的水平面作为水平标准 平面(HO, 零平面)，在此平面上方为 V+，在此平面下方为 V-。经过前囟并 与矢状缝垂直又与水平面垂直的面，作为额面标准平面(APO)，在此平面之 前为 AP+，在此平面之后为 AP-。
单管玻璃微电极是一根尖端开口很细的硬质玻璃管，内充电解质溶液作 为电极。由于电解质溶液可以导电，利用单管玻璃微电极可以记录到中枢神 经系统神经元的电活动。用于细胞内记录的微电极，其尖端直径应小于 0.5mm，尖端的倾斜度应相当缓和，以免穿入细胞膜时造成大的伤害。这种 微电极适合于从细胞内引导电活动和测量膜电位。用于细胞外记录的微电 极，其尖端直径约在 1~5mm。一般认为尖端内径 1~4mm 的玻璃微电极适宜 于记录神经元胞体的电活动。微电极的长度应视需要而定，但插入脑组织内 的部分不宜太粗，以免插入时造成显著的损伤。制作玻璃微电极应选用熔点 高，化学稳定性高，电阻率高和膨胀系数低的硬质玻璃管。国外常用 Pyrex 玻璃管，国内一般采用 GG17 和 95 玻璃管。 3.3.2 多管玻璃微电极
大鼠脑的立体定位技术
材料
01
大鼠，立体定位仪，哺乳类手术器械，牙科钻，20%氨基甲酸乙酯，生理盐水，2%滂胺天蓝溶液
02
方法和步骤
20%氨基甲酸乙酯 0.6 ml/100g, i.p.
ห้องสมุดไป่ตู้
固定
将大鼠头部固定于脑立体定位仪上,门齿杆 -3.3 mm
3个标准检测是否固定成功（鼻对正中，头部不动，提尾不掉）
麻醉
切头皮,剥开皮下组织, 将骨缝暴露清晰，用铅笔在前囟和后囟各做一标志
以咬骨钳咬开颅骨，小心取出大脑，顺着注射点将大脑切开，观察染料是否在侧脑室内
注意事项
立体定位仪为精密仪器,实验时应小心操作,以免损坏
微量注射器取出后应立即清洗,以防堵塞
01
02
大鼠脑的立体定位技术
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了解脑立体定位技术的原理，初步掌握确定某一中枢核团的方法
某些颅外标记与颅内结构具有相对固定的位置关系 前囟(bregma):位于冠状缝和矢状缝的交接处 人字缝尖(lambda):位于后囟人字缝与矢状缝交会点
脑图谱
核团微量注射
核团的刺激或损毁
应用
电位引导
核团定位，做标志, 钻孔
LV(AP: -1.3 R 2.0 H: 3.5)mm
小心安放微量注射器，针尖斜面中点进入孔内时,记高度。缓慢进针至LV ,注入10 l 2%滂胺天蓝溶液(2 l/min),留针10 min后缓慢拔针
确定注射位置
取下动物，腹腔注射过量的20%氨基甲酸乙酯使动物死亡
大脑立体定位实验报告
一、实验目的1. 理解大脑立体定位技术的原理和操作步骤。
2. 掌握使用脑立体定位仪进行大脑皮层下结构定位的方法。
3. 学习如何通过立体定位技术进行神经解剖和神经生理研究。
二、实验原理大脑立体定位技术是一种精确的神经解剖和神经生理研究方法，它通过三维坐标系统来确定大脑皮层下结构的位置。
这种方法结合了脑部解剖学、影像学技术和立体定位仪，能够在非侵入性的条件下对大脑进行精确的定位。
三、实验材料1. 脑立体定位仪2. 大鼠脑部解剖模型3. 影像学数据（如MRI或CT）4. 计算机软件（用于数据处理和分析）四、实验方法1. 准备工作：- 将大鼠脑部解剖模型放置在脑立体定位仪的载物台上。
- 调整立体定位仪，使其X、Y、Z轴与大脑的解剖坐标轴对齐。
2. 图像导入：- 将大鼠脑部影像学数据导入计算机软件。
- 在软件中调整图像，使其与脑立体定位仪上的解剖模型对齐。
3. 定位：- 根据影像学数据和解剖模型，确定目标结构的坐标。
- 使用脑立体定位仪的微调功能，将手术针或电极精确地定位到目标结构。
4. 验证：- 通过显微镜观察手术针或电极的位置，确认其是否准确到达目标结构。
- 进行必要的生理或生化实验，验证定位的准确性。
五、实验结果本实验成功地将大鼠大脑皮层下结构（如纹状体、海马体等）进行了精确的立体定位。
通过脑立体定位仪和影像学数据，我们能够清晰地看到目标结构的形态和位置，并通过手术针或电极进行精确的操作。
六、讨论1. 大脑立体定位技术的优势：- 精确性：立体定位技术能够将大脑结构的位置精确到微米级别。
- 非侵入性：通过影像学数据和立体定位仪，可以在非侵入性的条件下进行操作。
- 应用广泛：立体定位技术可以应用于神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域。
2. 实验结果分析：- 本实验中，我们成功地将大鼠大脑皮层下结构进行了精确的定位，为后续的神经科学研究提供了重要的基础。
- 通过实验结果的验证，我们证明了大脑立体定位技术的可靠性和有效性。
小鼠脑立体bregma 点定位
小鼠脑立体bregma 点定位小鼠脑立体bregma点定位是一种常用于研究小鼠脑解剖和功能的技术方法。
在进行小鼠脑研究时，研究人员通常需要准确地确定特定脑区的位置，以便进行刺激或记录。
而bregma点定位则是一种被广泛应用的脑区定位方法之一。
本文将一步一步回答有关小鼠脑立体bregma点定位的问题。
第一步：了解bregma点定位的原理和意义bregma点是指小鼠头骨上的一个特定点，在小鼠的头骨缝合线交叉处，位于海马结构下方。
bregma点定位具有重要的生理意义，因为该点是小鼠头骨和脑部发育过程中的一个重要标记，它代表了胎儿期脑颅的全身发育。
因此，bregma 点定位可以为小鼠脑研究提供重要的参考。
第二步：准备所需工具和材料进行小鼠脑立体bregma点定位，需要如下工具和材料：1. 小鼠手术器械：如手术剪刀、手术刮片等。
2. 麻醉剂和止血剂：如异氟醚和止血粉。
3. 定位仪器：如显微镜和图像记录系统。
4. 定位标记物：如墨水或显影剂。
第三步：准备小鼠并进行手术麻醉在进行任何小鼠实验前，都需要获得伦理委员会的批准，并严格按照动物实验伦理原则进行操作。
首先，根据实验的需要选择性别、年龄和品系相对统一的小鼠进行实验。
然后，使用适量的异氟醚或其他合适的麻醉剂将小鼠麻醉，同时留意小鼠的呼吸和体温。
第四步：固定小鼠的头部在小鼠完全麻醉后，使用合适的手术器械固定小鼠的头部。
固定小鼠头部的方法可以选择使用手术夹固定牙齿或使用专用的头部固定装置。
这样可以确保小鼠头部的稳定性，有助于后续的手术操作。
第五步：剃除小鼠头部的毛发为了清晰地观察小鼠头部的解剖结构，需要将小鼠头部的毛发剃除。
使用手术剪刀或剪刀小心地将小鼠头部的毛发剃除。
第六步：清洁和消毒手术区域在进行手术操作前，需要对手术区域进行彻底的清洁和消毒。
使用适量的酒精或其他合适的消毒液对手术区域进行清洁。
第七步：确定bregma点的位置使用显微镜和图像记录系统等设备，仔细观察小鼠头骨的形态。
脑立体定位实验报告
脑立体定位实验报告脑立体定位实验报告引言：脑立体定位是一项重要的神经外科手术技术，用于治疗多种脑部疾病。
本实验旨在探究脑立体定位技术的原理、应用和发展前景，以及对患者的疗效和安全性进行评估。
一、脑立体定位技术的原理脑立体定位技术是通过计算机图像引导下的三维定位系统，将患者的脑部病灶精确定位，以便外科医生进行手术治疗。
该技术主要依靠磁共振成像（MRI）和计算机断层扫描（CT）等影像学技术，结合计算机导航系统，实现对脑部结构的精确定位。
二、脑立体定位技术的应用1. 脑肿瘤切除：脑立体定位技术可以帮助外科医生准确切除脑肿瘤，最大限度地保护正常脑组织，提高手术成功率。
2. 癫痫手术治疗：脑立体定位技术可用于定位癫痫病灶，指导外科医生进行手术治疗，降低手术风险，提高治疗效果。
3. 脑功能区定位：脑立体定位技术可以帮助医生准确定位脑功能区，以避免手术对重要脑功能的损伤，如运动、语言、视觉等功能。
4. 脑深部刺激治疗：脑立体定位技术可用于脑深部刺激治疗，对帕金森病、抑郁症等神经系统疾病有一定的疗效。
三、脑立体定位技术的发展前景随着医学影像学和计算机技术的不断进步，脑立体定位技术将会越来越精准和安全。
未来，该技术有望应用于更多的脑部疾病的治疗，如脑血管病、脑外伤等。
同时，脑立体定位技术还有望与其他新兴技术结合，如机器人手术、脑机接口等，进一步提高手术治疗效果。
四、脑立体定位技术的疗效和安全性评估1. 疗效评估：通过临床观察和随访，研究表明脑立体定位技术在脑肿瘤切除、癫痫手术治疗等方面具有较高的疗效。
手术成功率和患者生存率得到显著提高。
2. 安全性评估：脑立体定位技术在手术过程中需要穿刺患者的头骨，因此存在一定的感染和出血风险。
但随着医疗器械和手术操作的改进，这些风险已经大大降低。
目前，脑立体定位技术已经成为一种相对安全的手术方法。
结论：脑立体定位技术是一项重要的神经外科手术技术，应用广泛且具有良好的疗效和安全性。
动物学实验报告实验八小鼠的解剖与大脑定位
• 循环系统：
• 心脏、动脉 （左体动脉 弓）、
• 静脉,胸腺
右肾动脉
外颈动脉 内颈动脉 左颈动脉 椎动脉 肱动脉
肺动脉 左心室 右心室
肋间动脉
背大动脉 腹腔动脉 前肠系膜动脉
后肠系膜动脉 生殖腺动脉
尾动脉
外髂动脉 内髂动脉 膀胱动脉
股动脉
Hepatic portal vein
Coeliac artery
• 分别刺激不同区 域，观察躯体肌 肉运动部位，绘 制皮层半球运动 代表区域；
3、内部解剖：各系统特 征
• 消化系统：
消化管：口腔、咽、食道、 胃、小肠（十二指肠、 空肠、回肠）、大肠 （结肠、盲肠、直肠）、 肛门；
消化腺：肝脏（胆囊）、 胰脏、三对唾液腺—— 颌下腺、舌下腺、腮腺
•
ileum
至动物沉睡，无运动能力；同时，准备乙 醚、棉球，需要时补充麻醉；
• 3、肾上腺摘除
• 取出小鼠，俯卧于蜡盘，在胸腰椎交界 处剪去背毛，用碘酒或者75%乙醇消毒 皮肤，沿背部正中线剪开皮肤约1-2cm， 使动物先向右侧卧倒，用小剪刀轻轻沿 左侧最后一根肋骨与脊柱之交点外侧剪 开肌肉；
• 注意：如果是行为学研究，所有器械需 要消毒-高温、新洁尔灭浸泡
To cut mesentry connected between liver and stomach
Move stomach on the right hand side of a rat
•
Pink color pancreas is clearly found
心脏动脉左体动脉弓静脉胸腺外颈动脉内颈动脉左颈动脉椎动脉肱动脉肺动脉左心室右心室肋间动脉背大动脉腹腔动脉前肠系膜动脉后肠系膜动脉生殖腺动脉外髂动脉内髂动脉膀胱动脉股动脉尾动脉右肾动脉anteriormesentericarteryhepaticportalveinposteriormesentericarterycoeliacarterytofindtheposteriormesentericarterynearrectumrectumposteriormesentericartery呼吸系统
(完整word版)神经生物学实验指导
生物工程专业神经生物学实验指导实验内容一：大鼠脑立体定位及帕金森病（PD)模型制作目的要求：掌握大鼠脑立体定位仪的设计原理、基本结构、用途和正确使用;PD模型制作要点和注意事项。
实验分组：4人/组实验课时：5学时实验用动物、器械和药品:健康成年SD大鼠，体重200—250g，雌雄不拘；脑立体定位仪、水平仪、电吹风;麻醉药(0.4％戊巴比妥钠：戊巴比妥钠0。
4 g，生理盐水100 ml）;碘酒、酒精、生理盐水、蒸馏水；5或10ul 微量注射器；手术器械，如手术刀、镊、止血钳等；大鼠脑立体定位图谱；6—羟基多巴胺（6-OHDA）溶液(按3ug/ul配制，加Vc，即6-OHDA溶液1ml：将6-OHDA3mg，VitC0.2mg，溶于灭菌生理盐水，在1。
5ml离心管中定容至1ml，分装后—20℃保存)。
实验操作及注意点：1．根据老师的讲解和指导,认识脑立体定位仪主要部件,即主框、电极移动架及动物头部固定装置（即固定上颌的结构和耳杆与耳杆固定柱）及用途。
2．脑立体定位仪的调试:摆稳定位仪,用水平仪测水平。
检验电极移动架上各个轴向滑尺是否保持互相垂直,微量注射器针尖是否光滑垂直。
检查定位仪各衔接部位的螺丝有无松动.检查头部固定装置两侧是否对称.检查耳杆使两耳杆尖端相对，以此判定耳杆固定的准确程度.然后，使两耳杆尖端相对间隔1～2 mm ,前后移动固定有注射器的注射装置纵轴,使注射器的针体向后移时，恰好通过两耳杆尖端之间的1～2 mm 间隙; 向前移时，恰好与切牙固定架的正中刻线在一条直线上.3．大鼠称重并麻醉（腹腔注射戊巴比妥钠,40mg/kg），动物麻醉不可过深或过浅，注意呼吸情况。
抓取大鼠时要轻柔，防止抓咬伤。
4．鼠颅的固定:将麻醉大鼠置于脑立体定位仪上，鼠颅依靠两耳杆及切牙钩三点固定.在向外耳道内插入耳杆时，鼠眼球向外凸出。
一旦进入鼓膜环沟内，穿破鼓膜,则会发出轻微的“嘭”声，同时出现眨眼反射,眼球不再凸出，说明耳杆进位正确。
4大鼠脑立体定位
4大鼠脑立体定位局部药物毁损大鼠双侧下丘脑对其摄食量的影响1.1 任务和目的掌握和熟悉摄食中枢控制的原理学习脑立体定位的方法观察双侧毁损大鼠的下丘脑所引起的摄食行为和体重变化糖原小肠（充盈状态）甘油三酯合成代谢机体能量的平衡分解代谢糖原甘油三酯小肠（排空状态）肥胖消瘦1.2 原理—能量平衡的中枢控制下丘脑调节哺乳动物的摄食行为和体脂引自Central nervous system control of food intake. Nature. 2000;404(6778):661-71.损毁双侧下丘脑外侧区会导致动物的厌食，即严重的食欲降低。
相反，双侧损毁下丘脑腹内区会导致引起动物的食欲增加过度肥胖。
下丘脑外侧区曾一度被认为是“饥饿中枢”，它与“饱中枢”下丘脑腹内侧区相互拮抗的作用。
因此,损毁任何一个脑区都会使系统失去平衡。
饥饿中枢饱中枢1.3 实验技术—脑立体定位术20世纪初英国学者Horsley和Clarke设计了第一架立体定位仪；广泛应用于神经解剖、神经生理、神经药理、实验神经学以及实验神经病理学；利用脑立体定位技术，可以在非直视暴露并对中枢神经系统损伤小的情况下，对皮层下某些神经结构进行定向的刺激、破坏、药物注射、引导电位等研究。
1.3 实验技术—立体定位仪的设计原理利用颅骨表面的某些标志，如前囟（Bregma）、人字缝尖（lamda）、矢状缝、外耳道等部位，与脑表面以及脑深部某些结构的相对恒定的关系，借以从外部确定这些颅内结构的空间位置；利用三个假想的相互垂直的平面作为一组立体坐标，利用此立体空间直角坐标，以mm为单位来确定动物脑内某一结构的位置；1.3 实验技术—脑立体定位仪1.3 实验技术—脑立体定位图谱George Paxinos, Charles Watson. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 6th edition, 2008, AcademicPress1. Paxinos, G. and Watson C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates, 6th ed.2008. Academic Press.2.王太一，韩子玉. 实验动物解剖图谱2000.用一坚固、准确而两侧对称的耳杆，将动物的头非常牢固地固定起来（不允许有0.1mm的移动）；用一组准确性很高、三个互成直角的滑动尺构成电极移动架，滑尺的刻读要求读出0.1 mm，在电极移动架上装有电极夹，电极装上后可以沿三个平面做前后、左右、上下移动，并可按照一定的平面转动一定的角度；手术：对照组（3只）：麻醉，暴露头骨后，颅骨钻洞，插针，缝合好，不进行毁损操作；实验组：每组两只大鼠，分别用于：下丘脑外侧区(LH)和下丘脑的腹内侧(VMH)；实验参数：参照The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates, 6th ed. Figure 54.LH: 前囟后2.52 mm; 中缝侧移2 mm; 头骨下9 mm；VMH：前囟后2.52 mm; 中缝侧移0.5 mm; 头骨下9.5 mm；门牙杆incisor bar比耳间连线低3.3 mm；前囟点和矢状缝尖几乎在同一水平高度。
小鼠脑立体bregma 点定位
小鼠脑立体bregma 点定位摘要：I.引言- 介绍小鼠脑立体bregma 点定位的背景和意义II.小鼠脑立体bregma 点定位的原理- 解释bregma 点的概念- 说明小鼠脑立体bregma 点定位的方法III.小鼠脑立体bregma 点定位的应用- 介绍小鼠脑立体bregma 点定位在神经科学研究中的重要性- 举例说明小鼠脑立体bregma 点定位在具体实验中的应用IV.小鼠脑立体bregma 点定位的注意事项- 阐述实验过程中可能出现的问题及解决方法V.结论- 总结小鼠脑立体bregma 点定位的重要性及其在神经科学研究中的作用正文：I.引言小鼠脑立体bregma 点定位是神经科学研究中的一项重要技术，可以为实验提供精确的脑部定位，对于研究脑功能和神经系统的疾病机制具有重要意义。
本文将详细介绍小鼠脑立体bregma 点定位的原理、应用及注意事项。
II.小鼠脑立体bregma 点定位的原理小鼠脑立体bregma 点定位主要依赖于鼠标脑的标准解剖结构。
Bregma 点是鼠标脑的一个特定区域，位于脑顶骨和枕骨的交界处，是进行脑部手术和实验的理想位置。
通过使用特定的定位工具，如脑立体定位仪，可以精确地将bregma 点定位在实验所需的位置。
III.小鼠脑立体bregma 点定位的应用小鼠脑立体bregma 点定位在神经科学研究中具有广泛的应用。
例如，在研究脑功能区划分、神经通路和神经环路方面，通过在bregma 点进行电极植入或光遗传学操作，可以实现对特定脑区的激活或抑制，从而揭示相关神经功能。
此外，在神经疾病模型研究中，小鼠脑立体bregma 点定位也有助于准确地评估疾病进展和治疗效果。
IV.小鼠脑立体bregma 点定位的注意事项在进行小鼠脑立体bregma 点定位实验时，需要注意以下几点：1.确保实验动物的健康状况，避免因动物身体状况不佳导致实验结果的偏差。
2.在实验操作过程中，遵循无创操作原则，尽量减少对实验动物的伤害。
神经生物学实验
• 刀片未正确夹紧 • 刀片变钝 • 刀片的倾斜角太小
切片压缩：
切片压缩过度，出现皱褶或 挤压
• 刀片变钝 • 样品温度太高 • 角度太宽
切片出现划痕和颤痕
• 角度太宽 • 切片刀宽窄不对 • 未夹紧样品夹系统和 / 或 刀架
• 重新夹紧刀片 • 侧向移动刀架或插入新刀片 • 依次增大角度设置进行试验，直 到找到最佳的角度
6. 定位标记及组织学鉴定：
(1) 定位标记：根据定位坐标，插入微量注射针，注入染料。
(2) 组织学鉴定： 动物处死后，大鼠用左心室-主动脉插 管，先后用生理盐水和 4%多聚甲醛溶液灌流固定，取脑作冰 冻连续切片，观察确定 注射位置是否准确
State Key Lab of Medical Neurobiology
Techniques in Neurobiology
脑立体定位和切片技术
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脑立体定位技术
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制备切片具体步骤：
[器材和药品] 器械：手术刀、组织剪、止血钳、咬骨钳、无齿钳、5ml注 射器、6号针头、灌注瓶、恒冷切片机/半导体制冷切 片机 液体：10％水合氯醛溶液、生理盐水、4％多聚甲醛溶液、 20％蔗糖溶液、30％蔗糖溶液
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内侧前脑束（MFB）:从基底嗅区、旁杏仁核区和隔核出发投射至下
【资料分享】大小鼠的大脑立体定位图谱
脑定位注射实验目录1、首先找到一本合适的脑立体定位图谱 (2)2、查阅图谱，确定目的核团坐标 (3)3、在线的大小鼠脑立体定位图谱 (3)技术简介 (6)一、实验原理 (6)二、器械准备 (6)三、操作方法 (6)第1步：固定动物 (6)第2步：定位参考点（Bregma） (7)第3步：定位目标区域（核团） (8)第4步：脑立体定位预实验（选做） (9)第5步：脑定位注射 (9)注意事项： (10)经典案例 (10)①脑出血模型 (10)②老年痴呆模型 (11)③帕金森疾病 (11)许多老师在确定目标核团的坐标时，往往是参考文献上已有的坐标，然而却发现仅根据文献上的坐标去定位核团往往达不到理想的定位效果，这边我们建议大家首先参考脑定位图谱，了解目标核团的大小和形状，这样在进行脑定位注射的时候，才能做到有的放矢。
小编今天给大家分享鼠脑立体定位和脑立体定位图谱，做脑组织切片的同仁必备之书，大小鼠脑谱图都有哦~1、首先找到一本合适的脑立体定位图谱由于各种脑立体定位图谱使用的定位方法不同，所使用的三维立体坐标也不同，而且有时同一个立体定位坐标在不同图谱中使用的名称还不同，所以实验者必须按照所参照的图谱上的方法固定大鼠头部和定位。
国外出版了许多不同的大鼠脑立体定位图谱，Paxinos 与Watson 以及包新民与舒斯云编写的这两本大鼠脑立体定位图谱中使用了两种定位坐标，一种定位坐标是将前囟中心（Bregma ，B ）定为0，即B 系统，从这点向前（又称嘴侧或头端）的冠状切面为B ，或AP+，而从这点向后（又称尾侧）的冠状切面为B-，或AP 。
另一种定位坐标是两耳间连线的中点为0，即A 系统。
还有一些图谱中将前囟向前的冠状切面称为AP+，或A ，而从这点向后的冠状切面称为AP-，或P 。
所以实验前必须仔细阅读所用脑立体定位图谱的说明。
资源目录适用动物：Sprague Dawley 大鼠定位方法：水平颅骨位定位坐标：图谱定位采用水平颅骨位，有耳间线和前囟中心两套立体定位坐标，有冠状和矢状两种切面迄今为止，澳大利亚新南威尔士大学的Paxinos 教授成功绘制出大鼠的脑立体定位图谱《The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates 》，并进行了六次更新，该书绘制出较为完整的大鼠脑结构解剖图，为大鼠脑内结构的三维定向提供了依据。
2014-9-神经生物学实验报告-动物脑的立体定位技术
脑立体定位技术及切片制备一、实验目的通过本实验，了解动物脑立体定位及切片制备，并基本掌握动物脑立体定位技术及切片制作。
二、实验设备及要求实验分两部分：Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）[器材和药品]立体定位仪、10％水合氯醛溶液、1ml注射器、手术刀、粗剪刀、组织剪、止血钳、牙科钻或骨钻、金属定位针、脱脂棉花、3%双氧水（H2O2）、生理盐水、75%酒精，墨水。
[实验动物]雄性SD大鼠（200-300 g）Ⅱ大鼠脑切片制备[器材和药品]器械：手术刀、组织剪、止血钳、咬骨钳、无齿钳、5ml注射器、6号针头、灌注瓶、恒冷切片机液体：4％多聚甲醛溶液三、实验步骤Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）1. 立体定位仪的一般校验2. 动物麻醉：动物称重后，水合氯醛溶液按3.6ml/kg作腹腔注射麻醉。
3.头部固定：（1）插入耳棒：先将一侧耳棒轻轻插入外耳道，碰到骨性外耳道底后固定耳棒，继之同样插入固定另一耳棒。
检查大鼠头部固定是否稳定，松斜，两侧耳棒刻度是否对称，轻移耳棒使两侧刻度一致头位完全居中，再次固定耳棒。
三个标准检测是否固定成功：鼻对正中，头部不动，提尾不掉。
（2）固定上颌：将大鼠的上门牙塞进上齿固定板的槽内，旋紧螺丝。
从各方向推压动物头部，均不应出现移动。
通过定位针的测量调节前后囟在同一矢状线上，并使前后囟在同一水平线上。
4. 开颅：剪去头部的毛，用75%酒精棉球作头部皮肤的消毒，沿矢状缝作切口，剥离筋膜及肌肉，推开骨膜，并用3%双氧水洗净，用干棉球擦拭，暴露骨缝，止血。
5. 脑内核团定位:（1）根据脑图谱，确定所要纹状体的立体位置，（纹状体：前囟前1 mm, 旁开2.5 mm, 深 3.5 mm）。
（2）用定位针参照中线和前后囟在颅骨上标记进针的部位后，在指定位置钻孔，有突破（落空）感后，停止钻孔。
6. 定位标记及组织学鉴定：（1）定位标记：根据定位坐标，插入微量注射针，注入染料。
（2）组织学鉴定：动物处死后，大鼠用左心室—主动脉插管（右心室开孔，便于灌洗液流出），先后用生理盐水和4%多聚甲醛溶液灌流固定, 取脑作冰冻连续切片，观察确定注射位置是否准确。
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脑立体定位技术及切片制备
一、实验目的
通过本实验，了解动物脑立体定位及切片制备，并基本掌握动物脑立体定位技术及切片制作。
二、实验设备及要求
实验分两部分：
Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）
[器材和药品]
立体定位仪、10％水合氯醛溶液、1ml注射器、手术刀、粗剪刀、组织剪、
止血钳、牙科钻或骨钻、金属定位针、脱脂棉花、3%双氧水（H
2O
2
）、生理盐水、
75%酒精，墨水。
[实验动物]
雄性SD大鼠（200-300 g）
Ⅱ大鼠脑切片制备
[器材和药品]
器械：手术刀、组织剪、止血钳、咬骨钳、无齿钳、5ml注射器、6号针头、灌注瓶、恒冷切片机
液体：4％多聚甲醛溶液
三、实验步骤
Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）
1. 立体定位仪的一般校验
2. 动物麻醉：动物称重后，水合氯醛溶液按
3.6ml/kg作腹腔注射麻醉。
3.头部固定：
（1）插入耳棒：先将一侧耳棒轻轻插入外耳道，碰到骨性外耳道底后固定耳棒，继之同样插入固定另一耳棒。
检查大鼠头部固定是否稳定，松斜，两侧耳棒刻度是否对称，轻移耳棒使两侧刻度一致头位完全居中，再次固定耳棒。
三个标准检测是否固定成功：鼻对正中，头部不动，提尾不掉。
（2）固定上颌：将大鼠的上门牙塞进上齿固定板的槽内，旋紧螺丝。
从各方向推压动物头部，均不应出现移动。
通过定位针的测量调节前后囟在同一矢状线上，并使前后囟在同一水平线上。
4. 开颅：剪去头部的毛，用75%酒精棉球作头部皮肤的消毒，沿矢状缝作切口，剥离筋膜及肌肉，推开骨膜，并用3%双氧水洗净，用干棉球擦拭，暴露骨缝，止血。
5. 脑内核团定位:
（1）根据脑图谱，确定所要纹状体的立体位置，（纹状体：前囟前1 mm, 旁开2.5 mm, 深 3.5 mm）。
（2）用定位针参照中线和前后囟在颅骨上标记进针的部位后，在指定位置钻孔，有突破（落空）感后，停止钻孔。
6. 定位标记及组织学鉴定：
（1）定位标记：根据定位坐标，插入微量注射针，注入染料。
（2）组织学鉴定：动物处死后，大鼠用左心室—主动脉插管（右心室开孔，便于灌洗液流出），先后用生理盐水和4%多聚甲醛溶液灌流固定, 取脑作冰冻连续切片，观察确定注射位置是否准确。
（第二部分实验详述）
Ⅱ大鼠脑切片制备
1. 组织固定（灌注固定）
（1）减开胸腔，暴露心脏
（2）将注射针头插入左心室，减开右心耳
（3）放松输液管夹，先用生理盐水冲去血液，直至右心耳流出液体清亮无色（一般原则灌洗量不宜过多，灌洗时间不宜长。
大鼠一般100ml）（4）换以固定液继续灌流，先快后慢，固定液的量，大鼠一般为300-500ml 左右
（5）开颅取脑，固定→切片
2. 切片
切片刀的安置：刀的刃面与组织切面之间应有一定的角度，称为余隙角a。
余隙角一般在2~5
组织冷冻：冷冻适度，过冷可致切片横向断裂、冷冻不足，切片容易厚薄不匀
切片：动作连贯
四、实验结果
了解了脑立体定位仪及切片制备基础知识，并在团队合作下完成了大鼠脑立体定位（纹状体），以染料定位，以组学鉴定（切片）观察定位结果。
本次试验定位空间上深度稍微欠妥，染料着色正常，切片制备正常。
五、讨论分析
立体定位技术指利用颅骨的标志/参考点，确定皮层下某些神经结构的位置，对脑进行定向的刺激、破坏、药物注射、引导电位等研究。
为此，掌握这门技术对于日后研究工作有非常大的帮助。
本次实验注意点有如下：
①大鼠固定：实验开始前，我们一直尝试用耳杆进行固定，但始终不能对齐。
最后在老师的指导下，我们使用了耳杆适配器，很轻松的便完成了固定。
②游标卡尺在使用时一定注意记录读数，便于后期再次定位。
③注射染料时，速度一定要慢，给予组织充分的时间去吸收，不然极易导致染料冒出。
④微量注射针刺入大脑时，应注以针尖中后段为准，避免插入深度不足。
⑤取大脑时，为了不伤及脑组织，应从脊髓处入手；并在基本暴露大脑后，用钳子一并取出脑组织。
⑥切片时，镊子等工具使用完后应放回操作箱中保温；且切片取出后，应迅速将切片放入指定位置，以免融化。
此外，本次试验也有一些小的疑惑需要进行讨论：
①介于大鼠露骨较脆，可否不进行钻孔直接通过微量注射针打入染料。
此法可以避免因移动坐标尺导致的误差，同时也可以保证颅骨处于封闭状态避免染料冒出。
②本次实验采用的取大脑方法极易损坏小脑，不利于小脑相关实验的使用。
实验者：丁力
学号：14211220036
日期：2014-9-27。